Serie 1

Castillo Reyes María Fernanda Química Analítica Instrumental  Serie 1v Tania Rojo Portillo 1.- Los filtros UV son compuestos químicos orgánicos que absorben la radiación ultravioleta y se utilizan como ingredientes en productos de cuidado personal (cosméticos, cremas, lociones, lápices labiales, aerosoles, tintes de cabello y champús, entre otros). Al ser usados diariamente por millones de personas, son liberados al ambiente y por sus carácter lipofílico tiendes a bioacumularse en organismos como los peces, por lo cual existe una necesidad de monitorear estos compuestos, ya que son disrucptores endocrinos. Se hizo un muestreo de peces en un rio contaminado con cuatro de estos compuestos, se quiere determinar su concentración en el musculo fresco utilizando cromatografía con las siguientes condiciones. Columna 

Fase móvil  Gradiente

Detector UV-VIS Volumen inyección 

Condiciones cromatográficas SymmetryShield C18 Longitud: s50mm Diámetro interno: 4.6mm Tamaño de partícula: 5μm Temperatura 40C Flujo: 1.0 mL/min A: Agua acidificada con 1% de H PO 0.1M B: Etanol  3

Tiempo %A %B 0 40 60 13 40 60 23 0 100 35 0 100 36 40 60 39 40 60 λ=312nm de Bucle (loop): 20μL

4

Castillo Reyes María Fernanda

Para cuantificar se realizaron curvas de calibración, usando como estándar interno isoamil pmetoxicinamato (IAMC) a una concentración de 200 ng/mL, los resultados obtenidos se presentan a continuación 

Se analizaron 3 muestras de músculo de pescado. Para el análisis de cada muestra el músculo fresco se liofilizó, perdiendo un 80% de agua y dando un peso seco de 2g. Se pesó 1g de músculo liofilizado y se realizó una extracción son soxhlet con 100 mL de una mezcla Hexano-acetona (9:1) durante 2.5 horas. El extracto se evaporó a sequedad y se resolvió en 0.5 mL de etanol; posteriormente, se limpió con cromatografía de permeación en gel (GPC) y se aforó a un volumen de 2 mL con etanol. Por último, fue inyectado en un cromatógrafo de líquidos, dando los siguientes resultados:

Determinar la concentración de los analitos en el músculo fresco (ng/g). PROCEDIMIENTO

Castillo Reyes María Fernanda

a. Sacar concentraciones relativas y áreas relativas conc. EI= 200 ng/ml

CONCENTRACIÓN ÁREA OXI ÁREA EI Conc. relativa Área relativa Conc.OXI/ Conc.EI Área OXI/Área EI 100

4706

34768

0.5

0.135

200

7085

33673

1

0.21

400

14973

34704

2

0.43

600

20968

34654

3

0.61

800

28103

35801

4

0.78

1000

36795

33882

5

1.08

REGRESIÓN m= b=0.013

LINEAL 0.204

CONCENTRACIÓN ÁREA OC ÁREA EI Conc. relativa Área relativa Conc.OC/ Conc.EI Área OC/Área EI 100

38773

34768

0.5

1.11

200

64276

33673

1

1.91

400

140823

34704

2

4.05

600

214851

34654

3

6.19

800

313078

35801

4

8.7

1000

362708

33882

5

10.7

REGRESIÓN LINEAL m= b= -0.173 CONCENTRACIÓN ÁREA 2EHMC

2.174

ÁREA EI

Conc. relativa Conc.2EH.MC/

Área relativa Área 2EH.MC/Área

Castillo Reyes María Fernanda Conc.EI

EI

100

5369

34768

0.5

0.15

200

8829

33673

1

0.26

400

20768

34704

2

0.60

600

26804

34654

3

0.77

800

37583

35801

4

1.05

1000

47325

33882

5

1.40

REGRESIÓN LINEAL m=0.27 b=5.589xE-3 CONCENTRACIÓN ÁREA AVO ÁREA EI Conc. relativa Área relativa Conc.AVO/ Conc.EI Área AVO/Área EI 100

5496

34768

0.5

0.16

200

8900

33673

1

0.26

400

19858

34704

2

0.57

600

28046

34654

3

0.81

800

40045

35801

4

1.12

1000

51351

33882

5

1.52

REGRESIÓN LINEAL m= b= -0.0278

0.297

2.- El sulfato de abacavir es un fármaco utilizado en el tratamiento contra el VIH, causante del sida. Se administra por vía oral y posee una elevada biodisponibilidad (aproximadamente el 83%). Su estructura se presenta a continuación:

Castillo Reyes María Fernanda

La configuración absoluta del fármaco es (1S,4R), pero durante sus síntesis se produce una impureza que es el enantiómero de configuración opuesta (1R,4S), y debe ser controlado a no mas de un 0.3% en el fármaco final, ya que los estereoisómeros de un fármaco pueden tener diferentes efectos farmacocinéticos, farmacológicos y toxicológicos. Para determinar la cantidad de impureza en un lote de sulfato de abacavir, se utilizó cromatografía de líquidos en fase normal con las siguientes condiciones: Condiciones cromatográficas ChiralPAK AD-H Longitud: 250mm Diámetro interno: 4.6mm Tamaño de partícula: 5μm Temperatura 25C Flujo: 1.0 mL/min Fase móvil  Hexano-EtOH-MeOH (70:15:15) Análisis isocrático  Detector UV-VIS λ=220nm Volumen de inyección  Bucle (loop): 20μL Columna 

La muestra se preparó disolviendo 125 mg en un matraz volumétrico de 10 mL, de esta solución se tomó una alícuota de 1 mL, la cual se llevó a un volumen de 25 mL.

Castillo Reyes María Fernanda Cromatograma del análisis por HPLC del sulfato de abacavir Pico 1. Enantiómero (1R, 4S); pico 2. Sulfato de abacavir (1S, 4R) Determinar el porcentaje de impureza

3.- Se desea cuantificar, en panqués, el posible contenido de tetrahidrocannabinol (THC). Sustancia psicoactiva de la marihuana. La técnica propuesta CLAE con un detector UV-Visible. Cuatro panqués fueron molidos y mezclados homogéneamente, se pesaron en tres fracciones de 5g cada una en matraces Erlenmeyer de 100mL. Se extrajeron adicionando 20 mL de terbutilmetileter a cada matraz y colocándolos en un baño ultrasónico durante 20 min , al termino de los cuales, los extractos fueron filtrados y pasados a través de columnas empacadas con sálica gel. Posteriormente, se concentraron en un rotavapor hasta un volumen final de 5mL. De esta solución se inyectaron 10 μL de cada muestra al cromatógrafo de líquidos bajo las condiciones abajo descritas. Columna 

Condiciones cromatográficas C18 (fase inversa) Longitud: 4.6cm Diámetro interno: 4.6mm Tamaño de partícula: 5μm Temperatura ambiente Flujo: 1.2 mL/min

Castillo Reyes María Fernanda Fase móvil 

Acetonitrilo-Agua (70:30) Análisis isocrático  Detector UV-VIS λ=280 nm Volumen de inyección  Bucle (loop): 10μL Para cada muestra se obtuvo un cromatograma con un pico al tiempo de retención del THC con las áreas que se muestran en la tabla. Muestr Área tr(min) a 1 180.20067 3.412 2 181.5121 3.403 3 181.7500 3.408 Para la cuantificación se realizo por triplicado una curva de calibración con un estándar de alta pureza del THC. Los datos se muestran en la tabla. THC μg/mL 1 5 10 30 60

Curva de calibración Área promedio tr (min) 19.8267 79.1157 148.2586 478.2890 948.4270

3.407 3.410 3.401 3.406 3.411

Calcular la concentración (masa/volumen) de THC en los extractos (5mL) inyectados al cromatógrafo de líquidos y calcular la concentración en los panqués expresada en PPM (masa/masa).  

4.- Se desea determinar el contenido de etanol; en una bebida alcohólica. Para ello se realizó un análisis cromatográfico utilizando una curva de calibración relativa. Disoluciones preparadas Estándar interno (EI): disolución de acetona al 10% en agua. Disolución patrón (DP): Disolución de etanol al 10% en agua. Empleando estas disoluciones se preparo la siguiente curva de calibración. Preparación de la curva de calibración relativa Punto de la DP (mL) EI (mL) Vol.Final (mL) curva 1 0.1 1 10 2 0.5 1 10 3 1.0 1 10

Castillo Reyes María Fernanda 4 5

1.5 2.0

1 1

10 10

De cada concentración de la curva patrón se inyecto 1uLen el cromatógrafo de gases por triplicado. Preparación de la muestra: Se tomaron 5.0mL de licor, se adiciono 1.0mL de la disolución de EI, se llevo al aforo de 10mL con agua. De la muestra se inyecto 1uL y el análisis se realizó por quintuplicado. Condiciones cromatográficas  Horno 80C durante 1.3min, incrementando 20C/min hasta 130C durante 5 min Inyector Split/splitless: Split 30:1; 150C. col. Inyector: 1 uL Columna  Columna de sílice fundida SP 1000 (fase polar), 30m x 0.25m x 0.25um Flujo H32: 1mL/min Detector  Ionizacion de flama: 150C Resultados experimentales Punto de curva 1 2 3 4 5

Curva de calibración relativa Áreas EtOH Áreas EI 1 2 3 1 2 30545 25864 30743 29008 249370 0 109170 123050 139240 21477 246810 0 228380 247660 255520 24172 263180 0 321700 371000 387370 22085 254990 0 481390 481950 433470 26141 261700 0 Inyección 1 2 3 4 5

3 287220 266110 261540 265390 247950

Muestra de licor Área de Área de acetona EtOH 296800 187150 290840 185900 287960 185880 285800 183680 291010 187180

a. Calcula la concentración de etanol en la muestra y expresa el contenido en %v/v 5.- Se requiere determinar el porcentaje de etanol en dos muestras de gel antibacterial para manos, para lo cual se realizó un análisis cromatográfico tomando una porción del vapor sobrenadante de la muestra (HS, por sus siglas en ingles), bajo las siguientes condiciones.

Castillo Reyes María Fernanda Preparación de disoluciones Disolución patrón (DP): se tomaron 0.7mL de Etanol y se llevaron a 10mL con agua. Estándar interno (EI): se realizó una disolución de propanol de 60mg/mL en agua. Disolución estándar (DE): se tomo 1 mL de la DP y 1mL del EI, se llevaron a un volumen final de 10mL con agua y se trato de la misma manera que la muestra. Preparación de muestra Se peso la muestra (tabla) y adiciono 1mL de EI, se llevaron al aforo de 10mL con agua, la disolución se introdujo en un vial que se selló herméticamente y se dejó equilibrar a 68C durante dos minutos, pasado este tiempo con una jeringa se tomaron 200μL de vapor sobrenadante y se inyectaron en el cromatógrafo, cada muestra se analizó por triplicado.

Horno Inyector Columna Detector

Condiciones cromatográficas 80C durante 1.3min, incrementando 20C/min hasta 130C durante 5 minutos Split/splitlees 30:1 Temp:200C Vol. Inyector 1μL Columna capilar de sílice SP 1000(fase polar) 30m x 0.32 x 0.25 Ionización de llama

Información experimental Características químicas del etanol estándar Pureza: 99.8% Densidad: 0.78g/mL Resultados experimentales Peso del gel antibacterial analizado Muestra Peso (mg) Muestra Peso (mg) 1 2 1a 135.72 2a 1b 123.26 2b 1c 150.28 2c Áreas de la disolución estándar Disolución  Área EtOH Área EI Estándar  1105.81 1606.98 Áreas de las muestras del gel antibacterial analizado Disolución  Área EtOH Área EI M1a 738.26 680.62 M1b 1085.75 1067.70 M1c 519.11 441.33 M2a 529.35 583.11 M2b 1119.06 905.54 M2c 488.67 320.83

Castillo Reyes María Fernanda a. Calcula el % en peso de etanol en cada muestra. 6.- Se requiere cuantificar el acetaldehído presente en una muestra de queso, para ello se realiza un análisis cromatográfico por adiciones patrón. Se extrae 1.0g de queso con diclorometano y se afora a 5.0mL. se toman 5 alícuotas de 0.5mL cada una y se transfieren a matraces volumétricos de 1.0mL. se les adiciona diferentes volúmenes de una solución de 10ppb de acetaldehído para tener respectivamente 0, 1,2 ,3 y 4 ppb de acetaldehído. Se forma un derivado, aforándose a 1.0mL. se inyecta por triplicado 1.0 μL de cada solución al cromatógrafo Horno Inyector Columna

Detector Datos:

Condiciones cromatográficas 40C durante 1 min incrementando 10C/min hasta 300 Split/splitless 1min Temperatura  250C Vol. de inyección 1μL Columna capilar de sílice fundida DB-5(5%fenil metil silicón, fase poco polar) 30m x 0.25mm x 0.25μm FlujoH2: 1mL/min Ionización de flama: 300C matraz Volumen (μL) Conc. (ppb) Área 1 0 19998 2 1 39899 3 2 61000 4 3 81010 5 4 101000

a. ¿Qué volumen de la solución de 10ppb de acetaldehído se adiciona a las muestras? b. ¿Qué concentración de acetaldehído hay en el queso? 7.- Se desea cuantificar el contenido de vitamina E de una crema humectante enriquecida con vitamina A y E. Para ello se prepara una disolución estándar de la vitamina A y E a 10μg/mL en acetona. Se inyectan 10μL y se obtienen los siguientes resultados Área de 153587 para la vitamina E y el área de 143787 para la vitamina A t =1.2 min, tr(vitamina A )=5.8min; W = 0.2min; tr(vitamina E)= 7.2min; W =0.3min 0

1/2

1/2

Muestra  Se preparo una disolución (por triplicado) pesando 100mg de crema, realizando todo el procedimiento de extracción y el volumen final fue de 100mL en acetona. De esta solución se inyecto 10 μL, obteniéndose un área de 35186 para la vitamina E.

Castillo Reyes María Fernanda a. Calcular: factor de retención, selectividad, resolución y eficiencia para las vitaminas A y E. FACTOR DE RETENCIÓN: K =5.8 min-1.2 min1.2 min=3.833=3.8 K =7.2 min-1.2 min1.2 min=5.0 vit A vit E

SELECTIVIDAD: ∝=7.2 min -1.2 min5.8 min-1.2 min=1.304=1.3  RESOLUCIÓN: Rs=2(7.2-5.8)(0.2*1.699)+(0.3*1.699)=3.296=3.3 EFICIENCIA: N N

=5.545(5.8 min0.2 min)2=46663.345=4663 vit A =5.545(7.2 min0.3 min)2=3193.92=3194 vit E

a. ¿Cuál es la concentración (% en peso) de la vitamina E en la crema? a. ¿Qué cromatografía se utilizó? a. ¿Qué condiciones cromatográficas se utilizaron (columna, detector, fase móvil, etc?. Explica ampliamente.  8.- Se requiere determinar la concentración de Piroxicam e Ibuprofeno (antiinflamatorios) en tabletas. Para ello se realizó un análisis por HPLC, bajo las siguientes condiciones cromatográficas.

                                               Ibuprofeno                                                 Piroxicam Condiciones cromatográficas columna Hypersil (fase reversa) Longitud: 150mm Diámetro interno: 4.6mm Tamaño de partícula: 5μm Temperatura ambiente Fase móvil A:0.1% ácido fórmico  B: Acetonitrilo gradiente 55-100%B en 5 min Flujo: 1mL/min

Castillo Reyes María Fernanda Vol. de iny. Detector 

Bucle (loop)10μL Uv-Vis λ=220nm

Las tabletas tienen un precio promedio de 600mg y 250mg de cada principio activo por tableta. Para la determinación se preparó una disolución estándar de 1mg/mL (0.1% ácido fórmico: acetonitrilo) de cada uno de los principios activos, se tomó una alícuota de 1mL y se aforo a 2.0mL, de esta disolución se inyectaron 10μL al cromatógrafo. Para la muestra se pesaron 100mg de muestra y se extrajeron totalmente los principios activos llevándose a un volumen final de 100mL, de aquí se tomo una alícuota de 1.0mL y se aforo a 2.0mL. de esta solución se inyectaron 10μL al cromatógrafo. Estándar Estándar Estándar Muestra *

Área Piroxicam Área ibuprofeno 673446 346638 673333 377894 692999 346663 328878

168394

*área promedio= n3

¿Cuál es el contenido de Piroxicam e ibuprofeno por tableta?, de acuerdo con lo especificado por la farmacopea, la tableta debe contener de cada principio activo 250mg ± 5%, ¿Se aceptan o se rechazan las tabletas? Ejercicios obtenidos de: Peña A. Araceli, Cervera F. Ernestina, Labastida R. Carmen. Ejercicios de análisis cuantitativo para cromatografía gases y líquidos. 2017. Universidad Nacional Autónoma de México. Facultad de Química, Departamento de Química Analítica.