Proyecto Tesis Diana Castillo

 

UNIVERSIDAD NACIONAL DE CAJAMARCA FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS Escuela Académico Profesional de Ingeniería Forestal Sede Jaén

PROYECTO TESIS

PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE Cleistocactus tenuiserpens Rauh & Backeb PROVENIENTE DEL BOSQUE TROPICAL ESTACIONALMENTE SECO DE JAÉN, CAJAMARCA PRESENTADO POR

Bach: DIANA MEDALY CASTILLO LIZANA

ASESOR

Ing. LEIWER FLORES FLORES

Jaén – Perú 2017

 

I.

INTRODUCCIÓN La familia Cactaceae es reconocida en el Perú por presentar 43 géneros y alrededor de 250 especies (Brako & Zarucchi, 1993; Ulloa Ulloa et al., 2004), mayormente cactus arbustivo-columnares (Ostolaza, 2006). Estas plantas están distribuidas en casi todos los ecosistemas, desde los desiertos costeros, vertiente occidental, puna, valles interandinos y llegando exitosamente al bosque tropical amazónico (Calderón et al., 2004). Las cactáceas conforman los elementos característicos en la formación vegetal conocida como Piso de Cactáceas Columnares, formación f ormación xerofítica ubicada al centro y sur de la vertiente occidental del Perú, dominada por arbustos y cactáceas columnares (Weberbauer, 1945; citado por Castro & Ceroni, 2013). Los cactus han sido utilizados desde la antigüedad hasta nuestros días. Los antiguos peruanos los han usado en la elaboración de una serie de utensilios como agujas, prendedores, anzuelos y peines (Piacenza & Ostolaza, 2002; Ostolaza, 1994, 1996), así como en la preparación de argamasa (Álvarez & Cáceres, 2003), y como plantas ornamentales o mágico-religiosas (Ostolaza, 1995). Hoy en día su amplia diversidad de formas, las convierte en un importante blanco de coleccionistas y comercio internacional, nacional y local con el consecuente riesgo de extinción de las poblaciones y especies. Walter y Gillet (1998), mencionan que la familia completa se encuentra incluida en la Convención sobre el Tráfico Internacional de Especies Silvestres de Flora y Fauna Amenazadas (CITES) y muchas especies se encuentran en el libro rojo de la Unión mundial para la conservación (UICN) como especies raras, amenazadas o en peligro de extinción. Por lo cual es inminente desarrollar estrategias de conservación mediante la implementación de sistemas tecnológicos de producción y propagación para la protección de dichas especies (Salas, 2014). Las plantas suculentas se multiplican por dos vías distintas, la reproducción sexual mediante semillas y la propagación vegetativa mediante yemas, esquejes, vástagos, injertos y hojas. La propagación o multiplicación de las suculentas mediante el empleo de métodos tradicionales representan una alternativa viable para los países carentes de tecnologías y recursos económicos para el aprovechamiento comercial de sus recursos naturales a escala comercial debido a su bajo costo, lo cual se ajusta a las necesidades de nuestro país que no cuenta con grandes laboratorios para la producción comercial de plantas con potencial ornamental (Reyes et al., 2001; citado por Salas, 2014). En cactáceas la propagación vegetativa o asexual es común observarla para especies que producen frutos comestibles. La ventaja de la propagación asexual, es que se conservan las características de las plantas madre; sin embargo su principal desventaja es que no hay variabilidad genética. El uso de plantas enraizadas previamente garantiza un mayor éxito al trasplantar

 

las plantas a su lugar definitivo (Meraz et al., 2003; Yoldi, 2000), recomendándose para ello diversos tipos de sustrato (Ortiz, 1999b, 2000). La propagación vegetativa comprende desde procedimientos sencillos, conocidos de tiempos inmemorables por los campesinos de todo el mundo, hasta procedimientos tecnológicos muy avanzados, basados en la tecnología del cultivo de tejidos vegetales, mediante los cuales se puede lograr la propagación masiva de plantas genéticamente homogéneas, mejoradas y libres de parásitos (Cerqueda, 2010). La técnica más común es la inducción de la formación de raíces en una sección del tallo o de la rama, de manera que se origine una nueva planta independiente (Cerqueda, 2010). Los sustratos utilizados para este tipo de propagación son de vital importancia en la producción de especies. En estudios realizados se busca la evaluación de sustratos que durante la fase de producción proporcionen los nutrientes adecuados para el óptimo crecimiento de las plantas y favorezcan su adaptación a condiciones naturales (Salas, 2014). En la propagación de esquejes, los sustratos empleados pueden diferenciarse en orgánicos; por ejemplo, tierra, turba, humus, compost (de diferentes materiales como corteza de pino), cascarilla de arroz e inorgánicos como la perlita, la vermiculita (inertes) y la arena (Ramírez, 2000) citado por López et al., 2007. Sustratos muy bien drenado y poroso, para garantizar la ventilación y que se seque en un tiempo relativamente corto (1 a 2 días entre riegos). De esta forma, se pretende proporcionar una alternativa para la recuperación de poblaciones afectadas, aplicable a programas de conservación a largo plazo y que permita disminuir la presión sobre dichas poblaciones vegetales debido principalmente al cambio de uso de suelo (Salas, 2014).

1.1. Problema de la investigación La mayoría de las cactáceas se encuentran en regiones áridas y semiáridas. Muchas de ellas presentan distribuciones restringidas, están sujetas a colecta ilegal, a destrucción de su hábitat natural, con escazas posibilidades para restablecerse después de un evento de perturbación (Arredondo, 2002). En el ámbito de la provincia de Jaén, la población de especie Cleistocactus tenuiserpens  Rauh & Backeb, se ve afectada por la expansión de la frontera agrícola. Arakaki et al. (2006), encontrándose en la categoría de especie con datos insuficientes (DD). Es escasa en la zona y sus poblaciones son muy dispersas; solo se le ha localizado en El Huito, San Isidro, Shanango y El Pongo. Marcelo-Peña & Ostolaza (2008), sugieren la categoría en peligro (EN, B1a). Por estas razones, se deben buscar metodologías o alternativas que busquen laenconservación y propagación de alternativas esta especie se encuentra peligro de extinción, buscando de que uso de

 

diferentes sustratos, para garantizar su propagación y desarrollo de las plantas. De allí que en el presente trabajo de investigación, se usarán diferentes sustratos, que garanticen la propagación vegetativa a través de esquejes y a la obtención y homogeneidad del sustrato adecuado para su propagación como el humus de lombriz, arena y tierra agrícola; convirtiéndose en una alternativas de conservación para la especie.

1.2. Formulación del problema ¿Cuál es la mejor metodología para la propagación vegetativa de Cleistocactus tenuiserpens  Rauh & Backeb proveniente del bosque tropical estacionalmente seco de Jaén, Cajamarca?

1.3. Objetivo de la investigación Objetivo general: Propagar vegetativamente el Cleistocactus tenuiserpens  Rauh & Backeb, proveniente del bosque tropical estacionalmente seco de Jaén, Cajamarca.

Objetivos específicos:   Formular un sustrato adecuado para una mejor propagación vegetativa de Cleistocactus tenuiserpens  Rauh & Backeb cactus nativo del bosque tropical estacionalmente seco de Jaén.   Evaluar el grado de res resistencia istencia de los es esquejes quejes frente al tipo de sustrato a utilizar en la propagación.

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1.4. Hipótesis de la investigación El sustrato más adecuado en la propagación vegetativa de Cleistocactus tenuiserpens  Rauh & Backeb, provenientes del bosque estacionalmente seco de Jaén, es la mezcla de humus de lombriz más arena y tierra agrícola.

II.

REVISIÓN DE LITERATURA 2.1. Antecedentes Oviedo (2003), realizó la propagación de vástagos o hijuelos de diferentes especies del género Mammillaria y la propagación por esqueje de Pereshkiopsis diguetii , ambos métodos fueron sembrados en un sustrato a base de, una parte de tepojal y la otra parte de tierra negra o composta. El sustrato se cernió con una malla o tamiz de 5 mm de abertura. Los vástagos fueron desprendidos, y los esquejes fueron fragmentos de tallos de 5 a 10 cm y se dejaron   cicatrizar en un lugar seco y ventilado, tratando al material vegetativo con azufre en polvo en la planta madre para impedir la propagación de hongos y bacterias; a los vástagos y esquejes se les agregó enraizador radix (1500). Concluyendo que la propagación asexual en ambos métodos es una

 

técnica que sirve para acelerar este proceso de producción de estas especies. Montoya & Umanzor (2013), realizaron estudios en la evaluación de diferentes sustratos usados en la propagación de las especies de nopal (Opuntia ficus indica L.) y pitahaya (Hylocereus undatus Britt et Rose.), Lograron concluir que la necesidad de propagar rápidamente etas especies, requiere de sustratos que garanticen rapidez en el crecimiento y prendimiento del material vegetativo; al utilizar sustratos compactos y con mal drenaje causan deficiencia de oxígeno, con lo cual las raíces se asfixian y las plantas mueren. Cerqueda (2010) evaluó la propagación de esquejes de H. undatus  mediante soluciones nutritivas con tres tipos de sustratos (arena, fibra de coco y lombricomposta) bajo ambiente natural; de los tres sustratos evaluados, la fibra de coco indujo e la estaca mayor número de raíces y brotes vegetativos, así como mayor longitud de raíces comparados con el sustrato de arena y lombricomposta. López et al. (2000), citado por Cerqueda (2010) evaluaron la propagación vegetativa de tres especies de cactáceas Stenocereus Griseus, Escontria chitilla, y  Stenocereus stellatus, encontraron los mejores resultados para S. griseus y S. Stellatus, cuando emprearon fracciones de tallo de 50 cm, sin la parte apical y con orientación vertical. En cambio E. chiotilla no pudieron propagarla por este método. Suárez et al. (2007), citado por Cerqueda (2010), evaluaron la propagación asexual de Opuntia ficus-indica (L.) Miller empleando diferentes sustratos y esquejes de cladodios: secciones apicales y basales de cladodios. Después de 40 días evaluaron el porcentaje de cladodios enraizados, número y ancho de las brotaciones, número de raíces y longitud de raíces. Se obtuvieron más de 90% de cladodios enraizados en todos los tratamientos.  Arredondo (2002), propone en su estudio, que los esquejes una vez cortados se con deben cicatrizar en un lugar seco y ventilado. debe cortar unadejar navaja desinfectada con hipoclorito de sodioSe o alcohol y a cada corte adicionar un poco de azufre o fungicida con enraizador sobre el corte (no indispensable) para facilitar el enraizamiento y evitar enfermedades o pudrición del esqueje. Para Aguilar (2015), existen diferentes estudios de enraizamiento relacionados con la longitud de estacas, recomendando longitudes diferentes: OIRSA (2000) recomienda longitudes entre 25 y 30 cm, Mizrahi et al. (2002), entre 25 y 40 cm de longitud y Bastos et al. (2006) encontraron una respuesta más favorable con estacas de 25 cm respecto a estacas de 15 cm, por lo que en el presente estudio se evaluaron enraizamientos en estacas con longitud de las recomendadas y una superior, al mismo tiempo que se evaluó diferentes enraizadores, químico, orgánico y biológico, para determinar su interacción.

 

2.2. Bases teóricas 2.2.1. Metodologías de propagación propagación de cactus cactus Las plantas suculentas se multiplican por dos vías distintas, la reproducción sexual mediante semillas y la propagación vegetativa mediante yemas, esquejes, vástagos, injertos y hojas. La propagación o multiplicación de las suculentas mediante el empleo de métodos convencionales representan una alternativa viable para los países que carecen de tecnologías y recursos económicos para su aprovechamiento comercial de sus recursos naturales como son los cactos a escala comercial debido a su bajo costo, lo cual se ajusta a las necesidades de nuestro país que no cuenta con grandes laboratorios para la producción comercial de plantas con potencial ornamental (Reyes, et al., 2001, citado por Oviedo, 2003). Generalmente existen solo dos tipos de reproducción de las plantas (Bauer & Hernández, 2004):

1. La reproducción generativa o sexual. Esto significa el empleo de semillas para producir plantas de la misma familia, género o especie. 2. La reproducción reproducción vegetativa vegetativa o asexual. asexual.  Ésta nos permite el empleo de varios métodos reproductivos empleando esquejes, vástagos o hijuelos, trozos de frutos, injertos y aplicando técnicas de cultivo in vitro (Cerqueda, 2010). 2.2.1.1. Propagación asexual  La multiplicación asexual se efectúa por medio de partes de la planta diferentes a la semilla sexual tales como: Tallos (estacas, tubérculos, bulbos, rizomas, estolones), hojas, hijuelos, yemas, meristemos, callos, células somáticas, protoplastos o embriones asexuales producidos por apomixis (Suárez, 2011). La reproducción por este método, conduce, en general, a la perpetuación de genotipos superiores con gran ventaja en el mejoramiento de plantas puesto que puede obtenerse un número indefinidamente grande de individuos genéticamente idénticos (Cabrera & Salazar, 2002). El brotamiento de las cactáceas se da en las aréolas (pequeñas almohadillas homólogas de las yemas, con dos puntos de desarrollo meristemático, que pueden originar además, espinas, brotes y flores) (Hofftlann, 1989) citado por (Suárez, 2011).  Aunque técnicamente funcionan perfectamente, no todos son adecuados para las cactáceas. Los métodos más empleados en reproducción vegetativa de cactáceas son (Bauer & Hernández, 2004):

 

a. Esquejes. Los esquejes de cactáceas sirven para multiplicar las plantas más rápidamente que de semillas. En el caso de las Opuntias se cortan los cladodios por la base y se deja secar y se siembran por separado. En los cactus columnares se corta el ápice y también se deja secar el esqueje una semana o más en un lugar sombreado e incluso se puede biselar la base antes de sembrarlos para que las raíces aparezcan del centro, conductor de la savia y no de areolas del borde. (Ostolaza, 2011). El objetivo de la propagación vegetativa, es conseguir esquejes enraizados de calidad, que respondan bien y rápidamente al trasplante, presenten gran uniformidad y sean la mejor base para alcanzar plantas de calidad (Angulo, 2015; citado por Cirso, 2017). b. Vástagos. Los Vástagos son brotes que emergen alrededor de la planta madre, como ocurre con las plantas globosas que forman clones (Oviedo, 2003). Se realiza extrayendo plantas, que crecen al lado de la planta madre y son producidas por ella, formando ahí sus raíces (Bauer & Hernández, 2004). Esta técnica de multiplicación es relativamente fácil, ya que solo se trata de desprender los brotes que emergen alrededor de la planta. c. Injertos. cortes parciales de la planta madre, para injertarlas sobre un patrón, para lograr: mejorar la floración de la pieza injertada (por estimulación). mejorar o acelerar el crecimiento de la pieza injertada. rescatar una planta para no perderla (Bauer y Hernández, 2004). En esquejes, vástagos e injertos se debe seleccionar el patrón, cuyas características conocidas se quiere transmitir al injerto (Bauer & Hernández, 2004). d. La reproducción invitro. Este proceso emplea determinados tejidos de una planta madre para generar nuevas plantas en cantidades grandes. Este método es conocido también como embriogénesis somática o reproducción clonal. Es el más indicado para la reproducción masiva de especies, cuyas características muestran algún tipo de dificultades para la reproducción natural y generativa, como ejemploestas el sotol (Dasylirion   spp.), el lapinoaptitud (Pinus de spp.)uny otros, por cuando especies presentan aprovechamiento importante para el humano (Bauer & Hernández, 2004).

2.2.2. Las Cactáceas 2.2.2.1. Distribución La familia Cactaceae es un grupo de plantas neotropicales que comprende aproximadamente 1500 especies (Hunt, 1999). Están distribuidas en América desde Peace River en British Columbia y  Alberta, Canadá, a 56° 15’ de latitud norte (Moss, 1959), hasta la Patagonia, en Argentina, a 52° de latitud sur, y desde el nivel del mar

 

en las dunas costeras, hasta los 5100 msnm en Perú (Bravo-Hollis & Scheinvar, 1995). En nuestras punas heladas, el único cactus que se encuentra a gusto es la  Austrocylindropuntia floccosa, que crece exitosamente en hábitats por encima de 4 000 msnm. La exclusividad de los cactus en América podría explicarse por la teoría de la deriva continental de Alfred Wegener, de 1915. Según este geólogo alemán, la tierra era una sola masa llamada Pangea, hace 300 millones de años y que después se fue fragmentando para formar los actuales continentes. Los cactus se habrían formado hace unos 80 millones de años, después de la separación de África y Sudamérica, por esta razón no existían en los otros continentes hasta el descubrimiento de América (Ostolaza, 2011).

2.2.2.2. Características morfológicas vegetativas Hábitos: Plantas perennes con un amplio espectro de formas de vida que incluye formas enanas de 1 cm de diámetro a gigantes columnares de más de 20 m, de grandes formas arbóreas o arbustivas, simples o ramificadas, densamente cespitosas o almohadilladas, trepadoras y epifitas (Barthlott & Humt, 1993; citado por Ceroni & Castro, 2013).  Los hábitos más comunes son arborescentes (un tallo principal y varias ramas, un tallo principal y ramas cortas de forma de “candelabro” o un

solo tallo muy grande no ramificado), arbustivos (varias ramas que salen del nivel del suelo), cilíndrico o columnar (tallo erecto en forma de cilindro, ramificado o no, segmentado o no, corto o largo), globoso o globular (esférico, esférico con el ápice aplanado), solitario, colonial o cespitoso (varios tallos formando una estructura almohadillada, compactada o abierta), aplanado (cladodios segmentados o juntos), epifito, litofitico, postrado, decumbente, trepador y geofitico (crecen al nivel del suelo y tienen grandes órganos de reserva) (Anderson, 2001; citado por Ceroni & Castro, 2013).

Raíces: Las raíces de los cactus son generalmente muy ramificadas, ramificaciones se ligeras extienden superficialmente adaptadas para aprovechar las que lluvias o la muy humedad que se deposita en el suelo (Haageocereus pacalaensis subsp. repens). Algunas especies tienen raíces engrosadas, en forma de nabo, lo que les permite almacenar agua y almidones (Pygmaeoc Pygmaeocereus ereus bylesianus). 

Tallos: Los tallos son suculentos y principalmente de color verde, especialmente en los jóvenes. El tallo frecuentemente se lignifica y se cubre de una gruesa cutícula cerosa, la cual reduce la transpiración. Las formas columnares o globulares han sido diseñadas para maximizar las reservas de agua. En algunos casos el tallo es articulado en secciones llamadas cladodios (Ceroni & Castro, 2013). Su cuerpo puede estar constituido por segmentos denominados: 1. Cladodios, tallos aplanados; 2. Columnar, tallo cilíndrico con o sin ramificaciones; 3. Globoso, tallo casi esférico (Señoret & Acosta, 2013). 

 

Costillas: Las costillas son unas aristas que sobresalen en los tallos y que son muy importantes porque les permiten absorber gran cantidad de agua en época de lluvias y aumentar su volumen sin que la epidermis se dañe. Igualmente los tallos pueden contraerse al aprovechar el agua en época de sequía, sin daño epidérmico. Las costillas sólo están presentes en la subfamilia Cactoideae  y excepcionalmente en la especie Grusonia bradtiana, dentro de las Opuntioideae. En la parte más prominente de las costillas se encuentran generalmente las areolas (Ostolaza, 2011).   Areolas: Entre los órganos más característicos de los cactus en la superficie de los tallo, se encuentran las areolas, que son elementos semejantes a yemas existentes en los tallos de las demás dicotiledóneas. Son estructuras afelpadas, exclusivas de los cactus, donde van a parecer las espinas, los pelos, las hojas, las flores, ramas y frutos (Ceroni & Castro, 2013).  Espinas: Son hojas modificadas que crecen en las areolas en medio de un indumento de tricomas pluricelulares. Las espinas están presentes en todos los géneros, al menos durante las primeras etapas de su vida. Las espinas pueden presentar variaciones en tamaño y apariencia dentro de una misma areola, frecuentemente formando 2 series, las centrales y las radiales (Ceroni & Castro, 2013).  Flor : Las flores son actinomorfas (simetría radial), hermafroditas, no hay una clara diferencia entre los pétalos y los sépalos, y recibe el nombre de perianto. Estambres numerosos; estos pueden ser libres o unidos. El ovario es ínfero; aunque en algunas especies del primitivo género Pereskia es ligeramente súpero, el ovario está formado por la fusión de hojas especializadas llamadas carpelos, estos son variables en número, es unilocular, con numerosos óvulos; estilos grueso, columnar, con el estigma coloreado y lobulado. El fruto es una baya generalmente ovoidea esférica a claviforme (Sánchez, 1969; citado por Oviedo, 2003).  2.2.2.3. Usos Es impresionante la cantidad de usos que se le dan a las cactáceas: alimento humano y forraje para animales, como materia prima farmacológica, para cosméticos y para artesanía, como plantas de ornato y elementos ecológicos, además de otros muchos (Bauer y Hernández, 2004). Plantas ornamentales: En California, USA, hay grandes viveros que cultivan cactus y otras suculentas como plantas   ornamentales. En uno de ellos vemos sembríos de Agave victoria-reginae  y Echino-cactus grusonii . En otro encontramos Matucana madisoniorum de flor blanca, por una mutación. Igualmente, en Holanda hay enormes viveros donde cultivan millones de plantas de cactus y suculentas a partir de semilla.

 

Hay también grandes viveros de cactus en Islas Canarias para satisfacer la creciente demanda europea. Con el inconveniente para los l os cultivadores del norte de Europa y Estados Unidos que tienen que tener invernaderos para que los cactus soporten el crudo invierno, como vemos en la foto de Bélgica. Es por eso que hoy es posible encontrar cactus cultivados en lugares tan remotos para nosotros como China, Korea, Rusia o la Polinesia Francesa, como se aprecia en sus sellos postales. Esta demanda es porque son plantas exóticas para ellos y porque son plantas ornamentales. Y nosotros también tenemos en el Perú especies ornamentales como Lobivia backebergii, Matucana haynei o Matucana madisoniorum  que debemos cultivar a partir de semilla para poderlas exportar   legalmente con el aval y el control estatal a cargo del Ministerio de Agricultura (Ostolaza, 2014). 

2.2.3. Taxonomía Según Suárez (2011), las cactáceas pertenecen al orden Cariophyllales, donde comparten con otras familias sinapomorfismos que no ocurren en ningún otro orden de las angiospermas, uno de los cuales es la presencia de betalaínas, un tipo de pigmentos nitrogenados derivados de la tirosina (Esquivel, 2004) los cuales son atractivos para el sector agroindustrial; además, sus especies, se caracterizan por el uso eficiente del agua (cinco a diez veces más que en cultivos convencionales), en relación con la ruta fotosintética MAC (Metabolismo Ácido de las Crasuláceas). La información disponible indica que esta especie es poca estudiada, Marcelo-Peña et al., (2010), ubica a la especie en estudio en la siguiente categoría: Reino Subreino División Clase Subclase

: Plantae : Tracheobionta : Magnoliophyta : Magnoliopsida : Caryophyllidae

Orden Familia Subfamilia Tribu Género Especie

Caryophylales :: Cactaceae : Cactoideae : Trichocereeae : Cleistocactus : Cleistocactus tenuiserpens Rauh & Backeb.

2.2.4. Actividades ecológicas ecológicas y culturales La ecología de las cactáceas es tan compleja, como la distribución de sus géneros y especies por todo el país. Las encontramos en todo tipo de suelos: arenoso, salino, calizo, etc.; pero también en bosques debajo de pinos. A veces las encontramos sobre las rocas, donde en un nicho se acumuló un poco de tierra o echando sus raíces por las grietas de(Bauer las piedras, buscando sus nutrientes en lo poquito de tierra atrapada y Hernández, 2004).

 

2.2.4.1. Cultivo En primer lugar recordemos que los cactus son plantas de zonas tropicales por tanto demandan mucha luz y calor. Las excepciones están en los extremos norte y sur del continente donde algunos cactus se han adaptado a condiciones extremas de frío, pero en general, deben cultivarse en invernaderos en los países nórdicos (Otolaza, 2014).

2.2.4.2. Sustratos Un sustrato o compuesta es la mezcla de materiales que sirve como odio de soporte donde se desarrollan las semillas o crecen las plantas. Se pueden usar diferentes tipos de sustratos o compuestos para siembra. Para cactáceas se basan en: tierra de hoja, tierra negra, mantillo, tierra universal, agrolita, arena, vermiculita, tepojal o tezontle (piedras de origen volcánico), etc. (Arredondo, 2002). Sobre el sustrato o que tierra usar, hay muchas recetas composición. Pensamos que para las cactáceas debe ser: arena lavada gruesa, que hace la mezcla más permeable, tierra de chacra, que absorbe los elementos de nutrición y tierra vegetal o mantillo de hojas (Ostolaza, 2014).

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Todos los sustratos deben cernirse de preferencia con una malla número 8 ó 10 (4 a 5 mm de lumen o paertura) para eliminar trozos grandes. La base de del sustrato es un material inerte o mineral (no contiene materia orgánica) que puede ser arena, agrolita, vermiculita, perlita, tepojal que se usan con la finalidad de proporcionar un buen drenaje al medio. No se recomienda utilizar arena de construcción debido a las sales que presenta, si no se puede sustituir se debe cernir y lavar para eliminar las sales, es preferible utilizar la arena de cuarzo (Arredondo, 2002). El sustrato para las plantas suculentas debe reunir las siguientes características: Debe ser muy bien drenado y poroso, para garantizar la ventilación y que se seque en un corto tiempo (1 a 2 días entre riegos). Cualquier sustrato que tenga un exceso de arcilla permanecerá húmedo demasiado tiempo y llevará a la asfixia de las raíces y la subsecuente muerte de la planta por pudrición. Por ello se recomienda un sustrato que tenga partículas de tamaño relativamente grande mezclado con algo de materia orgánica (ASYCS, 2010). Rivas (1996), citado por Salas (2014), menciona que un suelo para cultivo de plantas suculentas (excepto los cactos epífitos) requieren las siguientes condiciones: porosidad y permeabilidad, para que el exceso de agua se pierda con rapidez y para que el aire llegue fácilmente a las raíces; ausencia de sustancias orgánicas en descomposición: ligera acidez (pH=6); eleme elementos ntos nutritivos en rique riqueza za decreciente por el siguiente orden: potasio, fósforo, nitrógeno.

 

a. Sustratos inorgánicos  Arena. Es un material de naturaleza silícea (SiO 2  > 50%) y de composición variable, que depende de los constituyentes de la roca silicatada original. También puede proceder de canteras (granito, basalto, etc.) o de ríos y ramblas (depósitos de formación aluvial) (Abad & Noguera, 1998). Las propiedades físicas de las arenas varían en función del tamaño de las partículas. Las arenas finas presentan buena capacidad de retención de agua, pero tiene mala aireación, por el contrario, las arenas gruesas presentan buena aireación con deficiente retención de humedad. La principal ventaja de las arenas es que son prácticamente permanentes, presentan buena estabilidad y son fáciles de desinfectar (Gonzales & Callejón, 1997; citados por Cerqueda, 2010).

b. Sustratos orgánicos Humus de lombriz. Es el producto obtenido mediante el procedimiento biológico de descomposición de elementos orgánicos, a través de la actividad de la lombriz Eisenia foetida. El humus contiene un elevado porcentaje de ácidos húmicos y fúlvicos; pero estos no se producen por el proceso digestivo de la lombriz sino no da la actividad microbiana que ocurre durante el periodo de reposo dentro del lecho. Produce además hormonas como el ácido indol acético y ácido giberélico, estimulando el crecimiento y las funciones vitales de las plantas (Verdejo, 2005; citado por Pereyra, 2007). 2.2.4.3. Riego Se debe regar cada dos o tres semanas en invierno y cada semana en verano. Jamás regar una maceta que todavía tiene la tierra húmeda. Cualquier sustrato es bueno, mientras sea poroso y no retenga mucho tiempo la humedad. La humedad estancada es el principal enemigo de los cactus, pues causa la pudrición de la raíz. No regar hasta que la planta haya absorbido toda la humedad del riego anterior, o sea hasta que la tierra esté del todo seca (Ostolaza, 2011). Morales (2012), citado por Salas (2014), recomienda regar una vez por semana en verano si se cultiva en tierra, en el exterior. En caso de que no se presenten lluvias durante la primavera y el otoño, regar cada 15 días. En invierno nada de riego o alguno muy esporádico en general. Debido al riesgo de pudriciones se debe suspender el riego cuando la temperatura sea menor de 10 ºC.

2.2.4.4. Fertilización Los cactus deben ser fertilizados cuando vemos que están creciendo en forma vigorosa y que tienen brotes o que florecen, o sea en primavera o verano. Haypara que que abonar mañanas, momento en la tierra está húmeda, no en se las formen calcificaciones en que los

 

extremos de las raíces. Se debe humedecer la tierra un poco el día anterior. Sobre los fertilizantes (N, P, K) sabemos que el nitrógeno (N) favorece el crecimiento de las plantas, en general. El fósforo (P) y el potasio (K) son necesarios para el desarrollo de flores y frutos. Un abono para cactáceas debe tener más fósforo (P) y potasio (K) que nitrógeno (N). Sólo las epifitas deben ser abonadas con abono comercial (20-20-20), en poca cantidad, pues en su hábitat crecen en el humus que se forma entre las ramas y que contiene mucho nitrógeno. El abono ideal para los cactus es un abono que tenga 3-7-10, como el abono para los tomates (Ostolaza, 2014).

2.2.4.5. Luz  Los cactus son muy poco exigentes, pero eso no significa que podemos abandonarlos a su suerte. Todos necesitan agua, luz, calor y aire. El calor es tan importante para el desarrollo de los cactus como la luz. La luz solar es necesaria para la fotosíntesis en todas las plantas verdes. Los cactus tienen gran necesidad de sol, pues vienen de zonas de mucha luz (Ostolaza, 2014). La cantidad de luz que una suculenta debe recibir depende del grupo al que pertenezca. En general las plantas suculentas de tamaños relativamente grandes (cactus y euphorbias columnares, aloes grandes) crecen en la naturaleza a plena exposición solar. Sin embargo la mayoría de las suculentas son plantas un poco más pequeñas y viven en la naturaleza protegida bajo la sombra de árboles y arbustos y por ello deben ser cultivadas a media luz (radiación solar del 70 al 50 %) (ASYCS, 2010).

2.2.4.6. Temperatura Por regla general los cactos toleran altas temperaturas, hasta 45 grados centígrados, o más, si la intensidad de la luz solar, la humedad del suelo y la ventilación son adecuadas (Rivas, 1996). En relación con la temperatura, las cactáceas pueden soportar temperaturas muy bajas entre los -10°C y más de 40°C, aunque la mayoría lo hace en condiciones menos extremas. Por la gran proporción de agua que almacenan, sus órganos con frecuencia se dañan, rompiéndose sus tejidos si la temperatura cae por corto tiempo entre -10°C y -5°C y entre -5°C y -2°C si el tiempo de abatimiento es mayor (Bravo, 1978; citado por Salas, 2014).

2.2.5. Característica de la especie  2.2.5.1. Cleistocactus tenuiserpens Rauh & Backeb. Sinónimos: Bolivicereus tenuiserpens  (Rauh & Backeb.) Backeb.; Borzicactella tenuiserpens  (Rauh & Backeb.) F. Ritter; Borzicactus tenuiserpens (Rauh & Backeb.) Kimnach.  

 

Descripción: Cacto pequeño, rizomatoso, de 30 a 120 cm de largo; se ramifica sólo en la base; tallitos de color verde grisáceo, las ramas de 1 a 1.5 cm de diámetro, con 8 a 21 costillas densamente espinosas; areolas con 8 a 10 espinas de hasta 2 cm de largo. Flores rojas, nocturnas, de 4 a 8 cm de largo; segmentos del perianto pequeños y erectos, color rojo, con la base pubescente; tubo floral con numerosas escamas adpresas, con largos pelos lanosos en sus axilas; estambres varios. Fruto pequeño, globoso, con pulpa blanca, perianto persistente; semillas negras levemente punteadas. Uso: Potencial ornamental, para diseños de jardinería con poca demanda de agua. Distribución geográfica: Especie endémica de los BTES del norte del Perú, sus poblaciones han sido reportadas de AM, LA, PI y CA. Distribución altitudinal de 500 a 1000 msnm. Estado de conservación: Arakaki et al. (2006) le asignan la categoría de especie con datos insuficientes (DD). Es escasa en la zona y sus poblaciones son muy dispersas; solo se le ha localizado en El Huito, San Isidro, Shanango y El Pongo. Marcelo-Peña y Ostolaza (2008), sugieren la categoría en peligro (EN, B1a). Ecología: Especie muy escasa en la zona. Crece en matorrales, sobre suelos franco arenoso y pedregoso, en pendientes moderadas o empinadas, asociada con Croton thurifer , Cyathostegia mathewsii ,  Acacia macracantha, Ruprechtia aperta, Browningia altissima. Fenología: Floración en febrero. Especímenes revisados: J. L. Marcelo-Peña 4902 (MOL), Hutchison 4448 (USM). 2.3. Conceptos básicos Cactus: Las Cactáceas son plantas herbáceas o leñosas, suculentas, espinosas, solo en algunos géneros más primitivos, como Pereskia, Quiabentia y Pereskiopsis existen hojas integradas por limbo y pecíolo; en todas las demás se ha reducido a una escamita o a vestigios microscópicos, sus formas son características, siendo las más comunes la cilíndrica, columnar, esférica y candelabriforme (Bravo, 1995; citado por Oviedo, 2003). Esqueje: Tallo o brote de una planta que se emplea para injertar en otra o plantarlo directamente en el suelo con el fin de reproducir una nueva planta (Bauer & Hernández, 2004). Sustrato: Se incluye a todas las mezclas de diferentes productos que podemos realizar para hacer crecer nuestras plantas. Existen diferentes combinaciones para realizarlos lo que hace muy difícil poder hablar de un sustrato ideal; la decisión de qué materiales utilizar está

 

en función de la disponibilidad en cada zona y de su costo, del tipo de especie a trabajar y de la forma de multiplicación (Gonzales, 2013). 

Humus. El humus de lombriz, es considerado como la vida del suelo, y de él depende su fertilidad. Un puñado de ella contiene millones de microorganismos. Dentro de la materia orgánica del suelo, el humus representa del 85 al 90% del total, por ello, hablar de materia orgánica y de la fracción húmica es casi equivalente (Montoya & Umanzor, 2013). Suculencia. Propiedad que tienen algunas plantas de almacenar agua en sus tejidos y que luego aprovecharán, como una forma de adaptación para soportar prolongadas sequías y sobrevivir en lugares muy áridos, como los desiertos (Ostolaza, 2010). Bosques Tropicales Estacionalmente Secos (BTES) . Propuesta por Pennington et al. (2000). Los BTES son ecosistemas dominados por árboles, siendo la vegetación mayoritariamente caducifolia durante la estación seca; consecuentemente, los procesos ecológicos son moderadamente estacionales y la productividad primaria neta es menor que los bosques húmedos, por presentarse sólo en la temporada de lluvias. Estos bosques son además de menor estatura y área basal que los bosques tropicales húmedos; se presentan en suelos relativamente fértiles, donde la precipitación es menor de 1600 mm/año y donde hay una estación seca fuertemente definida con al menos 5 a 6 meses del año recibiendo menos de 100 mm (Gentry, 1995; citado por Peña et al., 2010). III.

MATERIALES Y MÉTODOS 3.1. Ubicación de la investigación La investigación se realizará en el Área de Conservación Privada Gotas de Agua, ubicado a seis kilómetros de Montegrande, en el sector denominado El Pongo. Está rodeado por el norte con la cuenca de la quebrada Jaén y por el este con el rió Marañón. Para llegar al ACP “Gotas de Agua”, se recorre por una trocha carrozable en un tiempo aproximado de 15 minutos en vehículo motorizado.

3.2. Materiales Material biológico. Esquejes de Cleistocactus tenuiserpens  Rauh & Backeb. Material de campo. Carretilla, palanas, regadera, zaranda, tablas, clavos, martillo, wincha 25 m, tierra agrícola, arena, humus, lejía. Material de gabinete. Papel bond A4, lapicero, plumones indelebles, libreta de campo, lápiz, borrador, cámara digital, computadora.

 

3.3. Metodología 3.3.1. Trabajo en campo A. Recolección del material vegetativo El material vegetativo se obtendrá del bosque seco, las plantas madres que se seleccionarán como donadoras del material serán sanas, vigorosas, suculentas y en buenas condiciones, libre de plagas y enfermedades, de color verde claro y en plena de crecimiento vegetativo.

B. Preparación del material vegetativo   Selección de esquejes. Serán seleccionados de la parte media de las plantas, con buenas condiciones sanitarias y sin que presenten brotes de floración o fructificación. f ructificación.



  Corte  y desinfección del esqueje. El corte de los esquejes se realizará con un machete o navaja bien afilado y limpio, previamente desinfectado con alcohol al 90%, en cada corte, se



aplicarámadre cloro al 5% como tanto en laLos herida de la planta como en la desinfectante base de la esquejes. esquejes serán de 15 cm cada uno.   Curado. Los esquejes cortados y desinfectados, por un tiempo de 7 días, en un lugar sombreado y aireado para que logre cicatrizar la zona donde se realizará el corte y de esta manera no entre en contacto directo con el suelo, lo que genera pudrición; posteriormente se realizará una segunda selección, previo a la siembra, eliminando aquellos esquejes que presentarán alguna lesión asociadas a hongos o bacterias (Aguilar, 2015).



C. Instalación de parcela experimental Se establecerá una parcela experimental con 16 unidades experimentales, conteniendo 5 unidades de prueba (esquejes) y el sustrato a estudiar, cada bloque tendrá 20 cm de espesor de sustrato constituyente y un fondo de drenaje de 2 cm a base de piedra.

D. Preparación de sustratos Los sustratos que se utilizarán son: humus de lombriz, arena de río, tierra propia del lugar de recojo de las muestras, mesclados según las proporciones de cada tratamiento y desinfectadas con lejía.

 

E. Siembra de esquejes Luego de transcurridos 7 días después del curado, se procederá a la siembra de los esquejes en cada bloque experimental, manteniendo la dirección de crecimiento.

F. Control de plantas invasoras El control de plantas invasoras se realizará manualmente, de acuerdo a su aparición en las unidades experimentales. experimentales.

G. Descripción de tratamientos Los tratamientos serán los siguientes y contendrán el sustrato que a continuación se describe: T1

Tierra propia del lugar (1)

T2

Arena gruesa (1)

T3

Arena + humus (1:1)

T4 Tierra agrícola + humus + arena (2:2:1) H. Distribución de las unidades experimentales Repeticiones T1

T2

T3

T4

ei

n

T2

T3

T4

T1

at

T3

T4

T1

T2

T

T4

T1

T2

T3

ot

s

m ar

I.

Variables a evaluar Se evaluará el efecto de los tratamientos en la brotación de los esquejes, tomando en cuenta los datos propuesto por Torres (2015):   Número de raíces. Para conocer el número de raíces de los esquejes se retirará el esqueje del sustrato, para contar el número de raíces para registrarlo.   Longitud de raíces. Se registrara paralelo al conteo del número de raíces, midiendo la longitud (cm) desde el cuello del esqueje hasta la parte terminal de las raíces.    Porcentaje de sobrevivencia en enraizamiento (%). Se contará el número de esquejes brotados por unidades experimentales, que serán 5 esquejes por unidad experimental. Esta información servirá para hacer cálculos de sobrevivencia, utilizando la fórmula siguiente:







 

% de sobrevivencia=

número de esquejes

 

total de unidades experimentales

  Enraizamiento de los esquejes . Se empezará a evaluar el enraizamiento después de los 45 días de iniciado el ensayo. En esta variable se contarán las raíces que se formarán en cada uno de los esquejes.





  Número Se45 contarán númeroelde brotes que se van brotes formandode luego de .los días deeliniciado ensayo.   Longitud de brotes (%). Paralelo al conteo del número de brotes, se harán la medición de longitud de brotes, el registro se harán en cm. 



3.3.2. Trabajo de gabinete A. Procesamiento de datos Los datos serán procesados en el software IBM SPSS Statistics de cada una de las variables a evaluar con respecto al tratamiento que este establecido. La interpretación de información se realizará de cada una de las variables en comparación con información ya establecida según revisión bibliográfica. B. Diseño estadístico  Se utilizará un Diseño Completamente al Azar (DCA) con cuatro tratamientos y cinco observaciones y cada unidad experimental estará constituida por 5 unidades de prueba (esquejes). Las variables a evaluar serán sometidas al análisis de variancia (Cuadro 2) y para establecer la diferencia estadística entre las medias de los tratamientos se empleara la prueba de Tukey al 95 % de probabilidad. Fuentes de

GL

Variación

Tratamientos

Suma

Cuadrado Medio

t-r

 

 SC[∑ de. ]Trats=  .] _ [ SC del Error 2 =( Xij i j 2i X  r) SC Total=  

t(r-1)

 

Total

F Tabulado

Cuadrados

 

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F Calculado

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 −     .

 CM= SCdedeTrats   Trats⁄t  1    CM= SCdeldelError Error⁄tr  1  

 

 

 

 

IV.

REFERENCIA REFERENCIAS S BIBLIOGRÁFICAS BIBLIOGRÁFICAS  Aguilar, G. 2015. Evaluación de Tres Enraizantes y dos Tamaños de Cladodios en la Propagación Asexual de Pitahaya Amarilla Cereus Triangularis  (L.) Haw., En Yantzaza (en línea). Consultado 3 nov. 2017. Disponible en http://dspace.unl.edu.ec/jspu http://dspace.unl.edu.ec/jspui/bitstream/123456789/10 i/bitstream/123456789/10031/1. 031/1.  Arakaki, M.; Ostolaza, C.; Cáceres, F. & Roque, J. 2006. Cactácea Endémicas del Perú. Consultado 11 feb. 2017. Disponible en http://revistasinvestigacion.unmsm.edu.pe/index.php/rpb/article/viewFile.  Arredondo, A. 2002. Propagación y Mantenimiento de Cactáceas. San Luis de Potosi-México. Consultado 15 nov. 2016. Disponible en Disponible en  http://biblioteca.inifap.gob.mx:8080/jspui/bitstream/handle.  ASYCS (Asociación Yucateca de Cactáceas y Suculentas). 2010. Manual Básico para Cultivo de Cactáceas y Suculentas. Yucatán-México. 10 p. Bauer, G & Hernández, R. 2004. Las Cactáceas de Coahuila. CoahuilaMéxico. Consultado 11 feb. 2017. Disponible en http://www.sema.gob.mx. Ceroni, A & Castro, V. 2013. Manual de Cactus, Identificación y Origen (en línea) Dirección General de Diversidad Biológica. Lima. Ministerio del  Ambiente. Consultado 15 nov. 2016. Disponible en http://www.minam.gob.pe /diversidadbiologica/wp-content/uploads/sites. Cerqueda, H. 2010. Propagación Sexual y Asexual de la Pitahaya (Hylocereus spp) (en línea). Tesis Mag. Sc. Oaxaxa-Mexico. Consultado 22  jun. 2017. Disponible en http://tesis.ipn.mx/jspui/handle/12345 http://tesis.ipn.mx/jspui/handle/123456789/9870. 6789/9870. Cirso, V. 2017. Hormonas Ana y Aib para la Propagación Asexual en Esquejes de la Pitahaya Roja (Hylocereos undatus). Tesis Lic. Ing. Agr. Quevedo-Los Ríos-Ecuador. 68 p. Durán, R. & Méndez, M. 2010. Biodiversidad y Desarrollo Humano en Yucatán (en línea). Yucatán-México. Consultado 28 oct.2017. Disponible en http://www.cicy.mx/Documentos/CICY/sitios/biodiversidad/pdfs/Indice. González, C.; De Luca, L. & Manzoni, M. 2013. Apuntes Técnicos para el Vivero Familiar: Con Enfoque Agroecológico (en línea). Consultado 3 ene. 2017. Disponible en https://inta.gob.ar/documentos/apuntes-tecnicos-vivero. Marcelo, P.; Pennington, R.; Reynel, C. & Zevallos, P. 2010. Guía ilustrada de la flora leñosa de los bosques estacionalmente secos de Jaén, Perú. Universidad Nacional Agraria La Molina / Royal Botanic Garden Edinburgh. Lima. 288 p. Montoya, R & Umanzor, M. 2013. Evaluación de diferentes sustratos usados en la propagación de las especies de nopal ( Opuntia ficus  indica  L.) y pitahaya (Hylocereus undatus  Britt et Rose). Tesis Lic. Ing. Agr. ManaguaNicaragua. 45 p.

 

Ostolaza, 2016. Categorización y Conservación de Cactáceas Peruanas. SPECS. Consultado 27 oct. 2017. Disponible en http://revistas.lamolina.edu.pe/index.php/rza/article/viewFile. Ostolaza, C. 2011. 101 Cactus del Perú (en línea). Perú. Consultado 2 feb. 2017. Disponible en http://bibliotecavirtual.minam.gob.pe/biam/handle/minam http://bibliotecavirtual.minam.gob.pe/biam/handle/minam Ostolaza, C. 2014. Todos los Cactus del Perú (en línea). Perú. Consultado 15 nov. 2016. Disponible en http://www.minam.gob.pe/diversidadbiologica. http://www.minam.gob.pe/diversidadbiologica. Oviedo, M. 2003. Mantenimiento y Propagación de Cactáceas y Crasuláceas para su Conservación en el Jardín Botánico IB-UNAM. Tesis Lic. Bio. Iztapalapa- México. 40 p. Panchuelo, A. 2010. Xerojardinería, Asesoramiento para Cultivar Plantas Resistentes a la Sequía. Córdoba. 28 p. Reyes, J. 2009. Conservación y Restauración de Cactáceas y otras Plantas Suculentas Mexicanas (en línea). Consultado 11 feb. 2017. http://www.conafor.gob.mx/biblioteca/Manual_Practico-Conservacion. Salas, L. 2014. Aplicación de Zeolitas en la Propagación, Aclimatación Y Reintroducción de Cactáceas en dos Zonas Ecológicas del Noreste de México (en línea). Consultado 3 nov. 2017. Disponible en https://cd.dgb.uanl.mx/bitstream/handle/201504211/16658/21224. Señoret, F. & Acosta, J. 2013. Cactáceas Endémicas de Chile, Guía de Campo. Ed. Corporación Chilena de la Madera, Concepción-Chile. 250 p. Suárez, R. 2011. Evaluación de Métodos de Propagación en Pitahaya  Amarilla Selenicereus megalanthus  (Haw.) Britt & Rose y Pitahaya Roja Hylocereus polyrhizus (Haw.) Britt & Rose. Tesis Mag. Sc. Colombia. 180. Torres, E. 2015. Propagación Asexual de Pitahaya ( Hylocereus undatus) Mediante Estacas Empleando Enraizadores ANA y AIB en el Cantón Puerto Quito. Tesis Lic. Ing. Agr. Quevedo-Los Rios-Ecuador. 64 p. Vásquez, Y; Orozco, A; Rojas, M, Esther, S; Cervantes, V. 1997. La Reproducción de las Plantas: Semillas Y Meristemos. 1 Edit. Fondo de Cultura Económica. México, D.F. 120 p.

 

V.

CRONOGRAMA Fecha de inicio Fecha de término

: Noviembre del 2017 : Junio del 2018

 Actividades a realizar Elaboración y revisión del proyecto Presentación del proyecto Preparación de materiales de campo Reconocimiento del área de estudio Ubicación de los especímenes en campo Registro de información de campo Colección de muestras botánicas  Acondicionamiento de de muestras Identificación de muestras Caracterización de muestras  Análisis y procesamiento procesamiento de datos Redacción del informe Revisión del informe por el asesor Presentación del informe final

D

 Años 2017 - 2018 E F M A M

J

 

VI. PRESUPUESTO  Precio Precio Precio Unidad Sub Total de Cantidad Unitario Parcial Total Medida (S/.) (S/.) (S/.) (S/.) Bienes y servicios 4485 Alimentos y bebidas 900 2.3.1.1 Alimentos y 900 bebidas para consumo humano  Alimento en campo campo Días 60 10 600  Alimento en gabinete gabinete Días 30 10 300 Materiales 625 2.3.2.1 De oficina 199 Papel bond A4 Millar 1 35 35 Lapicero Unid. 10 1 10 Plumones indelebles Unid. 4 3 12 Libreta de campo Unid. 1 5 5 Lápiz Unid. 4 1 4

Específic Denominación de la a del partida específica Gasto del gasto 2.3 2.3.1

2.3.2

Borrador Unid. 3 Cámara digital Unid. 1 Computadora Unid. 1 2.3.2.1.2 Herramientas e insumos Carretilla Unid. 1 Palanas Unid. 1 Regadera Unid. 1 Zaranda Unid. 1 Tablas Unid. 5 Clavos kg 1 Martillo Unid. 1 Wincha 25 m Unid. 2 Tierra agrícola Latas 5  Arena Latas 15 Humus de lombriz Latas 8 Lejía Unid. 1 2.3.2.1.3 Material vegetativo Esquejes de Cleistocactus tenuiserpens Rauh &

2.3.3

Unid.

Backeb Servicios profesionales 2.3.3.1 Otros servicios diversos Investigador del Días proyecto TOTAL

20

1 30 100

303 100

346 30 20 10 15 10 6 6 25 2 2 6 1

30 20 10 15 50 6 6 50 10 30 48 1

80 1

80

3000 3000 150

20

3000

El financiamiento de la investigación será asumido por la tesista.

4525

 

 

PROYECTO TESIS

PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE CLEISTOCACTUS TENUISERPENS RAUH & BACKEB PROVENIENTE DEL BOSQUE TROPICAL ESTACIONALMENTE SECO DE JAÉN, CAJAMARCA

 ______________________________  _____________________________ _ Bach. Diana Medaly Castillo Lizana Tesista

 _____________________  _____________________ Ing. Leiwer Flores Flores  Asesor

 ____________________________  ________________________ ____ Ing. Teoladio Angulo Cabanillas Coordinador CIEA Cajamarca,……de Noviembre del 2017.