Propiedades Químicas de Aminoácidos y Proteínas.

Propiedades químicas de aminoácidos y proteínas Quiñones Jhon Alexander 1426826 ([email protected]) Rivera Juan Fernando 1429905 ([email protected]) Sierra Victoria Alejandra 1425191 ([email protected]) Laboratorio de Química Orgánica General Universidad del Valle Departamento de Química

RESUMEN Se llevó a cabo una serie de reacciones de coloración, coagulación, precipitación y de ácido-base, partiendo de la albúmina (proteína que se encuentra en el plasma sanguíneo), en este caso, de clara de huevo, con el objetivo de determinar visualmente la reactividad y los efectos que causan en aminoácidos y proteínas al reaccionar con sustancias como ácidos o sales, o al someterlas a cambios de temperatura. RESULTADOS La práctica de laboratorio consistió en distintas reacciones, de las cuales se obtuvo los siguientes resultados: Tabla 1. Resultados de las recciones. Reacción Resultados Acidez de los Al adicionar 4 gotas de tornasol (fenolftaleína) a 0.5 mL de aminoácidos. ácido aminoacético, la solución pasó de incolora a blancuzca. Al adicionarle la séptima gota, la solución retornó a su color original. Formación de una sal compleja de ácido aminoacético.

Coagulación de albúmina.

Al agregar 1 g de óxido de cobre (II) pulverizado a la solución de 0.5 mL de ácido aminoacético con 3 mL de agua, la solución pasó de incolora a un color negro. Después se calentó en baño de María durante varios minutos hasta que se formara un precipitado que posteriormente, se filtró a gravedad. El líquido obtenido presentaba una coloración azul clara, éste se evaporó en baño de María hasta que se pudieron apreciar unos cristales adheridos al fondo de la cápsula de porcelana, los cuales eran de color verdoso. El procedimientos constó de cinco reacciones, todas a partir de 1.0 mL de una solución de clara de huevo: a) A los 5 minutos de calentar la solución en baño de María, y una temperatura de 78°C la solución se tornó blanca, con un precipitado del mismo color. Ocurre coagulación. b) Al adicionar 4 mL de etanol, se formaron 2 fases, una fase inferior color blanco de aspecto grumoso, y una superior incolora viscosa. Ocurre coagulación. c) Se agregaron 10 gotas de HCl y se formó un precipitado blanco. Se aprecia sólo una fase. Ocurre coagulación. d) Al momento se agregarle la décima gota de ácido nítrico, se formó una base superior amarilla y una inferior blanca, luego pasó a verse sólo una fase

Precipitación de proteínas con metales pesados. Reacción Xantoproteica.

Reacción de biuret.

Reacción coloreada de formaldehído para proteínas.

amarilla de aspecto espeso y grumos correspondientes al precipitado. Ocurre coagulación. e) No ocurrió reacción alguna al adicionarle NaOH al 50% ni coagulación. A 1.0 mL de solución de clara de huevo se le agregaron 5 gotas de sulfato de cobre al 5%, la solución tomó un color azul claro y de aspecto lechoso con un pequeño precipitado. Se calentó la solución de clara de huevo con 5 gotas de ácido nítrico y después de 10 minutos, se le adicionaron 10 gotas de hidróxido de sodio y se formó una sola fase color naranja con espuma en la parte superior de un tono amarillo. Al adicionarle 1 mL de NaOH al 10% y 10 gotas de sulfato de cobre al 2% a 1 mL de solución de clara de huevo, se formó una fase superior color azul oscura y abajo incolora. Se calentó y a los 3 minutos la solución se volvió homogénea de color azul oscuro y a los 5 minutos, tornó a violeta. A 0.5 mL de solución de clara de huevo se le agregaron 2 gotas de solución diluida de formaldehído y no ocurrió reacción. Posteriormente, se agregaron 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado, pero debido a la rapidez de la reacción o a exceso de ácido sulfúrico no se alcanzaron a diferenciar bien las dos fases que se debían formar.

Figura 1. Procedimiento de acidez de aminoácidos [Fuente: Juan Fernando Rivera]

Figura 2. Procedimiento de la formación de la sal compleja de ácido aminoacético. (De izq. a der. solución formada, resultados de la filtración a gravedad (sólido y líquido) y cristales formados al calentar) [Fuente: Los autores]

Figura 3. Coagulación de la albúmina. (De izq. a der. y de abajo a arriba, Soluciones de clara de huevo, reacción con calor (a) reacción con etanol (b), reacción con ácido clorhídrico (c), reacción con ácido nítrico (d) y reacción con hidróxido de sodio (e)) [Fuente: Los autores]

Figura 4. Precipitación de proteínas con metales pesados. Solución de clara de huevo con sulfato de cobre. [Fuente: Los autores]

Figura 5. Reacción Xantoproteica. (De izq. a der. solución de clara de huevo con ácido nítrico, solución después de calentar. [Fuente: Los autores]

Figura 6. Reacción de biuret. (De izq. a der. Solución sin calentar y después de 5 minutos de calentar) [Fuente: Los autores]

Figura 7. Reacción coloreada de formaldehído para proteínas. (De izq. a der. Solución donde se aprecia la pequeña fase inferior líquida amarrilla y solución blanca homogénea) [Fuente: Los autores] ANÁLISIS DE RESULTADOS Acidez de los aminoácidos

El objetivo de esta prueba era identificar la acidez de ácido aminoacético, para esto, se agregó fenolftaleína a una determinada cantidad de ácido aminoacético, el cual presento un cambio en la coloración, de incolora a blanca. Lo que ocurrió aquí es que se demostró, por medio de la fenolftaleína, el cual es un medidor de pH, que el reactivo era acido [1]. EL ácido aminoacético, el aminoácido correspondiente a la glicina presenta un momento dipolar, así como todos los aminoácido, llamado estado zwitterion, donde el grupo carboxilo se desprotona y forma el ion carboxilato (-COO -) actuando como la base y el grupo amino se protona para formar el ion amonio (-NH3+) y actúa como ácido, lo que permite que existe un equilibrio entre ellos [2]. Un ácido con un solo grupo amino y un grupo carboxilo, como la glicina ( +H3NCH2COO-), es ligeramente más ácido que básico (Ka = 1.6 x 10-10 y Kb= 2.5 x 10-12). Si se coloca este aminoácido en solución acuosa, la solución resultante está dirigida hacia la forma aniónica, es decir aparecen más aniones que cationes. Entonces para neutralizar la molécula es decir, llevar a su estado zwitterion y alcanzar su punto isoeléctrico se debe protonar por medio de la adición de un ácido. En consecuencia su punto isoeléctrico está ligeramente debajo de la neutralidad (pH 7). Para la glicina, el punto isoeléctrico corresponde a un pH de 6.1. [2]

O

O

O

OH

-

+

NH3

NH2

Zwitterion O

O

O O

-

H

+

HO

NH2

O

-

H

-

+

HO

+

NH3

-

OH + NH3

Esquema 1. Formas ionicas de un aminoácido. [Fuente: Los autores] Formación de una sal compleja de ácido aminoacético Cuando la glicina (ácido aminoacético) se encuentra en solución acuosa, debido a que es un aminoácido neutro, está bajo la forma zwitterion.

O

H2N

H 2O

O

+

H3N

O

OH

-

Zwitterion

Esquema 2. Forma zwitterion de un aminoacido en solución acuosa. [Fuente: Los autores] De esta manera, la glicina forma un complejo neutro con el ion metálico cobre (Cu 2+) con número de coordinación 4 al reaccionar con el óxido de cobre (II). Luego, el agente quelante o quelato es la glicina. Cabe recordar, que un quelato es aquél compuesto que posee dos o más grupos dadores de un mismo ligando capaces de coordinarse con un ion metálico para formar un anillo heterocíclico. El cobre se coordina con el oxígeno del grupo carboxilo y con el nitrógeno del grupo amino de la glicina. Lo anterior indica que la glicina es un ligando bidentado, es decir posee dos grupos dadores. El complejo formado es el glicinato de cobre una vez se sometió a calor. Este complejo presenta isomería geométrica cis-tran que refiere a la posición de los grupos dadores que guarda el ligante en la esfera de coordinación del átomo central y que es posible debido a que el ion metálico está enlazado a un ligante bidentado asimétrico y presenta una configuración geométrica cuadrada y tetraédrica distorsionada debido al número de coordinación. O O O O + 2+ Cu 2 H3N CuO N N O O H H Esquema 3. Formación de glicinato de cobre. [Fuente: Los autores]

+

Cuando se produce esta sal compleja se establece un equilibrio entre ambos isómeros, pero ambos presentan diferente estabilidad, debido a que el isómero trans pierde la capacidad de cristalizarse entre los 100 y 127°C, mientras que el isómero pierde esta

capacidad entre 145°C y 181°C, por tanto, este último se ve favorecido por la cinética, causante de que sólo este (isómero cis) se precipite en la solución tomando un color azul claro característica del complejo. O

O

HN

-

O

O

-

2+

-

2+

-

-

O

-

Cu

Cu N H

O

-

N H

O

N H

O

Cis-[Cu(gly)2]

Trans-[Cu(gly)2]

Esquema 4. Isomero cis y trans del glicinato de cobre. [Fuente: Los autores] Reacción Xantoproteica La reacción Xantoproteica es una prueba cualitativa que se realiza para identificar grupos laterales R en los aminoácidos de las proteínas en una solución. La reacción ocurre una vez se nitra el anillo aromático con ácido nítrico concentrado para generar un precipitado blanco, que luego, al calentar forma una coloración amarilla, que posteriormente se alcaliniza, para esta reacción se usó hidróxido de sodio y presenta una coloración naranja gracias a la formación de sales. Esta prueba da positivo para la tirosina, fenilalanina, triptófano, albúmina, entre otros. OH

O

NH2 O

+

-

OH

NH2

+

HNO 3

O

N

O OH

OH

Compuesto amarillo

+

H2O

Na

O

OH

-

OH

NH2

+

O

N

O -

+

H2O

+

O Na

Compuesto naranja

Esquema 5. Formación de compuesto naranja por reacción xantoproteica. [Fuente: Los autores] Precipitación con metales pesados En general las proteínas globulares son solubles en agua y las proteínas fibrosas todo lo contrario en su estado nativo, pero este comportamiento puede ser variable dependiendo de los factores en que estas se encuentren. Cuando una proteína se desnaturaliza, pierden propiedades de su solubilidad, lo que provoca su precipitación. Una proteína desnaturalizada, es aquella proteína que pierde su estructura tridimensional, llegando a su estructura primaria, es decir, los enlaces entre ellas se rompen debido a factores, como calor, cambios pH, ácidos, álcalis, metales pesados, entre otros; una proteína, como ya se mencionó posee cargas positivas por parte del grupo amino y negativas por el grupo carboxilo en una misma molécula, lo que permite reaccionar fácilmente entre sí, con el agua y con iones pequeños. Entonces, pueden ocurrir tres tipos de interacciones proteína-proteína, proteína-agua y proteína-iones pequeñas. En tanto aumente la interacción proteína-proteína y disminuya la interacción proteína-agua, la solubilidad disminuye y genera precipitación de las proteínas. Una manera de que esto última ocurre, como ya se mencionó es la reacción con metales pesados; el ion metálico o catión se enlaza a la parte aniónica de la molécula proteica de su punto isoeléctrico o con pH superiores al punto isoeléctrico (pues, en esta forma la molécula se comporta como anión), es decir al grupo carboxilo para formar proteinatos. Para está reacción se utilizó sulfato de cobre, donde el metal

pesado se enlazó al grupo COO- y formó lo que se conoce como proteinato de cobre, un precipitado insoluble. NH

NH

O

-

2

O

O

O HN

+

R O

O

O

-

HN

CuSO 4

Cu

R O

-

NH -

NH

2+

R

-

O

-

O

O

O

Esquema 6. Formación de proteinato de cobre. [Fuente: Los autores] Reacción de Biuret La solución de albumina en presencia de sulfato cúprico e hidróxido de sodio permite verificar la presencia de enlaces peptídicos, dando a lugar a la reacción de Biuret que debe su nombre el compuesto conocido como biuret, la reacción forma enlaces coordinados entre los iones Cu+2 y los pares de electrones no compartidos del nitrógeno. Esta reacción la producen los péptidos y las proteínas, pero no los aminoácidos ya que se debe a la presencia del enlace peptídico CO-NH que se destruye al liberarse los aminoácidos Los enlaces peptídicos de las proteínas son estructuralmente similares a los del biuret y reaccionan de la misma manera. La reacción del biuret es una reacción general que se produce con las proteínas que presentan al menos dos enlaces peptídicos o dos grupos amida consecutivos como es el caso de la albumina. Estos grupos son capaces de reducir el Cu2+ a Cu+, igual que hacen las moléculas del biuret formando Cu+ un complejo con las proteínas en medio alcalino, que produce una coloración azul con máximo de absorción de radiación electromagnética de 330nm y a 345nm. Aunque en este método las medidas de absorción de luz a la menor longitud de onda de absorción (330nm) proporcionan mayor sensibilidad (ya que el coeficiente de extinción molar es mayor), a dicha longitud de onda es también más fácil que se presenten interferencias debidas a la presencia de otros compuestos. La cantidad de luz absorbida por el complejo es directamente proporcional al color del producto, el cual, a las vez, es proporcional al número de enlaces peptídicos. El contenido total de proteína es proporcional al número la determinación cuantitativa de proteína total por espectrofotometría. Debido a que al menos se requieren dos enlaces peptídicos no reaccionan de esta manera. El color alcanza su intensidad máxima a los 10 minutos de la reacción y estable durante al menos varias horas.

O

C

C NH

O

O

HN

C O

O

C

HN

NH R

R

C NH

CH R

R HC

CH

C

HC

2 cadenas de proteína

R HC

+

CuSO 4

NaOH

C O

O

HN CH

+

Cu

O C

HN

NH CH R

R

HC

R

Esquema 7. Formación de compuesto de biuret. [Fuente: Los autores] Reacción coloreada de formaldehído para proteínas. Esta reacción es específica para el aminoácido triptófano o proteínas con triptófano, debido a que este aminoácido posee derivados del indol que al tratar con un aldehído en presencia de ácido sulfúrico concentrado forma un anillo color violeta en la interfase de los líquidos. No se tiene pleno conocimiento de qué ocurre en la reacción pero se cree que el grupo los nitrógenos del grupo indol reaccionan con el grupo aldehído del formaldehído formando un producto de condensación. Sin embargo, este cambio en la coloración no se logró observar debido a la rapidez de la reacción.

NH

+

2 H2N

O H

H 2 SO 4

H

OH

HO

+

NH2

O

O

Triptófano

N

N

H2N

O HO

Formaldehído

Esquema 8. Formación de producto de condensación del triptofano. [Fuente: Los autores] Reacciones de coagulación de albumina Para los ensayos de coagulación se realizaron cinco experimentos de desnaturalización de la albúmina. En el primero, se puso a calentar la albúmina por unos minutos formando un precipitado, que se formó debido a las bajas estabilidades de conformación de las proteínas nativas, que las vuelve susceptibles a la desnaturalización por la alteración del equilibrio de las fuerzas débiles que no forman enlaces y mantienen la conformación nativa. Cuando se calienta una proteína en solución, sus propiedades sensibles de conformación, como la rotación óptica, la viscosidad y la absorción de UV, cambian de forma abrupta en su espectro de temperaturas estrecho. Esta alteración discontinua indica que la proteína nativa se despliega en una forma cooperativa: cualquier desplegamiento parcial de la estructura desestabiliza el remanente, que debe colapsar en forma simultánea para enrollarse al azar. La temperatura en ese punto medio de este proceso se conoce como temperatura de fusión de una proteína la cual esa análoga a la temperatura de fusión de un sólido [3]. En el segundo ensayo se añadió etanol, disolvente orgánico, a la solución de la albúmina, molécula polar, y se observó inmediatamente la formación de dos fases, evidencia de la coagulación.

Lo que se debe a la solubilidad del disolvente que disminuye cuando se le añaden sustancias menos polares que el agua como el etanol, con ello disminuye el grado de hidratación de los grupos iónicos superficiales de la molécula proteica, provocando la agregación y precipitación. El etanol reacciona con el interior hidrófobo de las proteínas y desorganizan la estructu

ra terciaria, provocando su desnaturalización y precipitación [4]. Es decir Interfieren con las fuerzas hifrofobas que estabilizan las estructuras proteicas por medio de sus propias interacciones hidrofo bicas con el agua. Pues Los solventes orgánicos rompen las uniones relativamente débiles como las fuerzas de Vander Waals y las interacciones hidrofobias (causando la desnaturalización), pero no son capaces de destruir los enlaces covalentes en las cadenas polipeptídicas, por lo que se mantiene la estructura primaria de la proteína [5]. Posteriormente se añadió ácido clorhídrico, a la albúmina, que incrementa la concentración de protones del medio y disminuye significativamente el pH, este exceso de protones cambia las interacciones electrostáticas entre las moléculas y se da un cambio en la estructura de la proteína (desnaturalización) evidenciándose la agregación y precipitación. Debido a que aumenta la concentración de protones, disminuyendo así su Ph [6]. Los H+ son los que intervienen en la reacción, uniéndose a los iones libres del nitrógeno en donde se encuentra en los enlaces peptídicos de las proteínas, haciendo que el nitrógeno exceda su valencia, rompiéndose entonces el enlace peptídico para estabilizar la carga el nitrógeno. Dicha proceso lleva a la proteína a desestabilizar su estructura terciaria [7]. Así mismo sucede con el NaoH solo que en este mecanismo de reacción sucede más lento y debido a que en el experimento se esperó lo suficiente no aprecio algún cambio. Cuando las proteínas se tratan con ácidos nítrico concentrado dan una coloración amarilla Se debe a los núcleos aromáticos que se nitran formando ácidos pícrico. Se puede considerar como una sustitución electrófila aromática de los residuos de tirosina de las proteínas por el ácido nítrico dando un compuesto coloreado amarillo a pH ácido. PREGUNTAS 1. ¿Qué es una proteína globular? Las proteínas globulares son proteínas esféricas que forman una estructura compleja, propiedad que las hace solubles en agua a diferencia de las proteínas fibrosas o de las membranas. La estructura esférica de estas proteínas es inducida por la estructura terciaria; los aminoácidos apolares están delimitados al interior de la molécula y los aminoácidos polares están delimitados al exterior, permitiendo las interacciones dipolodipolo con el disolvente. Desarrollan distintos papeles en el organismo. Actúan como enzimas, catalizando reacciones orgánicas, transmiten mensajes para regular los procesos biológicos, transportan moléculas a través de la membrana celular y almacenan aminoácidos. 2. ¿Qué es el punto isoeléctrico de una proteína?

R

O NH2 1

O

O

O -

H

+

HO

-

R

O +

NH3

2

-

H

+

HO

-

R

OH + NH3

3

Esquema 9. Formas iónicas de un aminoácido. [Fuente: Los autores]

Lo que sucede con la solución de un aminoácido cuando se la coloca en campo eléctrico, dependerá de su acidez o alcalinidad. En solución muy alcalina, hay más aniones en II que cationes en III, por lo que hay una migración neta del aminoácido hacia el ánodo. Sí II y III en exceso, por lo que hay migración: en estas condiciones existe cualquiera de las moléculas como ion positivo y negativo durante el mismo lapso, de modo que cualquier movimiento pequeño en cualquier dirección de uno de los electrodos es anulados por uno igual y contrario hacia el otro electrodo. La concentración de ion hidrógeno de la solución para la cual el aminoácido ni migra en un campo eléctrico se denomina punto isoeléctrico de dicho aminoácido. Aunque la mayoría de los grupos carboxilo y grupos amínicos de los aminoácidos se bloquean cuando estos se unen para formar la uniones peptídicas, siempre quedan libres algunos de estos grupos, ya sea en los extremos de la cadenas poli peptídicas, o en las cadenas laterales de kis aminoácidos acidìcos y básicos. La disociación de los grupos ionizables que están presentes en las proteínas, ocurre como en el caso de los grupos ionizables de los aminoácidos individuales, y es gobernada por un pH del medio en el que se encuentra la proteína. A pH 7,0 o en valores cercanos a esta condición, que son los habituales en la mayoría de las células, los grupos carboxilo de los ácidos aspártico y glutámico se encuentran es sus formas básicamente cargadas negativamente, mientras que los aminoácidos lisina y arginina están presentes en sus formas acidias, cargadas positivamente. El aminoácido histidina aparece en su mayor parte dan carga solo cerca de un 10% del total de este aminoácido se encuentra protonado con carga positiva. La contribución de los grupos sulfhídrico de la cisteína, y fenólico de la tirosina, es mínima; por ejemplo, el grupo fenólico de tirosina se encuentra ionizado en 0,1%. La carga total de la molécula proteica depende pues, del pH de la solución del número relativo de cada aminoácido en la molécula. Así, cuando el pH de la solución es tal que la carga neta de la molécula proteica es cero, es decir, cuando el número total de cargas negativas iguala al número total de cargas positivas presentes en la molécula, cargadas positivas presentes en la molécula, se llama a este valor pH, punto isoeléctrico o pH isoeléctrico de la proteína. El tamaño de las cadenas poli peptídicas, de manera que una cadena poli peptídica constituida principalmente por isoleucina, que es un aminoácido con cadena voluminosa, no forma hélice estable en solución. 3. ¿Qué propiedades presentan las albúminas? ¿Qué función tiene la albúmina de suero sanguíneo? La albúmina es la proteína más importante de la sangre. Se encuentre en mayor proporción en el plasma sanguíneo. Está constituido por una larga cadena de 585 aminoácidos que forman una estructura compleja tridimensional que le da sus características químicas. Posee 17 puentes disulfuro entrecruzados en sus moléculas y presenta un peso molecular de 67.000 daltons. La proteína tiene un pKa de 8.5 y un pH de 8. La albúmina tiene carga eléctrica negativa. Esta proteína es sintetizada por el hígado, por lo general, produce de 12 a 15 gramos por día. La albúmina de suero sanguíneo, también llamada "seroalbúmina" estabiliza el volumen sanguíneo y desarrolla un papel de agente transportador y de almacenamiento de distintos componentes y sustancias de bajo peso molecular de la sangre, tales como la biliburrina, cortisol, hormonas, enzimas, ácidos grasos libres, fármacos y drogas, permitiendo que estas sustancias lleguen desde la circulación sanguínea hasta los órganos como el riñón, el hígado, el cerebro, etc. Su principal función es regular la presión coloidosmótica. 4. Identificación de aminoácidos con azufre Para identificar aminoácidos azufrados, es decir, la cisterna o proteínas que la

contengan, se coloca la solución en un medio alcalino, puede ser hidróxido de sodio y a continuación se desprende el mecarcapto (HS-) de la cisterna y se forma ácido sulfhídrico y el azufre saliente se reemplaza por un oxígeno formando el grupo hidróxido (-OH). Para detectar la formación de ácido sulfhídrico se reacciona con sales de plomo y debe formarse un precipitado negro de sulfuro de plomo. Por otra parte, el ácido sulfhídrico también es fácilmente detectable por su olor desagradable característico. +

NH3

O HS

O + NH3

-

+

NaOH

H 2S

+ HO

O O

-

2 CH 3COOH + PbS + H2S Esquema 10. Identificación de aminoácidos azufrados. [Fuente: Los autores] (CH 3COO) 2Pb

CONCLUSIONES Los aminoácidos poseen la característica principal de contener un grupo amino y un grupo carboxilo enlazado al mismo carbono, denominado carbono α. Los aminoácidos tienden a presentarse en su estado zwitterion, que es el estado de equilibrio de la molécula. Esto ocurre cuando el carboxilo se desprotona y el grupo amino se protona, llamado punto isoeléctrico. A pesar de esto, los aminoácidos pueden ser ligeramente acidos o ligeramente básicos, dependiendo de la dirección a la que esté dirigida la molécula (puede ser hacia la forma aniónica o hacia la forma catiónica), como es el caso de la glicina, que presenta un pH ligeramente ácido. Por otra parte, los aminoácidos son capaces de formar complejos con metales pesados, pues actúan como ligandos bidentados, uniéndose al nitrógeno del grupo amino y al oxígeno del grupo carboxilo, estos complejos forman un precipitado y cambios en la coloración dependiendo del metal con que reaccionen, esta reacción disminuye la solubilidad de la proteína logrando precipitar el isómero cis, debido a que se cristaliza a menor temperatura que el isómero trans. Las reacciones de coloración sirven para identificar el grupo R de los aminoácidos y proteínas. Dependiendo del tipo de reactivo a usar, del mismo grupo R y el número de enlaces peptídicos, la proteína forma una precipitación y toma una coloración determinada, como es el caso de la reacción xantoproteica, que toma una coloración amarilla cuando el grupo R contiene un grupo aromático y posteriormente se basifica tomando una coloración naranja; Así mismo, cuando el grupo R contiene un indol, al reaccionar con un aldehído, este forma un producto de condensación y una coloración violeta. Por último, en las reacciones de coloración de aminoacidos, se analizó la reacción de biuret, que se da cuando en la estructura proteica hay dos o más enlaces peptídicos, que reaccionan con sulfato de cobre en medio básico, formando un complejo y un cambio en la coloración (violeta). En las reacciones de coagulación, la proteína se desnaturalizó debido a diferentes factores como la temperatura, la cual aumenta la energía cinética, lo que produce rompimiento en los enlaces alterando la estructura terciaria; con los solventes polares ocurre algo similar, estos desorganizan la capa acuosa de las proteínas destruyendo las interacciones débiles, de forma que el interior hidrófobo interacciona con el medio acuoso y se produce la agregación y precipitación de la proteína desnaturalizada; con los ácidos y bases ocurre un cambio en el pH y punto isoeléctrico alterando la

estructura proteica; La única diferencia entre la xantoproteica y la coagulación del ácido nítrico, es que esta esta última no se basifica. BIBLIOGRAFIA 1. McMURRY, J.: Química Orgánica (6ª Ed). Ed. Thomson Paraninfo, 2005. p. 10171025 2. MORRISON, T. Robert Quimica organica 5ed. Estados Unidos: Editorial Iberoamericana S.A, p. 1329-1330 3. LINSTRONBERG WALTER, Curso breve de química orgánica, editorial reverté s.a., Barcelona, España 1979, Cap 10, pp 416. 4. TEIJON RIVERA JOSE MARIA, Bioquimica estructural conceptos y test, editoral Tébar, Barcelona, España 1984 Tema 2 pp 53 5. Autor anónimo, revisado 27 de Nov 3014 enlace: http://www.ehu.es/biomoleculas/proteinas/desnaturalizacion.htm 6. GUERRIDO, RIVERA , Fundamentos de Bioquímica estructural, editoral Tébar, Madrid España 2006, pp 167 7. FIESER LOUIS S., Química Orgánica fundamental, editorial reverté s.a, Barcelona, España 1985, Capitulo 18 pp 304.