Procedimientos Operativos Estndar Para Los Laboratorios Clnicos Del Primer Nivel de Atencin

PROCEDIMIENTOS OPERATIVOS ESTÁNDAR PARA LOS LABORATORIOS CLÍNICOS DEL PRIMER NIVEL DE ATENCIÓN

MINISTERIO DE SALUD

INSTITUTO NACIONAL DE SALUD RED NACIONAL DE LABORATORIOS CLÍNICOS

PROCEDIMIENTOS OPERATIVOS ESTÁNDAR PARA LOS LABORATORIOS CLÍNICOS DEL PRIMER NIVEL DE ATENCIÓN

CONTENIDO: • POE TOMA DE MUESTRAS DE SANGRE VENOSA. • POE PREPARACIÓN DE FROTIS SANGUÍNEO Y FÓRMULA DIFERENCIAL. • POE FROTIS DE SANGRE PERIFÉRICA. • POE EXAMEN GENERAL DE HECES. • POE EXAMEN GENERAL DE ORINA.

EL SALVADOR, C.A. PRIMERA EDICIÓN, 2013 Red Nacional de Laboratorios Clínicos “Corriendo por un diagnóstico oportuno”

AUTORIDADES DEL MINISTERIO DE SALUD DRA. MARÍA ISABEL RODRÍGUEZ MINISTRA DE SALUD DR. EDUARDO ANTONIO ESPINOZA FIALLOS VICEMINISTRO DE SALUD DRA. ELVIA VIOLETA MENJÍVAR VICEMINISTRA DE SERVICIOS DE SALUD DR. JULIO ROBLES TICAS DIRECTOR NACIONAL DE HOSPITALES DRA. ARGELIA DUBÓN DIRECTORA DEL PRIMER NIVEL DE ATENCIÓN DRA. ELIETTE VALLADARES SUBDIRECTORA DEL INSTITUTO NACIONAL DE SALUD

INTRODUCCIÓN Los Laboratorios Clínicos representan un apoyo de diagnóstico para el área médica, de manera que a través de los análisis realizados se puede establecer un diagnóstico, pronóstico y valorar eficacia del tratamiento que se le administra al paciente. Conscientes de la gran importancia y con la finalidad

de alcanzar un trabajo de calidad, es indispensable la estandarización de los procedimientos a través de Procedimientos Operativos Estándar (POE). Los POE son instrucciones escritas que describen en forma detallada la serie de procedimientos y actividades que se deben realizar en un lugar determinado. Esto ayuda a que cada persona dentro del laboratorio Clínico pueda saber con exactitud qué le corresponderá hacer cuando se efectúe la aplicación del contenido del POE. Los POE garantizan la realización de las tareas respetando un mismo procedimiento, además sirven para evaluar al personal y conocer su desempeño. Al ser de revisión periódica, sirven para verificar su actualidad.

El propósito de un POE es suministrar un registro que demuestre el control del proceso, minimizar o eliminar desviaciones o errores y riesgos, y asegurar que la tarea sea realizada en forma segura. Los Procedimientos Operativos Estándar contenidos en este documento se han desarrollado con la finalidad de contar con un instrumento que contenga

la secuencia de los pasos necesarios, que aseguren la correcta ejecución de todos los procedimientos técnicos de cada uno de los Laboratorios, y de esta manera contribuir al ordenamiento y estandarización de los mismos. Los contenidos de esta publicación deben incorporarse en las actividades diarias de los Laboratorios Clínicos de los establecimientos del Primer Nivel de Atención, a fin de garantizar la emisión de resultados confiables, comparables

y oportunos, que colaboren a mejorar la condición de salud de la población. Es importante señalar, que este documento está sujeto a actualización en la medida que se presenten variaciones en la ejecución de los procedimientos, en la normatividad establecida, o en algún otro aspecto que influya en la operatividad del mismo, con el fin de cuidar su vigencia operativa.

OBJETIVOS OBJETIVO GENERAL: Proporcionar a la Red de Laboratorios Clínicos del Ministerio de Salud, un instrumento que facilite el desarrollo adecuado, sistematizado y estandarizado de los procedimientos técnicos que se realizan en los Laboratorios del Primer Nivel de Atención.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS: -

Brindar una herramienta que permita la ejecución de los procedimientos técnicos de laboratorio uniformemente, de manera que se eviten desviaciones en su desarrollo.

-

Contribuir a la aplicación de medidas de bioseguridad y control de calidad que deben cumplirse cuando se desarrolle un procedimiento técnico.

-

Contar con un instrumento que sirva de guía para la evaluación y monitoreo de actividades de laboratorio.

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TOMA DE MUESTRA DE SANGRE VENOSA

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1. OBJETIVO Obtener una muestra de sangre venosa adecuada para los análisis que se requiera.

2. CAMPO DE APLICACIÓN Establecimientos de salud del Ministerio de Salud que colecten muestras para exámenes de Laboratorio Clínico.

3. RESPONSABLES Profesional en Laboratorio Clínico, Técnicos en Laboratorio Clínico y otro personal capacitado en flebotomía.

4. DEFINICIONES Y SIGLAS Definiciones:

-

Anticoagulantes: Son sustancias que mantienen la sangre en estado líquido y generalmente ejercen su acción anticoagulante, evitando la acción del calcio, ion fundamental para la coagulación de la sangre.

-

Ayuno: Es aquel acto de abstención voluntaria de ingerir toda o algún tipo específico de comida durante un período de tiempo determinado.

-

Bioseguridad: Norma de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo de los trabajadores de la salud en el medio laboral.

-

Citrato de sodio:   Anticoagulante que se utiliza generalmente en concentraciones al 3.8% en estudios de coagulación. Funciona evitando la ionización del calcio.

-

EDTA: El anticoagulante el EDTA (ácido etilén-diamino tetraacético) cuyo mecanismo de acción es eliminar completamente el calcio de la muestra, es utilizado para la biometría hemática, pruebas de banco de sangre y otras pruebas.

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Toma de Muestras de Sangre Venosa

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-

Flebotomía: Describe una incisión practicada en la vena por motivos diversos, en laboratorio clínico se realiza con el objetivo de obtener una muestra de sangre para la realización de análisis clínicos.

-

Hemólisis: Salida de hemoglobina y otras proteínas del interior de los hematíes por rotura de los mismos causada por algún efecto mecánico o fisicoquímico.

-

Heparina: Se utiliza tanto en algunos estudios de rutina como especializados. Su presentación puede incluir heparina con concentraciones de sodio o litio. En general, la heparina con litio es utilizada para estudios de química y la heparina sódica se utiliza para estudios de linfocitos. Actúa acelerando la inhibición del factor Xa por la antitrombina.

-

Muestra: Parte de un espécimen que utilizamos para realizar pruebas de laboratorio clínico con la finalidad de obtener información del estado de salud del paciente.

-

Plasma: Es la porción acuosa de la sangre que se obtiene tras centrifugar la muestra mezclada con anticoagulante (EDTA, citrato, heparina). Al impedir la coagulación de la sangre, el fibrinógeno, tras la centrifugación

queda en la fracción acuosa.

-

Sangre completa: La sangre obtenida mediante punción contiene células, plasma, proteínas, sustratos, electrolitos, etc. Mezclada con el anticoagulante constituye la muestra de sangre completa.

-

Suero: Es el componente de la sangre resultante tras dejar reposar la sangre el tiempo suficiente para formar el coágulo (aproximadamente 10 minutos)

y centrifugar el tubo a continuación.

-

Tubo sin aditivos (sin anticoagulante): Utilizados para la obtención de suero (pruebas de química clínica, inmunológicas y otras); no llevan anticoagulante aunque pueden contener activadores, que facilitan la retracción del coágulo; y gel separador, que facilita la separación de suero y coágulo tras la centrifugación.

Siglas: -

INS: Instituto Nacional de Salud.

-

POE: Procedimiento operativo estándar. 2

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5. DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO Fundamento: La sangre es el espécimen más usado habitualmente para los estudios analíticos por la riqueza de datos que puede aportar, por su funcionalidad y por ser relativamente fácil su obtención. Dependiendo del tipo de estudio que se vaya a realizar, el tipo de muestra puede coincidir con el espécimen (sangre total) o ser una parte del mismo (plasma, suero). Los especímenes de sangre se obtienen para realizar en ellos una gran variedad de pruebas, entre las que están los cultivos microbiológicos (hemocultivos), los recuentos celulares, las determinaciones de sustancias químicas (sustratos, enzimas, hormonas y proteínas), la caracterización de subpoblaciones celulares, los estudios de coagulación y las pruebas inmunológicas.

Muestra requerida: Sangre completa obtenida de manera adecuada y acorde a las pruebas que se van a realizar.

Materiales: - Jeringa estéril con aguja de calibre adecuado (las más utilizadas son las de calibre 21G). - Si se utiliza sistema de extracción de sangre al vacío: dispositivo para aguja (holder), aguja de calibre adecuado. - Torundas de algodón. - Plumón marcador permanente para rotular tubos. - Lapicero. - Torniquete. - Tubos con o sin anticoagulante. - Gradilla para tubos. - Sillas para toma de muestras. - Mesa para ubicar materiales necesarios para realizar la extracción. - Descarte para material cortopunzante (recipiente con paredes rígidas). - Descarte para material bioinfeccioso (bolsa roja). - Descarte para desechos comunes (bolsa negra). - Equipo de protección personal como: guantes, gabacha, gafas, zapato cerrado. 3

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Reactivos -

Alcohol etílico (70%).

Procedimiento: 1. Lavar y secar las manos. 2. Colocarse el equipo de protección personal adecuadamente. 3. Preparar el material necesario para la extracción. 4. Sentar cómodamente al paciente. 5. Leer atentamente la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. (Anexo 1) 6. Antes de iniciar la extracción preguntar al paciente su nombre y apellidos, comprobando que coinciden con los indicados en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. 7. Verificar la preparación previa del paciente de la prueba a realizar. (Ver apartado de cuidados específicos para cada área)

8. Identificar el tubo de acuerdo a la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. 9. Explicar al paciente sobre el procedimiento que se le va a realizar. 10. Seleccionar la vena apropiada para la punción (las principales son la cefálica, la mediana cubital y la basílica. La vena de elección es la mediana cubital por su grosor y superficialidad). (Anexo 2)

11. Seleccionar el calibre adecuado de aguja a utilizar, esto se hará en base al tipo de paciente a puncionar: - En pacientes con vena adecuada se puede utilizar aguja calibre 21G  x 1” o 22G x 1”. - En pacientes pediátricos o con venas difíciles se pueden utilizar agujas de menor calibre 23G x 1”. (Anexo 3) 4

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12. Realizar asepsia con torunda de algodón humedecida con alcohol etílico al 70% de adentro hacia fuera. (Anexo 4) 13. Colocar el torniquete firmemente alrededor del brazo a 8 o 10 cm del área de punción, y pedir al paciente que abra y cierre la mano varias veces para favorecer la dilatación de las venas. La aplicación del torniquete no debe durar más de dos minutos. 14. Colocar la aguja con el bisel hacia arriba sobre la vena a puncionar. (Anexo 5) 15. Proceder a puncionar la vena seleccionada. (La muestra no debe tomarse en venas con hematomas, fístulas o catéter) 16. Introducir la aguja en el centro de la vena y penetrar a lo largo de la vena de 1 a 1.5 cm. 17. Tirar hacia atrás el émbolo de la jeringa muy lentamente para que penetre la sangre en la jeringa hasta llenar con la cantidad de sangre necesaria. Si utiliza sistema de sangrado al vacío, introducir el tubo en el dispositivo (holder) de manera que al ejercer presión se atraviese el extremo inferior de la aguja, para que la sangre fluya hacia el tubo por efecto del vacío.

(ver orden de llenado de tubos colectores de muestras) 18. Retirar torniquete tirando del extremo doblado y colocar una torunda de algodón seca sobre la piel donde se encuentra oculta la punta de la aguja. 19. Extraer la aguja con un movimiento rápido por debajo de la pieza de algodón, pedir al paciente que presione firmemente la torunda durante 3

minutos con el brazo extendido para prevenir la formación de hematomas.

20. Separar la aguja de la jeringa cuidadosamente, llenar los tubos deslizando la sangre por las paredes del mismo. (ver orden de llenado de tubos colectores de muestras) 21. Llenar el tubo hasta la marca señalada por el fabricante.

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22. Mezclar los tubos recién extraídos varias veces por inversión para asegurar una perfecta mezcla de la sangre con el anticoagulante. 23. Distribuir las muestras con su respectiva boleta única en las diferentes áreas de laboratorio clínico si este fuera el caso. 24. Si la muestra extraída se enviara fuera de laboratorio deberá prepararse en triple embalaje de la siguiente manera: (Ver Anexo 8).

-

Recipiente primario: Es el tubo que contiene la muestra, éste debe envolverse en papel absorbente suficiente para absorber fluido en caso

de derrame.

-

Envase secundario: Debe ser impermeable y duradero que encierra y protege al recipiente primario, se pueden colocar varios recipientes primarios envueltos en un embalaje secundario, pero éste deberá usar suficiente material absorbente para absorber todo el fluido en caso de

rotura.

-

Envase exterior: Los embalajes secundarios se colocan en embalajes exteriores, con un material amortiguador adecuado, los embalajes exteriores protegen las muestras de daños físicos, mientras se encuentran en tránsito. Cada embalaje debe ir acompañado de las Boletas Únicas para Pruebas de Laboratorio Clínico correspondientes a las muestras transportadas.

Orden de llenado de tubos colectores de muestras Llenar los tubos en el orden siguiente para evitar la contaminación de las muestras por anticoagulantes no deseados. (Ver Anexo 6)

1º. Tubo para obtención de suero: sin anticoagulante (tubo tapón rojo). 2º. Tubo para pruebas de coagulación: anticoagulante citrato de sodio (tubo tapón celeste). 3º. Tubos restantes con anticoagulantes: EDTA, Heparina de litio, Oxalato de potasio u otros.

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Condiciones ambientales: El área de sangría debe contar una silla de toma de muestras con apoyo de brazos y una mesa para ubicar los materiales necesarios para la extracción. Debe ser un área limpia con buena iluminación (luz blanca). El área donde se realice el procedimiento debe estar organizada y tener espacio adecuado para asegurar el desarrollo de trabajo, reuniendo los requisitos de bioseguridad.

El Laboratorio debe hacer seguimiento, controlar y registrar las condiciones ambientales (temperatura, humedad) cuando se requiera en especificaciones pertinentes o cuando puedan influir en la calidad de los resultados.

Fuentes de error: -

Prolongada aplicación del torniquete.

-

Extracción violenta de la sangre, que puede provocar hemólisis.

-

Empleo de tubos mal lavados.

-

Depositar la sangre en el tubo en forma violenta.

-

Dejar los tubos con muestras destapados.

-

Que el paciente no cumpla con las indicaciones de acuerdo al análisis químico a realizar.

-

Mezcla inadecuada de la sangre.

-

Relación inadecuada de sangre y anticoagulante.

Precauciones de Bioseguridad -

Manipular todas las muestras clínicas como si fuera material potencialmente infeccioso.

-

Usar correctamente el equipo de protección personal: guantes, gabacha manga larga, gafas, zapato cerrado.

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POE-QY23/159/POE1/2013 Ed. N°1 Copia N° 300 Página 8 de 14

-

Todo objeto cortopunzante contaminado se debe colocar en un recipiente de paredes rígidas con tapadera y seguir el procedimiento normado para el descarte de éstos.

-

Todo material contaminado con sangre debe eliminarse en el descarte de desechos bioinfecciosos (bolsa roja).

-

Todo material que no esté contaminado con sangre se deposita en el recipiente de desechos comunes (bolsa negra). (Ver Anexo 7)

Cuidados específicos para cada área de laboratorio clínico

Química clínica -

La muestra utilizada para análisis de química clínica debe tomarse en tubos sin anticoagulante (tubo tapón rojo) para obtener suero o tubos con Heparina de Litio (tubo tapón verde) para obtener plasma.

-

El tamaño de los tubos a utilizar pueden ser de 12x75 y 13x75 mm con capacidad para 2, 3 y 5mL o de 16x100 mm que son para un volumen de 10mL.

-

Se debe verificar el ayuno previo de 8-12 horas para las pruebas de glucosa, colesterol y triglicéridos.

Serología -

La muestra para análisis serológicos debe tomarse en tubo sin anticoagulante (tubo tapón rojo) para obtener suero, se pueden utilizar de tamaño 12 o 13 x75 con capacidad para 2, 3 y 5 mL o los de 16x100 que son para un volumen de 10 mL.

-

Las pruebas serológicas no necesitan preparación previa del paciente.

Hematología -

La muestra para análisis de hematología debe tomarse en tubo con anticoagulante EDTA (tubo tapón morado) para obtener sangre completa. Éste tiene un tamaño de 13x75 mm y una capacidad para 2, 3, 4 y 5 mL.

-

Las pruebas de hematología no necesitan preparación previa del paciente. 8

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POE-QY23/159/POE1/2013 Ed. N°1 Copia N° 300 Página 9 de 14

-

Asegurarse llenar el tubo hasta la marca, para asegurar la relación anticoagulante/ muestra, si ésta no se guarda los resultados reportados no serían confiables, al agregar menos muestra de la indicada en la marca del tubo ésta se diluye y disminuye el valor del hematocrito y el recuento celular, si se agrega más sangre que la indicada se corre el riesgo de formar microcoágulos.

-

La muestra obtenida debe estar libre de coágulos para ello se recomienda una buena mezcla de la muestra con el anticoagulante y una adecuada proporción de los mismos.

Coagulación -

La muestra para pruebas de coagulación debe ser tomada en tubo con anticoagulante Citrato de sodio al 3.8% (tubo tapón celeste). El tamaño más utilizado es el de 13x75 mm, con un volumen aproximado de aspiración de 4.5 mL.

-

La muestra para pruebas de coagulación es el plasma con citrato de sodio al 3.8 %.

-

Asegurarse de haber llenado el tubo hasta la marca debido a que los estudios de coagulación son afectados por el llenado incorrecto del tubo. La relación sangre anticoagulante debe ser 1:10 (una parte de anticoagulante + nueve de sangre), está preparada para que el citrato impida la acción del calcio cuya función en la coagulación es ser mediador de la unión entre algunos factores de la coagulación y los fosfolípidos de la membrana.

-

Si el contenido de sangre es menor al indicado en la marca del tubo, el citrato sobrante impide la acción del calcio que se añade en las pruebas de coagulación alterando las pruebas Tiempo de protrombina (TP) y el Tiempo de tromboplastina parcial activada (TTPA).

-

El tubo de citrato, destinado a pruebas de coagulación, debe extraerse siempre antes que los que llevan otros anticoagulantes, de manera que no se contamine con EDTA o Heparina de Litio, lo cual puede interferir en el estudio de coagulación.

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6. FORMULARIOS Y REGISTROS Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

7. REFERENCIAS 1. EL SALVADOR, MINISTERIO DE SALUD. Manual de Procedimientos Técnicos de Laboratorio Clínico del Primer Nivel de Atención. El Salvador, C.A. 2007. Pág. 31-33. 2. EL SALVADOR, MINISTERIO DE SALUD. Manual de Procedimientos de Bioseguridad para los Laboratorios Clínicos. El Salvador, C.A. 2008. Pág.49. 3. AZNAR, JAVIER. NUÑEZ ROLDAN, ANTONIO. LEON JUSTEL, ANTONIO. Manual de Obtención y Manejo de muestras para el Laboratorio Clínico. Servicio Andaluz de Salud. Junta de Andalucía. España. 2009. Pág. 12-14. 4. RÍOS TAMAYO, RAFAEL. PÉREZ ZENNI, JAVIER Y COLABORADORES. Guía Laboratorio Servicio de Hematología y Hemoterapia. Servicio Andaluz de Salud. Junta de Andalucía. España. 2011. Pág. 8-11. 5. MANUAL DE PREANALÍTICA. E.P. Hospital de Poniente. Consejería de Salud. Junta de Andalucía. España. 2010. Pág. 23,24. 6. DEL SOL, MARIANO. LILLO, EUGENIO Estudio de las Venas de la Fosa Cubital a través de la Tomografía Computada Helicoidal y su Aplicación Clínica Facultad de Medicina, Universidad de La Frontera, Temuco, Chile, 2012.

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8. ANEXOS ANEXO 1

Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

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ANEXO 2

Venas para la toma de muestra.

ANEXO 3

Calibre de agujas utilizadas en Flebotomía.

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ANEXO 4

Movimiento indicado para realizar asepsia en venopunción.

ANEXO 5

Posición correcta de bisel de aguja para extracción sanguínea.

ANEXO 6

Tipos de tubos utilizados para la recolección de muestras de sangre.

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Tubo estéril sin anticoagulante.

Determinación de pruebas bioquímicas e inmunológicas Primeros en tomarse.

Tubo estéril con anticoagulante citrato de sodio.

Pruebas de coagulación. Segundos en tomarse.

Tubo estéril con anticoagulante EDTA.

Hemograma. Terceros en tomarse.

Tubo estéril con anticoagulante heparina sódica.

Determinación de amoniaco.

Toma de Muestras de Sangre Venosa

ANEXO 7

Descartes de desechos. Descarte para material cortopunzante (agujas, vidrio)

Descarte para desechos bioinfecciosos (material contaminado con sangre)

Descarte de desechos comunes

ANEXO 8

Triple embalaje. Muestra Recipiente primario a prueba de filtraciones y derrame

Material absorbente de amortiguación

Envase secundario a prueba de filtraciones y derrames (p. ej., bolsa de plastico sellada)

Embalaje exterior 

Flechas de orientación

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PREPARACIÓN DE FROTIS SANGUÍNEO Y FÓRMULA DIFERENCIAL

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1. OBJETIVO Establecer y evaluar las características morfológicas de cada tipo de células y la frecuencia de las diferentes líneas leucocitarias por medio de la fórmula diferencial.

2. CAMPO DE APLICACIÓN Laboratorios Clínicos del Ministerio de Salud.

3. RESPONSABLES Profesionales y Técnicos en Laboratorio Clínico capacitados para la realización de la prueba.

4. DEFINICIONES Y SIGLAS Definiciones:

-

Basófilo: Son glóbulos blancos de tipo granulocito. Miden de 10-14 μm y

representa del 0-1% del total de leucocitos en la sangre.

-

Bioseguridad: Norma de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo de los trabajadores de la salud en el medio laboral.

-

Coloración de Wright: Es la utilizada con mayor frecuencia para colorear frotis de sangre.

-

EDTA: El anticoagulante el EDTA (ácido etilén-diamino tetraacético) cuyo mecanismo de acción es eliminar completamente el calcio de la muestra, es utilizado para la biometría hemática, pruebas de banco de sangre y otras pruebas.

-

Eosinófilo: Son leucocitos de tipo granulocito, tiene una vida media en la circulación sanguínea de 3 a 4 días, mide de 12-17μm, representa del

0-5% del total de leucocitos.

-

1

Fórmula diferencial: Es el recuento y clasificación de 100 leucocitos consecutivos en un frotis de sangre coloreado con Wright, y el informe de los diferentes tipos de leucocitos observados en porcentajes.

Preparación de Frotis Sanguíneo y Fórmula Diferencial

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PREPARACIÓN DE FROTIS SANGUÍNEO Y FÓRMULA DIFERENCIAL

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-

Linfocito: Es un tipo de leucocito mononucleares con tamaño de 7-18 µm, representa el 20-40% del total de leucocitos en sangre.

-

Monocito: Son leucocitos mononucleares, con un tamaño de 12-20 µm, representa de 2-8% del total de leucocitos.

-

Neutrófilo: Son glóbulos blancos de tipo granulocito. Miden de 10-15 μm

y representa del 50-70% del total de leucocitos en la sangre.

-

RNA: Ácido ribonucleico.

Siglas -

INS: Instituto Nacional de Salud.

-

JVPLC: Junta de Vigilancia para la Profesión de Laboratorio Clínico.

-

POE: Procedimiento operativo estándar.

5. DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO Fundamento: Preparación de un frotis sanguíneo coloreado por la tinción de Wright, la cual está compuesta de eosina y azul de metileno por lo cual se le denomina tinción policrómica. Las reacciones de tinción dependen del pH, la tinción real de los componentes ocurre cuando se le agrega una solución buffer a la tinción.

El azul de metileno libre es básico y tiñe de azul los componentes celulares ácidos, por ejemplo el RNA. La eosina libre es ácida y tiñe de rojo los componentes básicos, como la hemoglobina o los gránulos de los eosinófilos. Los neutrófilos poseen gránulos citoplasmáticos que tienen pH neutro y admiten

algunas características de ambas tinciones.

Muestra requerida: Sangre capilar o venosa recién extraída sin anticoagulante o sangre con anticoagulante EDTA. 2

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PREPARACIÓN DE FROTIS SANGUÍNEO Y FÓRMULA DIFERENCIAL

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La muestra debe estar libre de micro coágulos, ya que al estar presentes, las células sanguíneas quedan atrapadas en el coágulo por consiguiente pueden reportarse falsos valores bajos en la fórmula diferencial.

Materiales: -

Portaobjeto de vidrio con extremo esmerilado de 3 “x 1“x 1 mm.

-

Torunda de algodón.

-

Lápiz graso.

-

Lapicero.

-

Bandeja o soporte para la coloración.

-

Perilla de hule.

-

Papel toalla.

-

Equipo de protección personal como: guantes, gabacha, gafas, zapato cerrado.

-

Rack para colocar tubos.

Reactivos: -

Alcohol etílico al 70%.

-

Metanol absoluto.

-

Colorante de Wright.

-

Fosfato de sodio monobásico.

-

Buffer pH 7.

-

Fosfato de potasio di hidrógeno.

-

Aceite de inmersión.

-

Agua destilada.

-

Hipoclorito de sodio al 0.5%.

-

NAOH 1N.

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Preparación de Frotis Sanguíneo y Fórmula Diferencial

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PREPARACIÓN DE FROTIS SANGUÍNEO Y FÓRMULA DIFERENCIAL

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Preaparación de reactivos Colorante de Wright (1 litro)

- Pesar 3 gr colorante de Wright. - Mezclar y disolver poco a poco con metanol absoluto. - Completar a 1 litro con el metanol. Guardar en garrafa color ámbar con nombre y fecha de preparación.

Buffer pH 7. Stock: Pesar  - 38 gr fosfato de sodio monobásico. - 30 gr fosfato de potasio de hidrógeno. - Mezclar y disolver poco a poco con agua destilada de infusor en Hot plate. - Completar a 1 litro con agua destilada de infusor. - Ajustar a pH 7 con NaOH 1N. Solución de trabajo: -

Medir 10 ml de solución Stock. Agregar 990 ml de agua destilada de infusor. Mezclar.

Equipo: -

Microscopio con objetivo 10x, 40x, 100x.

-

Contómetro diferencial.

-

Cronómetro.

Procedimiento: -

Colocarse el equipo de protección personal antes de manipular la muestra de sangre.

-

Al recibir la muestra en el laboratorio o en el área de Hematología, se debe verificar que los datos contenidos en la muestra sean los mismos que

contenga la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

-

Rotular tubo y boleta según número correlativo.

Para poder observar las células sanguíneas se debe realizar primero un frotis sanguíneo.

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PREPARACIÓN DE FROTIS SANGUÍNEO Y FÓRMULA DIFERENCIAL

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Preparación del frotis sanguíneo (Ver Anexo 3) 1. Antes de utilizar los portaobjetos de vidrio, limpiarlos con alcohol, aclarar con agua y dejar secar. 2. Identificar la lámina adecuadamente en el extremo del portaobjeto (parte esmerilada). 3. Colocar en el portaobjeto una pequeña gota de sangre de 2 mm de diámetro a una distancia de 2 a 3 mm del extremo del portaobjeto y hacer rápidamente el extendido. 4. Para evitar la coagulación, se puede utilizar sangre con EDTA (siempre conviene realizar cuando menos dos frotis), aunque la muestra ideal es sin anticoagulante. 5. Poner la lámina extensora de bordes redondeados a un ángulo de 45° del portaobjeto y moverla hacia atrás para que haga contacto con la gota, que debe extenderse rápidamente. 6. Distribuir a lo largo del portaobjeto. El extendido debe cubrir alrededor de dos tercios a tres cuartos de la lámina. 7. Dejar secar a temperatura ambiente. 8. Colocar la preparación de sangre, completamente seca, sobre un soporte para coloración. (No necesita fijación previa pues el metanol del Wright fija la preparación).Cubrir todo el frotis con colorante de Wright y dejarlo

en reposo 3 minutos (o el tiempo necesario según la maduración del colorante).

9. Agregar una cantidad igual de buffer (pH 7) evitando derramar el Wright, mezclar con una perilla de hule con suavidad para asegurar una mezcla uniforme, aparecerá una película verde metálico, dejarlo en reposo por 5 minutos o el tiempo necesario según la maduración del Wright. 10. Lavar la lámina con agua de chorro hasta quitar el exceso de la mezcla. 11. Limpiar la parte posterior del portaobjeto con una torunda de algodón impregnada con alcohol, para eliminar todos los restos de colorante. 5

Preparación de Frotis Sanguíneo y Fórmula Diferencial

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12. Dejar secar la preparación al aire colocando la lámina en posición vertical en una rejilla para portaobjeto. El frotis debe quedar liso, sin irregularidades, agujeros o rayas.

Examen microscópico del frotis sanguíneo para fórmula diferencial 1. La observación inicia con el objetivo 40x para obtener un cuadro general del número de células, la distribución de las mismas y la calidad de la tinción. 2. Seleccionar las áreas a observar con objetivo de inmersión 100x buscando una distribución homogénea de las células. 3. Realizar el recuento diferencial identificando los tipos y grado de desarrollo de las células blancas. (Anexo 4 y 5) 4. Observar y registrar cualquier anormalidad presente en el frotis (ver POE QY23/I59/POE3/2013 Frotis de Sangre Periférica) en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. (Anexo 1)

Condiciones ambientales El procedimiento se deberá realizar en las instalaciones del laboratorio clínico (sección de Hematología si se dispone) la cual debe contar con iluminación y ventilación adecuada. El área donde se realice el procedimiento debe estar organizada y tener espacio adecuado para asegurar el desarrollo de trabajo, reuniendo los requisitos de bioseguridad.

El Laboratorio debe hacer seguimiento, controlar y registrar las condiciones ambientales (temperatura, humedad) cuando se requiera en especificaciones pertinentes o cuando puedan influir en la calidad de los resultados.

Forma de reporte: El recuento diferencial de leucocitos se reporta en valores porcentuales según las diferentes líneas observadas, para lo cual tiene que contarse un mínimo de 100 leucocitos. 6

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Opcionalmente pueden convertirse en número de células por mm³ (número o valores absolutos).

Valores de referencia: Valores porcentuales Leucocitos

Neutrófilos segmentados Neutrófilos en banda Linfocitos Eosinófilos Basófilos Monocitos

Niños (1-8 años) (%) 20 - 45 0-4

40 - 60 1-5 0-1 2-8

Adultos (%) 50 - 70 0-5 20 - 40

0-5 0-1 2-8

Valores absolutos Leucocitos

Neutrófilos segmentados Neutrófilos en banda Linfocitos Eosinófilos Basófilos Monocitos

Niños (1-8 años) (mil x mm3) 0.8 - 4.6 0 - 0.4

2.1 - 8.0 0 - 0.4 0 - 0.1 0.5 - 1.3

Adultos (mil x mm3) 2.3 - 8.1 0 - 0.6 0.8 - 4.8 0 - 0.4 0 - 0.1 0.5 - 1.3

Cálculo de valores absolutos: Los valores absolutos de los leucocitos se pueden calcular aplicando la siguiente fórmula: Número absoluto de GB X cantidad de células de c/línea en la fórmula diferencial (N, L, B, M, E) 100

7

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GB: Glóbulos Blancos. N: Neutrófilos.

L: Linfocitos. B: Basófilos.

M: Monocitos. E: Eosinófilos.

Esto nos dará como resultado el valor absoluto de leucocitos por milímetro cúbico, donde la suma es igual al recuento del total de los leucocitos.

Validación de resultados: El profesional responsable del reporte debe realizar una revisión minuciosa del informe final. Deberá registrar además la firma, sello de la JVPLC, y el sello

del establecimiento, antes de entregar el reporte.

Archivo de resultados: Los resultados se registrarán en el Registro y Tabulador Diario de Actividades de Laboratorio (Anexo 2) en el que se deben completar los datos requeridos. Se conservarán dichos registros por un período de 5 años.

Fuentes de error: -

Falta de mezclado de la sangre previo a la elaboración del frotis.

-

Irregularidades en la superficie del frotis y espacios en blanco.

-

Que el frotis se extienda hasta el borde de la lámina.

-

Extendidos gruesos o muy delgados.

-

Tiempos de coloración inadecuados.

-

Mal lavado de la lámina.

-

Buffer con pH muy ácido o alcalino.

-

Falta de filtración del colorante del Wright.

-

Uso de portaobjetos con polvo, grasa o huellas dactilares. 8

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-

Observación de los leucocitos en los extremos de la lámina.

-

Realizar el recuento diferencial con un objetivo que no sea el de inmersión.

-

Hacer la fórmula diferencial en base a menos de 100 células blancas.

-

Utilizar microscopio en malas condiciones.

Precauciones de Bioseguridad -

Manipular todas las muestras clínicas como si fuera material potencialmente infeccioso.

-

Usar correctamente el equipo de protección personal: guantes, gabacha manga larga, gafas, zapato cerrado.

-

El descarte de los materiales reutilizables debe hacerse en un recipiente de descarte conteniendo hipoclorito de sodio al 0.5% (lejía al 5% diluida 1:10).

-

Todo objeto cortopunzante contaminado se debe colocar en un recipiente de paredes rígidas con tapadera y seguir el procedimiento normado para el descarte de éstos.

Control de calidad en la preparación y coloración del frotis: Realizar el extendido con sangre recientemente extraída 2-3 horas. El tamaño de la gota de sangre es importante ya que las gotas demasiado grandes forman extendidos muy largos o gruesos, mientras que las demasiado pequeñas forman extendidos muy cortos o delgados. Determinar los tiempos de coloración de los frotis con colorante Wright, siempre que se cambie el lote de colorante. Observar a la luz el portaobjetos coloreado, el borde en pluma del frotis debe tener una apariencia de “arco iris”, esto es indicativo de una buena coloración.

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6. FORMULARIOS Y REGISTROS Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. Registro diario de actividades de laboratorio. Tabulador diario de actividades de laboratorio.

7. REFERENCIAS 1. EL SALVADOR, MINISTERIO DE SALUD. Manual de Procedimientos Técnicos de Laboratorio Clínico del Primer Nivel de Atención. El Salvador, C.A. 2007. Pág.52-60. 2. EL SALVADOR, MINISTERIO DE SALUD. Manual de Procedimientos de Bioseguridad para los Laboratorios Clínicos. El Salvador, C.A. 2008. Pág.49. 3. CARR, JACQUELINE H. RODAK, BERNADETTE F. Atlas de Hematología Diagnóstica. 3ª Edición. Buenos Aires. Editorial Médica Panamericana. 2010. Pág. 2,31, 43-113.

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8. ANEXOS ANEXO 1 Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

11

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ANEXO 2 Tabulador diario de actividades de laboratorio.

12

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ANEXO 3 Forma correcta de elaborar el extendido sanguíneo.

A. Ángulo adecuado para sujetar la lámina extensora (30-45º).

B. Distribución a lo largo del portaobjeto.

C. Terminación del frotis en cuña.

13

30-45°

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ANEXO 4 Características morfológicas de las células sanguíneas contadas en una fórmula diferencial.

Tipos celulares  

Tamaño (µm)

Núcleo  

  Cromatina

10-15

2-5 lóbulos conectados por filamentos delgados sin cromatina visible.

10-15

Forma C o S; estrechado pero no en forma de filamento delgado; la cromatina debe ser visible en el filamento.

7-18

Redondo a oval; puede ser ligeramente dentado; en ocasiones se le observa nucleólo.

Monocitos

12-20

Variable, puede ser redondo, en herradura o en forma de riñón. A menudo tiene circonvuluciones similares a las del cerebro.

Similar a encaje.

Eosinófilos

12-17

2-3 lóbulos conectados con filamentos delgados sin cromatina visible.

Grumos gruesos.

10-14

En general, 2 lóbulos

Neutrófilos segmentados Neutrófilos en banda

Linfocitos

Basófilos

conectados por filamentos delgados sin cromatina visible.

Citoplasma

 

Gránulos

Grumos gruesos.

Azul pálido a rosa.

1ª- Inusuales. 2ª- Abundantes Color lila.

Grumos gruesos.

Azul pálido a rosa.

1ª- Escasos. 2ª-Abundantes. Color lila.

Condensada a intensamente condensada.

Escaso a moderado; celeste cielo; puede presentar vacuolas.

Grumos gruesos.

Escasos azurófilos.

Gris azulado; puede tener pseudópodos, las vacuolas pueden estar ausentes o ser numerosas.

Muchos gránulos finos, con frecuencia dan un aspecto de vidrio esmerilado.

Rosa; puede presentar bordes irregulares.

1ª- Inusuales. 2ª-Abundantes. Rojos anaranjados, redondos, grandes.

Color lavanda a incoloro.

1ª- Inusuales. 2ª-Variable en número con distribución irregular; puede ocultar el núcleo o desprenderse durante la tinción. Azul oscuro a negro.

14

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ANEXO 5 Morfología microscópica de las células sanguíneas contadas en una fórmula diferencial. Línea Blanca Neutrófilo

Eosinófilo

Basófilo

Linfocito

Monocito

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1. OBJETIVO Observar detalladamente las características morfológicas de todos los elementos de la sangre, así como presencia de parásitos intra o extracelulares, con el fin

de evaluar la condición hematológica del paciente.

2. CAMPO DE APLICACIÓN Laboratorios Clínicos del Ministerio de Salud.

3. RESPONSABLES Profesionales y Técnicos en Laboratorio Clínico capacitados para la realización de la prueba.

4. DEFINICIONES Y SIGLAS Definiciones:

-

Acantocito:  Eritrocito con espículas irregulares de ancho, longitud y cantidad variables; por lo general densas. Se asocian con enfermedad hepática, deficiencia de vitamina B12, deficiencia de folato, neonatos.

-

Anillo de cabot: Inclusión eritrocitaria en forma de ocho, bucle o anillo, de color azul oscuro a violeta, pueden haber de 1 a 2 por célula. Se cree que están compuestos por el huso mitótico; están asociados con síndrome mielo displásico y anemia megaloblástica.

-

Anisocitosis: Variación en el tamaño de los glóbulos rojos.

-

Bioseguridad: Norma de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo de los trabajadores de la salud en el medio laboral.

-

Células en Lágrima:   Eritrocito similar a una lágrima o pera, puede presentar una proyección roma. Está asociada con mielofibrosis con metaplasia mieloide, talasemias, anemias mieloptisicas, y otras causas de hematopoyesis extramedular.

-

Anomalía de Chediak Higashi:  Es un trastorno hereditario que se asocia a albinismo, trastornos neurológicos y mayor incidencia de infecciones 1

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piógenas. Los leucocitos contienen gránulos gigantes de color gris azulado posiblemente por fusión y son deficientes en sus actividades de

quimiotaxis y fagocitosis. Quienes la padecen presentan neutropenia. Los gránulos gigantes resultan de una fusión aberrante de los lisosomas, el trastorno afecta a los melanocitos ocasionando albinismo y a las neuronas originando trastornos nerviosos.

-

Cristales de hemoglobina C: Son formas hexagonales de glóbulos rojos, de color oscuro, compuestos por hemoglobina C. Se asocian a la enfermedad de hemoglobina C homocigota.

-

Cuerpos de Dohle: Son bandas rectangulares de retículo endoplasmatico rugoso que persisten en los granulocitos maduros y que se tiñen de color azul grisáceo, aparecen en el curso de infecciones o procesos inflamatorios

graves y leucemias.

-

Cuerpos de Howell-Jolly: Inclusiones eritrocitarias compuestas por DNA de forma redonda u ovalada y color azul oscuro a violeta de tamaño de 1µm, pueden ser únicos o pueden haber varios en una sola célula, generalmente se ubican en la periferia del eritrocito. Se asocian a esplenectomía, hipoesplenismo, anemia megaloblástica y anemia hemolítica.

-

Dianocito: Eritrocito con forma de tiro al blanco o diana; concentración de hemoglobina rodeada de un área incolora, con un anillo periférico de hemoglobina que se asemeja a un diana. Se asocia con hemoglobinopatías, talasemia, anemia por deficiencia de hierro, esplenectomía, enfermedad

hepática obstructiva.

-

Drepanocito: Célula alargada con una punta en cada extremo; puede ser curvada o con forma de S. Está compuesta por hemoglobina S y se asocia con enfermedad de la hemoglobina S homocigota.

-

Eliptocito:  Eritrocito en forma de cigarro. Asociado con eliptocitosis hereditaria, talasemia mayor, anemia por deficiencia de hierro, anemias

megaloblásticas, anemias mieloptísicas.

-

2

Equinocito:  Eritrocito con forma similar a un erizo, con proyecciones cortas espaciadas uniformemente. Asociado con uremia, deficiencia de piruvatocinasa, anemia hemolítica microangiopática, neonatos (especialmente prematuros), artefactos.

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-

Esferocito: Eritrocitos con forma redonda y sin zona de palidez central. Se asocia con esferocitosis hereditarias, ciertas anemias hemolíticas, células transfundidas, quemaduras graves.

-

Esquistocito: Son eritrocitos fragmentados, en un frotis presentan muchos tamaños y formas, con frecuencia presentan extremos puntiagudos. Están asociados con anemia hemolítica microangiopática, quemaduras graves, rechazo de trasplante renal.

-

Estomatocito: Eritrocito con un área central pálida similar a una hendidura (boca o estoma). Asociado con estomatocitosis hereditaria, alcoholismo, enfermedad hepática, artefacto.

-

Granulación tóxica: Es el hallazgo de un refuerzo de la granulación tóxica de los neutrófilos que se ha querido valorar como respuesta a un proceso

infeccioso.

-

Hipersegmentación Nuclear: Se define por un exceso de lobulación del núcleo, se puede encontrar en más de 5 segmentos es un fenómeno secundario a un trastorno del ADN que puede observarse en: deficiencia

de vitamina B12 o de folatos, quimioterapia, neoplasias enfermedad renal crónica, en anemia ferropénica.

-

Hipercromia: Glóbulo rojo que se tiñe más intensamente, ausencia de palidez central.

-

Hipocromia: Glóbulo rojo que se tiñe menos debido a la disminución de la cantidad de hemoglobina, aumento del halo claro central del eritrocito.

-

Macroplaquetas: Son células sanguíneas que tienen un tamaño mayor que el normal aproximadamente unas 6 micras.

-

Macrocitos: Glóbulo rojo con tamaño mayor de lo normal (15 a 22 micras).

-

Microcitos: Glóbulos rojos de tamaño menor de 7 micras.

-

Normocitos: Glóbulos rojos de tamaño normal (7-8 micras).

-

Pelger Huet: Es una anomalía congénita, en el que los núcleos de los granulocitos no segmentan normalmente, el núcleo puede ser redondo o puede ser bilobulado, la función de la célula es normal.

3

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-

Plaquetopenia:  Es un baja del número normal de plaquetas, debajo de 150.0000 por milímetro cúbico.

-

Plaquetosis:  Es una alza del numero normal de plaquetas, arriba de 450,000 por milímetro cubico.

-

Poiquilocitosis:  Variación en la forma de los glóbulos rojos.

-

Policromasia o glóbulos rojos policromáticos:  Son eritrocitos grandes de color grisáceo, debido a la variación en la afinidad eritrocítica hacia el

colorante, que indican la presencia de reticulocitos en circulación.

-

Punteado basófilo: Gránulos finos o gruesos en el interior de los eritrocitos,

están compuestos por RNA, son de color azul oscuro a violeta, son numerosos con distribución bastante uniforme. Se asocia a intoxicación con plomo, talasemia, síntesis anormal de hemo.

-

Roleaux: Es un término médico para una condición donde los glóbulos sanguíneos se agrupan juntos de manera que parecen una hilera de monedas. Esto representa un estado no saludable porque las células no están libres para absorber y transportar oxígeno.

-

Vacuolizaciones: Es frecuente observarla en los granulocitos maduros en enfermos con infecciones graves por lo general es debida a procesos de formación de fagosomas en los que se vuelca el contenido enzimático de los lisosomas.

Siglas -

INS: Instituto Nacional de Salud.

-

JVPLC: Junta de Vigilancia para la Profesión de Laboratorio Clínico.

-

POE: Procedimiento operativo estándar.

5. DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO Fundamento: Por medio de la observación microscópica de un frotis teñido con colorante Wright observar las características morfológicas de los elementos formes de la sangre. 4

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Muestra requerida: Frotis de sangre periférica coloreado con Wright, el frotis a observar debe haber quedado liso, sin irregularidades y libre de rayas, además es necesario contar con un extendido bien teñido para lograr una interpretación exacta de la morfología celular.

Materiales: -

Papel limpia lente.

-

Lapicero.

-

Equipo de protección personal como: guantes, gabacha, gafas, zapato cerrado.

Reactivos: -

Aceite de inmersión.

Equipo: -

Microscopio con objetivo 10x, 40x, 100x.

Procedimiento: 1. Colocarse el equipo de protección personal antes de manipular el frotis. 2. Se debe verificar que los datos contenidos en la identificación de la lámina sean los mismos que contenga la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. 3. Examinar el frotis con el objetivo 10x, lo que permite la rápida detección de grandes células anormales, como blastos, linfocitos reactivos y parásitos. 4. Luego se debe examinar con el objetivo 40x, con el propósito de buscar un área del frotis en la cual los eritrocitos se encuentren uniformemente distribuidos y en donde apenas se toquen unos con otros (dos o tres células pueden superponerse).

5

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5. Finalmente debe examinarse con el objetivo 100x o de inmersión, para realizar la evaluación morfológica de la línea roja, línea blanca y línea plaquetaria. Línea Roja: (Anexo 3) 6. En cuanto al tamaño de los eritrocitos podemos observar: microcitosis, macrocitosis y normocitos. El grado de variación en tamaño se reduce al término de anisocitosis. 7. En cuanto a la forma podemos observar: eritrocitos de morfología normal o anormal como: esferocitos, codocitos, eliptocitos, drepanocitos, acantocitos, equinocitos y otros. El grado de variación en forma se reduce al término de poiquilocitosis. 8. Con relación a la concentración de hemoglobina podemos observar: Grado importante de hipocromía, e hipercromía aparente, observar el aumento aparente o evidente de la proporción de glóbulos rojos policromáticos. 9. Otros hallazgos anormales como inclusiones intracitoplasmáticas: punteado basófilo, anillo de Cabot, cuerpos de Howell-Joly. La presencia de núcleos

(etritroblastos), células parasitadas, formación de Rouleaux, y otros. 10. Anotar los hallazgos en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. Línea Blanca: (Anexo 4) 11. Observar la madurez de los leucocitos, el número promedio, anormalidades morfológicas, signos de malignidad, la variante de leucocitos que predominan. 12. Comparar el recuento de leucocitos por milímetro cúbico con lo observado en el frotis. 13. Anotar los hallazgos en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

6

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Línea plaquetaria: (Anexo 5) 14. Observar si se encuentran en cantidades aproximadamente normales (de tres a ocho plaquetas por cien glóbulos rojos). 15. La disminución de las plaquetas en un frotis puede deberse a la manera de realizarlo, pero su falta o su disminución considerable, en un frotis bien hecho pueden hacer sospechar plaquetopenia. 16. Debe observarse si las plaquetas que se encuentran parecen normales o existen muchas formas gigantes (macroplaquetas) o notablemente pequeñas. 17. Deben reportarse los grumos plaquetarios. 18. Comparar el recuento de plaquetas por milímetro cúbico con lo observado en el frotis. 19. Anotar los hallazgos Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico (Anexo 1).

Condiciones ambientales El procedimiento se deberá realizar en las instalaciones del laboratorio clínico (sección de Hematología si se dispone) la cual debe contar con iluminación y ventilación adecuada. El área donde se realice el procedimiento debe estar organizada y tener espacio adecuado para asegurar el desarrollo de trabajo, reuniendo los requisitos de bioseguridad. El Laboratorio debe hacer seguimiento, controlar y registrar las condiciones ambientales (temperatura, humedad) cuando se requiera en especificaciones pertinentes o cuando puedan influir en la calidad de los resultados.

Forma de reporte: Los resultados de la prueba deberán reportarse en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

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Línea roja:

-

Anisocitosis: Leve, moderada o severa (reportar predominio).

-

Poiquilocitosis: Leve, moderada o severa (reportar predominio).

-

Hipocromía: Leve, moderada o severa.

-

Otros: Reportar cualquier hallazgo anormal como presencia de parásitos intra o extracelulares.

 Línea blanca:

-

Madurez de los leucocitos.

-

Variante de leucocitos que predomina.

-

Alteraciones encontradas en los leucocitos.

-

Presencia de parásitos intra o extracelulares.

Línea plaquetaria:

-

Cantidad.

-

Tamaño: Macro o micro plaquetas.

Valores de referencia: -

Eritrocitos normocíticos, normocrómicos.

-

Leucocitos maduros sin presencia de anormalidades.

-

Plaquetas distribución y tamaño normal, comparar los observado en recuento en mm³. Validación de resultados:

El profesional responsable del reporte debe realizar una revisión minuciosa del informe final. Debe correlacionar los datos obtenidos en el hemograma

con lo observado en la sangre periférica.

Deberá registrar además la firma y el sello de la JVPLC, y el sello del establecimiento, antes de entregar el reporte. 8

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Archivo de resultados: Los resultados se registrarán en el Registro y Tabulador Diario de las Actividades de Laboratorio (Anexo 2) en el que se deben completar los datos requeridos. Se conservarán dichos registros por un período de 5 años.

Fuentes de error: -

Observar los elementos celulares en la parte más gruesa del frotis.

-

Coloración defectuosa del frotis.

-

Reportar observando el extendido con un objetivo diferente al de inmersión.

-

Equipo en mal estado.

-

Aceite de inmersión de mala calidad o en malas condiciones.

Precauciones de Bioseguridad -

Manipular todas las muestras clínicas como si fuera material potencialmente infeccioso.

-

Usar correctamente el equipo de protección personal: guantes, gabacha manga larga, gafas, zapato cerrado.

-

El descarte de los materiales reutilizables debe hacerse en un recipiente de descarte conteniendo hipoclorito hipoclorito de sodio al 0.5% (lejía al 5% diluida 1:10).

-

Todo objeto cortopunzante contaminado se debe colocar en un recipiente de paredes rígidas con tapadera y seguir segui r el procedimiento normado para el descarte de éstos.

Control de calidad -

Al examinar el frotis con el objetivo 10x, se debe determinar la calidad general del frotis, incluida la distribución anormal de los eritrocitos que sugiere la presencia de roleaux, o un número desproporcionado de grandes células nucleadas (p. ej., monocitos o neutrófilos) en los bordes

del extendido. Si esto último sucede, debe prepararse otro frotis.

-

La sangre es el control de calidad por excelencia para el hemograma por lo que hay que relacionar los resultados obtenidos en ambos procedimientos. 9

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6. FORMULARIOS Y REGISTROS Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. Registro diario de actividades de laboratorio. laboratorio. Tabulador diario de actividades de laboratorio.

7. REFERENCIAS -

1. EL SALVADOR, MINISTERIO DE SALUD. Manual de Procedimientos Técnicos de Laboratorio Clínico del Primer Nivel de Atención. El Salvador, C.A. 2007. Pág.52-60.

-

2. EL SA SALV LVAD ADOR OR,, MI MINI NIST STER ERIO IO DE SA SALU LUD. D. Manual de Procedimientos de Bioseguridad para los Laboratorios Clínicos. El Salvador, C.A. 2008. Pág.52.

-

3. CARR, JACQUELINE H. RODAK, BERNADETTE F. Atlas de Hematología Diagnóstica. 3ª Edición. Buenos Aires. Editorial Médica Panamericana. 2010. Pág. 2,31, 43-113.

10

Frotis de Sangre Periférica

8. ANEXOS ANEXO 1 Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

11

MINISTERIO DE SALUD

ANEXO 2 Tabulador diario de actividades de laboratorio.

12

Frotis de Sangre Periférica

ANEXO 3 Línea Roja.

Variaciones en el tamaño de los eritrocitos Morfología y tamaño normal

Macro eritrocitos

Micro eritrocitos

Inclusiones eritrocitarias Cuerpos de Howell- Jolly

Punteado basófilo

Anillos de Cabot

Infecciones parasitarias Malaria

Gametocito de Plasmodium vivax

Filariasis

Microfilaria de Wuchereia bancrofti

Chagas

Tripomastigote sanguíneo de Tripanosoma cruzi

13

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Variaciones en la forma y el color de los eritrocitos Acantocito

Cristales de HbC

Dianocito

Drepanocito

Eliptocito

Equinocito

Esferocit

Esquistocito

Estomatocito

Ovalocito

Roleaux

Aglutinación

14

Células en lágrima

Hipocromía

Policromasia

Eritroblastos

Frotis de Sangre Periférica

ANEXO 4 Línea Blanca Maduración mieloide Mieloblasto Promielocito

Mielocito

Metamielocito

Banda

Segmentado

Basófilos

Neutrófilos

Eosinófilos

Maduración linfoide Linfoblasto

Prolinfocito

Monoblasto

Promonocito

Linfocito

Linfocito

Monocito

Monocito

15

MINISTERIO DE SALUD

 Anormalidades en la línea blanca

Levaduras de Histoplasma sp.

Cocos intracelulares

Agranulación en neutrófilos

Granulación tóxica

Núcleo en apoptosis

Inclusiones vacuolares

16

Frotis de Sangre Periférica

 Anormalidades en la línea blanca

Blastos

Linfocito reactivo

Chediak Higashi

Cuerpos de Dohle

Hipersegmentación nuclear 

Pelger Huet

ANEXO 5 Línea Plaquetaria

Línea Plaquetaria Morfología normal

Macroplaquetas

Grumos plaquetarios

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EXAMEN GENERAL DE HECES

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1. OBJETIVO Determinar el color, consistencia, mucus, sangre, restos alimenticios o parásitos en estado larvario, a través del estudio macroscópico de las heces; y a través del estudio microscópico determinar la presencia de leucocitos, parásitos, protozoarios y metazoarios en sus diferentes estadíos.

2. CAMPO DE APLICACIÓN Laboratorios Clínicos del Ministerio de Salud.

3. RESPONSABLES Profesionales y Técnicos en Laboratorio Clínico capacitados para la realización de la prueba.

4. DEFINICIONES Y SIGLAS Definiciones:

-

Bioseguridad: Norma de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo de los trabajadores de la salud en el medio laboral.

-

Enema: Es el procedimiento de introducir líquidos en el recto y el colon a través del ano para tratar la retención fecal, o el estreñimiento.

-

Escíbalos: Excrementos duros y redondeados que se acumulan en el intestino a causa de un estreñimiento rebelde.

-

Laxante: Preparación usada para provocar la defecación o la eliminación de heces.

-

Parasitismo: Proceso que permite a una especie mejorar su capacidad de supervivencia a costa de otra especie.

-

Quiste: Forma infectante de los protozoarios; son las estructuras de resistencia en el medio externo, que no tienen actividad metabólica y no se reproducen.

-

Trofozoito: Es el estadio patógeno, que se reproduce, tiene actividad metabólica y no sobrevive al medio externo.

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Siglas: -

INS: Instituto Nacional de Salud.

-

JVPLC: Junta de Vigilancia para la Profesión de Laboratorio Clínico.

-

POE: Procedimiento operativo estándar.

5. DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO Fundamento: El Examen General de Heces es realizado para la detección de parasitismo intestinal, demostrando principalmente, la presencia de parásitos de formas evolutivas móviles, de tamaño microscópico (trofozoitos, quistes de protozoos así como larvas y huevos de helmintos).

Muestra requerida: 3-5 gramos de heces obtenidas por evacuación espontanea, recién emitidas.

Instruir al paciente que colecte en el frasco adecuado la porción de muestra que evidencia el daño intestinal (mucus o sangre). No son recomendables las muestras obtenidas con laxantes, enemas o contaminadas con orina.

Materiales: -

Frascos plásticos de boca ancha y tapón de rosca con capacidad para 3-5 gramos.

-

Aplicadores de madera.

-

Equipo de protección personal como: guantes, gabacha, gafas, zapato cerrado.

-

Lápiz Graso.

-

Plumón indeleble a prueba de agua para rotular frascos.

-

Papel lente. 2

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-

Láminas porta objeto 3 “x 1“x 1 mm.

-

Laminillas cubre objeto 22 x 22 mm.

-

Papel lente.

Equipo: -

Microscopio.

Reactivos: -

Solución salina 0.85%.

-

Solución de Lugol para heces.

-

Hipoclorito de sodio al 0.5%. Preparación de Reactivos Solución de lugol para heces

Solución salina al 0.85%

Pesar 

Pesar 

- 10 gr de yodo cristales. - 20 gr de yoduro de potasio.

- 8.5 gr Cloruro de Sodio. Mezclar y disolver poco a poco con agua destilada.

Mezclar y disolver poco a poco con agua destilada. Completar a 1 litro con agua destilada.

Completar a 1 litro con agua destilada. Guardar en refrigeración (2-8 °C) con nombre y fecha de preparación.

Guardar en garrafa color ámbar con nombre y fecha de preparación

Procedimiento: -

Colocarse el equipo de protección personal antes de manipular la muestra de heces.

-

Al recibir la muestra en el laboratorio o en el área de coprología, se debe verificar que los datos contenidos en el frasco sean los mismos que

contenga la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

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-

Rotular según número correlativo de laboratorio en la viñeta del frasco, nunca en la tapadera. Al Examen General de Heces se le realizan dos procedimientos: Examen físico y examen microscópico. Examen Físico: 1. Observar el color de la muestra. 2. Observar la consistencia de la muestra. 3. Utilizar un aplicador de madera para buscar la presencia de mucus en la muestra. 4. Observar la presencia de restos alimenticios en la muestra. 5. Anotar los hallazgos en la boleta de petición y resultados de pruebas de laboratorio. (Anexo 1) Examen microscópico. 1. Identificar la lámina porta objeto. 2. Colocar en el extremo izquierdo de la lámina portaobjeto una gota de solución salina al 0.85%. 3. Seleccionar la parte más representativa de la muestra (mucus o sangre, si hay presencia de estos). 4. Con un aplicador de madera colocar de 1 a 2 mg de material fecal seleccionada y emulsionar. 5. Cubrir la preparación con una laminilla cubreobjeto, colocándola en ángulo de 45°sobre el borde de la preparación y bajándolo con cuidado a fin de que no queden burbujas entre el cubre y el porta objeto.

6. Colocar en el extremo derecho del portaobjeto, una gota de lugol para heces y repetir los pasos 3, 4, 5.

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7. Observar en forma sistemática al microscopio, con el objetivo 10x y luego con el 40x. 8. Reportar todo lo observado en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. (Anexo 3). Con solución salina 0.85%, los trofozoitos se observan en forma móvil y los quistes de los protozoarios se observan en forma natural y con lugol se visualizan las estructuras internas, núcleos y vacuolas.

Condiciones ambientales El procedimiento se deberá realizar en las instalaciones del laboratorio clínico (sección de Coprología si se dispone) la cual debe contar con iluminación y ventilación adecuada. El área donde se realice el procedimiento debe estar organizada y tener espacio adecuado para asegurar el desarrollo de trabajo, reuniendo los requisitos de bioseguridad.

El Laboratorio debe hacer seguimiento, controlar y registrar las condiciones ambientales (temperatura, humedad) cuando se requiera en especificaciones pertinentes o cuando puedan influir en la calidad de los resultados.

Forma de reporte: Examen Físico

-

Color: Café, amarillo, verde, rojo, acólico (blanco), negro.

-

Consistencia: Dura, escíbalos, blanda, pastosa, líquida.

-

Presencia de mucus: Negativo o Positivo.

-

Restos alimenticios macroscópicos: Escasos, moderados o abundantes.

Examen Microscópico

-

Identificación de Parásitos: Anotar el género y especie, así como su estadío

evolutivo. 5

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-

Género: La primera letra en mayúsculas.

-

Especie: Todo con letras minúsculas. Todo el nombre del parásito debe ir subrayado.

-

Estadío evolutivo: Quiste, trofozoito; si es protozoario. Huevo, larva; si se trata de helmintos.

Notas: -

Entamoeba dispar es morfológicamente idéntica a E. histolytica, ambas

especies son indiferenciables, por lo que deben reportarse como Entamoeba histolytica/ E. dispar.

Se puede reportar como Entamoeba histolytica, solo si se observan trofozoitos con glóbulos rojos en su interior ya que es la especie patógena.

-

Blastocystis hominis presenta diferentes estadíos evolutivos, pero la forma

vacuolar es la que se detecta habitualmente en los exámenes de heces, por lo tanto, este estadío es el que ha de reportarse.

-

Leucocitos: Reportar el número de leucocitos por campo, se reportan con el objetivo 40x.

-

Eritrocitos: Reportar el número de eritrocitos por campo, se reportan con el objetivo 40x.

-

Restos alimenticios microscópicos: Escasos, moderados o abundantes, se reportan con el objetivo 10x.

-

Levaduras: Escasas, moderadas o abundantes.

-

Restos de grasa: Reportar de moderado a abundante.

Valores de Referencia. Examen macroscópico:

-

Color: Café.

-

Consistencia: Pastosa a blanda.

-

Presencia de mucus:  No debe observarse. 6

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- Restos alimenticios:  Escasos. Examen microscópico: -

Leucocitos: No se deben observar.

-

Eritrocitos: No se deben observar.

-

Restos alimenticios:  De escasos a moderados.

-

Levaduras: No se deben observar.

-

Restos de grasa: Reportar de moderado a abundante.

Una vez finalizado el examen directo al fresco y únicamente si la muestra es de consistencia dura o pastosa y no se encontró estructuras parasitarias, proceder a realizar un método de concentración de heces.

Validación de Resultados: El profesional responsable del reporte debe realizar una revisión minuciosa del informe final. Deberá registrar además la firma, sello de la JVPLC, y el sello

del establecimiento, antes de entregar el reporte.

Archivo de resultados: Los resultados se registrarán en el Registro y Tabulador Diario de Actividades de Laboratorio (Anexo 2) en el que se deben completar los datos requeridos. Se conservarán dichos registros por un período de 5 años.

Fuentes de error: -

Ingesta de medicamentos y algunos alimentos con colorantes.

-

Desecación de la preparación.

-

Preparación muy gruesa o delgada.

-

Intensidad de luz inadecuada.

-

Contaminación de la muestra con orina.

-

Muestras obtenidas con laxantes o enemas.

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-

Dejar transcurrir más de 3 horas después de la recolección para observar formas activas en la muestra.

-

Omitir la preparación y observación con lugol.

-

No examinar en forma sistemática.

-

Muestra de heces escasa o seca en el frasco.

-

No colocar la lámina cubreobjeto.

Precauciones de Bioseguridad -

Manipular todas las muestras clínicas como si fuera material potencialmente infeccioso.

-

Usar correctamente el equipo de protección personal: guantes, gabacha manga larga, gafas, zapato cerrado.

Descarte de materiales:

-

Los frascos con las muestras de heces ya procesadas, se colocan en bolsa plástica roja con la tapa del frasco bien cerrada.

-

Posteriormente colocar las bolsas en cajas sanitarias rojas retornables la cual debe ser entregada al personal de recolección de desechos bioinfecciosos.

-

Los palillos se descartan en un recipiente conteniendo hipoclorito de sodio al 0.5% (lejía al 5% diluida 1:10).

-

Las láminas y laminillas se descartan de la misma manera que los palillos pero en un recipiente aparte.

Control de calidad en Coprología. -

El tiempo transcurrido entre la toma de la muestra y la observación microscópica debe ser no mayor de tres horas para observar formas activas.

-

Tener especial cuidado en la utilización de frascos adecuados y limpios.

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-

El control de calidad de los reactivos (solución salina y lugol, se realiza en cada lugar de trabajo). La solución salina debe ser estéril, evitar la contaminación, observar si presenta turbidez, de ser así descartar.

-

El Laboratorio Nacional de Referencia proporciona lugol para heces para el establecimiento que lo solicite. Se debe almacenar adecuadamente, si pierde el color (concentración) descartar y solicitarlo nuevamente.

-

Los Laboratorios Clínicos del Ministerio de Salud deben participar en la Evaluación Externa de la Calidad enviado por el Laboratorio Nacional de Referencia.

6. FORMULARIOS Y REGISTROS Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. Registro diario de actividades de laboratorio. Tabulador diario de actividades de laboratorio.

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Examen General de Heces

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EXAMEN GENERAL DE HECES

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7. REFERENCIAS 1. EL SALVADOR, MINISTERIO DE SALUD.  Manual de Procedimientos Técnicos de Laboratorio Clínico del Primer Nivel de Atención. El Salvador, C.A. 2007. Pág.9-13. 2. EL SALVADOR, MINISTERIO DE SALUD.  Manual de Procedimientos de Bioseguridad para los Laboratorios Clínicos. El Salvador, C.A. 2008. Pág. 49. 3. BOTERO DAVID, RESTREPO MARCOS.  Parasitosis Humanas. 4ª Edición. Colombia. Corporación para Investigaciones Biológicas. 2006. Pág. 31. 4. BERENGUER, JAIME GALLEGO. Manual de Parasitología. Morfología de los Parásitos de Interés Sanitario. Universidad de Barcelona. 2006. Pág. 213. 5. CHIODINI, PETER L. MOODY, ANTHONY H. Atlas of Medical Helminthology and Protozoology. 4ª Edición. Londres. Editorial ELSEVIER. 2003.

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8. ANEXOS ANEXO 1 Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

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Examen General de Heces

ANEXO 2 Tabulador diario de actividades de laboratorio.

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ANEXO 3 Parásitos que pueden encontrarse en heces en sus diferentes estadíos

Entamoeba coli  Quiste

Trofozoito

Entamoeba histolytica/E.dispar.

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Quiste

Trofozoito

Blastocystis hominis

Endolimax nana

Forma vacuolar

Quiste

Examen General de Heces

Giardia lamblia

Quiste

Trofozoito

Chilomastix mesnili 

Quiste

Trofozoito

Iodamoeba butschlii 

Quiste

 

Trofozoito

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Examen General de Orina

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EXAMEN GENERAL DE ORINA

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1. OBJETIVO Detectar a través del análisis de la orina la presencia de elementos celulares y de sustancias químicas que se eliminan disueltas en ella, para orientar el diagnóstico de procesos patológicos a nivel de riñón y vías urinarias.

2. CAMPO DE APLICACIÓN Laboratorios Clínicos del Ministerio de Salud.

3. RESPONSABLES Profesionales y Técnicos en Laboratorio Clínico capacitados para la realización de la prueba.

4. DEFINICIONES Y SIGLAS Definiciones:

-

Bioseguridad: Norma de comportamiento encaminada a lograr actitudes y conductas que disminuyan el riesgo de los trabajadores de la salud en el medio laboral.

-

Cetoacidosis: Es una complicación aguda de la Diabetes Mellitus, originada por un déficit de insulina que conduce a una hiperglucemia y

acidosis derivada del aumento de la oxidación de ácidos grasos hacia cuerpos cetónicos.

-

Cilindro urinario: Son cilindros de proteínas que se forman en el túbulo contorneado distal y en los túbulos colectores de la nefrona del riñón, se forman por medio de la precipitación de la mucoproteína de TammHorsfall.

-

Cistitis: La cistitis es la inflamación aguda o crónica de la vejiga urinaria, con infección o sin ella.

-

Glucosuria: Presencia de glucosa en la orina a niveles elevados.

-

Hematuria: Presencia de glóbulos rojos en la orina.

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EXAMEN GENERAL DE ORINA

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-

Hemoglobinuria: Presencia de hemoglobina en la orina.

-

Mioglobinuria: Presencia de mioglobina en la orina.

-

Oliguria: Es la disminución de la producción de orina (diuresis). Esta disminución puede ser un signo de deshidratación, fallo renal o retención de orina.

-

Piuria: Presencia de glóbulos blancos en la orina.

-

Poliuria: Emisión de un volumen de orina superior al esperado.

-

Quiluria: Presencia de grasa en la orina.

Siglas -

INS: Instituto Nacional de Salud.

-

JVPLC: Junta de Vigilancia para la Profesión de Laboratorio Clínico.

-

POE: Procedimiento operativo estándar.

5. DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO Fundamento: El examen físico de la muestra de orina permite determinar el color y el aspecto de ésta. El examen químico permite determinar las sustancias químicas, así como su densidad y pH, a través de las zonas de reacción presentes en una tira reactiva. El examen microscópico permite observar, si están presentes, elementos celulares, cilindros, cristales, parásitos, filamentos mucoides y bacterias.

Muestra requerida: -

20-30 mL de orina de chorro intermedio en pacientes promedio.

-

5-10 mL de orina en pacientes oligúricos o pediátricos.

-

Indicaciones para recolección de muestra de orina de chorro intermedio:

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Examen General de Orina

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EXAMEN GENERAL DE ORINA

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- Limpiar cuidadosamente los genitales. - Descartar el inicio y el final de la micción; recolectar la orina de la porción intermedia. (En el caso de la mujer separar los l os labios genitales). - Depositar la muestra de orina en un frasco plástico, transparente, limpio, de boca ancha con tapón de rosca y capacidad de 30 a 40 mL. - Tapar el frasco inmediatamente.

-

Se debe colectar preferiblemente la primera orina de la mañana.

-

La muestra debe estar libre de contaminación con heces, sangre menstrual, cremas, aceite u otras sustancias.

La muestra debe procesarse en un plazo menor a dos horas de haberse obtenido, de no ser así conservar en refrigeración (2-8°C).

Materiales: -

Frascos plásticos transparentes transparente s de boca ancha, con capacidad de 30 mL.

-

Equipo de protección personal como: guantes, gabacha, gafas, zapato cerrado.

-

Tubos cónicos con capacidad de 15 mL.

-

Gradilla para tubos.

-

Papel toalla.

-

Lápiz graso.

-

Tiras reactivas para orina.

-

Láminas porta objeto 3 “x 1“x 1 mm.

-

Laminillas cubre objeto 22 x 22 mm.

Equipo: -

Cronómetro.

-

Macrocentrífuga.

-

Microscopio. 3

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EXAMEN GENERAL DE ORINA

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Procedimiento: -

Colocarse el equipo de protección personal antes de manipular la muestra de orina.

-

Al recibir la muestra en el laboratorio o en el área de urianálisis, se debe verificar que los datos contenidos en el frasco sean los mismos que contenga la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

-

Rotular según número correlativo de laboratorio en la viñeta del frasco, nunca en la tapadera. Al examen general de orina se le realizan tres procedimientos:

-

Examen físico.

-

Examen químico.

-

Examen microscópico.

Examen físico: 1. Verificar que el frasco esté completamente tapado. 2. Mezclar la orina contenida en el frasco realizando movimiento circular sobre la mesa de trabajo. 3. Observar color y aspecto. 4. Anotar lo observado en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico (Anexo 1). Examen químico: 1. Identificar el tubo cónico. 2. Mezclar la orina contenida en el frasco realizando movimiento circular sobre la mesa de trabajo. 3. Verter de 5-10 mL de la muestra de orina en el tubo cónico. 4. Introducir la tira reactiva en la orina. 4

Examen General de Orina

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EXAMEN GENERAL DE ORINA

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5. Eliminar el exceso de orina colocando la tira sobre un papel absorbente. 6. Esperar el tiempo recomendado por el fabricante para su lectura. 7. Anotar lo observado en la boleta de petición y resultados de la pruebas de laboratorio. Nota: Los cambios de color que aparecen después de dos o más minutos carecen de importancia diagnóstica. 8. Descartar las tiras de orina en un descarte de desechos bioinfecciosos (bolsa roja). Examen microscópico del sedimento urinario 1. Centrifugar la orina contenida en el tubo cónico durante 5 minutos a 2,500 rpm (equilibrando adecuadamente los volúmenes de orina de los tubos que se encuentren frente a frente). 2. Descartar el sobrenadante de orina en un recipiente conteniendo hipoclorito de sodio al 0.5% (lejía al 5% diluida 1:10). 3. Suspender el sedimento urinario golpeando ligeramente con la mano. 4. Identificar una lámina portaobjetos. 5. Colocar una gota de sedimento en la lámina porta objeto. 6. Cubrir la gota de sedimento con una laminilla cubre objeto, cuidando que no se formen burbujas. 7. Observar la preparación con el objetivo 10x para lograr una visión general del sedimento. 8. Identificar los elementos formes a mayor aumento 40x. 9. Anotar lo observado en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico.

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EXAMEN GENERAL DE ORINA

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Condiciones ambientales El procedimiento se deberá realizar en las instalaciones del laboratorio clínico (sección de Urianálisis si se dispone) la cual debe contar con iluminación y ventilación adecuada. El área donde se realice el procedimiento debe estar organizada y tener espacio adecuado para asegurar el desarrollo de trabajo, reuniendo los requisitos de bioseguridad.

El Laboratorio debe hacer seguimiento, controlar y registrar las condiciones ambientales (temperatura, humedad) cuando se requiera en especificaciones pertinentes o cuando puedan influir en la calidad de los resultados.

Forma de reporte: Los resultados de la prueba deberán reportarse en la Boleta Única para Pruebas de Laboratorio Clínico. Examen Físico:

-

Color: Colocar el color que presente la orina (amarillo, anaranjada, roja, café, etc.).

-

Aspecto: Limpio, leve turbio, turbio.

Examen Químico

-

pH: De 5 a 9.

-

Densidad: De 1.000 a 1.030.

-

Leucocitos: 0 a 500 Leucocitos por µl.

-

Nitritos: Positivo o Negativo.

-

Proteína: 0 a 1000 mg por dL.

-

Glucosa: 0 - 1000 mg por dL.

-

Cuerpos cetónicos: De una cruz a tres cruces.

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Examen General de Orina

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EXAMEN GENERAL DE ORINA

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-

Urobilinógeno: De