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FORMATION CONTINUE – TECHNICIEN(NE) DE LABORATOIRE
Réunion du 12 mars 2009 – Hôtel des II Mas - CABESTANY Pr Alexis VALENTIN – Hôpitaux de TOULOUSE
Ce document a été réalisé pour la formation des techniciens à partir de documents personnels du Pr VALENTIN ainsi que d’images prises sur Internet. Notamment sur le site : http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/Default.htm , lequel dispose d’une banque de données images très bien fournie. N’hésitez pas à la consulter. Ce document ne doit être utilisé que dans un but éducatif et d'aide dans les laboratoires.
Le microscope optique et ses réglages La partie mécanique d'un microscope optique comprend principalement : - Le statif composé d'un pied et d'une potence ; - La platine porte objet surmontée d'un chariot guide objet ; - Le tube binoculaire ; - Le revolver porte objectif ; - Les vis macrométriques et micrométriques de mise au point .
1. oculaire de réglage dioptrique, 2. glissière de réglage de l'écartement inter-pupillaire 3. tube binoculaire 4. potence 5. tourelle porte-objectif 6. vernier de positionnement avec vis de déplacement bidirectionnel du chariot 7. chariot de fixation et de positionnement de la lame porte-objet 8. platine porte-objet 9. vis macrométrique de mise au point 10. vis micrométrique de mise au point 11. vis de réglage de la hauteur du condenseur 12. pied
La partie optique d'un microscope à fond clair comprend :Une optique d'éclairage composée principalement d'une source lumineuse à intensité d'éclairage réglable et surmontée d'un collecteur et d'un condenseur. Une optique de formation de l'image comprise entre la lentille frontale de l'objectif et le verre d'œil de l'oculaire
13. oculaire 14. objectif 15. condenseur avec diaphragme d'ouverture (1) 16. potentiomètre de réglage de l'intensité lumineuse 17. diaphragme de champ (1) 18. collecteur (1) Le réglage correct de l'ouverture de ces diaphragmes est essentiel en microscopie photonique à fond clair ; cela permet de réaliser, "l'éclairage de KOHLER" Cet "éclairage" assure que l'objet soit éclairé de façon très uniforme car chaque point de la source lumineuse éclaire tout le champ objet. En conséquence, un point de l'objet est éclairé par l'ensemble des points lumineux de la source (N.B. : Chaque point lumineux de la source éclaire aussi l'ensemble de la rétine de l'observateur). Le diaphragme de champ (situé à la sortie du collecteur) permet de régler le diamètre du faisceau lumineux qui arrive sur la préparation. Ainsi seul le champ objet est éclairé. On limite alors, l'entrée de faisceaux lumineux parasites provenant après diffraction de zones externes à celle directement observée. Le diaphragme d'ouverture placé sous le condenseur permet de régler le cône de lumière qui éclaire chaque point de l'objet Cela a pour incidence sur l'image observée d'en modifier le contraste.
Utilisation du microscope optique 1.Mettre sous tension la source de lumière après s'être assuré que le potentiomètre de réglage de l'intensité lumineuse se trouve sur sa position minimale (ou presque …). Rq. :Les lampes halogènes supportent mal les variations brusques de tension. Les réglages du microscope prennent du temps et les préparations microscopiques supportent mal l'échauffement du à une intensité lumineuse trop élevée. 2. Ouvrir en grand les diaphragmes de champ (au-dessus du collecteur de lumière situé après la lampe sur le socle du statif) et d'ouverture (à l'entrée du condenseur). Le réglage de ces diaphragmes dépend de l'objectif utilisé et des caractéristiques de la préparation observée (objet +/- épais et +/coloré, épaisseur variable de la lame porte objet et éventuellement de la lamelle couvre objet). 3. Positionner la préparation à observer sur la platine porte objet.
4. Préparer la mise au point à un faible grossissement en amenant la préparation à moins d'un millimètre de la lentille de l'objectif x40. (Tous les microscopes n'ont pas de système de réglage de la pré focalisation). . Le technicien regarde sur le coté du microscope, ses yeux ne sont pas sur les oculaires. La recherche de la mise au point en " aveugle " ( les yeux sur les oculaires sans pré focalisation préalable) augmente le risque de toucher l'objectif avec la préparation (très petits objets nécessitant d'emblée l'objectif x40) est très laborieuse quand on ne sait pas à quelle distance d'un objectif court (x4 ou x10) se trouve la plage de mise au point
5. Les yeux sur les oculaires, on ajuste l'intensité lumineuse (potentiomètre sur le socle) et on recherche la mise au point (vis macrométrique puis micrométrique) en éloignant lentement la platine porte objet de la lentille de l'objectif. 5 bis. Si la mise au point n'est pas trouvée, il est préférable de remonter la platine porte objet en regardant sur le coté du microscope et reprendre à l'étape 4.
Eviter le choc objectif - préparation. Permettre éventuellement de déplacer la lame porte objet vers une zone apparaissant à l'œil nu plus colorée.
6. Régler l'écartement inter pupillaire des oculaires pour obtenir une parfaite superposition des deux images vues par chaque œil. On observe alors une seule image circulaire. (pré-réglage à conserver)
7. Affiner la mise au point en ne regardant qu'avec l'œil ne disposant pas d'oculaire réglable (l'autre œil étant fermé). 7 bis. Sans toucher à la mise au point (vis macro et micrométrique) jouer sur l'oculaire à réglage dioptrique pour obtenir une image nette avec l'œil précédemment fermé (l'œil ayant initialement servi à affiner la mise au point étant alors fermé).
Permettre à l'utilisateur ayant une différence d'acuité visuelle entre ces deux yeux de profiter du confort de l'observation binoculaire.
8. Repérer le champ le plus intéressant en utilisant le chariot guide objet puis positionner l'objectif souhaité pour l'observation. Ajuster éventuellement la mise au point (vis micrométrique).
Il ne sert à rien d'échauffer inutilement des régions non observées de la préparation. Un diaphragme de champ trop ouvert favorise l'entrée dans l'objectif de lumières diffractées ou diffusées parasites, ce qui nuit à la qualité de l'image. 9. Fermer progressivement le diaphragme de champ D.C.(situé sur le collecteur) pour n'éclairer que le champ observé. Le diamètre de la colonne de lumière qui monte de la source est à peine supérieure au champ présent sous la lentille de l'oculaire.
9 bis. Si, en fermant un peu le diaphragme de champ, le faisceau d'éclairage n'est pas centré par rapport au champ d'observation, il faut recentrer l'iris du diaphragme en jouant sur les vis situées sur les cotés du système d'éclairement (collecteur + diaphragme de champ).
L'axe du faisceau d'éclairage qui traverse l'objet et l'axe de l'objectif doivent être alignés. Chaque point de la source éclaire l'ensemble de la préparation : on a un fond clair !!! 10. Régler la hauteur du condenseur pour obtenir un bord net de la zone de champ éclairée lorsque le diaphragme de champ est partiellement fermé. Puis réouvrir le diaphragme de champ pour éclairer de nouveau tout le champ d'observation.
Tous les faisceaux lumineux se croisent sur l'objet. Chaque point de l'objet est éclairé par l'ensemble de la source de lumière et donne un point sur la rétine.
11. Régler le diaphragme d'ouverture (D.O.) situé à l'entrée du condenseur Si le D.O.est trop ouvert des rayons diffractés ou diffusés hors de la zone observée pénètrent dans l'objectif (ouverture d'éclairage supérieure à l'ouverture numérique de l'objectif) et
diminue les contrastes. Si le D.O. est trop fermé l'image s'assombri et des franges de diffraction apparaissent. Dans les deux cas l'image est de mauvaise qualité.
Pour les objets très contrastés (= colorés) le meilleur pouvoir séparateur est obtenu lorsque l'ouverture d'éclairage est égale à l'ouverture numérique de l'objectif. On parle de " pleine ouverture d'éclairage ". Le diaphragme d'ouverture est " plutôt " ouvert.Pour les objets peu contrastés, il faut fermer le diaphragme d'ouverture jusqu'à environ 2/3 de la " pleine ouverture d'éclairage ".Cela permet d'augmenter le contraste et la profondeur de champ (le pouvoir séparateur est alors moins bon). Lorsque l'on change d'objectif il est nécessaire d'ajuster l'ouverture du D.O.
Jouer sur le diaphragme d'ouverture pour ajuster la clarté est une erreur car on touche alors systématiquement la qualité de l'image (contraste et pouvoir séparateur).
13. Pour passer en immersion, on conserve la mise au point. L'objectif x40 est dégagé de l'axe optique en tournant doucement le revolver porte objectif. Lorsque les objectifs x40 et x100 sont de part et d'autre de la préparation, on dépose une fine goutte d'huile à immersion puis l'objectif x100 est positionné au-dessus de la préparation.
Après cette opération on ne peu plus retourner vers les objectifs de plus petits grandissement. Ces derniers ne doivent pas entrer en contact avec l'huile à immersion.
14. Après utilisation : - diminuer l'intensité lumineuse au maximum (potentiomètre) puis éteindre le microscope (interrupteur) - essuyer l'objectif à immersion avec du papier Joseph. - coincer un carré de papier Joseph entre la lentille frontale de l'objectif à immersion et la platine porte objet. - remettre la house de protection sur le microscope. Maintenir la qualité du matériel et réduire les coups d'entretien.
Principales techniques en coprologie parasitaire: ED, Fixation, Enrichissement
Diagnostic direct des parasitoses
Introduction Nombre de prélèvements Préparation du patient Recueil des selles et délai d’examen Techniques de conservation Examen direct Techniques d’enrichissement Numération Intérêts et limites
Diagnostic direct des parasitoses : coprologie : Introduction
Introduction - Chaque parasite n’est bien mis en évidence que par la technique qui lui est adapté origine géographique signes cliniques résultats des autres examens thérapeutique parallèle
- Un examen négatif isolé n’a aucune valeur d’élimination - Le prélèvement doit être examiné rapidement
Coprologie : Nombre de prélèvements
Nombre de prélèvements - Une seule analyse ne permet de déceler la présence d’éléments parasitaires que dans 30 % des cas (voire moins) - Rareté des éléments parasitaires - Efficacité des techniques utilisées - Une période muette de rejet d’éléments caractéristiques giardiase amibiase pauciparasitisme par des nématodes ou des trématodes
Il faut, dans l’idéal, pratiquer trois examens coprologiques à quelques jours d’intervalle pour affirmer la négativité
Coprologie : recueil et délai d’observation
Recueil des selles - Récipient propre et sec à bouchage hermétique - Faire recueillir l’ensemble de l’émission - Etiquetage : prescripteur nom du patient date du prélèvement traitement observé si il existe
Coprologie : recueil et délai d’observation
Délai d’examen - Selles dures et moulées délai jusqu’à 12 heures (pas de trophozoïtes de protozoaires) observation en général difficile car toute dilution et/ou remise en suspension sont difficiles - Autres selles : examen dans l’heure (mise en évidence des trophozoïtes) sinon : fixateur - Selles trop diluées (diarrhée importante) l’augmentation du transit donne de nombreux débris volumineux
Coprologie : recueil et délai d’observation
Délai d’examen - Conséquences d’un retard à l’examen aucune sur la plupart des œufs et des kystes perte des trophozoïtes (et surtout de leur mobilité) embryonnement, voire éclosion des œufs d’Ankylostomidés métamorphoses : les larves rhabditoïdes de certains helminthes se transforment en larves strongyloïdes en moins de 24 h si les conditions sont optimales
- En résumé : Observation dans l’heure suivant l’émission, sinon, fixation (mais perte de mobilité des trophozoïtes)
Coprologie : conservation
Techniques de conservation
- Conservation provisoire par le froid +4°C : mort rapide des trophozoïtes de protozoaires bonne conservation des kystes de protozoaires et/ou œufs d’helminthes. Mort des larves d’anguilules
Coprologie : conservation
Techniques de conservation - Conservation des Œufs d’helminthe et kystes de protozoaires - méthode à l’eau formolée aldéhyde formique (formol) de 5 à 20 %(v/v) glycérine (facultatif) 1% eau distillé ou physiologique qsp 100ml - technique triturer la selle dans l’eau formolée ajuster à 1vol de selle pour 3 volume de solution tamiser (passe-thé) laisser sédimenter 1 mn stocker après remplissage du flacon et étiquetage - résultats bonne conservation tant que le prélèvement reste liquide Possibilité de conserver des selles parasitées intéressantes
Coprologie : conservation
Techniques de conservation Conservation des formes végétatives d’amibes (eau formolée :qq sem) Fixation au MIF Solution (1) de mercurothiolate-iode-formol : MIF (Blagg et al.) Teinture de mercurothiolate RAL glycérol bidistillé formol à 40 % eau distillée
50 ml 10 ml 40 ml 850 ml
Préparation extemporanée (3 semaines maximum) de lugol (2) iode bisublimée iodure de potassium eau distillée
0.5 g 0.1 g 10 ml
Coprologie : conservation
Techniques de conservation Fixation au MIF Technique : Mélanger extemporanément : 11.75 ml de (1) et 0.75 ml de (2) Ajouter une noisette de selles (3 à 5 g) Triturer, stocker Pour l’examen Agiter, transvaser dans un tube, Émulsionner avec un égal volume d’éther Repos 2 min
Homogène :
centrifugation 1 mn observation du culot
Diphasique :
rajouter 1 ml d’eau homogénéiser repos 2 mn si homogène, sinon
Techniques de conservation Fixation au MIF
Coprologie : conservation
Codification MOP.PARA.SEL.05-1 et 101
Coprologie : ED
Examen direct - Il est obligatoire - Il s’effectue pendant la réalisation d’au moins deux techniques de routine de concentration - Il débute par un examen macroscopique des selles consistance (teneur en eau) couleur (fonction biliaire) présence de mucus, glaires, sang … - Il renseigne
sur l’aspect microscopique de la digestion sur la présence de cellules et bien sur, sur la présence d’éléments parasitaires
Coprologie : ED
Examen direct - Au moins 2 préparations entre lames et lamelles - Étalement de selles non diluées selles fluides ou glairo-sanguinolentes - Étalement de selles diluées dans du sérum physiologique selles plus consistantes sérum ϕ à 37 °C plus quelques fragments de selles observation après homogénéisation sur la lame - Étalement de selles diluées dans l’eau du robinet (hypotonique + HClO3) lyse rapide des Blastocystis / kystes d’amibes altération rapide des trophozoïtes de Dientamoeba fragilis de Pseudolimax butschlii et donc diagnose différentielle d’avec ceux d’ Entamoeba histolytica/dispar
Examen direct
Coprologie : ED
Trophozoïte d’ E. histolytica
Coprologie : enrichissement
Techniques d’enrichissement - Pas de méthode idéale On distingue - les méthodes physiques Sédimentation, flottation - les méthodes diphasiques 1 séparation des éléments volumineux 1 concentration des éléments parasitaires - Classification des méthodes d’enrichissement - méthodes simples à l’éther : usage général flottation : recherche des œufs sédimentation : recherches particulières
- méthodes combinées
technique de Roman technique de Junod : éther flottation : sédimentation flottation
- méthodes
spéciales extraction de Baermann (anguillulose) coproculture des larves numération des éléments parasitaires
Coprologie : enrichissement
Techniques d’enrichissement : méthodes simples - Méthode à l’éther (Ritchie selon Léger et Notteghem) - Réactifs :
formol à 10%, éther, passe-thé, tube à centrifuger conique
- Protocole :
- 1 vol de selles + 10 vol de formol - triturer le mélange - passer ou laisser sédimenter 2 min - décanter dans le tube - ajouter la moitié du volume d’éther - centrifuger (2000 rpm, 2 min) - examiner le culot
Coprologie : enrichissement
Techniques d’enrichissement : méthodes simples - Méthode par flottation au sulfate de zinc (Baker) - Réactifs : - Protocole :
ZnSO4,7H2O Eau - 15 g de selles dans 20 ml - verser dans un cylindre de verre - obtention d’un ménisque - poser une lamelle sur le ménisque - après 20 à 30 min enlever la lamelle - observer
Coprologie : enrichissement
Techniques spéciales :
méthode de Baermann recherche des larves d’anguillules
Utilisation du thermotropisme et du phototropisme des larves strongyloïdes
Diagnostic direct des parasitoses : nématodes
III - Techniques appliquées aux larves de nématodes Méthode de Baermann et Lee : Mise à profit de l’hygrotropisme et du thermotropisme des larves
Eau tiède (35°C)
Diagnostic direct des parasitoses : nématodes
III - Techniques appliquées aux larves
Au moins 3 h
Centifugation Observation du culot
Coprologie : enrichissement
Techniques spéciales :
méthode de Baermann recherche des larves d’anguillules
Larve vivante – parasite animal mobile
Í Parasite végétal altéré et immobile
Coprologie : intérêts et limites
Intérêt et limites de l’examen coprologique Intérêt : diagnostic de certitude Limites
Confusions et faux positifs résidus alimentaires, graisses, savons amidon pollens spores de champignons éléments endogènes leucocytes cellules épithéliales Faux négatifs doivent être écartés par le choix technique et par la répétition des prélèvements
Coprologie : intérêts et limites
Intérêt et limites de l’examen coprologique
Spore de truffe Cellules végétales
Amidon
Cristaux
Diagnostic Parasitologique
Parasitologie médicaleIntroduction : définitions
Définitions
Parasite: "celui qui vit avec"
:
Organisme eucaryote vivant obligatoirement une partie de sa vie au dépens d’un autre organisme. Symbiose : bénéfice mutuel Mutualisme : bénéfice mutuel Phorésie : transport
Parasitologie médicaleIntroduction : définitions
Définitions
Modes de parasitisme: Accidentel ex: larves de mouches sur une plaie Facultatif ex: champignons Obligatoire: temporaire ex : moustiques périodique ex : helminthes adultes: Ascaris permanent ex : taenias
Parasitologie médicaleIntroduction : définitions
Définitions
Localisation des parasites Ectoparasites / ectoparasitisme : peau et cavités accessibles ex: arthropodes, champignons Endoparasites / endoparasitisme : cavités profondes et tissus ex: Plasmodium et Schistosomes
Parasitologie médicaleIntroduction : définitions
Définitions
Cycle évolutif "Ensemble des transformations obligatoires, se succédant dans un ordre précis, avec ou sans passage dans le milieu extérieur (ME) subies par un parasite pour passer d'une génération à la suivante"
Parasitologie médicaleIntroduction : définitions
Définitions Cycle direct (parasite monoxène) - un seul hôte (espèce ou groupe d'espèces animales) + passage dans le Milieu Extérieur (ME) ex : Trichuris trichiura
Cycle indirect (parasite hétéroxène) - 2 ou plus de 2 hôtes qui se succèdent +/- passage dans le ME
ex : Fasciola hepatica
- HD = hôte définitif (héberge la forme sexuée du parasite) - HI = hôte intermédiaire (forme asexuée du parasite) - hôte paraténique = d'attente = non obligatoire
Parasitologie médicaleIntroduction : définitions
Définitions Maladie Parasitaire : nom de genre du parasite + "ose" 1 - Historique 2 - Le parasite, biologie, répartition géographique 3 - Description clinique: 2 - Pathogénie: 3 - Défenses de l'organisme 4- Diagnostic Biologique d'une parasitose Diagnostic d'orientation, Diagnostic clinique Diagnostic direct ou Parasitologique Diagnostic indirect ou immunologique 5- Thérapeutique 6- Prophylaxie "Ensemble des moyens visant à éradiquer la maladie parasitaire" La prophylaxie découle du cycle évolutif
Amibiase et autres protozoaires intestinaux
Cycle biologique ( dans google : nom du parasite en latin, CDC puis aller dans images)
Amibiase
Amibiase
Diagnostic Coproscopie sur selles fraîchement émises : glaires : trophozoïtes selles moulées : forme non pathogène et kystes Enrichissement et colorations éventuelles (MIF, lugol)
8-15 µm
noyau Chromatine périphérique Caryosome central
20µm
Diagnostic
Amibiase
Diagnostic (confusions possibles)
Trophozoïte
Amibiase
Macrophage
Cellule épithéliale
Entamoeba coli
Autres amibes
15-20 µm 25-35 µm
Entamoeba hartmanni
Autres amibes
Cosmopolite mais assez rare
Similaire à E . hystolytica Plus petit, caryosome excentré
4-10 µm
6-10 µm 4 noyaux Inclusions et vacuoles
Entamoeba polecki
Autres amibes
Cosmopolite, Parasite du Porc et du singe, rare en Europe de l’ouest, mais courant en Europe de l’Est Æ Migration population.
10-25 µm
Similaire à E . hystolytica Plus petit, caryosome central
5-15 µm 1 noyau Inclusions et vacuole prenant peu le Lugol
Endolimax nana
Autres amibes
Cosmopolite, Pouvoir pathogène non reconnu
Similaire à E . hystolytica Plus petit, caryosome de grande taille,excentré
8-10 µm
8-10 µm 2-4 noyaux Souvent sub-rectangulaire
Pseudolimax (Anc. Iodamoeba) butschlii
Autres amibes
Cosmopolite, Pouvoir pathogène non reconnu
Similaire à E . Hystolytica - Plus petit, gros caryosome central
10 µm
8-10 µm 1 noyau Polymorphes
Autres protozoaires intestinaux Coccidies
Cryptosporidies - Cycle biologique
Coccidies - Cryptosporidioses
Diagnostic
Coccidies - Cryptosporidioses
Mise en évidence des oocystes dans les selles, les biopsies intestinales, le LBA ou la bile Coloration de Zhiel-Nielsen après concentration au formol éther Coloration à l’auramine
Ookystes
Auramine DD : Cyclospora cayetanensis
4 Sporozoïtes dans l’ookyste
Isospora belli
Coccidies - Isospora
Biologie Cycle direct chez l’Homme (HD), dans les cellules épithéliales du TD Une reproduction asexuée suivie d’une reproduction sexuée conduit à l’émission d’un oocyste qui est expulsé de la cellule hôte et libéré dans le milieu extérieur. L'oocyste mûrit à l'extérieur : individualisation successive dans l'oocyste de 2 sporocystes contenant chacun 4 sporozoïtes.
20 µm
Sarcocystis bovis hominis S. suis hominis
Coccidies - Sarcocystis
- Parasite des carnivores (HD) et des herbivores (HI) dans les muscles desquels ils s’enkystent - Contamination orale par ingestion de viande - Diagnostic direct : élimination souvent discontinue et retardée
Autres protozoaires intestinaux Flagellés
Cycle biologique
Flagellés - Giardiase
Morphologie
Trophozoïte (18-20 µm)
Flagellés - Giardiase
noyaux corps parabasal axostyle flagelles (4 paires)
Kyste (12-14 µm) Résidus
paroi
axostyle corps parabasal
noyaux (2X2) flagelles
Flagellés - Giardiase
Chilomastix mesnili Flagellés - Autres - 1
Trophozoite : Etat frais, 5 à 7 µm Kyste: +/- piriforme, 5 à 6 µm
+ Trichomonas intestinalis, Embadomonas intestinalis, Enteromonas intestinalis
Dientamoeba fragilis
Flagellés - Autres - 2
Trichrome
Etat frais, 7 à 20 µm
Cycle biologique de quelques helminthes
1- Nématodes
Ascaris lumbricoides
Traitement 5 nitronazolés (Fluvermal)
Œuf fertile
40 à 60 µm
Œuf infertile
Enterobius vermicularis (Oxyure)
Environ 40µm
Strongyloides stercoralis (Anguillule) Cycle externe long
Cycle externe court Cycle endogène
Traitement : Ivermectine (stromectol – mectizan)
Diagnostic différentiel des ankylostomidés : Baermann
Trichuris trichura, Trichocéphale
Adultes dans le TD
Diagnostic spécifique: Œufs pondus et évacués avec les matières fécales
Ankylostoma duodenale ou Necator americanus (Ankylostomidés)
Diagnostic spécifique: Œufs pondus et évacués avec les matières fécales
Environ 50 µm
Trichinella spiralis (Trichine)
Némathelminthes - Trichine
2 - Trématodes
Fasciola hepatica Cycle biologique Emission d’Œufs dans les selles
Ingestion des métacercaires
Miracidium
Migration des cercaires et enkystement
Contamination active de l’hôte intermédiaire, la limnée tronquée pénétration dans le poumon : sporocyste migration vers la glande digestive : rédie éclosion des rédies : cercaires POLYEMBRYONNIE
Fasciola hepatica L’Oeuf
130-150µm opercule 6090 µm
Clonorchiase à Clonorchis sinensis (douve de chine)
Autres douves hépatiques
A- Morphologie: 1- Adulte longueur: 15-20 mm, largeur: 2-5 mm, épaisseur: 1 mm 2- Oeuf ovoïde, operculé avec opercule épaulé, petite épine au pôle postérieur : environ 28 µm
Autres douves hépatiques B- Cycle biologique: HD = homme (et Mammifères), HI 1 = Bithynia: mollusque aquatique
HI 2 = poisson d'eau douce (100 espèces, surtout cyprinidés) - les douvules remontent par le cholédoque pour se fixer dans les canaux biliaires : vers adultes en 1 mois durée de vie: 10 à 30 ans
Paragonimose, Distomatoses pulmonaires Paragonimus westermani, P. ringeri, P. kelicotti, P. africanus
A- Morphologie: 1- Adulte longueur: 10 mm, largeur: 5 mm, épaisseur: 3 mm 2- Oeuf ovoïde, operculé environ 80-100 µm
Douves pulmonaires
Douves pulmonaires
HI2 : crustacés d’eau douce
HD : mammifères carnassiers
Migration du TD vers les bronches : 6 – 8 semaines
HI1 : Melania sp. 1 à 3 mois
Miracidium en 2 à 3 semaines
Schistosomes
Schistosomes
Cycle biologique Migration sanguine, mues Recto-colique S. mansoni, S. i et S. j Vessie S. haematobium
Adultes plexus veineux
Eclosion miracidium
HI Planorbe : S. mansoni Bulin : S. haematobium et S. intercalatum Oncomelania : S. Japonicum
Pénétration dans l’HD
Sortie de HI furcocercaire Pénétration dans l’HI Multiplication (sporocyste I et II)
Digènes – Schistosomes
Oeufs
ovoïdes, clairs, munis d'un éperon
S.mansoni
140 µm x 60 µm
S.haematobium S. intercalatum
140 µm x 60 µm
S. japonicum
70 µm x 40 µm
3 - Cestodes
Taenia saginata
40 µm
Taenia solium
Hymenolepis nana
Œuf : fine membrane - Environ 60 µm
- Embryophore avec embryon hexacanthe
Adulte : 15-40 mm de long
Diphyllobothrium latum
Diphyllobothrium latum
Adulte : Jusqu’à 10m de long, scolex sans ventouses : bothridies
Anneaux avec petit utérus au centre
Œuf : fine membrane -Environ 90-120 µm -Pas d’opercule
TABLEAU RECAPITULATIF DES AMIBES voir aussi http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/html/frames/morphologytables/body_morph_figure1.htm 1 – FORMES VEGETATIVES Taille en µm Entamoeba coli Entamoeba histolytica histolytica Entamoeba histolytica minuta Entamoeba hartmanni Entamoeba polecki Endolimax nana Pseudolimax butschlii Dientamoeba fragilis
20 à 30
Pseudopodes
Mobilité
Courts, larges, lents Plusieurs à la fois
+
Cytoplasme
Noyaux
Endoplasme grossièrement granuleux. Grosses vacuoles bourrées d’inclusions. Ectoplasme distinct de l’endoplasme.
Visibles à l’état frais. Chromatine irrégulière. Caryosome épais, en général excentré.
Longs, hyalins, 12 à 15 rapides jusqu’à 40 Un seul à la fois
+++++
Endoplasme finement granuleux. Vacuoles petites et peu visibles. Hématies
Difficile à voir à l’état frais. Chromatine régulière. Caryosome central punctiforme.
12 à 15 Effilés, hyalins, jusqu’à 25 rapide
+++
Endoplasme finement granuleux. Ectoplasme hyalin et transparent.
Difficile à voir à l’état frais. Chromatine régulière. Caryosome central punctiforme.
Ectoplasme et endoplasme peu distincts. Petites vacuoles
Difficile à voir à l’état frais. Chromatine épaisse, en amas. Caryosome de grande taille, en général central.
4 à 10
10 à 25
Allongés, hyalins
++
Arrondis
+
8 à 10 Arrondis, en boule, jusqu’à 15 clairs
+
Ectoplasme et endoplasme distincts. Grosses vacuoles alimentaires remplies d’inclusions. Ectoplasme et endoplasme peu distincts. Petites vacuoles
8 à 15
Longs, en doigt de gant, réfringents.
+
Endoplasme et ectoplasme peu différenciés Vacuoles +++ Inclusions ++
7 à 20 et plus
Courts, nets
+
Fines granulations Vacuoles peu visibles Inclusions +++
ATLAS DE PARASITOLOGIE
Peu visible à l’état frais. Chromatine fine. Caryosome petit, compact, excentrique. Non visible à l’état frais. Membrane nucléaire fine. Caryosome de grande taille, ovalaire, excentré. Non visible si l’amibe est vivante. Visible si elle est morte : gros, vésiculeux, membrane périphérique mince. Caryosome central, arrondi, entouré de granules. Peuvent être 2 : non visibles à l’état frais. Membrane nucléaire fine. Caryosome central formé de 4 à 5 granules chromatiques.
images
TABLEAU RECAPITULATIF DES AMIBES voir aussi http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/html/frames/morphologytables/body_morph_figure1.htm 2 – FORMES KYSTIQUES Taille en µm Entamoeba coli
15 à 20
Forme
Contour
Cytoplasme
Cristalloïdes
Arrondie Ovalaire
Net Epais
Clair, hyalin, réfringent Vacuole +
difficile à voir en forme d’aiguille
Granuleux Vacuoles ++
Présence irrégulière En forme de saucisse
Entamoeba histolytica minuta
12 à 14
Arrondie
Net, moins épais que dans E.Coli
Entamoeba hartmanni
3 à 10
Arrondie
Net Réfringent
Vacuoles +++
Présence irrégulière Trapus, en forme de saucisse
Entamoeba polecki
9 à 17
Arrondie Ovalaire
Net Réfringent
Petites vacuoles ++
+++
Endolimax nana
8 à 10
Ovoïde Rectangulaire
Net Peu réfringent
Hyalin
Néant
Pseudolimax butschlii
8 à 15
Toutes les formes
Epais Réfringent +++
1 vacuole iodophile +++
Néant
Dientamoeba fragilis Remarques :
Noyaux
images
1à8 Caryosome épais et excentré 1à4 chromatine irrégulière Caryosome central et punctiforme 1à4 chromatine épaisse Caryosome de grande taille 1 chromatine fine et régulière Caryosome petit et excentrique 1à4 Membrane nucléaire fine Caryosome en tâche 1 Caryosome de grande taille entouré d’un halo clair, à l’état frais
Kyste inconnu Il convient de rappeler que la mise en évidence des formes kystiques présente le même intérêt diagnostique que celle des formes végétatives Le diagnostic des kystes d’amibes est d’autant plus important qu’ils constituent la forme de résistance et de dissémination de l’espèce L’élimination des kystes dans les selles est intermittente, car leur formation est irrégulière. Ceci se traduit donc par l’existence de périodes négatives qui justifient la prescription de plusieurs examens de selles consécutifs pour un même patient ou nde réactivation qui permettra éventuellement la mise en évidence des formes végétatives. Les kystes, très résistants, peuvent conserver leur pouvoir infectieux dans les selles pendant plusieurs jours : cinq jours pour Entamoeba Histolytica minuta. Ils sont détruits par la chaleur à 70°C environ Rappelons enfin que Dientamoeba fragilis ne possède pas de forme kystique connue.
ATLAS DE PARASITOLOGIE
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