necropsia de rumiante

ATLAS DE PATOLOGÍA PARASITARIA EN RUMIANTES UNA HERRAMIENTA DE DIAGNÓSTICO BASADA  EN LA L A IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS PARÁSITOS Y LAS LESIONES QUE PRODUCEN Magdalena Garijo Toledo Joaquín Ortega Porcel Jesús Cardells Peris Mª Teresa Gómez Muñoz

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NECROPSIA El objetivo de una necropsia es identificar los principales procesos patológicos que presenta un animal y, si es posible, conocer la causa de la muerte. Para ello se realiza un examen minucioso, ordenado y completo del cadáver y se toman las muestras necesarias para llevar a cabo distintas pruebas laboratoriales.

1. Preparación de la necropsia La necropsia debe realizarse lo más rápido posible para evitar los procesos de autolisis y putrefacción. Si no se puede hacer de forma inmediata, se debe refrigerar el cadáver, pero no congelarlo, ya que la formación de cristales de hielo alteraría la estructura de los tejidos. Hay varias cosas que deben realizarse antes de comenzar la necropsia: - Recopilar información relacionada con el animal que se va a estudiar. Es importante conocer cuántos animales están afectados (o han muerto), qué edad tienen, qué signos clínicos presentan (diarrea, problemas respiratorios, etc.), cuándo comenzaron estos signos... - Preparar el material necesario para realizar la necropsia. Se usarán cuchillos, tijeras, pinzas, un costotomo para abrir la cavidad torácica (se pueden usar unas tijeras de podar) y un hacha o sierra para el cráneo (figura 1). También es conveniente tener cerca una fuente de agua para poder lavar las vísceras y  examinarlas con detalle. - Si el animal aún está vivo, se realiza un examen ante mórtem. Este examen es muy útil para diagnosticar signos neurológicos (por ejemplo, en una oveja con cenurosis se puede identificar el “torneo” característico de esta enfermedad). También se puede obtener sangre de la vena yu gular si se considera necesario. - Sacrificio (en animales enfermos que se han remitido vivos). Para realizar el sacrificio se utilizará una inyección intravenosa de solución eutanásica en la vena yugular (figura 2). Es importante sujetar bien al animal, para evitar que se mueva, ya que esta solución causa necrosis tisular si se extravasa. - Examen post mórtem externo. Se valora el estado de conservación del cadáver y el estado nutricional. Se palpan los ganglios linfáticos superficiales, las articulaciones y los huesos. Se examina la piel, la glándula mamaria, el ombligo, las pezuñas y la posible presencia de ectoparásitos. También se examinan las aberturas naturales (fosas nasales, cavidad oral, conjuntiva ocular, oído externo, vulva, prepucio y ano) en busca de contenidos anormales o cambios en la coloración de las mucosas (color blanquecino es indicativo de anemia o amarillo de ictericia; figuras 3 a 5).

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DIAGNÓSTICO POST MÓRTEM

Figura 1. Kit básico de necropsias: cuchil lo, sierra y “costotomo”.

Figura 2. Inyección de solución eutanásica en vena yugular.

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Figura 3. Examen de la conjuntiva ocular.

Figura 5. Examen del ano.

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Figura 4. Examen de la cavidad oral.

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2. Realización de la necropsia* a) Colocación y estabilización del cadáver La necropsia se puede realizar de dos formas: en decúbito supino (figura 6) o en decúbito lateral (figura 7). En este último caso, siempre se hará con el lado izquierdo apoyado en el suelo para que la localización del rumen no dificulte el examen de la cavidad abdominal. En pequeños rumiantes se pueden usar ambas formas, aunque en vacuno, debido a su tamaño, es más cómodo hacerla en posición lateral. En cualquier caso, lo importante es realizar siempre la necropsia del mismo modo, para familiarizarse con la localización anatómica de las vísceras y así poder identificar posibles anomalías. Si se realiza la necropsia en decúbito supino, el cadáver se estabiliza separando las cuatro extremidades. Para separar las extremidades posteriores es necesario cortar el ligamento de la cabeza del fémur y desarticular la cadera (figura 8). Si se opta por la necropsia en decúbito lateral, solo se separará la extremidad anterior y posterior derecha (figura 9).

Figura 6. Necropsia en decúbito supino. *Nota del autor: Teniendo en cuenta el objetivo de este libro, se han resumido algunos aspectos de la técnica de necropsia y se ha profun-

dizado en aquellos que se consideran más importantes para el diagnóstico de enfermedades parasitarias.

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Figura 7. Necropsia en decúbito lateral.

Figura 8. Desarticulación de la cadera.

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Figura 9. Separación de la extremidad anterior derecha.

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b) Desollado Para retirar la piel se hace una incisión longitudinal por la línea media que va desde el mentón hasta la sínfisis púbica (figura 10). Después, se va retirando la piel hacia ambos lados y se examina el tejido subcutáneo (figura 11). También se palpan y cortan lo distintos nódulos linfáticos que se van observando (axilar, inguinal superficial, retrofaríngeo, etc.) (figura 12), así como las glándulas salivares (mandibular, parotídea, etc.). Si se trata de un macho, el pene se deja a un lado y si es una hembra, la ubre se retira junto con la piel y, posteriormente, se realizan cortes seriados para examinar la glándula mamaria.

Figura 10. Desollado.

Figura 11. Desollado.

Figura 12. Corte del nódulo linfático inguinal supercial.

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c) Apertura de la cavidad abdominal y torácica La apertura de la cavidad abdominal se realiza practicando un corte por la línea alba, desde la apófisis  xifoides del esternón hasta el borde anterior del pubis (figura 13). Después, se corta la musculatura abdominal desde el esternón hasta la columna vertebral, hacia ambos lados, siguiendo la curvatura de las últimas costillas.

Figura 13. Apertura de la cavidad abdominal.

 A continuación, se separan la grasa abdominal y los omentos, se observa la posición de las vísceras abdominales y si existe algún contenido en dicha cavidad (sangre, orina, fibrina, heces, etc.). En este momento, se pueden encontrar vesículas de cisticercos adheridas al mesenterio o a las serosas de los órganos abdominales (figura 14). Para abrir la cavidad torácica, se hará un corte aproximadamente a media altura de cada pared costal (para una necropsia en decúbito supino) o un corte junto a la unión de las costillas con las vértebras y  otro junto a la unión costoesternal (para necropsias en decúbito lateral). Se comprobará si existe algún contenido en cavidad torácica y, finalmente, se cortará el diafragma para dejar expuestas las vísceras torácicas (figura 15).

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Figura 14. Examen de las vísceras abdominales.

Figura 15. Examen de la cavidad torácica.

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d) Examen de los órganos abdominales Para extraer el tracto digestivo se tiene que separar el esófago a la entrada de la cavidad abdominal y  cortarlo cranealmente al cardias (figura 16). Después se localizará el recto, se desplazarán las heces y  se cortará (figura 17). En ese momento, se pueden tomar muestras de contenido fecal si se considera necesario (figura 18).

Figura 16. Separación del esófago (nótese la presencia de quistes de Sarcocystis spp.).

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Figura 17. Separación del recto.

Figura 18. Toma de muestra de contenido fecal .

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Primero se extrae el bazo, que está adherido al rumen, y se realizan varios cortes seriados para examinar su parénquima. Para examinar el tracto digestivo se hará un corte a nivel del píloro y se separará el intestino del abomaso  y de los preestómagos. Este es un buen momento para examinar el páncreas, que se encuentra junto al duodeno. Para examinar el rumen, se incide en el esófago y, desde ahí, se abren los sacos dorsal y   ventral siguiendo los pilares ruminales. A continuación, se abren el retículo, el omaso y el abomaso (por la curvatura mayor), se retira el contenido y se examina la mucosa (figura 19). Si se sospecha de hemoncosis u ostertagiosis, hay que guardar el contenido abomasal y enviarlo al laboratorio para su estudio parasitológico.

Figura 19. Mucosa abomasal con lesiones características de Ostertagia spp.

 Aunque es bastante laborioso, en el caso de las enfermedades parasitarias, es fundamental abrir y examinar la totalidad del intestino delgado y grueso. Para ello, se separará el intestino del mesenterio, se dispondrá en horquillas paralelas y se abrirán las porciones rectas por el borde antimesentérico. Se buscará la presencia de nematodos o cestodos en la luz intestinal, así como las lesiones que estos producen tanto en la mucosa como en la serosa (figuras 20 y 21). Las zonas curvas quedarán sin abrir y se fijarán en formol para su estudio histopatológico. En caso de que se necesite realizar aislamiento microbiológico o parasitario, antes de abrir el intestino se ligan algunos tramos que se consideren representativos (10-20 cm)  y se envían refrigerados al laboratorio lo antes posible.

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Figura 20. Lesiones en mucosa intestinal causadas por Stilesia globipunctata.

Figura 21. Lesiones en serosa intestinal causadas por Oesophagostomum spp.

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 A continuación, se separará el hígado, que está adherido al diafragma (figura 22) y se examinará la cápsula hepática, que debe ser fina, lisa y trasparente (algunos parásitos como Fasciola hepatica o Cysticercus  tenuicollis producen lesiones capsulares durante su migración). Se valorará su tamaño, forma, consistencia y coloración y se realizarán múltiples cortes seriados. Al examinar la superficie de corte es importante observar si la pared de los conductos biliares está engrosada, lo cual sería indicativo de trematodosis hepática (fasciolosis o dicroceliosis). La apertura de la vesícula biliar, así como el examen de su pared y  contenido, también es muy importante para el diagnóstico de estas enfermedades (figura 23). Para extraer el aparato genitourinario se separarán los riñones de la grasa perirrenal, se localizarán las glándulas adrenales (craneomediales al riñón) y se les realizará un corte transversal para observar la corteza y la médula adrenal. Después se desprenden caudalmente ambos riñones, junto con los uréteres, hasta la vejiga de la orina. Para abrir la cavidad pelviana se realizarán cortes (con costotomo) craneal  y caudalmente a los agujeros obturados y se retirará el suelo de la pelvis. A continuación se extraerán ambos riñones, uréteres, vejiga de la orina y el aparato reproductor. En el caso de las hembras se separarán las adherencias y los ligamentos que unen el aparato genital a la cavidad pelviana para extraer de forma conjunta con el aparato urinario. En los machos se cortará el escroto y se separará el testículo, el epidídimo y el cordón espermático. Después, se separarán las glándulas accesorias y se eviscerará todo junto. Los riñones se cortarán sagitalmente, comenzando por la curvatura mayor. Una vez abiertos, se desprenderá la cápsula renal con unas pinzas y se examinarán la corteza, la médula y la pelvis renal (figura 24).

Figura 22. Separación del hígado.

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Figura 23. Apertura de una vesícula biliar que contiene Dicrocoelium dendriticum.

Figura 24. Examen de la corteza, médula y pelvis renal.

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e) Cavidad oral, cuello y cavidad torácica La evisceración de la cavidad torácica se desarrolla de forma conjunta con los órganos del cuello y la cavidad oral. Por lo tanto, se va a separar de forma conjunta lengua, laringe, tiroides, tráquea, esófago, timo, pulmones y corazón. La lengua se retirará a través de la arcada mandibular, mediante dos cortes paralelos e internos a la rama de la mandíbula (figura 25). Se tirará de la lengua caudalmente y, tras cortar la unión con el paladar blando, se llegará al aparato hioideo. Este se podrá desarticular cortando con el cuchillo la unión cartilaginosa que hay entre el estilohioides y el queratohioides, o cortando los huesos con el costotomo (figura 26). Para la extracción de los órganos del cuello, se retirará la musculatura superficial de la zona hasta dejar al descubierto la tráquea y el esófago. Aquí se podrá examinar el tiroides a ambos lados de la laringe. A continuación, se seguirá cortando y tirando hacia atrás, con lo que se llevarán la lengua, tráquea y esófago hasta la entrada del tórax y se eviscerarán junto con los órganos torácicos (figuras 27 y 28).

Figura 25. Extracción de la lengua a través de la mandíbula.

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Figura 26. Desarticulación del hioides.

Figura 27. Separación de tráquea y esófago.

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Figura 28. Extracción de los pulmones y el corazón.

Posteriormente, con las tijeras, se abrirá el esófago en toda su longitud. Es importante observar tanto la mucosa (donde podemos ver las lesiones características de Gongylonema spp.), como la túnica serosa  y muscular (donde es frecuente encontrar quistes de Sarcocystis  spp.). De igual modo, se cortará la laringe, se abrirá la tráquea y se continuará hasta los bronquios principales. Es importante examinar con detalle la luz de estos órganos para poder detectar la presencia de nematodos broncopulmonares (figura 29). La pleura que recubre al pulmón ha de ser lisa, brillante y transparente (aunque en el vacuno es ligeramente más gruesa y opaca que en otras especies, sobre todo en la zona caudal). En el pulmón se evaluará su forma, tamaño, peso, consistencia y cambios de coloración. Cabe señalar que es fundamental prestar atención a las zonas dorsales de los lóbulos caudales, ya que ahí es donde se localizan la mayoría de las lesiones granulomatosas producidas por los nematodos broncopulmonares (figura 30). Después, se realizarán cortes seriados de todos los lóbulos para examinar el parénquima pulmonar.

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Figura 29. Apertura de los bronquios principales mostrando la presencia de nematodos.

Figura 30. Granulomas parasitarios en los lóbulos caudales del pulmón y linfadenomegalia.

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La apertura del corazón se hará siguiendo la circulación sanguínea: para ello, se entra por la vena cava a la aurícula derecha, se pasa al ventrículo derecho, se continúa paralelo al septo interventricular, se deja el vértice del corazón a la derecha de la tijera y se sale por la arteria pulmonar. El lado izquierdo del corazón se abre realizando un corte por la zona media del ventrículo y la aurícula izquierda. Posteriormente, se corta por debajo de la válvula mitral y se sale por la aorta (figura 31). Hay que evaluar la superficie endocárdica y las válvulas tricúspide, mitral y semilunares. Para el examen del miocardio, se dará un corte en el septo interventricular, a nivel del músculo papilar, y se obser vará tanto el color como la consistencia del músculo cardíaco. En vacuno, se debe prestar atención por si existiesen quistes o nódulos calcificados de Cysticercus bovis y en ovino de C. ovis .

Figura 31. Corte de la válvula mitral para mostrar la aorta.

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f) Locomotor Tras la extracción de todos los órganos, se procede al examen de las articulaciones y de la musculatura del animal. Si no se observan alteraciones articulares evidentes, se realizará un muestreo representativo de varias articulaciones. El estudio de estas se hará tanto externa como internamente, tras su apertura mediante una sección transversal (figura 32). Del mismo modo, se realizarán cortes en distintos grupos musculares y se observará la consistencia y la coloración.

Figura 32. Apertura de la articulación de la rodilla.

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 g) Cabeza y columna vertebral En primer lugar hay que separar la cabeza del cuello a nivel de la articulación atlanto-occipital. Justo antes de cortar la duramadre que recubre la médula espinal es un buen momento para sacar líquido cefalorraquídeo (figura 33). Posteriormente, se retira la piel de la cabeza y la musculatura de la zona de los temporales y parietales para facilitar la adherencia de la sierra al hueso. Para abrir el cráneo se realizarán tres cortes. Un corte a cada lado del agujero magno, que irá desde la cara interna de los cóndilos del occipital hacia el ángulo lateral del ojo y el último corte, que une los dos anteriores, se realizará a unos 2 cm por detrás de las órbitas (figura 34). Si el animal presenta cuernos, este corte será caudal a la inserción de los mismos. Una vez separada la bóveda craneana, se procederá a la separación de la duramadre. Por último, se extraerá el encéfalo una vez cortados los nervios craneales  y se introducirá completo en formol (figura 35).

Figura 33. Extracción de líquido cefalorraquídeo.

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Figura 34. Apertura del cráneo (encéfalo c ubierto por la duramadre).

Figura 35. Examen del encéfalo.

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Para explorar la cavidad nasal se hará un corte sagital y se examinarán los cornetes nasales (figura 36).  A continuación, con el hacha, se abrirán los senos frontales y maxilares (una de las localizaciones más frecuentes de Oestrus ovis ). El examen del canal raquídeo y médula espinal es más fácil si se separa la columna vertebral del resto del animal. Se procederá a quitar la musculatura de la parte superior de las apófisis espinosas y trans versas, luego se incidirá con la sierra en ángulo de 45o a ambos lados para dejar al descubierto el canal medular. Por último, se eviscerará la médula con ayuda de pinzas.

Figura 36. Corte sagital de la cabeza para examinar los cornetes nasales.

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3. Toma de muestras para histopatología Se deben tomar muestras de todos los órganos, ya que determinadas enfermedades no manifiestan lesiones macroscópicas evidentes o bien pasan desapercibidas. En aquellos órganos en los que observemos lesiones, se tomará siempre una muestra del margen de la lesión, incluyendo tanto tejido afectado como sano. En órganos parenquimatosos, las muestras se tomarán de forma perpendicular a la cápsula, mientras que en los órganos membranosos (huecos) cuyo diámetro sea pequeño (como el intestino delgado), hay  que tomar la circunferencia completa de una zona que esté sin abrir. El grosor de las piezas debe ser menor a 1 cm para garantizar una fijación correcta. Las muestras deben colocarse en frascos rígidos con formol tamponado al 10% y la proporción entre la muestra y el formol debe ser de 1/10. El tejido tarda aproximadamente 24/48 h en fijarse.

Figura 37. Toma de muestras para histopatología.

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