Manual de Necropsias Dra. Aline

Técnicas de necropsia en animales domésticos

Aline S. de Aluja Posgrado en la Universidad de Pennsylvania, EU en 1961. Profesora emérita de la Universidad Nacional Autónoma de México. Premio Universidad Nacional en Docencia 1989 y1993 . Investigadora Nacional nivel III  Coordinadora del programa IDPT-ILPH-UNAM.

Fernando Constantino Casas Posgrado en Patología, Universidad de Cambridge, Inglaterra. Profesor titular del Departamento de Patología, FMVZ, UNAM. Jefe del Departamento de Patología, FMVZ, UNAM. Investigador Nacional nivel I 

Dr. Jorge Aldrete Velasco Editor responsable 

Editorial El manual moderno 

México, D.F. – Santa fé de Bogotá 

Título original de la obra: Técnicas de necropsia en animales domésticos

a)

Técnicas de necropsia en animales domésticos

D. R. © 2002 ISBN 968-426-938-2 Editorial El Manual Moderno, S. A. de C. V, Av. Sonora núm. 206, Col. Hipódromo, Deleg. Cuauhtémoc, 06100 México, D. F. 52-65-11-00

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Ficha catalográfica

Aluja, Aline S. de Técnicas de necropsia en animales domésticos / Aline S. de Aluja, Fernando Constantino Casas. -- México Editorial El Manual Moderno, 2002. xvi, 104 p.: il. 28 cm. Incluye índice Bibliografía: p. 97-98. ISBN 968-426-938-2 1. Autopsia veterinaria. 2. Patología veterinaria. I Constantino Casas, Fernando. II. t 636.08960759 ALU.t Biblioteca Nacional de México.

Diseño de portada

 Mario C. Ga lván Jiménez Jimén ez

Revisión Técnica  M.V.Z. Pedro Pe dro Pradal Ro a

los estudiantes de la patología veterinaria

Agradecimientos

Es un grato deber expresar nuestro agradecimiento a todos los miembros del Departamento de Patología de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Nacional Autónoma de México, que nos ayudaron en muchas formas durante la elaboración de este texto. Nuestro reconocimiento especial a los médicos veterinarios Ma. Teresa Casaubon, J.A. Barajas, G. García, J. Gay, Alfonso López-Mayagoitia, L. acampo, Alicia Pérez, René Rosiles, Francisco Trigo, Leopoldo Paasch, Agustín Montes de Oca, Juan Montaño, Francisco Suárez, Armando Mateos Poumián y a la bióloga Larisa Chávez por revisar algunos

capítulos; a J. Abín, Miguel Ángel Zamora y Jaime Eugenio Córdoba por su colaboración fotográfica; a la técnica en histología Carmen Zamora y al jefe de laboratorio Aureliano García. Muchos de los dibujos fueron elaborados por la M.V.Z. Amalia Rossi, durante nuestro primer intento de una guía de técnicas de necropsia, le agradezco habernos permitido reproducirlos en este libro. Mi gratitud especial para mi esposo y mis hijos, por su comprensión y apoyo, que me permitieron la tranquilidad necesaria para dedicarme a este trabajo.  Aline S. de Aluja

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Prefacio

En las páginas de este libro, se ha tratado de reunir la información necesaria para llevar a cabo estudios  post  mortem, con el deseo que le sea útil no sólo al estudiante, sino también al profesional que necesita recordar algún detalle durante su trabajo diario. Por este motivo se presentan tanto las técnicas de necropsia como también la información referente a las actividades colaterales, como lo son la toma de muestras, redacción de informes y métodos para eliminar el cadáver, una vez terminado el estudio. Se ha incluido un capítulo que trata el tema de la eutanasia. En los textos consultados y en las instituciones de enseñanza veterinaria, el tema suele tratarse de manera superficial. Sin embargo, es indispensable que tanto el profesor como los estudiantes conozcan a fondo los principios básicos que deben respetarse para evitarle sufrimientos innecesarios a un animal, cuando por alguna razón se enfrenten a la necesidad de matarlo. Por esta razón se describen en detalle los métodos más aceptados. Para esta edición tuve la suerte de contar con la colaboración y coautoría del M.V.Z. Ph.D. Fernando Constantino Casas, que ha aportado importantes ideas para actualizar este manual.

Con la presentación de este libro se desea ofrecer al estudiante de Medicina Veterinaria una guía para llevar a cabo estudios  post mortem en los animales domésticos. De modo alguno podrá sustituir una experiencia adquirida por medio de la observación directa de los cambios que producen los múltiples agentes etiológicos en el animal. Sin embargo, para alcanzar el objetivo de una necropsia, que es explicar la causa de la muerte, es, preciso establecer un método de trabajo que el estudiante debe seguir en forma rutinaria y que podrá encontrar en estas páginas. El creciente número de jóvenes que acuden a las escuelas de Medicina Veterinaria y Zootecnia y la sobrecarga de los planes de estudio, con frecuencia impiden que en las sesiones prácticas se logren afianzar los conocimientos y que se adquieran las destrezas necesarias. Durante años dedicados a la enseñanza de la Patología Veterinaria y de convivir con los estudiantes, he sentido la falta de una guía que complemente la enseñanza y facilite el aprendizaje de los pasos a seguir para poder formular un diagnóstico  post mortem. Existe mucha literatura al respecto, pero se encuentra dispersa y no siempre al alcance del alumno.

 Aline S. de Aluja

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Semblanza de la maestra Aline S. de Aluja

Escribir una semblanza de la maestra Aline Schunemann de Aluja resulta una tarea agradable, pero a la vez complicada porque es difícil añadir algo nuevo sobre su actividad académica, ampliamente conocida entre los profesionales de la medicina veterinaria, en la medida que ella ha desempeñado un papel protagónico en la enseñanza y desarrollo de la patología veterinaria en México. Una trayectoria tan firme, como la de la maestra Aline, evidentemente ha sido objeto de distinciones, incluyendo el emeritazgo que es el máximo reconocimiento que otorga la Universidad Nacional de México a sus académicos y, desde luego, estos reconocimientos se han acompañado de la publicación de resúmenes biográficos, por lo que para muchos ya son conocidas sus aportaciones al estudio de plantas tóxicas, toxoplasmosis, cisticercosis, distrofias musculares y otros muchos temas en los queja maestra Aline ha sido pionera. Muchas generaciones de estudiantes de veterinaria hemos sido beneficiados con la vocación docente de la maestra Aline, que incluyó la preparación de la más importante colección de diapositivas de condiciones patológicas de los animales en Latinoamérica. Los lectores [XI]

de esta obra, ciertamente encontrarán un testimonio inmediato de esa singular vocación docente, ya que está escrita con la generosidad que caracteriza al material didáctico elaborado por la maestra Aline, quien expresa el genuino deseo de enseñar compartiendo una vasta experiencia. Sin embargo, en una institución de larga vida como la Universidad Nacional de México hay muchos ejemplos, afortunadamente, de destacados académicos quienes como la maestra Aline, se han ganado el reconocimiento de alumnos y colegas por una destacada labor docente y de investigación. Falta entonces resaltar la característica que convierte a la Maestra en una personalidad tan singular y muy estimada. Sin lugar a dudas ese rasgo es el amor, respeto y responsabilidad por la vida en general y, en especial, por el bienestar de los animales. En una era como la presente, de intercambio de información por medios electrónicos, resulta cada vez más fácil actualizar los conocimientos, pero no así, el contar con modelos de empeño, sentido ético y generosidad. Con admiración, hemos atestiguado la lucha incansable de la maestra Aline en favor de mayor sensibilidad humana para el buen trato de los animales y para sembrar en las conciencias de estudiantes e investigadores la semilla de la bioética, término que acuña felizmente una nueva actitud responsable frente a los seres vivos y el medio ambiente. El ya decano, creciente y noble programa de protección de equinos que ha beneficiado a miles de burros, mulas y caballos y, desde luego, también a sus propietarios y que

XII

TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

cuenta con reconocimiento y apoyo internacionales, es el mejor ejemplo de la proverbial tenacidad de la Maestra para lograr en los hechos lo que se aprecia como poco probable en el pensamiento. La Facultad de Medicina Veterinaria y la profesión veterinaria, cuyo objeto de estudio son los animales y su

relación con el bienestar humano, tienen el singular privilegio de contar, en la persona de la maestra Aline, con un modelo de excelencia con sentido humano, donde la orientación del trabajo y empeño está dirigida a enseñar, educar y compartir experiencia para fomentar el cuidado y respeto a la vida.  Leopoldo Paasch Martínez

Índice

AGRADECIMIENTOS ................................................... ........... VII

4. LA NECROPSIA........................................................................ 21

PREFACIO .................................................... ............................ IX

Cambios Post mortem .... ....................... ......................... 21 Técnica de la necropsia ................. ............................. 22 Inspección externa ................... ............................. 22 Incisión primaria ...................... ............................. 22 Apertura de cavidades .............. ............................. 24 Cavidades articulares .......... , .......................... 24 Cavidad bucal, faringe y laringe ....................... 26 Cavidad abdominal ...... .................................... 26 Cavidad torácica .......... .....................................27 Cavidad pélvica ............ .................................... 28 Cavidad craneana y extracción del encéfalo .................................... . ....... 29 Cavidades de la cabeza ......................... . ....... 29 Senos de la cabeza y fosas nasales................ .. .. 29 Extracción de vísceras ..................................... . ....... 29 Vísceras torácicas .................................... . ....... 29 Vísceras abdominales ..............................................30 Perros y gatos ............................................ ....... 31 Rumiantes .............................................. . ....... 31 Caballos ................................................. . ....... 31 Órganos de los aparatos urinario y genital ........................................................... 32 Inspección de sistemas y órganos .............................. 32 Órganos de la cavidad torácica y anexos ............................................................32 Corazón y grandes vasos de la cavidad torácica ........... ............ ........ 35 Aparato digestivo .............. ............................ ....... 36 Lengua, cavidad bucal y laringe ............. .. ....... 36

SEMBLANZA DE LA MAESTRA ALINE S. DE ALUJA ....................... ........................... .......... XI

1: IMPORTANCIA DE LA NECROPSIA EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS....................................... 1

2. MÉTODOS DE EUTANASIA.......................................................3 Generalidades ................................. ............................ 3 Métodos físicos mecánicos ............. ............................ 3 Métodos físicos eléctricos ............... ............................ 7 Métodos químicos ........................... ........................... 10

3. PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA

........................ .....13

Medidas generales.........................................................13 Lugar de la necropsia ........ ........ ..................... .......... 13 Sala de necropsia ......... ........ ..................... .......... 13 Necropsia en el campo .......... ..................... ...... ... 15 Ropa para la necropsia ............... .................... . .......... 15 Instrumental y otro equipo ........ ..................... .......... 16 Material para tomar muestras .... ..................... .......... 16 Desinfectantes ....... ................... ..................... .......... 16 Desinfectantes químicos ....... ..................... .......... 17 [XIII]

XIV TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Esófago .............................................. ............... 36 Estómago ........................................... ............... 36 Duodeno ............................................ ...............37 Yeyuno ............................................... ........... ....37 Diferencias ......................................... ............... 37 Ciego ................................................. ............... 37 Colon ................................................. ............... 37 Hígado ............................................... ............... 38 Bazo ................................................... ............... 40 Páncreas ............................................. .............. 41 Aparatos urinario y genital ..................... ............... 41 Aparato urinario ................................. .............. 41 Aparato genital femenino .................. ............... 44 Aparato genital masculino ................. ............... 44 Apertura de la cavidad craneana, extracción y examen del encéfalo ..........................45 Enucleación de ojos .......................... .......................... 47 Extracción de la médula espinal ........ .......................... 47 Glándulas endocrinas ........................ .......................... 47 Timo ........................................ ..........................47 Hipófisis .................................. .......................... 48 Páncreas.............................................................. 48 Adrenales ........................................................... 48 Tiroides ..............................................................48 Paratiroides ........................................................ 49 Examen de la médula ósea hematopoyética ...................................................... 49 Nódulos (ganglios) linfáticos ....................................... 49 NECROPSIA DE AVES ................... .............................................49  Ma. Teresa Casaubon H.

Introducción .......................... ..................... . ..............49 Eutanasia ............................... ..................... . .............. 50 Mecánicos .. ....................... ................... . ............. 51 Químicos .......................... ..................... . ............. 51 Eléctricos ......................... ..................... . ........... . 51 Inspección externa ................ ..................... . .............51 Incisiones primarias .............. ..................... . ............. 51 Exposición de órganos abdominales ........... . ............. 52 Exposición de órganos torácicos ................. . ............. 53 Examen de órganos y aparatos ............ ............... 53 Apertura de la cavidad nasal ....................... ............... 54 Extracción de encéfalo ................................ ...............54 Disección de la médula espinal..................................... 54 Disección del nervio ciático ........................................ 55 Examen de las articulaciones ...................................... 55 Examen de los huesos y de la médula ósea................55 Protocolo e informe de los resultados............................55 5. MATERIAL Y MÉTODOS PARA LA TOMA DE MUESTRAS .............................. ....................................... 59

Generalidades .............................................................. 59 Toma de muestra ..................................................... 59 Material para exámenes hematológicos ....................................................... 60 Indicaciones para algunas determinaciones especiales requeridas en sangre ......................................... 60 Material para exámenes bacteriológicos y micológicos ......................................................... 60 Material para exámenes virológicos ............................ 61 Material para exámenes parasitológicos ................... .................................. 62 Nematodos .......................... .................................. 62 Triquinas ............................. .................................. 62 Cestodos .............................. .................................. 62 Trematodos ......................... .................................. 62 Coccidias ............................. .................................. 62 Babesias .............................. .................................. 62 Trichomonas ......................... .................................... 62

Insectos ............................... .................................. 62 Heces ................................... .................................. 62 Raspado de piel y muestras de pelo ....................... 62 Muestras para exámenes histopatológicos ..................................................... 62 Obtención de líquido cefalorraquídeo ......................... 63 Obtención de líquido sinovial ...................................... 63 Obtención de orina ...................................................... 63 Técnica para la fijación del pulmón por perfusión con formalina ..................... ................... 63 Muestras para microscopia electrónica de transmisión ....................................................... 64 Fijador ........................................................... ......... 64 Procedimiento ......................................................... 64

6. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO DE LAS PRINCIPALES ENFERMEDADES EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS .....................................67

APÉNDICES APÉNDICE A ENFERMEDADES EXÓTICAS Y ENZOÓTICAS DE NOTIFICACIÓN OBLIGATORIA EN LOS ESTADOS UNIDOS MEXICANOS .. ........................ 79

Grupo 1. Enfermedades exóticas de notificación obligatoria inmediata en los Estados Unidos Mexicanos ....... ............ .... 79 Aves ........................... ................................ ...... .... 79 Bovinos ...................... ......................... ............ .... 79 Cánidos ...................... ......................... ............ .... 80

ÍNDICE

Caprinos ................. ............................................... 80 Equinos .................. ............................................... 80 Leporidos ............... ............................................... 80 Ovinos .................... ............................................... 80 Porcinos ................. ............................................... 81 Grupo 2. Enfermedades enzoóticas de notificación obligatoria inmediata al Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica en México (SIVE) ....................... 81 Aves ......................................................... .............. 81 Bovinos ........................................................... ....... 81 Cánidos .................................................................. 81 Caprinos ................................................................. 81 Equinos .................................................................. 81 Fauna silvestre ....................................................... 81 Felinos ........................................................ ........... 81 Ovinos ................................................................... 81 Porcinos ....................................................... .......... 81 Grupo 3. Enfermedades enzoóticas de notificación mensual obligatoria en los Estados Unidos Mexicanos ........................ 81 Aves ....................................................................... 81 Bovinos .......................................................... ....... 82 Canideos ....................................................... ......... 82 Caprinos ............................................................. ... 82 Equinos .............................................................. .... 82' Felinos ........................................................ ......... , 82 Leporidos ......................................................... ..... 82 Ovinos ......................................................... ........ : 82 Porcinos ................................................................. 83 Fauna silvestre ....................................................... 83

APÉNDICE B EJEMPLO DE UN PROTOCOLO DE NECROPSIAS

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Hoja de hallazgos macroscópicos ............................... 85 Diagnóstico macroscópico .......................................... 85 Lista de órganos muestra ............................................ 86

XV

APÉNDICE D EJEMPLO DE PROTOCOLO PARA CITOLOGÍA, BIOPSIA O MICROSCOPIA ELECTRÓNICA.................. 88

APÉNDICE E EJEMPLO DE PROTOCOLO PARA INVESTIGACIÓN DE RABIA/  MOQUILLO ....................... 89

APÉNDICE F VOLÚMENES SANGUÍNEOS EN RELACIÓN CON EL PESO CORPORAL (SEGÚN SCHALM).................... 90 APÉNDICE G ESQUEMA DE LA CIRCULACIÓN LINFÁTICA EN LOS BOVINOS ................................................................. 92

APÉNDICE H ÁREAS DE DRENAJE DE LOS PRINCIPALES NÓDULOS LINFÁTICOS .......................................................93

APÉNDICE I DIBUJOS DE VÉRTEBRAS CERVICALES, TORÁCICAS, LUMBARES, COCCÍGEAS Y SACRAS ..............................................................................95

APÉN'DICE J DIRECCIONES DE FABRICANTES DE INSTRUMENTOS Y APARATOS PARA LA DESTRUCCIÓN HUMANITARIA DE ANIMALES. PISTOLAS DE PERNO OCULTO O DE CONCUSIÓN, PINZAS ELÉCTRICAS .......................................................... 96

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................ 97 APÉNDICE C EJEMPLO DE FORMATO PARA DIAGNÓSTICO FINAL .....................................................................................87

ÍNDICE ANALÍTICO .....................................................................99

1

Importancia de la necropsia en los animales domésticos

Para llevar a cabo el estudio de necropsia es necesaho que el patólogo conozca los cambios funcionales del individuo vivo. Esto se obtendrá de un expediente o historia clínica, de los datos de laboratorio obtenidos en el enfermo, como lo son los procedimientos diagnósticos hematológicos, radiográficos, parasitológicos, virológicos, citológicos, histológicos, histoquímicos y los efectos de tratamiento sobre el individuo. De lo anterior se deduce que la necropsia exige un trabajo cuidadoso y minucioso del patólogo. En resumen, se pueden señalar como objetivos de la necropsia los siguientes:

El estudio de la patología involucra la identificación de las alteraciones que las enfermedades producen sobre la estructura y la función de un órgano, tejido, aparato o sistema del individuo. Por tal motivo, en patología como ciencia biomédica, es necesario el conocimiento' de áreas como embriología, anatomía, histología, fisiología, bioquímica, inmunología, genética, toxicología, microbiología y parasitología. A su vez, del estudio de dichas áreas y su relación con la patología resultan las diversas ramas de la patología: la anatomía patológica, la patología celular, la patología ultraestructural, la patología molecular, la patología química, la patología quirúrgica, la patología clínica, la fisiopatología, la inmunopatología, etcétera. El conocimiento de la anatomía patológica se obtiene principalmente de la realización de necropsias o estudios

a) Determinar la causa de la muerte o enfermedad. b) Identificar anomalías congénitas. c) Establecer el diagnóstico morfológico y etiológico de la enfermedad. d) Confirmar o rechazar el diagnóstico clínico y establecer la correlación entre la clínica y la patología. e) Valorar los resultados del tratamiento médico para mejorarlos en su aplicación a los enfermos. f) Informar al clínico, para la toma de medidas sanitarias o de salud pública. g) Poseer información para análisis estadísticos y epidemiológicos.

 post mortem.

La necropsia es un examen sistemático de los órganos y tejidos en un cadáver para determinar la causa de muerte, el grado de enfermedad o lesión, el efecto de la terapia o la identificación de alguna condición patológica no detectada ante mortem. La identificación y descripción morfológica de las alteraciones llevadas a cabo en la necropsia servirán para el conocimiento de diversos procesos patológicos, para reconocer enfermedades y agentes causales de enfermedad, para el estudio de neoplasias y otras alteraciones.

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Métodos de eutanasia

y la disponibilidad del equipo. En general, los métodos pueden ser clasificados en:

GENERALIDADES

Eutanasia significa muerte sin dolor. El término de sacrificio humanitario, se usa específicamente para darles muerte a los animales en rastros o para el sacrificio de emergencia. Los dos términos implican que la forma de muerte no le debe provocar ni ansiedad, ni dolor y todos los médicos veterinarios tienen la obligación ética ineludible de respetar este principio. La razón por la cual se tiene que practicar la eutanasia, en la mayoría de las veces es por una enfermedad incurable o vejez extrema, que causan sufrimiento o una calidad de vida inaceptable. Otras veces es necesario efectuar la eutanasia para poder establecer el diagnósti'co de un padecimiento que se presentó en un grupo de animales, con el fin de poder tratar a todos los demás del hato afectado. Cualquier método para sacrificar a un animal, inclusive los utilizados en los mataderos o rastros, debe cumplir con los siguientes principios:

1.Físicos Mecánicos Eléctricos 2.Químicos METODOS FISICOS MECANICOS

a) Pistola o fusil con bala. Este sistema implica cierto riesgo, ya que la bala puede rebotar si se realiza dentro de un local. b) Armas con bala expansiva. Las balas se desintegran inmediatamente después del disparo, explotando en la cavidad craneana al haber atravesado los huesos del cráneo. c) Pistola de émbolo oculto (Stunner). Esta pistola se acciona con cartuchos que impulsan un émbolo de metal, el que regresa al mango inmediatamente después del disparo. Al penetrar por los huesos del cráneo produce un pequeño orificio en ellos. Es uno de los métodos más comunes, ya que es fácil, de bajo costo y produce una insensibilización instantánea. Al Caer el animal debe procederse inmediatamente al sangrado por medio de un corte de las venas yugulares. En las figuras 2-1 a 2-3, se ilustran diferentes modelos de pistolas de émbolo oculto. d) Pistola de concusión. También opera con cartuchos, pero el émbolo es de punta roma, de modo que no penetra a la

1. No debe causar dolor ni angustia, ni poner en peligro al operador. 2. Debe ser confiable. 3. Debe ser rápido. 4.Debe ser seguro y sencillo de aplicar. 5.Si es posible, su costo no debe ser excesivo. Existen diferentes métodos de eutanasia, los que se aplican tomando en cuenta, entre otros, la especie animal [3]

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Figura 2-1. Pistola de émbolo oculto tipo "Schermer" con cartuchos para diferentes especies.

masa encefálica, sino produce una insensibilización por medio de una conmoción cerebral. Después de la caída del animal debe procederse inmediatamente a su sangrado (Hg. 2-4). El lugar exacto de aplicación de estas pistolas en la cabeza del animal en las diferentes especies está indicado en las figuras 2-5 a 2-17. En el perro debe mantenerse la cabeza inmóvil sujetándola por la nuca con una mano. Si el animal es agresivo será necesario colocarle un bozal. Se trazarán dos líneas imaginarias, que van del ángulo externo de los ojos a la base de las orejas. Con una mano se apoya la pistola a 1 cm al lado del punto donde se cruzan las dos líneas imaginarias y de la línea media, para evitar la cresta ósea que corre a lo largo de la frente (fig. 2-5). La pistola se inclina de tal modo que el émbolo siga la misma dirección que la espina dorsal. Para la eutanasia de perros son preferidos los métodos químicos, como con barbitúricos.

Figura 2-2. Pistola de émbolo oculto tipo "Accles and Shelvoke Ltd." para diferentes especies.

Figura 2-3. Pistola de émbolo oculto, modelo "Cash" y manera de usarla en bovino (Accles and Shelvoke Ud.).

En los équidos la pistola se apoya en el centro de la frente, más abajo de la línea que une las bases externas de las orejas, recordando que el encéfalo se encuentra en la parte superior de la cabeza; las figuras 2-6 a 2-9 presentan las formas correcta e incorrecta del disparo. En los bovinos adultos se apoya la pistola en la frente en un punto donde se cruzan dos líneas imaginarias, trazadas desde la base de los cuernos hasta el ángulo externo del ojo contrario (fig. 2-10). En el caso de las razas cebú, que tienen el cráneo muy convexo, el lugar del disparo debe ser arriba de este punto (Hg. 2-11 y 1-12). Otro sistema que se utiliza, es colocar la pistola atrás de la protuberancia occipital, dirigiendo el émbolo hacia adelante, en dirección a la boca. En los terneros se apoya la pistola en la línea media de la frente, ligeramente más abajo que en los bovinos adultos, pues los jóvenes tienen la parte alta del cerebro muy poco desarrollada (fig. 2-13).

Figura 2-4. Rifle de concusión "Cash Knocker" (Accles and Shelvoke Ltd.).

MÉTODOS DE EUTANASIA

b) c) Figura 2-5. Vista frontal en un perro.

Figura 2-7 Posición y trayectoria correcta del émbolo de la pistola al cerebro en équido.

Figura 2-9. Posición y trayectoria incorrecta del émbolo de la pistola· en équido con dirección al Girus postlateralis  y cerebelo. Posición de la pistola demasiado atrás.

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Figura 2-6~ Sitió donde debe ser colocada la pistola en el caballo.

Figura 2-8. Posición y trayectoria incorrecta del ém bolo de la pistola en équido con dirección a los senos frontales y lóbulos olfatorios. Posición de la pistola demasiado adelante.

Figura 2.10. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un bovino adulto. Vista frontal.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Figura 2-11. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un bovino cebú. Vista lateral.

Figura 2-12. Posición y trayectoria del émbolo de la pistola, al cerebro de bovino cebú.

El método de la "puntilla", muy usado todavía en los países en los que no existen leyes para evitar el sufrimiento innecesario a los animales, no debe recomendarse, porque aunque produce parálisis del animal, no lo insensibiliza, ya que no lesiona al encéfalo ni interrumpe la circulación sanguínea al no cortar las arterias intervertebrales. En ovejas y cabras sin cuernos, éstas se insensibilizan apoyando la pistola en la parte más alta de la cabeza, dirigiendo el émbolo hacia la garganta (fig. 2-14). En los animales con cuernos se coloca la pistola detrás y en la mitad de la elevación que corre entre los cuernos, dirigiéndola hacia la boca (fig. 2-15 y 2-16). Es importante recordar que es necesario utilizar cartuchos más potentes para ovejas y corderos pesados. En verracos y cerdas adultas se deben utilizar cartuchos de máxima potencia. El método para sacrificio de cerdos es insensibilizarlos apoyando la pistola en la mitad de la frente,

2 cm por encima de una línea imaginaria que une los ojos (fig. 2-17). Para animales pequeños como conejos, ratas, ratones y aves domésticas, los métodos físico-mecánicos que se recomiendan son manuales o por medio de instrumentos de metal o de madera ("desnucador"), que pueden hacerse fácilmente. Consiste en una tira de madera de 40 cm de largo, 5 cm de ancho y 1 cm de grosor, con un extremo adaptado para que pueda ser cómodamente tomado con la mano (fig. 2-18). En cada lado de la madera se le fija una tira de metal de 28 cm de largo por 0.5 cm de ancho y de un grosor de 1 cm. Otro instrumento útil, especialmente para ratas y ratones, es la guillotina que decapita a los animales (fig. 2-19). Su uso puede ser indispensable en los casos en los que son necesarios estudios de microscopia electrónica para los que no es posible utilizar medios químicos de eutanasia por las alteraciones celulares que producen.

Figura 2-13. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un ternero. Vista lateral.

Figura 2-14. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un borrego sin cuernos. Vista lateral.

MÉTODOS DE EUTANASIA

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Figura 2·15. Sitio donde debe ser colocada la pistola en una cabra. Vista lateral.

Figura 2-16. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un borrego con cuernos. Vista lateral.

En conejos, el animal debe ser sujetado de las extremidades posteriores (fig. 2-20), de manera que la cabeza del animal quede colgando. Con otra mano extendida o con el desnucador se aplica un golpe fuerte y seco. Para ratas y ratones el sistema de eutanasia más rápido es la guillotina. Otro método puede ser la dislocación del cuello, generalmente posible en ratones y ratas jóvenes. El animal se coloca sobre una superficie donde pueda sujetarse y se detiene por la cola. Cuando trata de ir hacia adelante, se coloca a través del cuello un palito redondo de aproximadamente medio centímetro de diámetro o un lápiz, y se ejerce fuerte presión (fig. 2-21). Con un rápido tirón de la cola se dislocará la nuca. En las aves el método más común es la dislocación del cuello. El animal se sujeta con una mano por los tarsos con la cabeza colgando y se mantiene contra la cadera del

operador. La cabeza se sujeta con los dos primeros dedos de la otra mano detrás del cráneo y con el pulgar debajo de la parte inferior del pico. El cuello se extiende mediante un tirón fuerte y rápido hacia abajo, de modo que quede dislocado entre las regiones cervical y occipital. También es posible el uso de la guillotina. Aunque la ejecución de tales maniobras manuales en estas especies es desagradable para la mayoría de las personas que las deben ejecutar, los resultados son satisfactorios, siempre y cuando sean realizados por operadores con habilidad y decisión, ya que producen una muerte casi instantánea. I

MÉTODOS FÍSICOS ELÉCTRICOS

Para insensibilizar a un animal por medio de este sistema es de primordial importancia que la corriente eléctrica atraviese el encéfalo ya que, si esto no sucede, el animal quedará paralizado o inmovilizado, pero no inconsciente. Por tanto, el método usado en algu nos lugares, que consiste en pasar la corriente por medio de un cable y dos pinzas, conectadas una en el labio y otra en el ano del animal, es totalmente incorrecto y debe ser prohibido y cambiado por métodos más humanitarios. En varios países, especialmente en las universidades de la Gran Bretaña, existen programas de investigación para ,

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I

Figura 2.17. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un cerdo. Vista frontal. ,

Figura 2-18. Desnucador para conejos o aves.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Figura 2-19. Guillotina para pequeñas animales de laboratorio.

para establecer los mejores métodos de eutanasia por medio de la electricidad para las diferentes especies animales. El óptimo resultado del método eléctrico depende en gran parte del uso correcto de: 1. Amperaje: la medida de la cantidad de corriente eléctrica. 2. Voltaje: la presión eléctrica que mueve la corriente a través de la cabeza y del encéfalo. 3. Resistencia: el grado que impide el flujo de la corriente a través de barreras materiales como por ejemplo el hueso, el pelo o la lana. Un aturdimiento efectivo depende de una corriente que es forzada a través de la resistencia formada por la piel, los pelos, la lana o los huesos. La corriente tiene que ser de un amperaje suficiente para interrumpir la actividad normal del encéfalo y producir inconsciencia. El tiempo entre el intervalo del aturdimiento y el sangrado debe ser lo más corto posible, en ningún caso

Figura 2-21. Sacrificio de ratón, desnucándolo.

Figura 2-20, Modo de sujetar un conejo para el golpe en la nuca.

mayor de 30 segundos. En particular en los casos de aturdimiento eléctrico, existe el peligro que el animal se recupere antes de haber perdido la mayor parte de su sangre y que despierte antes de haber completado la maniobra. Cuando el aturdimiento por electricidad se efectúa correctamente, el animal sufre contracciones tónicas y clónicas. Las primeras duran de 10 a 20 segundos y se caracterizan por contracción de los miembros pélvicos, que se flexionan hacia el cuerpo. Durante las segundas contracciones que duran de 15 a 45 segundos, se observan movimientos de carrera y un relajamiento gradual. Si el sangrado no se efectúa antes del final de las clónicas, existe el peligro que el animal recupere la conciencia. El sistema eléctrico se considera efectivo y da resultados satisfactorios en cerdos y pequeños rumiantes. Para estas especies existen pinzas eléctricas que hacen pasar una cantidad conocida de electricidad de un lado a otro del encéfalo por medio de electrodos que se deben colocar en un punto determinado de ambos lados de la cabeza (Hg. 2-22 y 2-23). En equinos y bovinos adultos el punto donde deben ir los electrodos se encuentra aproximadamente 5 cm arriba de cada ojo, sobre una línea imaginaria que vaya del ojo a la base de la oreja o del cuerno (fig. 2-24). En cerdos, cabras y borregos los sitios correctos son ambos lados de la cabeza en el vértice de un ángulo recto

MÉTODOS DE EUTANASIA

d)

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Figura 2.23. Sitio correcto para la electrocución.

De 90 a 130 kg, 400 V; 4 ampo De menos de 90 kg, 240 V; 2 ampo

Figura 2-22. Aparato de desensibilización eléctrica para cerdos.

recto formado por una línea vertical que parte de la base de la oreja a una línea horizontal que sale del borde superior de la trompa o de] hocico (fig. 2-25). La intensidad de la corriente eléctrica utilizada depende del peso del animal: Para 130 kg o más, 600 V; 6 amp.

Figura 2·24. Puntos donde deben aplicarse las pinzas eléctricas en

caballos.

Durante la electrocutación se presentan tres fases. La primera aparece cuando se aplica la corriente, el animal flexiona los miembros pélvicos hacia adelante y cae al suelo. En la segunda, estos miembros se extienden y el animal hace movimientos de locomoción. En la, tercera se presentan contracciones espasmódicas de los miembros pélvicos y entonces debe procederse rápidamente al sangrado, ya que si se trabaja con lentitud el animal puede recuperarse. El ganado bovino permanece inconsciente aproximadamente durante tres minutos y la respiración reaparece un minuto después de la aplicación de la corriente, lo que favorece el sangrado. Para que la insensibilización por medio de la electricidad sea efectiva, deben aplicarse las siguientes recomendaciones:

Figura 2-25. Puntos donde deben aplicarse las pinzas eléctricas en

cerdos.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

a) Revisar los electrodos con regularidad para asegurarse

que estén siempre limpios. b) La piel donde van a ser colocados los electrodos debe estar limpia, libre de exceso de grasa o de lodo y humedecida con agua. c) Es preferible que los animales no coman durante unas 8 a 12 horas antes de aplicar la corriente; sin embargo, deben tener acceso al agua. d) Los electrodos siempre deben ser aplicados en el lugar correcto para tener la seguridad que la corriente pase por el encéfalo. En general, deben seguirse las instrucciones del fabricante del instrumento eléctrico que se use. Un método eléctrico que está dando buenos resultados en cerdos es el del "paro cardiaco". Consiste en colocar electrodos en la cabeza y en la columna dorsal, encima del corazón. La corriente produce inconsciencia y paro cardiaco al mismo tiempo, el sangrado es efectivo si se efectúa de inmediato. MÉTODOS QUÍMICOS

El uso de sustancias químicas quizá sea el método más recomendable para la eutanasia de pequeñas especies, incluyendo los animales de laboratorio y aves. Entre los compuestos que dan resultados satisfactorios ocupan el primer lugar los barbitúricos. Otros son: sulfato de magnesio, hidrato de cloral, cloroformo, éter, bióxido de carbono, monóxido de carbono puro y gas argón. La estricnina no se debe usar, ya que produce violentas contracciones musculares extremadamente dolorosas sin pérdida de sensibilidad. Los cianuros y los fármacos curariformes tampoco deben ser usados por causar dolor, ansiedad o ambos.  Barbitúricos (fenobarbital, pentobarbital, etc:). Deprimen al centro respiratorio y vasomotor. Debe preferirse la vía endovenosa; cuando se dificulta puede usarse la vía intraperitoneal, siendo el efecto de mayor lentitud en la última. La dosis endovenosa debe ser el doble de la usada para anestesia; para las otras vías se aumenta al triple. Sulfato de magnesia. Se aplica en forma de solución acuosa concentrada (80%) por vía endovenosa. El ion magnesio deprime uniformemente todas las partes del sistema nervioso central. La inyección debe ser rápida. Es un método útil para pequeños animales. En las especies domésticas tiene la desventaja de que, para producir la muerte, son necesarios por lo menos 250 ml de la solución, cantidad que es difícil introducir con la suficiente rapidez.  Hidrato de cloral. Deprime el centro respiratorio. Se aplica por vía endovenosa o rectal, siendo el efecto en esta última relativamente lento.

Existen en algunos países preparaciones especiales para eutanasia a base de barbitúricos, hidrato de cloral y sulfato de magnesio, que resultan más económicos que el uso de los productos para anestesia. Cloroformo  y éter. Se usan sobre todo para animales de laboratorio. En un recipiente bien cerrado se coloca un algodón empapado con una de las dos sustancias y se introduce al animal, el que debe permanecer en el recipiente el tiempo suficiente para que después de anestesiado muera.  Bióxido de carbono. La eutanasia con este gas es un método muy recomendable para gatos y animales de laboratorio, también ha dado buenos resultados en perros. Se vende en cilindros de diferentes tamaños que se conectan por medio de una manguera o un tubo a un gabinete herméticamente cerrado. Para producir la muerte tranquila, la concentración de bióxido de carbono debe ser de 50 a 60%, preferentemente mezclado con 30% de oxígeno. Existen ya en el mercado aparatos especiales y sancionados por la Universities Federation for Animal Welfare y no deberían faltar en ninguna institución en la que se trabaje con animales de laboratorio o en las que tienen que eliminarse perros y gatos callejeros. En caso de no disponer de gabinetes especiales, es posible improvisar un dispositivo para pequeños animales de la siguiente manera: el animal se coloca en una jaula y ésta se mete dentro de una bolsa de plástico (fig. 2-26). El tubo del tanque con bióxido de carbono se introduce a la bolsa, teniendo gran cuidado de que el orificio de la bolsa esté herméticamente adaptado al tubo para que no se escape el gas. Cuando se trata de animales pequeños como cuyos, ratas, ratones y conejos pueden introducirse varios en la jaula, cuidando, desde luego, que no se trate de individuos que peleen entre sí.

Figura 2-26. Jaula con un roedor envuelta en una bolsa de plástico, la que está conectada por medio de una manguera a un tanque con bióxido de carbono.

MÉTODOS DE EUTANASIA

Un inconveniente del bióxido de carbono es que este gas es más Pésado que el aire y puede quedar cierta cantidad de oxígeno en la parte superior de la cámara. Esto puede permitir que algunos animales, como los gatos, tarden en morir.  Monóxido de carbono. La inhalación de este gas en una cámara cerrada produce una muerte rápida porque se combina con la hemoglobina y causa una anoxia fatal, que

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es tan marcada que el animal no sufre. La óptima concentración de monóxido de carbono en una cámara de gas es 6%. El monóxido de carbono producido por la combustión de automotores es impuro, razón por la cual no debe ser utilizado como método de eutanasia. Ningún químico debe emplearse si la carne va a ser consumida por personas o animales.

3 Preparativos para la necropsia

curaciones en caso de heridas del personal. Una de las reglas, cuando ocurre esto, es el lavado prolongado con agua corriente, de preferencia caliente y jabón. Esta recomendación es de especial importancia en todos los casos de heridas cuando se trabaja con material sospechoso de rabia o de otras enfermedades zoonóticas. Existe evidencia comprobada que ningún desinfectante es tan efectivo como el lavado minucioso, primero con agua corriente y luego con  jabón. Es recomendable que toda persona que trabaja con animales sospechosos de rabia esté vacunada. Es indispensable además, verificar periódicamente que el título de anticuerpos sanguíneos sea suficiente. La aplicación de la vacuna contra tétanos, puede ser necesaria en casos que lo ameriten. En una sala de necropsia no se debe fumar ni comer.

MEDIDAS GENERALES

El trabajo del patólogo con fines de establecer un diagnóstico  post mortem, encierra siempre un peligro potencial para él y sus asistentes, razón por la cual es necesario observar reglas de limpieza e higiene y precauciones para evitar accidentes y contaminaciones. Estas medidas deben ponerse en práctica desde el momento en que se elija el lugar donde se va a trabajar, en caso de tener que hacerlo en el campo, hasta la forma en que se van a desechar los cadáveres. Como medida rutinaria debe revisar se todo el equipo necesario antes de iniciar el trabajo, así  como pensar si para cada caso en particular están dispuestos todos los útiles necesarios. También debe haberse revisado en forma detenida la historia clínica que acompaña el caso, para decidir sobre lo que conviene hacer, con el fin de comprobar un diagnóstico, o bien, para implementar medidas extras de protección para los patólogos y el ambiente de trabajo, para manejo del cadáver o del material biológico. Muchas veces el clínico solicita pruebas específicas anotadas en la historia clínica, lo que debe tomarse en cuenta. Asimismo, es necesario asegurar que el caso haya sido debidamente anotado en el registro respectivo. El número de personas que observan y que intervienen en el trabajo debe ser reducido, para evitar posibles accidentes y' contaminaciones. La destrucción del cadáver después de terminada la necropsia requiere especial atención. Es indispensable tener siempre a la mano un pequeño botiquín de primeros auxilios, para poder efectuar

LUGAR DE LA NECROPSIA

El médico veterinario patólogo trabaja por lo general en una sala de necropsia, pero en ocasiones se le presenta la necesidad de hacerlo en el campo. A continuación se dan las indicaciones para cada una de estas situaciones. Sala de necropsia

El diseño debe hacerse pensando en facilitar las buenas medidas de higiene, ventilación e iluminación. [13]

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

La entrada de insectos debe evitarse por medio de mallas de alambre en las ventanas. Existen en el mercado lámparas de luz ultravioleta que ayudan a controlar la contaminación bacteriana y otros agentes. Las paredes y los pisos deben ser de superficie lisas, fáciles de limpiar y en el piso deben existir orificios amplios para el desagüe. Para evitar la obstrucción de los tubos de desagüe y de las coladeras, es recomendable un sistema de canales abiertos en el piso, de unos 30 cm de ancho, cubiertos con rejas movibles, que tendrán el declive necesario para que los líquidos no queden estancados (fig. 3-1). Las mesas de necropsia y demás muebles, deben ser de un material que permita su lavado fácil, de preferencia acero inoxidable o en su defecto, granito pulido. Las mesas para pequeñas especies tienen que contar con llaves de agua y un drenaje amplio (fig. 3-2). Para necropsias en grandes especies es ideal una mesa hidráulica, pero si no se dispone de ella se trabaja en el piso o colgando al cadáver de los miembros pélvicos de una barra (fig. 3-3). En la entrada de la sala es conveniente construir un pasillo o manga para los bovinos y los equinos que lleguen vivos, la que servirá como cajón de sacrificio. Sus paredes deben tener una altura de 1.65 m, suficiente para que los animales no vean encima de ellas y su anchura mínima de un metro,

Figura 3-1. Sistema de canal de desagüe abierto, cubierto con reja movible.

Figura 3-2. Sala de necropsia con mesas para animales pequeños (a) y mesa hidráulica para grandes especies (b).

para permitir la presencia de un solo animal a la vez. Por medio de un riel en el techo y un polipasto, el cadáver se llevará al lugar de la necropsia en la sala o al refrigerador. Este último nunca debe faltar como anexo a la sala de necropsia, debe ser de un tamaño tal, que quepan en él tanto grandes especies colgadas, como pequeñas, colocadas en estantes de acero inoxidable o de otro material fácil de limpiar. Es recomendable instalar dos refrigeradores grandes para la eventualidad de que uno esté fuera de servicio o para guardar las canales de animales cuya carne resulte apta para el consumo. Es útil disponer de dos lavabos de acero inoxidable, uno para el lavado de instrumental y de manos enguantadas sucias, el otro para manos sin guantes, al terminar el trabajo. Este último será del tipo de cirugía en los que las llaves se manejan con los codos. Siempre tiene que haber abundante

Figura 3-2. Mesa de acero inoxidable con tarja, llave de agua y cubierta removible.

PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA

agua fría y caliente y mangueras para la limpieza de paredes y pisos. Para esterilizar el instrumental es necesaria una autoclave anexa a la sala, además debe contarse con un cuarto para poder cambiarse de ropa, así como con instalaciones sanitarias y regaderas. El destino de las aguas contaminadas debe ser estudiado y resuelto con un ingeniero sanitario siguiendo las normas de manejo y destrucción de desechos orgánicos del país. Para disponer de los cadáveres y órganos, una vez terminada la necropsia, es de primordial importancia la existencia de un incinerador contiguo a la sala, ya que si los desechos tienen que ser transportados, aunque sea a poca distancia, el peligro de contaminación es evidente, lo que es particularmente peligroso en el caso de las enfermedades infecciosas, en especial las exóticas. Una negligencia en estos casos puede tener consecuencias graves.

Necropsia en el campo

Al escoger el lugar para trabajar en cualquier explotación ganadera, debe tenerse en cuenta que, de ser posible, sea un sitio sombreado, alejado del tránsito de personas, vehículos y animales, de superficie dura, de preferencia de cemento o en su defecto, de tierra plana y lisa. Si el tamaño del animal lo permite, es una práctica adecuada, colocarlo sobre una tela de plástico o de hule grande, lo que facilitará su remoción para la destrucción. Si no se dispone de un abastecimiento de agua para conectar una manguera, hay que acarrearla en cubetas o tambos. Debe tenerse a la mano un recipiente con desinfectante para instrumentos y demás material utilizado y de charolas o bandejas para las vísceras, evitando así su contacto con la tierra. Todo lo que se describe referente a los preparativos antes de iniciar la necropsia, la ropa y el instrumental debe tenerse en cuenta aun en las condiciones más rusticas. Al terminar el trabajo, el cadáver con sus vísceras se envuelve en el plástico al que ya se hizo referencia o en su defecto, se coloca en tambos o bolsas de plástico, para su incineración. O para que sea enterrado. El agua que se haya utilizado debe verterse en una fosa séptica o en el hoyo donde se va a enterrar el cadáver. Sobre el sitio donde se realizó la necropsia debe espolvorearse cal viva u otro desinfectante apropiado. La incineración se lleva a cabo colocando el cadáver y los residuos en un hoyo, cubriéndolo todo con un material combustible como paja, heno o ramas secas y rociándolo con petróleo para prenderle fuego. No deben quemarse al aire libre cadáveres o tejidos de animales sospechosos de ántrax u otras enfermedades causadas por gérmenes que forman

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esporas, ya que éstas resisten altas temperaturas y pueden ser levantadas con el humo, contaminando el ambiente. Para enterrar el cadáver se necesita abrir un hoyo a una profundidad mínima de un metro. Una vez colocado adentro, se le cubre con desinfectante o con cal viva antes de taparlo con tierra. Los cadáveres de animales que murieron de fiebre carbonosa deben ser enterrados a una profundidad mínima de 2 m y cubiertos con cal viva u otro desinfectante para finalmente cubrirlos con tierra. El sitio donde se entierren los cadáveres debe ser un lugar donde no se vaya a trabajar la tierra ni cerca de mantos acuíferos.

ROPA PARA LA NECROPSIA

Uno de los factores que contribuyen a la seguridad personal es el uso y el mantenimiento de la ropa apropiada (Hg. 3-4). Incluye batas u overoles de laboratorio que sean usados exclusivamente para necropsias y lavados con frecuencia, de preferencia al final de cada día de trabajo, de un mandil de hule o de plástico que cubra perfectamente el frente del

Figura 3-4. Prosector correctamente vestido.

16 e) f)

TECNICASDENECROPSIA'EN ANIMALES DOMESTICOS

cuerpo desde el cuello hasta las piernas y de botas de hule u otros zapatos de uso exclusivo en la sala de necropsias. Para grandes especies el uso de botas y overol es indispensable. Siempre debe trabajarse con guantes de hule, preferentemente de hule grueso (tipo doméstico) y las manos enguantadas deben lavarse con frecuencia durante el trabajo y sumergirse en soluciones desinfectantes. Al finalizar el trabajo los guantes se deben esterilizar, ya sea por medio de una autoclave o con soluciones desinfectantes. El uso de cubrebocas es opcional en la mayoría de los casos, pero indispensable en aquellos donde se sospecha de enfermedades altamente contagiosas para el humano.

INSTRUMENTAL Y OTRO EQUIPO

No es necesario que el instrumental para llevar a cabo una necropsia sea muy complicado. En la figura 3-5 se ilustra el instrumental de rutina recomendable, aunque en condiciones rústicas, el trabajo tendrá que llevarse a cabo disponiendo solamente de cuchillo, hacha, chaira y tijeras. Se puede tener equipo adicional, como un esterilizador

eléctrico para instrumental y una sierra eléctrica, y báscula que facilitarán el trabajo (Hg. 3-6). Una cámara fotográfica siempre es de gran utilidad, ya que en ocasiones el patólogo encuentra lesiones características o excepcionales que conviene fotografiar, para el acervo o archivo fotográfico.

MATERIAL PARA TOMARMUESTRAS

Para tomar las muestras para análisis microbiológicos es necesario tener siempre preparado un equipo estéril formado de tijeras, pinzas y bisturí. El equipo necesario para tomar diversas muestras se ilustra en las figuras 3-7 y 3-8. DESINFECTANTES

Ningún desinfectante es efectivo en presencia de grandes cantidades de materia orgánica, por lo que antes de aplicarlo siempre debe efectuarse el lavado cuidadoso con agua abundante, de preferencia caliente y con jabón. Para la desinfección de instrumental y guantes, lo más efectivo es el vapor bajo presión de 15 lb durante 15 minutos

Figura 3-5. Instrumental para necropsia: 1, Martillo. 2, Cucharón, 3, Costótomo para grandes especies, 4, Tijeras rectas, 5, Pinzas sin dientes de ratón, 6. Sonda acanalada, 7. Estilete, 8.Chaira, 9, Bisturí, 10. Cincel, 11. Sierra para huesos, 12. Pinzas con dientes de ratón, 13, Tijeras curvas, 14. Cuchillo, 15, Regla, 16, Hacha.

PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA

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15 min en el autoclave o en una olla de presión de tipo casero. Desinfectantes químicos  Definición. Un desinfectante químico es una sustancia que

destruye gérmenes de la piel y de los objetos, utensilios, instrumental y locales. Clasificación. Una de las clasificaciones más adecuadas de los desinfectantes es la que se basa en su estructura química: Grupo 1. Agentes tensoactivos: detergentes. Grupo 2. Alcoholes y aldehídos: formaldehído. Grupo 3. Agentes oxidantes: peróxido de hidrógeno. Grupo 4: Derivados de alquitrán: de hulla, de fenoles sintéticos. (madera). Grupo 5. Metales pesados y sus derivados: mercurio, bromo, etcétera. Grupo 6. Compuestos de azufre. Grupo 7. Colorantes azoicos, acridínicos. Grupo 8. Ácidos y álcalis: ácido carbólico, fenoles naturales, ácido sulfúrico. Grupo 9. Halógenos: cloro, yodo, etcétera. Figura 3-6. Báscula y sierra eléctrica.

Los siguientes desinfectantes son los más usados para el uso en la sala de necropsia:

Figura 3-7. Material para tomar muestras. 1. Frasco con formalina al 10%.2. Frascos o tubos con anticoagulante y sin anticoagulante, 3. Tela adhesiva para el marcado de las muestras. 4. Frascos estériles de tapa de rosca. 5. Mechero de alcohol (cuando exista se usará el de gas). 6. Hisopos estériles, 7. Jeringas hipodérmicas, 8. Caja de Petri, 9. Hilo de cáñamo.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Grupo 1. Agentes tensoactivos (detergentes) Sustancias que tienen la propiedad de limpiar las superficies sucias por su capacidad de disminuir la tensión superficial. Se clasifican en: Detergentes aniónicos (jabones). b)Detergentes catiónicos (compuestos de amonio cuaternario). c)Surfactantes no iónicos a)

Los detergentes aniónicos (jabones). Se recomiendan especialmente para el lavado minucioso de manos. Son capaces de destruir gérmenes patógenos y virus. Los detergentes catiónicos (cloruro de benzalconio). Son potentes germicidas que actúan contra gérmenes grampositivos y en menor grado contra gramnegativos, algunos géneros de virus y hongos. Tienen poca acción sobre esporas. A bajas concentraciones son bacteriostáticos, por lo que se utilizan en solución de 1: 100 para conservar el instrumental estéril. Mezclados con alcohol también se usan para desinfectar la piel. Los detergentes catiónicos son antagónicos a los aniónicos, de manera que las superficies lavadas con jabón deben ser enjuagadas con agua antes de someterlas a la acción de detergentes catiónicos. Los surfactantes no iónicos (polivinil pirrolidona) se usan en combinación con el yodo (isodine). Son potentes germicidas, especialmente contra brucelas, estafilococos, estreptococos, monilias y algunos virus.

Grupo 2. Alcoholes y aldehídos Alcohol etílico. Tiene marcada acción antibacteriana, pero muy débil sobre esporas. La concentración óptima es de 70%. Puede usarse para la desinfección de manos, dejándolo actuar por lo menos dos minutos. No se recomienda para instrumental. Formaldehído. Es un gas de origen sintético y se encuentra en el comercio en solución acuosa a 40% (formol o formalina). Tiene la propiedad de polimerizarse, transformándose en paraformaldehído sólido (tabletas) que al calentado libera formaldehído gaseoso. Para la desinfección de locales puede emplearse la solución de formaldehído, calentándola, o el paraformaldehído sólido, desprendiendo ambos formaldehido gaseoso. Para un local de 50 m3 es suficiente 1 litro de la solución o100 g de sólido, dejándolos actuar durante 4 o 5 h. Una mezcla de formol con permanganato de potasio combina la acción del primero con la facultad oxidante del segundo. Se utilizan 12 ml de formol comercial (40%) y 6 g de permanganato de potasio por metro cúbico. Los locales deben permanecer cerrados durante 24 h para evitar que se escapen los vapores. Grupo 8. Ácidos y álcalis Cloro y derivados. El cloro es un elemento gaseoso y en forma de gas; sólo se usa para la desinfección de agua potable a una concentración de 0.5 ppm. Los derivados del cloro son de mayor aplicación, entre ellos los hipocloritos, que son sales del ácido hipocloroso.

Figura 3-8. Material para tomar muestras para citología: 1 Vaso de Koplin, 2. Pizeta con etanol al 96%, 3. Frasco, 4. Jeringa, 5. Lápiz diamante, 6. Portaobjetos, 7. Guantes de látex.

PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA

El más usado es el hipoclorito de calcio, que existe generalmente como cloruro de cal, éste es un polvo amorfo, blanco, poco soluble en agua y en alcohol y contiene 30% de cloro activo. La concentración usual es de 2% (máximo 10%). Es útil para lavar paredes y pisos de locales contaminados, como las salas de necropsia, por su acción germicida y desodorante. Hidróxido de cal o cal apagada. Es la cal viva que se moja para apagarse. Mezclada con 4 volúmenes de agua, se obtiene la lechada de cal, usada para blanquear y desinfectar a la vez pisos, paredes, corrales, etcétera. Hidróxido de sodio (sosa cáustica o lejía). Es un sólido con 94% de hidróxido de sodio y es un desinfectante muy eficaz. Debe usarse a 2% en agua caliente o hirviendo. Destruye a los virus de fiebre aftosa y fiebre porcina clásica, asimismo, bacterias patógenas. Carbonato de sodio. Se usa en solución a 4% en agua. Desinfectante muy eficaz para equipo y ropa utilizados en brotes de enfermedades vesiculares, en especial fiebre aftosa. Para la desinfección de objetos contaminados con Bacillus anthracis se usa 1 kg de sosa cáustica comercial en 45.9 litros de agua (solución al 5%). La eficacia de esta solución aumenta añadiendo 25 kg de cal apagada con agua. Fenoles. Este grupo comprende esencialmente al fenol (ácido fénico o ácido carbólico), a los cresoles (fenoles sintéticos: orto, meta y paracresol) y los halofenoles (hexaclorofeno). El fenol no se destruye en presencia de materia orgánica, es altamente bactericida a

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2 %, pero poco fungicida y no actúa bien contra esporas. A 0.5% posee acción bacteriostática, pero no bactericida. Cresoles. Son tres veces más potentes que el fenol. Los tres isómeros (orto, meta y paracresol) tienen acción similar. En la práctica, se emplea una mezcla de los tres, el tricresol o simplemente cresul. Es un líquido incoloro poco soluble en agua, soluble en alcohol y glicerina. La concentración para usarlo es de 2% con límites entre 0.25 y 5%. El cresol se usa generalmente como solución jabonosa (cresol 5 ml, aceite de lino 180 g, agua destilada c.b.p. 1 000 ml). Es un líquido amarillento, soluble en agua, alcohol o glicerina. La concentración usual es de 1:25, con límites entre 1:10 - 1:50. Esta solución es eficaz para la desinfección de locales y objetos y no se destruye en presencia de materia orgánica. Halofenoles. Se usan generalmente para la asepsia de la piel. Grupo 9. Halogenados Yodo. Los usos que se le han dado son más como antiséptico y contra irritante, que como desinfectante. El yodo elemental posee acción germicida y fungicida. Es uno de los germicidas más potentes, su acción es rápida, pero si se combina con materia orgánica se inactiva. En contacto con suero, sangre o tejidos, precipita las proteínas y se transforma principalmente en yoduros inactivos. El yodo destruye bacterias de todo tipo, incluso esporas bacterianas. Su acción germicida se debe a la liberación de oxígeno naciente.

4

La necropsia

"

CAMBIOS post

modificaciones en la actividad enzimática, así como el desarrollo de bacterias de putrefacción. b) El estado de salud del animal. En animales muertos sacrificados en estado de caquexia, desnutrición, estrés o después de enfermedades crónicas, el rigor mortis es de poca duración. Algunas drogas, como alcohol, éter o salicilato de sodio, igualmente lo retardan o lo inhiben. c) El grado de actividad muscular antes de la muerte. La rigidez aparece rápidamente en animales que tuvieron actividad muscular intensa antes de morir, como en el caso de los caballos muertos durante competencias, animales de cacería o aquellos intoxicados con estricnina o muertos por tétanos. La aparición del rigor mortis se explica por la formación de puentes rígidos entre los filamentos de actina y miosina, resultando en el compuesto actinomiosina. Esta reacción ocurre también en vida durante la contracción muscular, pero el organismo dispone de las fuentes de energía suficientes para sintetizar el adenosin trifosfato (ATP) necesario con el fin de desdoblar la actinomiosina nuevamente en sus dos componentes. En cambio, la reacción es irreversible cuando el ATP no puede ser resintetizado, permaneciendo los músculos en estado de rigidez. Sin embargo, la resíntesis del ATP se lleva a cabo durante cierto tiempo aún después de la disponibilidad de energía, la que en vida es suministrada por fosfocreatinina y el metabolismo aerobio de la glucosa. Cuando la fuente de oxígeno falta, el metabolismo anaerobio puede, por un tiempo corto, suministrar la energía necesaria para sintetizar ATP, acumulándose entonces ácido láctico en

MORTEM 

Los cambios  post m ortem, inician inmediatamente después de que el animal ha muerto. Se establece en un tiempo más o menos corto lo que se conoce como rigidez cadavérica o rigor  mortis. La presencia de este cambio, en ocasiones puede dar información importante sobre el tiempo que transcurrió desde el momento de la muerte y la realización de la necropsia. El rigor mortis se caracteriza por un endurecimiento y una contracción de la musculatura, tanto estriada como lisa. Afecta primero a los músculos de mayor actividad, iniciándose en el corazón. Externamente se presenta primero en los músculos de la cabeza, después en el cuello, tronco y en los miembros torácicos, por último en los pélvicos. Se establece entre 2 y 8 h después de haber ocurrido la muerte y desaparece, en el mismo orden; entre 24 y 48 h, dependiendo de factores que más adelante se mencionarán. Si se constata, por tanto, rigidez en los músculos de la cabeza o del cuello; puede deducirse que la muerte ocurrió pocas horas antes. En cambio, si los miembros pélvicos están rígidos y existe cierta flacidez en los músculos de la cabeza y del cuello, es indicio de que el, rigor mortis ya empieza a desaparecer, por tanto, el animal murió entre 24 y 40horas antes. En el desarrollo de la rigidez cadavérica intervienen los siguientes factores: ) La

temperatura del ambiente. Temperaturas altas la aceleran, las bajas la retardan, siendo la causa,

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

los músculos, por lo que su pH, en vida normalmente alcalino (7.4), se convierte en ácido (5.7) después de la muerte. Si en un animal las reservas de glucógeno muscular fueron bajas, como ocurre en los animales caquécticos o agotados y en las otras condiciones citadas, no se produce ácido láctico en cantidades suficientes para producir un pH ácido, lo que favorece la putrefacción de origen bacteriano (Pseudomonas, Micrococcus,  Achromobacter, Flavobacterium y Caligenes spp.). Este último punto tiene gran importancia en la calidad de la carne, ya que en los animales sacrificados para consumo humano, ocurren los mismos cambios químicos aquí  descritos. La terminación de la rigidez cadavérica se debe principalmente a la acción de enzimas lisosomales y de bacterias proteolíticas. Otros cambios post mortem que suelen presentarse son: la timpanización por la fermentación en estómago e intestinos, causando su distención, sobre todo en los herbívoros. La presión desarrollada en la cavidad abdominal provoca a menudo seudoprolapso del recto, presencia de espuma sanguinolenta en los ollares, ruptura del estómago o del diafragma. Cuando un timpanismo en vida fue la causa de la muerte, los signos de asfixia acompañan el cuadro, aunado a la presencia de la línea timpánica en esófago. En la ruptura del diafragma en vida, por lo general se observa congestión del bazo y hemorragias diafragmáticas. En el rumen, retículo y amaso un signo importante de la descomposición cadavérica es la descamación de los epitelios. En un tiempo muy corto después de la muerte, puede observarse que la mucosa de los tres compartimentos se desprende fácilmente con sólo tocarla. Los borregos no trasquilados presentan autólisis o cambios post mortem con gran rapidez, debido a que, por la gruesa capa de lana, el cuerpo del animal muerto conserva mucho el calor. Lo mismo sucede con los cerdos que poseen una gruesa capa de tejido adiposo subcutáneo. La imbibición de hemoglobina y de bilis: Estos cambios son indicios importantes de procesos autolíticos. La imbibición de hemoglobina se debe a la hemólisis dentro de vasos sanguíneos. La hemoglobina liberada queda en solución en el plasma y al mismo tiempo las paredes vasculares se hacen más permeables a los líquidos. Por consiguiente, el plasma rojizo es absorbido por los tejidos vecinos y se forma una franja rojiza oscura a lo largo de cada vaso. La imbibición con bilis se debe a un fenómeno semejante, a través de la pared de la vesícula biliar pasa este líquido y tiñe las estructuras adyacentes de un color verduzco. La seudomelanosis es un cambio  post mortem asociado a la descomposición de la hemoglobina, con tinción de los

tejidos con tonalidades similares principalmente en vísceras.

a

la

melanina,

TÉCNICA DE LA NECROPSIA Existen varias técnicas descritas por diferentes autores. Cada patólogo tiene predilección por una u otra. Es importante tener presente que cada caso necesitará de ciertas modificaciones, tomando en cuenta el diagnóstico ante mortem. Sin embargo, para el estudiante es aconsejable que, como regla general, trabaje siguiendo una rutina establecida. Por la diversidad de animales que en medicina veterinaria se tienen que estudiar, los procedimientos cambian ligeramente de acuerdo con las particularidades anatómicas de cada especie. El cadáver de rumiantes adultos, se coloca en decúbito lateral izquierdo, para observar las diferentes vísceras abdominales. En equinos, éstos se colocan en decúbito lateral derecho, para una mejor apreciación y revisión in situ de todas las vísceras abdominales. En el resto de las especies, se prefiere colocarlos en decúbito dorsal, con lo cual se logra una inspección de las vísceras abdominales. La técnica de inspección de vísceras es similar en todas las especies. Se ha optado en este texto, por describir primero los pasos a seguir para abrir cavidades, para luego continuar con aparatos o sistemas y órganos, haciendo hincapié en las diferencias, según corresponda al animal doméstico.

Inspección externa Antes de proceder a la abertura del cadáver, éste debe ser examinado detenidamente. Se revisan marcas, fierros, tatuajes, color, sexo, la condición general, su estado de carnes, pelos y se buscan heridas superficiales y fracturas óseas (fig. 4-1 y 4-2). Los orificios naturales se inspeccionan, buscando exudados, signos de diarrea, cambios de color o lesiones en las mucosas (fig. 4-3). En el oído externo se buscan exudados o parásitos y en los ojos se revisan la córnea y la mucosa ocular.

Incisión primaria En perros, gatos, rumiantes, équidos y conejos la piel se corta a lo largo de la línea media, desde la unión de las dos ramas de la mandíbula hasta el ano. El corte debe ser de un solo trazo y firme, cuidando de no incidir músculos. En caso de animales machos, yeguas y rumiantes hembras adultas, el pene o la ubre se desprenden por medio de cortes alrededor de estos órganos (fig. 4-4). Para la

LA NECROPSIA 23

Figura 4-1. Inspección externa: marcas, aretes, oído, ojos.

separación de la piel, se efectúan cortes perpendiculares a la línea media en perros y gatos en cada región axilar y en las dos inguinales. En rumiantes y caballos los cortes se hacen sólo en el lado superior (fig. 4-5 y 4-6), ya que se recomienda que los rumiantes adultos se coloquen sobre su lado izquierdo y a los équidos sobre su lado derecho, como se mencionó. De esta forma la visualización e inspección de las vísceras

Figura 4-3. Inspección externa: mucosa oral y piezas dentarias.

Caso de un caballo con la falta de un incisivo.

vísceras abdominales podrá realizarse con facilidad, sin ser interferidas, según sea el caso, por rumen o ciego. Se separa parcialmente la piel de cada lado en perros y gatos en las otras especies sólo del lado superior, por lo ya explicado (fig. 4-5 y 4-6). En algunas instituciones se prefiere desollar al cadáver completamente, antes de iniciar el estudio post mortem. La piel de las grandes especies tiene un valor comercial considerable, por lo que esta práctica se recomienda también por razones económicas. Dado que en el campo esto no siempre es posible, se describe aquí el procedimiento sin desollamiento completo previo. Una vez quitada la piel parcial o totalmente, se examina el tejido subcutáneo, los músculos y los nódulos (ganglios) linfáticos explorables. Para facilitar los pasos subsecuentes, se procede a separar las dos articulaciones coxofemorales en perros y gatos, y sólo las que quedan del lado superior en las otras especies cortando los ligamentos que fijan la articulación, que son tres en perros, rumiantes y cerdos: redondo, cotiloideo y ácetabular transverso. En los caballos existe, además de estos tres, el haz subpúbico del ligamento redondo. Se examinan el líquido articular y las superficies articulares. También se cortan los músculos de la región pectoral que fijan la escápula a la cavidad torácica (fig.4-5 y 4-6).

Figura 4-2. Inspección externa: pezuñas.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Figura 4-4. Posición para iniciar la necropsia en rumiantes. Las flechas, marcan las líneas de incisión de piel.

En cerdos no se separa la piel del tejido subcutáneo, siguiendo la técnica descrita en la página 28. Apertura de cavidades Cavidades articulares 

Se examinan preferentemente antes de abrir las cavidades viscerales. Se incide la piel y teniendo el miembro por

examinar en flexión, se separan ligamentos para poder observar superficies articulares, membranas sinoviales, así  como color y consistencia del líquido sinovial (fig. 4-7). Cuando se requiere un examen de la articulación de la tercera y segunda falange en équidos y bovinos, de la región del hueso navicular o la comprobación de laminitis en caballos, se hace un corte longitudinal a través del casco o de la pezuña, dividiéndolos en dos partes simétricas (fig. 4-8).

Figura 4-5. Desollamiento parcial, rumiante. Separación de los músculos pectorales y de la articulación coxofemoral derechos. Las líneas

punteadas marcan los cortes para la apertura de cavidades.

LA NECROPSIA 25

Figura 4-6. Posición para efectuar la necropsia de caballos. Desollamiento parcial. Separación de músculos pectorales y de la articulación coxofemoral izquierda. Las flechas marcan los cortes para la apertura de cavidades.

Figura 4-7. Revisión de cavidades articulares.

Figura 4-8. Corte longitudinal a través de las falanges y del casco (caballo).

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Cavidad bucal, faringe  y  laringe 

Por medio de cortes paralelos a lo largo de la parte interna de las ramas del maxilar inferior se llega a la cavidad bucal y se extrae la lengua (Hg. 4-9) jalándola en dirección del cuello. Se desarticulan los huesos hioides y se examinan la mucosa de la cavidad, los dientes, la laringe y faringe, así como las tonsilas y los nódulos linfáticos submaxilares, retrofaríngeos, parotídeos y la glándula parótida. Jalando la lengua hacia atrás, se cortan los músculos, del cuello, a lo largo del trayecto de la tráquea, examinando tiroides y paratiroides. De este modo, se liberan tráquea y esófago, {¡nidos a lengua y laringe, hasta la entrada a la cavidad torácica (fig. 4-10). Cuando se requiere un examen minucioso de la cavidad bucal, es necesario desprender la mandíbula, lo que se hace convenientemente al final, una vez que se haya separado la cabeza. En cada cara lateral externa se cortan los músculos de la comisura mandibular, hasta llegar a la articulación temporomaxilar. Posteriormente, apoyando fuertemente la cabeza invertida sobre la mesa, se cortan los ligamentos capsulares, se jala la mandíbula hacia atrás, separándola completamente (fig. 4-11).

Figura 4-9. Extracción de lengua.

Figura 4-10. Separación de lengua, tr áquea y esófago hasta la entrada a cavidad torácica.

Cavidad abdominal 

Para la exposición de vísceras abdominales, se hace un corte siguiendo la línea media, de la apófisis xifoide hasta la sínfisis pubiana. Durante este paso debe tenerse cuidado de

Figura 4-11. Separación de la mandíbula. Corte de músculos, ligamentos y desarticulación.

LA NECROPSIA

no incidir estómago o intestino. Para ello es una buena práctica introducir los dedos índice y medio, levantando con ellos la pared abdominal y cortando entre los dos, siguiendo la línea media, con el filo del cuchillo hacia arriba o en animales pequeños, con la tijera, introduciendo la punta roma. Después, se cortan los músculos abdominales paralelos al borde de la última costilla, en los perros, gatos y cerdos de cada lado, en las demás especies sólo del superior. Es conveniente hacer otro corte de la sínfisis pubiana hasta la tuberosidad isquiática; el colgajo de pared muscular así  obtenido, se repliega hacia afuera, En las figuras 4-12, 4-13 y 4-14 se ilustran las vísceras abdominales en posición. En este momento se revisa el peritoneo, la posición de las vísceras, el líquido peritoneal y se toman las muestras que se uzguen necesarias para exámenes bacteriológicos, con el fin de evitar la contaminación causada por manipulaciones posteriores.

Cavidad torácica 

Para constatar el vacío de la cavidad torácica, puede hacerse, antes de abrirla, una pequeña incisión en el diafragma, en cuyo momento se percibe el soplo característico cuando el aire entra a la cavidad, en este momento, se colapsan los pulmones sanos.

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Con un cuchillo o bisturí se traza una línea de la última a la primera costilla, en perros y gatos de cada lado; en caballos y rumiantes del superior, lo más cerca posible de la columna vertebral, cortando músculos superficiales. Luego se procederá cortar las costillas con costótomo, sierra o hacha, siguiendo la línea previamente trazada (fig. 4-15). Cuando no se dispone de ninguno de los instrumentos citados, pueden romperse las costillas, una por una, a nivel de las articulaciones costocondrales, separando cada una de los músculos intercostales, aunque por medio de esta técnica la visibilidad en la cavidad torácica quedará bastante reducida. Una vez cortadas las costillas, se procede, en las grandes especies, a cortar el esternón con hacha. Para desprender totalmente la pared torácica es necesario cortar parte del diafragma, a nivel de su inserción con las costillas, y desprender con cuidado las adherencias del pericardio con el esternón. En este momento se inspeccionan las vísceras torácicas en posición, registrando posibles cambios en pleura, pulmones, corazón y líquido pleural (fig. 4-16), tomando las muestras, en su caso, para exámenes microbiológicos. Al tener que efectuar la necropsia en el campo, la pared torácica, una vez separada, puede hacer las veces de una charola, evitando así que las vísceras se llenen de tierra.

Figura 4-12. Vísceras de la cavidad abdominal. Caballo: 1. Ciego; 2. Colon ventral derecho; 3. Colon dorsal derecho; 4. Duodeno; 5. íleon; 6. Colon ventral izquierdo; 7. Colon dorsal izquierdo.

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TÉCNICAS-DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Figura 4-13. Vísceras abdominales en posición. Rumiantes adultos. 1. Rumen; 2. Hígado; 3. Intestino.

Se abre una vez extraídas las vísceras abdominales. Con el objetivo de tener buena visibilidad, se recomienda hacer dos cortes, con sierra o hacha, a cada lado de la sínfisis pubiana, atravesando pubis y arcada isquiática. Otro método es practicar un solo corte por la línea de la sínfisis pubiana, pero produce resultados menos satisfactorios.

En los cerdos, la técnica para apertura de cavidades torácica y abdominal puede ser modificada, ya que en ellos por lo general no se practica el desollamiento. Cortando de una vez piel y músculos, se separan las articulaciones coxofemorales y las escápulas (fig. 4-17). Siempre a través de piel, se abre la cavidad bucal, dejando por el momento lengua y demás estructuras en su lugar. Se procede a efectuar los cortes, abarcando piel y músculos, del ángulo de cada rama de la mandíbula hasta la última costilla, siguiendo la línea de las articulaciones costocondrales. Con cuchillo o

Figura 4-14. Exposición y revisión in situ de vísceras abdominales en

Figura 4-15. Corte de costillas con costótomo o tijeras de podar.

Cavidad pélvica 

bovino.

LA NECROPSIA 29

Figura 4-16. Revisión in situ de vísceras torácicas en equino.

costótomo se corta a través de éstas, pudiéndose levantar ahora todo el colgajo de piel, músculos, esternón y fracciones de costillas. Se prolongan los cortes hechos sobre cavidad torácica a cada lado de la cavidad abdominal, uniéndolos al llegar a la región pubiana (fig.4-18). Se retira el colgajo totalmente y de esta manera están abiertas cavidades torácica y abdominal. La extracción de vísceras se lleva a cabo conforme a la técnica descrita para las demás especies. Cavidad craneana y extracción del encéfalo 

Se describe al final de este capítulo.

Figura 4-17. Necropsia en cerdo. Cortes de los m úsculos pectorales para separar miembros torácicos y en la articulación coxofemoral para separar miembros pélvicos.

Senos de la cabeza  y fosas nasa/es 

Para el examen de los senos frontales, esfenoides, maxilares y de las fosas nasales se puede dividir la cabeza longitudinalmente en dos mitades con la sierra. Por medio de ello, también se pueden revisar las bolsas guturales en los caballos. En casos especiales, sobre todo cuando se sospecha de rinitis en cerdos o parásitos en senos de ovinos (Oestrus ovis), los cortes se hacen transversalmente. Para examen de rinitis en cerdos el corte debe hacerse entre el primero y el segundo diente premolar (fig. 4-19 y 4-20).

Cavidades de la cabeza 

El examen de la cavidad bucal se menciona al describir la técnica de extracción de lengua, tráquea y esófago.

EXTRACCIÓN DE VÍSCERAS  / 

Con el fin de llevar a cabo el examen de aparatos y órganos, se procede a su extracción de las cavidades, primero las torácicas, junto con lengua, esófago, laringe y tráquea, luego las digestivas, con el hígado, bazo y páncreas y al final los aparatos urinario y genital.

Vísceras torácicas

Figura 4-18. Exposición y revisión de vís ceras torácicas y abdominales en cerdo.

Para la extracción de las vísceras torácicas, se sigue la misma técnica en todas las especies. Al tirar de tráquea y esófago con la lengua, que ya se habían liberado anteriormente, hacia atrás, se levantan los pulmones con el corazón y la parte torácica de la aorta, separando las adherencias pleurales a nivel de la columna vertebral torácica (fig. 4-21). Debe cuidarse de no lesionar ni pericardio, ni nódulos linfáticos mediastinales, ya que estas estructuras son de gran importancia para el examen posterior. Al llegar al diafragma, se liga el esófago y se corta éste. El ligarlo evita que se

g)

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Figura 4-19. Vista lateral de la cabeza de un cerdo, indicando que

entre el primero y el segundo diente premolar se debe hacer el corte para el examen de cavidad nasal.

contaminen las cavidades con contenido gástrico o esofágico. Junto con el esófago también se cortan aorta y cava y se coloca todo el paquete de vísceras torácicas sobre una mesa. Cuando no se sospechan cambios importantes en la cavidad torácica, puede seguirse otra técnica, preferida por algunos patólogos, que no requiere corte de costillas. Para

Figura 4-21. Extracción de vísceras torácicas en el caballo,

ello es necesario que el cadáver esté en perfecto decúbito dorsal, cosa que no siempre es fácil cuando no se dispone de medios de sujeción o de ayudantes suficientes. Después de haber extraído las vísceras abdominales, se efectúa un corte del diafragma, siguiendo la línea de su inserción con las costillas. Cuando se hace el primer corte, se percibe el soplo característico que indica el vacío en la cavidad torácica y en este momento se colapsan los pulmones sanos. Luego se separan los músculos pectorales de la tráquea y del esófago. Desprendiendo con la mano introducida en la cavidad las adherencias pleurales, se tira de todo e! paquete de vísceras torácicas, con esófago, tráquea y lengua hacia atrás y afuera.

Vísceras abdominales

Figura 4-20. Vista de un corte transversal de cavidad nasal de un

cerdo con rinitis atrófica.

Se han descrito diversas técnicas. En algunas se recomienda la separación de órganos y partes del intestino dentro de la cavidad abdominal, otras extraen primero todas las vísceras para proceder después a su separación. Esta última técnica es la que se describirá a continuación, haciendo, sin embargo, la referencia de que en determinados casos, puede ser necesario modificarla.

LA NECROPSIA

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h) Perros y gatos 

Se cortan los ligamentos gastrofrénico y gastrohepático, para liberar el estómago. Con ligera tracción y cortando las inserciones mesentéricas en la región sublumbar, así como el paquete de arterias mesentéricas que salen de la aorta caudal, se separa todo el paquete visceral, hasta llegar a la entrada de la cavidad pélvica, dejando en su lugar riñones, glándulas adrenales y útero, en su caso. Después de haber ligado el recto (doble ligadura), se corta, sacando así, todo el paquete de vísceras digestivas, con bazo, páncreas e hígado. Se coloca sobre una mesa para su posterior inspección y separación. Los riñones, las adrenales, el útero, la vejiga y los órganos genitales permanecen en sus respectivas cavidades. Una vez abierta la cavidad pélvica, se revisan los aparatos urinario y genital en su sitio, haciendo después los cortes, para sacarlos, a nivel del recto. En caso de animales machos, los testículos deben ser colocados juntos con cordones espermáticos, en la cavidad abdominal para lo que se tendrá que abrir el conducto inguinal. La aorta y sus ramificaciones, así como las glándulas adrenales y los nódulos linfáticos iliacos externos o internos, se revisan, abriendo la aorta y cortando los nódulos.

Figura 4-22. Separación de las inserciones mesentéricas(bovino).

Una vez colocado el conjunto de vísceras, ya sea en la carretilla o en el suelo, se separa el recto, previa doble ligadura. Caballos 

El procedimiento para extraer vísceras abdominales en bloque es básicamente el descrito para rumiantes,

Rumiantes 

Se separa primero el gran epiplón. En determinadas condiciones, especialmente cuando se sospecha de ántrax, puede ser necesario obtener primero el bazo, lo que se logra por medio de una rotación del cadáver a la derecha, desplazando así hacia el mismo lado a los compartimentos estomacales, con lo que se expone este órgano pudiéndose extraer, cortando sus inserciones con el rumen. Si este paso no se juzga necesario, en este momento se deja el bazo en su lugar, para su extracción posterior. Un ayudante se coloca del lado de la columna vertebral del animal y jala los compartimentos estomacales junto con el hígado hacia él, mientras que el prosector corta el diafragma a nivel de su inserción con las costillas, así como los ligamentos gastrofrénico y gastrohepático. Si el cadáver está colocado sobre una mesa, puede ser útil acercar una carretilla en posición tal que los compartimentos caigan sobre ella. El intestino se rechaza en la misma dirección, separando sus inserciones mesentéricas en la región lumbar (gran mesenterio, ligamento colicocecal y mesenterio-cólico), cortando las arterias que salen de la aorta (fig. 4-22). Debe tenerse cuidado de no dañar ni la aorta, ni el asa descendente del duodeno, que va entre el epiplón hasta la región sublumbar en los bovino. Los riñones, así como las glándulas adrenales, el útero y los ovarios, en su caso, permanecen en las cavidades (Hg. 4-23).

Figura 4-23. Revisión in situ de órganos de los aparatos urinario y reproductor de vaca.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

recordando que el cadáver está colocado sobre su lado derecho. El ayudante jala colon y ciego hacia la columna lumbar para sacarlos, junto con intestino delgado, hígado, bazo y estómago. El prosector corta, mientras el ayudante jala, las inserciones mesentéricas de la región sublumbar. En los caballos, en los que las trombosis parasitarias de las arterias mesentéricas son frecuentes (fig. 4-24), puede ser necesario modificar la técnica para sacar vísceras abdominales, con el fin de poder explorar detalladamente el mesenterio y sus arterias. Para estos casos es recomendable seguir la técnica descrita por Rooney o la de Jones y Gleiser. Esta última recomienda el siguiente procedimiento: una vez abierta 1'a cavidad abdominal, se tira del colon y el ciego para colocarlos fuera de ella. Se corta el colon flotante, previa ligadura en cada uno de sus extremos y se separa del mesenterio. Después se separa el duodeno, empezando con su parte más próxima a la raíz del mesenterio, la que se localiza por palpación a lo largo de la columna vertebral. Se tira de él con cuidado para colocar una doble ligadura y se corta. Teniéndolo en la mano izquierda y ejerciendo ligera tracción, se separa el mesenterio hasta llegar a la válvula ileocecal, donde se corta para extenderlo en el suelo para su posterior apertura. Después se saca el estómago junto con el tramo de duodeno que quedó al cortarlo a nivel de la raíz del mesenterio, dejando el páncreas en la cavidad abdominal. Antes de separar el colon y el ciego de la cavidad, deben examinarse la aorta y la arteria mesentérica anterior con sus ramificaciones (fig. 4-25). La aorta caudal se abre en sentido longitudinal, localizándose fácilmente los orígenes de las arterias celiaca, renal y mesentérica anterior, las que se abrirán con tijeras, especialmente la última, para buscar trombas verminosos en ella y en sus ramificaciones.

Figura 4-24. Revisión de la bifurcación de la aorta caudal en equino, con trombo en su bifurcación por larvas de Strongylus vulgarís.

Los órganos pélvicos se separan conforme la técnica descrita para rumiantes. Órganos de los aparatos urinario y genital

Abierta la cavidad pélvica, se examinan riñones, uréteres, vejiga y uretra; en las hembras, el útero los ovarios y la vulva y en los machos testículos epidídimo, conductos seminíferos, glándulas accesorias y pene. Para observar testículos se sugiere el procedimiento señalado en la página 44.

INSPECCIÓN DE SISTEMAS Y ÓRGANOS

Una vez extraídos los paquetes de vísceras abdominales y torácicas; se procede a la separación de sus diferentes partes. Para cada una de ellas, deben registrarse los datos referentes a forma, color, tamaño, aspecto de superficies, presencia de exudados o neoformaciones y consistencia. Primero se observa, luego se palpa y por último se corta cada órgano. Órganos de la cavidad torácica y anexos

La laringe es un corto tubo que comunica la faringe con la tráquea, rodeada por cinco cartílagos (cricoides, tiroides, epiglotis y dos aritenoides). Se inspecciona su superficie externa y luego se corta para hacer lo mismo en su mucosa (fig.4-26). Se continúa con la inspección de la tráquea, que va desde la laringe hasta la base de los pulmones, donde se divide en bronquios. En los équidos los anillos cartilaginosos son incompletos, en forma de "C”; en las demás especies, los extremos libres de los anillos cabalgan en la porción cervical de la tráquea, sobreponiéndose uno al otro. En los équidos, cánidos y félidos, existen dos bronquios; en las especies bovina, porcina, ovina y caprina, existe además para el lóbulo craneal derecho un bronquio accesorio (fig.4-27). Los pulmones varían en tamaño, forma y número de lobulaciones en las diferentes especies animales, así como en la cantidad de tejido conjuntiva que une a sus lobulillos. Por lo general, los pulmones sanos colapsan cuando se abre la cavidad torácica; al no hacerla deben buscarse cambios patológicos en ellos. En los perros existen cuatro lóbulos en el pulmón derecho (craneal, L. cr., cardiaco, L. car., intermedio o accesorio, L. ac, y caudal, L. cau.) y tres en el izquierdo (craneal, cardiaco y caudal). En los bovinos el pulmón derecho también tiene cuatro lóbulos y el izquierdo tres. Entre los lobulillos existe gran cantidad de tejido conjuntiva, el que los separa perfectamente y es con frecuencia sitio de

LA NECROPSIA 33

i)

Figura 4-25. Arterias mesentéricas que irrigan al intestino (equinos). 1. Arteria hepática, 2. Arteria gástrica, 3. Arteria esplénica, 4. Arteria cólica media, 5. Arteria cólica dorsal, 6. Arteria cólica derecha, 7. Arteria cecal interna, 8. Arteria cecal externa, 9. Arteria ileocecal, 10. Arterias intestinales, 11. Arteria cólica izquierda, 12. Arteria hemorroidal craneal, 13. Arteria iliaca externa, 14. Arteria iliaca interna, 15. Arteria Iliaca interna, 16. Arteria iliaca externa, 17. Arteria renal. 18. Sitio frecuente de trombos verminosos en équidos, 19. Arteria pequeña mesentérica (posterior), 20. Sitio frecuente de trombos verminosos en équidos, 21. Arteria gran mesentérica (anterior), 22. Tronco celiaco.

es con frecuencia sitio de exudados o de enfisema intersticial. Los pulmones de ovinos y caprinos se asemejan a los de bovino en cuanto al número de lobulaciones. En los caprinos, la superficie pulmonar, sin embargo, es muy lisa. Los pulmones de equinos tienen lobulaciones muy incompletas. En cerdos existen cuatro lóbulos del lado derecho y tres del izquierdo y también resalta la división en lobulillos por el abundante tejido conjuntivo perilobulillar. El examen del pulmón se inicia con la inspección de sus superficies, buscando cambios de color, consistencia, presencia de exudados, adherencias o neoformaciones, poniendo especial atención en la distribución de estas lesiones. Durante esta inspección, deben examinarse los nódulos linfáticos torácicos, en especial los de bronquios (broncoaórticos) y mediastínicos, buscando cambios de color, tamaño y consistencia. Si se juzga necesario, se

Figura 4-26. Corte de laringe y tráquea.

toman muestras de ellos para cultivo y se separan para llevar a cabo una inspección posterior más minuciosa, haciendo cortes muy delgados (fig. 4-28) con el fin de detectar lesiones en el parénquima, en especial pequeños granulomas frecuentes en tuberculosis. Por medio de la palpación de los pulmones se notarán cambios en la elasticidad y áreas de consolidación. Es de gran importancia registrar cuidadosamente la localización de los cambios encontrados, ya que puede sugerir de qué tipo de proceso patológico se trata. Si por ejemplo, el órgano no está colapsado y existe una consolidación pálida difusa, debe pensarse en una neumonía intersticial; si la localización del área de consolidación es craneoventral y de color rojizo, el proceso sugiere una bronconeumonía o neumonía fibrinosa. En cambio, cuando están afectadas las áreas dorsales posteriores, se tratará posiblemente de un padecimiento parasitario. Las lesiones de origen embólico se reconocen por múltiples pequeños focos de color rojo, a veces con un punto blanco en el centro. Los procesos granulomatosos se caracterizan por la presencia de abscesos o exudados circunscritos de tipo caseoso o pastoso. Para saber qué intervención pudo haber tenido una lesión pulmonar en la causa de la muerte, es importante cuantificarla en relación con el área no afectada. Se considera incompatible con la vida una lesión que abarca 60% del órgano. Cuando está afectando 40%, el animal seguramente ya tenía serios problemas respiratorios. Para el examen del parénquima pulmonar, así como de bronquios y bronquiolos, éstos se abren con tijeras a partir de la tráquea, siguiendo sus ramificaciones, observando mucosas, posibles exudados o parásitos en ellos. Lo mismo se hace con los vasos que entran al pulmón examinando el endotelio y buscando trombos. Por último, se corta el parénquima en rebanadas, las que, cuando

34

 j)

TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Équido Figura 4-27. Pulmones de diferentes especies domésticas.

LA NECROPSIA

Figura 4-28. Manera de cortar nódulos linfáticos en secciones no mayores de 2 mm.

se sospecha tuberculosis, no deben ser mayores de 1 a 2 cm de grosor, para detectar pequeños granulomas. Se revisa la superficie de corte, buscando exudados, exceso de sangre, zonas de fibrosis, parásitos, etcétera. Para determinar si un animal recién nacido respiró o nació muerto o si un animal murió ahogado, se sumergen los pulmones en agua para observar si flotan, ya que si se hunden no contenían aire. Corazón y grandes vasos de la cavidad torácica 

La revisión del corazón en un principio, debe hacerse cuando está unido al pulmón, ya que esto da una mejor orientación, permite la mejor inspección de los grandes vasos y estructuras asociadas. Primero se examina el pericardio y por medio de una incisión, su líquido; se buscan adherencias del mismo con el epicardio. Luego se separa el pericardio del corazón y se observa el estado del epicardio, su forma, tamaño, color y la grasa epicárdica. Para exponer las cavidades cardiacas junto con sus orificios, se procede a abrirlas con tijeras o cuchillo, siguiendo la dirección de la corriente sanguínea (fig. 429). Para el lado derecho del corazón, se hace un corte longitudinal en la vena cava, llegando a la aurícula derecha; pasando por la tricúspide se entra a ventrículo derecho y se corta a lo largo del borde que forma el miocardio derecho con el septo interventricular hasta llegar al orificio de la arteria pulmonar. De este modo, se exponen las válvulas tricúspide y las semilunares de la arteria pulmonar. Para abrir el lado izquierdo del corazón, se entra por venas pulmonares para llegar a aurícula y válvula bicúspide o mitral, de ahí al ventrículo. Cortando a lo largo del septo, se sale por la aorta, la que se corta longitudinalmente por toda la parte torácica de la caudal por una parte y por el trayecto de la craneal por otra.

35

Al hacer el examen de la aorta caudal en caballos, es necesario seguir su trayecto hasta su cuadrifurcación, ya que frecuentemente este lugar es sitio de trombos. En arterias se inspecciona el diámetro, el grosor de las paredes, el endotelio y las válvulas semilunares. A nivel de éstas, el diámetro de la aorta debe ser mayor que el de la arteria pulmonar. Con un estilete se comprueba si el conducto arterioso está obliterado, así como el estado de las coronarias: Es importante revisar si existen comunicaciones entre aurículas o ventrículos. Cuándo existe un diagnóstico de defectos valvulares en el corazón, es conveniente emplear otra técnica con el fin de revisar las válvulas detenidamente: se separan las aurículas, haciendo un corte a lo largo del surco aurículo-ventricular. Con el fin de constatar el adosamiento de las hojas durante la sístole, se llenan los ventrículos con agua, y ejerciendo ligera presión sobre sus paredes, se observa cómo cierran las válvulas, lo que no sucede de manera perfecta cuando existen procesos inflamatorios o defectos valvulares. En el endocardio deben examinarse las válvulas (color, grosor, forma y elasticidad), tanto de la mitral como de la tricúspide. En las superficies endocárdicas deben buscarse cambios de color, grosor y consistencia. Los pilares y las cuerdas tendinosas deben ser revisadas. El miocardio se inspecciona registrando color, grosor, estado de elasticidad o flacidez y tamaño. En determinadas ocasiones como, por ejemplo, cuando se sospecha de mal de altura o de neumonías crónicas, puede ser de interés conocer el peso de cada ventrículo y del septo por separado, procediendo de acuerdo a la técnica de Alexander: se separan el ventrículo derecho, el ventrículo izquierdo y el septo. Se descartan las aurículas, los elementos v alvulares y la grasa coronaria. Se pesa cada uno de los tres componentes y se obtiene la relación dividiendo el peso de cada una de las porciones entre el peso total de la masa ventricular. Ejemplo: v.d. T

Relación del peso del ventrículo derecho entre el peso total de la masa ventricular

v.i. T

Relación del peso del ventrículo izquierdo entre el peso total de la masa ventricular

s Relación del peso del septo entre el peso total de T la masa ventricular v.d. + V.i. + s = Peso total de la masa ventricular Los valores normales en bovinos son:

v.d./T v.i./T s/T

Media (g)

Rango (g)

Desviación estándar (g)

0.251

0.210-0.284

0.011

0.480 0.269

0.492-0.500 0.240-0.321

0.021 0.020

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

k)

Figura 4-29. Cortes para el examen de corazón, siguiendo la circulación sanguínea.

En el corazón normal

v.i.

+s= 3

v.d.

1

Aparato digestivo

Examinar el aparato digestivo es, sobre todo en los grandes herbívoros, una tarea laboriosa que requiere de gran cuidado. El paquete de vísceras abdominales, extraído previamente, debe revisarse antes de proceder a la separación de sus diferentes partes; posteriormente se desprenden hígado y bazo. Es una buena práctica dejar un poco de intestino donde desemboca el colédoco, para poder verificar posteriormente la permeabilidad del mismo. Lengua, cavidad bucal y laringe 

El examen de estas partes se lleva a cabo a la hora de abrir la cavidad bucal. Esófago 

Se inspecciona su superficie externa, buscando cambios en serosa, diámetro y grosor de las paredes. En perros se encuentran en ocasiones formaciones nodulares en la parte torácica de este órgano, causadas por Spirocerca lupi, y en ovinos no es raro ver Sarcocystis ovifelis.

En la superficie interna, deben buscarse cambios de color e integridad de la mucosa, especialmente úlceras, las que en bovinos son un indicio de enfermedades como rinotraqueítis infecciosa bovina (IBR). Estómago 

En los animales monogástricos, este órgano tiene forma de "U" que presenta una curvatura mayor y otra menor. Una vez revisada la superficie externa, se procede a hacer un corte a lo largo de la curvatura mayor para el examen de la mucosa que está claramente dividida en dos porciones en los caballos, una reviste la mayor parte del saco izquierdo y recibe el nombre de porción esofágica, porque su superficie es muy similar a la que recubre el esófago. La otra, que corresponde a la zona glandular, es la parte secretora del órgano. En los demás monogástricos, la porción esofágica es menos extensa. En los animales poligástricos, después de haber hecho la inspección externa, se separan las adherencias entre retículo y omaso, entre retículo y abomaso y entre abomaso y rumen y se colocan los compartimentos de tal modo que el esófago quede arriba y abomaso y amaso estén colocados a la izquierda del rumen (Hg. 430). Se abren los dos sacos del rumen por medio de un corte que va del esófago a lo largo de la depresión derecha y se bifurca, al terminar ésta, para

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entrar a los dos sacos ciegos. El abomaso se abre, entrando por el píloro a lo largo de la curvatura menor, siguiendo el corte a omaso y a retículo para salir por esófago. Los detalles de las mucosas de los diferentes compartimentos están en la figura 4-31. La mucosa del rumen suele sufrir cambios  post mor tem con mucha rapidez, desprendiéndose entonces fácilmente; esto es importante de recordar para no incurrir en errores de interpretación. En los tres primeros compartimentos deben buscarse lesiones por cuerpos extraños (alambres, clavos), los que en ocasiones perforan la pared, especialmente del retículo, de donde atraviesan el diafragma y al pericardio, causando una retículopericarditis traumática. En estos casos puede ser posible encontrar adherencias fibrosas entre las estructuras mencionadas e inclusive fístulas por las que pasó el cuerpo extraño. Sin embargo, el objeto no siempre se encuentra, sobre todo en los casos crónicos, probablemente por haber sido disuelto por la acidez de los jugos gástricos.

Duodeno 

Va del píloro hasta la arteria gran mesentérica (fig. 432), donde está unido al colon por el ligamento duodenocólico.

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de sus paredes y termina en la válvula ileocecal. Está unido en bovinos y équidos al ciego por medio del ligamento ileocecal. Diferencias 

En los mamíferos domésticos no existen diferencias fundamentales del intestino delgado. En los carnívoros es en general más corto y sencillo, en bovinos el yeyuno es muy largo. En los carnívoros se encuentran con alguna frecuencia intususcepciones en el intestino delgado. Éstas deben observarse con cuidado. Cuando no presentan signos de congestión, edema y necrosis se formaron en el periodo agonal y no tienen significancia diagnóstica. Ciego 

Es muy pequeño en los carnívoros y tiene forma de tirabuzón. En el conejo es proporcionalmente más largo que en todas las demás especies, formando una enorme asa que ocupa todo el lado derecho de la cavidad abdominal. En el caballo también es voluminoso, ocupando gran parte del lado derecho de la cavidad abdominal y presentando saculaciones. En el bovino es menos voluminoso y de superficie lisa al igual que en el cerdo. Colon 

Yeyuno 

Es la parte más larga del intestino delgado y se reconoce por los pliegues y asas que forma y que frotan libremente en la cavidad abdominal. Se identifican en él, además, el tejido linfoide intestinal asociado o placas de Peyer, que no existen en el duodeno. Se termina en el íleon; la parte más corta del intestino delgado, que se caracteriza por el mayor grosor de

En los carnívoros no tiene mucho mayor diámetro que el intestino delgado, dividiéndose en colon ascendente, transverso y descendente. En el cerdo, el colon ascendente forma el "laberinto" comparable a un caracol con 4 espirales centrípetas y 4 centrífugas. El colon transverso es corto y se encuentra en la grasa retroperitoneal. En el caballo, el colon está adosado en su principio al voluminoso ciego por el

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

l)

Figura 4-31. Mucosas del rumen (A), retículo (B), omaso (e) y abomaso (D).

ligamento colicocecal. El colon ascendente (o replegado) forma un asa doble y se divide en colon ventral derecho e izquierdo con cuatro bandas longitudinales y saculaciones bien marcadas y colon dorsal, cuya primera porción, llamada colon dorsal izquierdo, tiene superficie lisa con una sola banda longitudinal y la segunda, el colon dorsal derecho, nuevamente presenta superficie saculada con tres bandas longitudinales. El colon transverso es un tubo corto y el descendente (delgado o flotante) en su inicio está unido al intestino delgado por el ligamento duodenocólico, desembocando finalmente en el recto. En los rumiantes, después de una corta flexión en forma de “S" al salir del ciego, el colon ascendente forma espirales elípticas en un solo plano unidas entre sí por el mesenterio (colon elíptico). Para la inspección detallada, el intestino debe extenderse en su totalidad, separando sus inserciones mesentéricas, lo que puede iniciarse en el intestino grueso, donde se separó el recto. En los rumiantes, un buen lugar para iniciar esta maniobra es el asa interna del colon elíptico; se desprende el intestino con un cuchillo bien afilado, haciendo movimientos con la muñeca y jalando con la mano libre la parte desprendida. El ligamento duodenocólico debe separarse con cuidado para no perforar el intestino. A medida que se va separando el mesenterio, se revisan los nódulos linfáticos, los que se desprenden si se encuentran alterados, para su posterior examen. Al mismo tiempo, se revisan las ramificaciones arteriales del mesenterio, frecuentes sedes de émbolos y trombas parasitarios en caballos. En el Apéndice F se encuentran datos sobre medidas del intestino en varias especies. Una vez liberado el intestino, éste se extiende sobre una mesa o el piso para su inspección (fig. 4-33) y para abrirlo con tijeras o cuchillo longitudinalmente con el fin de exponer la mucosa, la que puede presentar cambios de color, grosor, úlceras o contener cuerpos extraños, parásitos o

exudados. En el intestino delgado hay que estudiar cuidadosamente la mucosa, para detectar posibles cambios en sus vellosidades, como los que se observan en la gastroenteritis transmisible del cerdo, donde se presenta atrofia de las mismas y por tanto, la pared intestinal es translúcida. El engrosamiento de la mucosa, en especial del íleon en bovinos, sugiere para tuberculosis y en cerdas enteropatía proliferativa (EPP) o ileítis. Erosiones y úlceras en la mucosa gastrointestinal se encuentran en el complejo de la diarrea viral bovina y en menor grado en la rinotraqueítis infecciosa bovina, aunque en esta enfermedad las lesiones. se presentan casi siempre en animales muy jóvenes (de unos 4 meses de edad). El edema en la submucosa del intestino en bovinos sugiere fiebre catarral maligna. En cerdos debe ponerse especial interés en la válvula ileocecal cuando existe sospecha de fiebre .porcina clásica y/o salmonelosis. Hígado 

Este órgano varía en tamaño y número de lobulaciones en las diferentes especies y su descripción también varía según el anatomista. La discrepancia de criterio se debe a que los lóbulos en animales adultos en algunas especies no están bien definidos. En todos los mamíferos domésticos la mayor parte del órgano está situada a la derecha del plano medio de la cavidad abdominal. En la figura 4-34 se ilustran las diferencias principales del órgano en las diferentes especies. Primero se realiza la inspección externa. La cápsula hepática pueden encontrarse engrosada o puede presentar áreas blanquecinas (manchas de leche o milk spots) o hemorrágicas que son indicios de migraciones larvarias. La superficie, normalmente lisa, puede ser irregular a causa de contracciones del parénquima (fibrosis) por trastornos circulatorios crónicos o factores tóxicos, así como también por quistes parasitarios o tumores.

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m)

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Rumiante Figura 4-32. Representación esquemática del intestino en diferentes animales domésticos.

El color, de diferentes tonos de rojo en animales sanos, puede tener matices amarillentos, de rojo oscuro o pálido. La palpación del órgano es importante, ya que indica si la consistencia ha sufrido cambios. El tamaño es difícil de evaluar, por las grandes diferencias en la talla de los

animales. Cuándo se encuentra un aumento de volumen patológico, por lo general los bordes se presentan redondeados. El grado de repleción de la vesícula biliar debe revisarse, encontrándose muy llena y extendida en animales que no

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Una vez terminada la inspección externa, se realizan cortes paralelos en el órgano para observar el parénquima. En los cerdos, la división en lobulillos es muy aparente, por la gran cantidad de tejido conjuntiva que los separa. En un animal que sufrió de trastornos circulatorios, puede presentarse una gran cantidad de sangre que fluye de la superficie del corte y que generalmente tiene color más oscuro que el normal. Deben ser revisados los conductos biliares, que son sitio frecuente de Fasciola spp. en todos los herbívoros (Hg. 4-35). Al abrir la vesícula biliar debe notarse color, viscosidad y posibles cálculos o arenillas en el líquido. La pared de la vesícula debe inspeccionarse cuidadosamente en perros, ya que edema en ésta puede indicar hepatitis infecciosa canina.

Bazo 

han recibido alimento por algunos días. Al revisar la vesícula, ésta debe apretarse ligeramente, para observar cómo sale el líquido biliar por el ámpula de Vater en el trozo de intestino delgado que se separó junto con el hígado.

Se encuentra en su mayor parte del lado izquierdo de la cavidad abdominal. Para recordar las diferencias de forma en las diferentes especies, véase la figura 4-36. Deben registrarse superficie, longitud, anchura, color y grosor de

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presencia de neoformaciones, ya que en este lugar se presentan con más frecuencia. Cuando está obstruido el conducto pancreático, suele encontrarse el tejido adiposo que rodea al órgano con consistencia poco elástica y muy blanco, indicando necrosis grasa. Por medio de la palpación se constata el grado de elasticidad del órgano. Aparatos urinario y genital Aparato urinario 

la cápsula. A la palpación y posteriormente, al hacer cortes, debe notarse la consistencia y el color de la pulpa. Al observar aumentos importantes del órgano, y dependiendo de su color, debe pensarse en estado de choque o en trastornos neoplásicos. En cerdos muertos de fiebre porcina clásica son frecuentes los infartos rojos. También en esta especie, por la laxitud del ligamento gastroesplénico, es posible encontrar torsiones y estrangulaciones del bazo, que en estos casos está envuelto en el ligamento.

Páncreas 

La rama derecha del páncreas se encuentra adosada al duodeno entre su primera parte y el asa descendente. La rama izquierda se dirige hacia el lado izquierdo de la cavidad abdominal. El color rosado del órgano es de tonalidad variable en las diferentes especies, siendo más pálido en el cerdo. Cuando interesa el examen del conducto pancreático (o de los dos, según la especie) es aconsejable no separar el órgano del intestino antes de no haber verificado la permeabilidad del mismo. En el caballo, el conducto pancreático mayor se abre en el intestino junto con el colédoco. En el bovino se abre unos 30 cm y en el cerdo unos 10 a 12 cm detrás de éste. En el perro, el conducto menor se abre junto con el orificio del colédoco y el mayor unos 3 a 5 cm detrás. El páncreas es uno de los órganos que más rápidamente sufren autólisis, lo que debe tenerse presente al interpretar los cambios encontrados. Al hacer la inspección, se buscan cambios de tamaño y de color. En animales intoxicados con estricnina, son frecuentes las petequias, equimosis o sufusiones. La parte izquierda del páncreas debe revisarse para verificar la

Junto con el aparato genital, el urinario se revisa primero en su sitio en las cavidades abdominal y pélvica. Se compara el tamaño de los riñones, se observa el trayecto de los uréteres y la vejiga. Luego se separa la vejiga con la vulva en las hembras y se extrae el aparato urinario junto con el genital para su inspección detallada. Los riñones del perro son de superficie lisa (fig. 437), en forma de frijol, el riñón derecho está situado debajo de las tres primeras vértebras lumbares; el izquierdo debajo de la segunda, tercera y cuarta. Los riñones del gato se reconocen fácilmente por la gran cantidad de vasos sanguíneos en su superficie y por su aspecto pálido amarillento. En el bovino están divididos en unos 20 lobulillos poligonales. El derecho es de contorno elíptico alargado y está situado debajo de la última costilla y de las tres primeras vértebras lumbares. El izquierdo está a un lado de la tercera, cuarta y quinta vértebras lumbares, teniendo una posición más variable, ya que el rumen lo desplaza hacia atrás. Es más corto, pero en su parte posterior más ancho que el derecho. En los équidos, el riñón derecho tiene forma de corazón y está situado debajo de las dos o tres últimas costillas y de la primera apófisis transversa lumbar. El izquierdo tiene forma de frijol y es más largo y estrecho que el derecho. Se encuentra debajo de la última costilla y de las dos o tres primeras apófisis transversas de las vértebras lumbares. En los ovinos, tienen forma de frijol y son de superficie lisa; se localizan debajo de las primeras vértebras lumbares; el izquierdo puede estar más atrás por haber sido desplazado por el rumen. En el cerdo, los riñones están situados debajo de la apófisis transversa de las primeras 4 vértebras lumbares. El izquierdo en ocasiones puede encontrarse un poco más adelante. Ambos tienen forma de frijol alargado y son de superficie lisa. El tamaño y el peso del órgano dependen de la talla del animal. Los datos contenidos en el Apéndice F pueden proporcionar una idea aproximada de la gran variación que existe en los animales domésticos.

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Figura 4-37. Riñones en diferentes animales domésticos.

El examen de los riñones se inicia con la observación del tamaño, de su superficie, la coloración y de la consistencia. Luego se procede a la separación de la cápsula, la que

normalmente se desprende con facilidad. Para observar la superficie de corte, con sus dos zonas, la cortical y la medular y con la pelvicilla, el corte se hace de manera

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longitudinal, registrando color y consistencia así como posibles exudados o cálculos en la pelvicilla tomando las muestras para exámenes complementarios si fuera necesario. Los uréteres se inspeccionan introduciendo un estilete en su luz, con el fin de comprobar la permeabilidad de los tubos. Luego se cortan longitudinalmente para observación de la mucosa. La vejiga urinaria varía en forma, tamaño y posición, según el estado de repleción. En el cerdo es particularmente alargada, por lo que en esta especie se presenta con cierta frecuencia retención de orina y por ello dilatación de la pelvicilla renal, lo que puede provocar finalmente hidronefrosis, ya que el órgano repleto puede caer al piso de la cavidad abdominal, quedando el cuello de tal forma doblado que no puede ser eliminada la orina. Una vez terminado el examen de la superficie externa de la vejiga, se procede a abrirla para revisar la mucosa y la capa muscular. Por último, se examina la uretra, abriéndola longitudinalmente. Aparato genital femenino 

La inspección externa debe incluir la observación de la posición, especialmente en animales gestantes o con piometra, hidrometra, mucometra, procesos infecciosos y neoplásicos. También pueden encontrarse prolapsos, torsiones totales o parciales. Una vez terminada la inspección en su sitio, en las cavidades abdominal y pélvica, se procede a extraer el aparato genital para su inspección detallada. El tamaño, color y forma de los ovarios dependen de la edad del animal, fase de su ciclo estral y estado fisiológico, como es la gestación. Después de la palpación se hace un corte longitudinal, buscando estructuras normales (folículos, cuerpo lútea, cuerpo albicans) y anormales (quistes, abscesos, hemorragias, aplasia, hipoplasia, etc.). La inspección del oviducto se hace buscando cambios de tamaño, grosor, elasticidad y coloración. El cuerpo del útero y los cuernos uterinos primero se revisan en su parte externa, para constatar su integridad y luego se abren para exponer la mucosa. Su forma varía según especie y estado de gravidez (fig. 438). En perras, el útero y los cuernos tienen forma de '''Y''; en los bovinos, los cuernos se separan del cuerpo uterino en una forma que recuerda a los cuernos de carnero. En yeguas, el órgano sugiere una "T" y en las cerdas, los cuernos se doblan totalmente hacia atrás presentando flexuosidades. Una vez abierto el órgano se revisa la mucosa, su color, grosor, presencia de exudados, piometra, mucometra, fetos, petequias o úlceras, siendo estas últimas frecuentes en casos de vulvovaginitis infecciosa bovina.

En la vagina se revisa el color, grosor y aspecto de la mucosa, se registra la presencia de exudados o laceraciones y se toman las muestras necesarias. También se examina el cuello uterino. Durante el examen de la vulva deben buscarse el orificio uretral y signos de traumatismos o laceraciones en la mucosa y en sus bordes. El examen de la glándula mamaria tiene especial importancia en los bovinos. Al hacer la incisión primaria de piel, se separa la glándula con piel y los nódulos linfáticos retromamarios. Colocada sobre una mesa, se divide en dos partes simétricas, a lo largo de la línea media y se colocan de tal forma que los nódulos linfáticos estén uno frente al otro y los pezones frente al prosector. De este modo, la mitad izquierda se encuentra del lado izquierdo y la derecha del derecho. Se registran cambios de tamaño y forma, consistencia y color; luego se hacen cortes paralelos a la línea de corte divisoria, para examinar con mayor detalle el parénquima glandular y buscar abscesos, exudados u otras formaciones anormales. Si es necesario se toman muestras para estudios complementarios. Aparato genital masculino 

El prepucio y pene se examinan al hacer la incisión primaria de la piel, cuando se inicia la necropsia. Se expone el pene y se revisa la mucosa, buscando neoformaciones, laceraciones, exudados, etcétera. La raza cebú tiene especial tendencia a presentar balanitis y balanopostitis Para extraer los testículos junto con las demás partes del aparato genital, debe ampliarse el conducto inguinal para colocarlos en la cavidad abdominal. Los testículos se observan y se palpan, registrando cambios en forma, tamaño y consistencia. Luego se practican cortes longitudinales para buscar cambios en el parénquima. El examen del epidídimo debe incluir, después de la palpación, un corte de su cola para verificar la salida del líquido seminal. También deben buscarse procesos inflamatorios (granulomas). Hay que identificar las glándulas vesiculares, el conducto deferente y la próstata para observar cambios en ellos. Al hacer el examen del aparato genital masculino hay que tener presente algunas diferencias importantes: en los cánidos no existen las glándulas vesiculares; en las demás sí  se encuentran (fig. 4-39). La próstata rodea completamente el cuello de la vejiga en el perro, en las demás especies sólo lo hace de manera parcial, teniendo además forma variable. En bovinos, equinos, cerdos y gatos, existen glándulas bulbouretrales (de Cowper), a cada lado de la porción pélvica de la uretra; en los perros éstas no existen.

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n) o)

Figura 4-38. Úteros en diferentes especies, modificado de Sisson.

APERTURA DE LA CAVIDAD CRANEANA, EXTRACCIÓN Y EXAMEN DEL ENCÉFALO

Cuando por los datos de la historia clínica se requiere obtener el encéfalo intacto, debe procederse como sigue: Se desprende la cabeza a nivel de la articulación occipitoatlantoidea (fig. 4-40), se coloca sobre la mesa y se separan piel y músculos del cráneo para poder cortar los huesos con mayor facilidad. En todas las especies, menos en la bovina, se hacen dos cortes con sierra o con hacha de los límites laterales del agujero occipital hacia la base de la apófisis cigomática del temporal.

En equinos el corte se continúa por el hueso parietal hacia la cara medial de la apófisis supraorbitaria y finalmente se unen estos dos cortes laterales por medio de otro, a través del hueso frontal. En cerdos se corta de la base de la apófisis cigomática hacia la apófisis supraorbitaria y de allí, pasando un poco medial al agujero supraorbitario, en línea oblicua hasta la línea media, donde el corte se encuentra con el del lado opuesto. En perros y gatos se corta desde la base de las apófisis cigomáticas hasta las apófisis supraorbitarias y se unen los dos cortes con otro a través del hueso frontal.

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Figura 4-39. Órganos genitales y urinarios masculinos (caballo), según Lesbre. A, adrenales; Ap, aorta caudal; AE, arteria espermática; C, glándula de Cowper (bulboureteral); CC, cuerpo cavernoso;. D, canal deferente, E, cabeza, E, cola del epidídimo; T, testículo; Pro, próstata; U, uréter; Up, uretra pélvica; Ur, uretra; V, vejiga urinaria; GV, glándula vesicular izquierda; P, pene.

En bovinos, los cortes se dirigen de los límites laterales del agujero occipital hasta la cara interna de las apófisis corneales y de allí a los agujeros supraorbitarios, uniendo los dos por medio de otro a través del hueso frontal (fig. 4-41 y 4-42). Una vez efectuados estos cortes, se levanta la parte desprendida de los huesos para exponer el encéfalo (fig. 4-43). Para extraerlo, se corta la dura madre y levantando la cabeza de adelante hacia atrás, se desprende la masa encefálica junto con la hipófisis. Al examinar el' encéfalo debe ponerse atención en el color y grosor de las meninges y del parénquima, así como en la conformación de las circunvoluciones. Deben buscarse cambios de forma, estructuras quísticas, abscesos y granulomas u otros aumentos de volumen localizados. Por medio de la palpación se determina la consistencia. Como regla general no es aconsejable practicar cortes en el encéfalo fresco. Es preferible dejarlo unos diez días sumergido en formalina a 5 o 10%, en un recipiente amplio y de boca ancha y

efectuar los cortes para el examen histológico una vez que el tejido esté endurecido, para tener una idea precisa de la localización anatómica de los posibles cambios encontrados. En los casos en que se requiere diagnóstico de rabia, es necesario remitir material fresco al laboratorio en el menor tiempo posible y se procede, antes de sumergir el encéfalo en formalina. Se colocarán pequeñas fracciones de hipocampo, cerebelo y corteza cerebral en un frasco estéril y se enviarán refrigeradas al laboratorio. Con el fin de obtener un trozo de hipocampo (cuerno de Ammon) se practica una incisión longitudinal en la mitad de un hemisferio cerebral, llegando así al fondo del ventrículo lateral, donde se identificará fácilmente. La figura 4-44 esquema tiza la localización de las lesiones nerviosas en algunas enfermedades importantes en medicina veterinaria.

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p)

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ENUCLEACIÓN DE OJOS

Los cambios  post mortem se presentan con gran rapidez en los ojos, de manera que éstos deben colocarse lo más pronto posible después de la muerte en un fijador adecuado, siendo muy recomendable el de Bouin o el de Zenker con ácido acético. Cuando se requiere un estudio de ojos, éstos deben extraerse antes de iniciar los demás pasos de la necropsia, siguiendo la técnica de Saunders y Jubb. Primero se separa la piel, por medio de una incisión oval alrededor de los párpados (fig. 4-45), empezando por el ángulo externo del ojo y exponiendo así la órbita. Con pinzas se fija la conjuntiva, jalándola hacia abajo y cortándola a lo largo del hueso (fig. 4-46). Cuando el tamaño del orificio producido lo permite, se introduce una tijera curva de punta roma para separar músculos y el nervio óptico. Se extrae el globo ocular con todas sus estructuras anexas: tercer párpado, glándulas, músculos y, una fracción del nervio óptico. Sin presionar al globo ocular, manteniéndolo colgado con las pinzas, se examinan estás estructuras y con tijeras se separan cuidadosamente. Por último, se sumerge, desprovisto de los demás tejidos, en el fijador. Debe recordarse que todos estos pasos necesitan gran cuidado, ya que al manipular los ojos con brusquedad pueden producirse desgarramientos, de retina, los que llegan a confundir al patólogo poco experimentado.

médula, cortando con cuchillo o tijera los nervios espinales (fig. 4-47). Otro método para abrir el canal medulares el de cortar los cuerpos vertebrales, para lo cual es aconsejable trabajar con el cadáver colgado. Se hacen cortes paralelos a cada lado de la línea media de los cuerpos vertebrales. Con el fin de examinar partes precisas de la médula, puede ser conveniente cortar primero la columna vertebral en sus diferentes segmentos (cervical, torácico, lumbar) y extraer las partes correspondientes de la médula. Después de haber extraído la médula debe revisarse con cuidado el canal medular, con el fin de controlar la posición de los discos intervertebrales o detectar cualquier otra anomalía existente. La médula se examina, de preferencia, después de haberla fijado como mínimo unas 24 h en formalina a 10% con el fin de que se endurezca el tejido. GLÁNDULAS ENDOCRINAS

EXTRACCIÓN DE LA MÉDULA ESPINAL Timo 

Después de haber separado los músculos alrededor de la columna vertebral, se cortan todas las costillas lo más cerca posible de su inserción con las vértebras. Se abre el canal medular con hacha o sierra, cortando los arcos vertebrales (Apéndice J). Una vez separados los arcos, se extrae la

Esta glándula se atrofia conforme avanza la edad del animal, de modo que en su máximo desarrollo se encuentra en individuos menores de un año; posteriormente, los tejidos fibroso y adiposo la van sustituyendo. Tiene un color gris

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

rosado. Su situación y tamaño varían, según la especie, siendo más pequeña y situada únicamente en la cavidad torácica, entre las hojas mediastinales, en los carnívoros. En bovinos y cerdos se prolonga en su parte extratorácica hasta la región laríngea; en los equinos también posee una parte extratorácica, menos larga, en la región inferior del cuello. Hipófisis 

La glándula debe extraerse a la hora de sacar el encéfalo. Se localiza en el espacio o fosa infundibular (silla turca) del hueso esfenoides. Pueden encontrarse en ella quistes o neoplasias que hacen necesario su examen microscópico.

Páncreas 

Su examen se describe en la página 41. Adrenales 

Están situadas muy cerca de la aorta posterior o caudal, generalmente entre el hilio y la parte anterior de los riñones. Deben revisarse con cuidado su forma y superficie, ya que en animales viejos, especialmente en perros, se encuentran con frecuencia nódulos que indican hiperplasia. En animales sometidos a factores estresantes prolongados, la glándula aumenta de volumen. Tiroides 

Es una glándula formada de dos lóbulos laterales, unidos por una parte media durante la vida fetal, la que inicia su atrofia a partir del nacimiento, de modo que, por lo general, en los animales adultos los dos lóbulos de la tiroides se encuentran separados. Están situados a cada lado de la tráquea, debajo de la glotis, variando su posición según la especie. Su color es rojo oscuro, siendo un poco más pálido en perros. En esta glándula deben buscarse cambios de forma y tamaño, ya que pueden indicar trastornos en el metabolismo del yodo y del calcio, o neoplasias. En animales recién nacidos o abortados, las tiroides se encuentran en ocasiones muy grandes, no conociéndose con certeza la causa. Al llevar a cabo la separación para el examen histológico, debe tenerse cuidado de no desprender las paratiroides, las que pueden estar muy adheridas a la tiroides. Figura 4-45. Enucleación de ojo. Incisión de piel.

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. Figura 4-47. Extracción de-la médula espinal.

Figura 4-46. Enucleación de ojo. Corte de la conjuntiva.

Paratiroides 

La situación de estas glándulas varía en las diferentes especies animales. Generalmente existen dos de cada lado, las que por su origen embriológico también se denominan cuerpos epiteliales III y IV. Una de, ellas, la más grande (111), se encuentra asociada al timo durante el desarrollo embrionario, y en los animales que tienen la parte cervical de éste muy desarrollada (ovinos, caprinos, bovinos y cerdos) las paratiroides deben buscarse en la región donde la carótida primitiva se divide en las carótidas externa e interna y en la arteria occipital, en el extremo craneal del timo. Al desaparecer el timo en estos animales la situación de las paratiroides no cambia. La segunda glándula paratiroides (IV) está cerca de la tiroides y puede encontrarse sumergida en ella, cosa que hace difícil su localización. Joest describe las siguientes características anatómicas para las diferentes especies en el cuadro 4-1.

En casos de anemia severa, la médula grasa de los huesos largos (fémur, húmero, tibia, etc.) recupera su capacidad hematopoyética. Cuando se abre un hueso largo en estos casos, en lugar del tejido adiposo normal en él, se encuentra médula roja. Para el estudio de la médula se exprime una pequeña porción sobre un portaobjetos, se hace un frotis, se seca al aire y se fija con alcohol metílico absoluto, si no se puede procesar en seguida. También puede colocarse una porción de tejido hematopoyético en un fijador adecuado, preferentemente el de Zenker, para exámenes histológicos. NÓDULOS (GANGLIOS) LINFATICOS

El examen de los nódulos debe incluir tamaño; forma, color y consistencia. La figura ,4-28 ilustra la manera correcta de practicar los cortes en ellos. Un esquema de la circulación linfática se encuentra en el Apéndice G. En el Apéndice H se anotan los nódulos linfáticos en diferentes especies domésticas y se explican las áreas de drenaje de los más importantes nódulos, cosa esencial de recordar para poder interpretar correctamente los cambios encontrados y los resultados de los análisis microbiológicos. NECROPSIA DE AVES Ma. Teresa Casaubon H.

EXAMEN DE HEMATOPOVÉTICA

LA

MÉDULA

ÓSEA

En los animales adultos sanos, se encuentra tejido hematopoyético únicamente en los huesos planos del cráneo y de las costillas.

INTRODUCCI N

La presente exposición hace referencia esencialmente a la necropsia de aves de corral (traspatio) y de las criadas al nivel industrial, ya que la metodología empleada en ellas es

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

en ellas es fácilmente transferible a otras especies aviares de ornato, silvestres o exóticas, teniendo en cuenta el tamaño, las particularidades anatómicas que las caracterizan y su susceptibilidad ante los diferentes agentes etiológicos. Para el diagnóstico del padecimiento que afecta a una parvada se requiere de la anamnesis, historia clínica y signos así como de los estudios de laboratorio llevados a cabo en por lo menos cinco aves enfermas elegidas por presentar los signos representativos del cuadro clínico que presenta la mayoría de las aves de una caseta. La eutanasia de estas cinco aves permite obtener las muestras adecuadas para llevar a cabo la anatomopatología, histopatología, serología, hematología, bacteriología, virología, parasitología y toxicología con objeto de obtener resultados significativos. Las muestras tomadas a partir de aves encontradas muertas carecen de valor diagnóstico debido a los cambios que sufren los tejidos a causa de autolisis y putrefacción. Sin embargo, es recomendable el llevar a cabo también la necropsia de la mayor cantidad posible de estos cadáveres para corroborar la coincidencia entre las lesiones principales observadas en las. aves seleccionadas y las que presenta la mortalidad y así evaluar el acierto en la elección de las aves para el estudio.

A pesar de que se lleve a cabo la necropsia en el campo; sin los recursos y facilidades con las que se cuenta en un laboratorio, es muy importante tomar todas las precauciones de higiene para que el actor no se infecte en casos de zoonosis y de control de desechos de la necropsia para no diseminar agentes patógenos y contaminar el medio ambiente. Por tanto, la necropsia debe ser realizada con guantes y mandil de hule, en un lugar alejado de las casetas, sobre una superficie que sea fácil de lavar y desinfectar y que los desechos sean colocados en sacos de plástico para ser transportados al lugar de incineración. Además de que la necropsia debe llevarse a cabo en forma sistemática al igual que en las demás especies, es recomendable que sea realizada a la vez y en serie, en los cinco ejemplares seleccionados con objeto facilitar el registro en el protocolo de necropsia, de la descripción y de la frecuencia de las lesiones observadas en los cinco especímenes (ej. palidez severa de ambos riñones en 3/5  aves). EUTANASIA Los principios éticos explicados en el capítulo 2 para la eutanasia de los mamíferos son igualmente válidos para

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las aves. A continuación, se señalan las ventajas e inconvenientes de los métodos de eutanasia frecuentemente utilizados. Mecánicos

La decapitación por medio de tijeras o guillotina, debe de ser utilizada sólo en pollos de hasta dos semanas de edad. En el caso de aves grandes, es posible en algunas ocasiones, seccionar el cuello por medio de un costotomo o bien seccionar o destruir la médula espinal al nivel del agujero magno, con un objeto punzo-cortante. Este último procedimiento, a pesar de que desensibiliza el ave inmediatamente tiene el inconveniente de provocar convulsiones y el actor requiere de habilidad para actuar eficazmente y sin riesgo para sí mismo. La luxación de la articulación atlanto-occipital es factible sólo en sujetos que no pesen más de 2.5 kg. Para tal efecto, se lleva a cabo la tracción y torsión de la cabeza sujetando firmemente la cabeza entre los dedos índice y medio de la mano derecha y, las patas y las plumas más largas de las alas, con la mano izquierda (figura 4-48). Este método tiene el inconveniente de provocar un hematoma muy amplio en la región del cuello que entorpece la apreciación de lesiones macroscópicas en timos, médula espinal y encéfalo y de no ser aplicable en reproductores o aves pesadas debido a que se requiere de mucha fuerza y largura del brazo.

sacrificio puede ser aplicado mediante un cable con los polos positivo y negativo unidos a pinzas que deben ser colocadas una en la cresta y otra en la cloaca, para que la corriente eléctrica pase por el encéfalo y desensibilice al ave inmediatamente. Sin embargo, este método no es totalmente recomendable debido a que no produce una muerte humanitaria, como se explica en el Capítulo 2, ya que la aplicación de las pinzas produce dolor y a que el ave presenta una contracción espasmódica generalizada.

Químicos

INSPECCIÓN EXTERNA

La inhalación de CO2 o la inyección de barbitúricos por vía endovenosa intracardiaca, intrabdominal o pritoneal son muy recomendables ya que evitan el sufrimiento de las aves y son aplicable en todo tipo de aves incluso grandes y pesadas. Sin embargo, representan un gasto de procedimiento extra y en la mayoría de los casos, provocan hemorragias en varios órganos, ajenas al proceso patológico que se requiere estudiar. No es recomendable la embolia gaseosa por medio de la inyección de 10 a 30 ml de aire en la vena humeral o intracardiaca debido a que el ave presenta convulsiones, fallece al cabo de aproximadamente un minuto, provoca hemorragias ajenas al proceso patológico que se requiere estudiar y además y porque, para ser llevada a cabo, el actor requiere de cierta habilidad y de algunos conocimientos anatómicos.

Ésta se lleva a cabo siguiendo las mismas instrucciones apuntadas en la sección "Inspección externa" de “Técnica de la necropsia". Después de haber observado el exterior del ave, se recomienda sumergir todo el cuerpo del ave salvo la cabeza, en una solución acuosa de detergente con objeto de evitar que las plumas se dispersen. En caso de que por la historia clínica se sospeche de clamidiosis, se sumerge el ave en una solución de Lysol a 5%, debiendo el actor protegerse con guantes y cubrebocas.

Eléctricos

La electrocución mediante maquinaria eléctrica es recomendable y adecuada para el sacrificio de gran número de aves, pero es sólo aplicable en los rastros. En laboratorios de diagnóstico o en granjas avícolas este método de

INCISIONES PRIMARIAS

Se coloca al ave en decúbito dorsal; se corta la piel de la ingle de ambos lados (figura 4-49); por medio de abducción forzada manualmente de las piernas, se dislocan las articulaciones coxofemorales. Con objeto de desollar los músculos pectorales, el buche y la cara ventral del cuello, se continúan los cortes llevados a cabo en las ingles hasta las comisuras del pico, incidiendo la piel que recubre ambos costados. De esta manera, quedan expuestos los órganos de la cavidad oral, la laringe, la faringe, la tráquea, el esófago, el

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en paladar, carrillos y cara ventral de la lengua. En este momento es conveniente estudiar y registrar, las características de tamaño y color de los timos y tomar las muestras correspondientes para la histopatología. El estudio anatomopatológico e histológico de la bolsa de Fabricio junto con el del bazo y los lóbulos del timo es esencial para el diagnóstico diferencial entre infección de la bolsa de Fabricio, enfermedad de Marek y Leucosis aviar.

EXPOSICIÓN DE ÓRGANOS ABDOMINALES

Divertículo esofágico (buche) y las dos cadenas de timos constituidas por 14 lóbulos, 7 de cada lado del cuello (figura 4- 50). En el caso de intoxicaciones por micotoxinas y en particular por la T2´ se aprecian úlceras y focos de necrosis

La piel del abdomen es retraída por medio de tracción manual, hacia la región caudal. Para acceder a las vísceras abdominales se inciden los músculos del abdomen practicando un corte desde el vértice del esternón hasta la cloaca y otros dos siguiendo el borde inferior del esternón a ambos lados de la línea media, hasta la región vertebral. En caso de existir hepatomegalia se observará que parte de los lóbulos hepáticos rebasan el borde del esternón, lo cual debe ser reportado señalando el tamaño aproximado del área expuesta (figura 4- 51). Las causas más frecuentes de hepatomegalia son: congestión, degeneración del parénquima a causa del efecto de micotoxinas e insecticidas, desarrollo de procesos neoplásicos tales como enfermedad

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de Marek y leucosis.

el caso de enfermedad crónica respiratoria o de síndrome ascítico respectivamente, se toman las muestras para el examen bacteriológico o físico químico correspondiente.

EXPOSICIÓN DE ÓRGANOS TORÁCICOS

Debido a la dificultad que representa el encontrar las glándulas tiroides y paratiroides por ser muy pequeñas (1-2 mm), es recomendable disecarlas en este momento para su posterior estudio. Estas glándulas se encuentran precisamente al nivel del último lóbulo tímico o en el ángulo formado por las arterias carótida y subclavia que parten de cada tronco braquiocefálico. Para proceder a la extracción de las vísceras hay que seguir dos principios fundamentales:

Con objeto de retirar el esternón, se seccionan las costillas, los músculos costales y los abductores de las alas de ambos lados al nivel de las articulaciones costocondrales, siguiendo una línea desde el borde libre del esternón hasta dislocar la articulación coraco-humero-clavicular (figura 4-52). La quilla puede presentar ondulaciones debido a osteodistrofias que son frecuentes en pollos de engorda o bien, necrosis y fibrosis (ampolla de pecho) a consecuencia de permanencia prolongada del ave en decúbito ventral. Una vez retirado el esternón es recomendable incidir los músculos pectorales superficiales para exponer los músculos pectorales profundos que puede presentar color blanquecino a causa de degeneración por deficiencia de vitamina E o de selenio o bien, necrosis y exudados a causa de inyecciones. Examen de órganos y aparatos

Una vez expuestas las vísceras ·de ambas cavidades debe ser observada in situ la posición, el tamaño y el color de éstas. Cuando hay presencia de exudados o de trasudados como en

a) No alterar la continuidad de ningún órgano. b) Guardar lo más posible la relación anatómica de los órganos que constituyen los aparatos y sistemas. La técnica que cumple estas dos premisas es la evisceración total de Roskitansky. En aves, se logra obtener en un solo conjunto todas las vísceras salvo los órganos de los aparatos urinario y reproductor que quedan adheridos a la canal por no presentar continuidad tisular con los demás. Para tal efecto, mediante tracción manual hacia la región caudal se des inserta en un todo, la lengua, la tráquea, el esófago y el buche hasta la entrada a la cavidad torácica. Antes de seguir ejerciendo tracción del paquete constituido por estos órganos, con la punta roma de la tijera y siguiendo la curvatura interna de las costillas, se procede a des insertar los dos lóbulos pulmonares que se encuentran firmemente adheridos a la pleura parietal y las costillas por lo que, en su superficie convexa presentan los surcos correspondientes a las costillas. Una vez conseguido separar los pulmones, se sigue haciendo tracción hacia la región caudal hasta extraer todo el tubo digestivo juntos con los órganos anexos (hígado y bazo) (figura 4- 53). Antes de cortar el recto para extraer totalmente este conjunto de vísceras, es recomendable separar la bolsa de Fabricio que se encuentra sobre la cara dorsal del recto y desemboca en la región del urodeo (figura 4-54). A continuación, por medio de pinzas y tijeras, se procede a la disección del aparato reproductor y del urinario que quedan adheridos a la cara ventral de la columna vertebral, de la región lumbar y de los huesos pélvicos (figura 4-55). Cuando los riñones presentan nefromegalia sobresalen significativa mente de la cuenca ósea de la pelvis, en la que se encuentran alojados. Cuando se procede a extraer los riñones hay que respetar el plexo lumbosacro que se ven afectados junto con el plexo braquial, el nervio ciática y encéfalo, en casos de enfermedad de Marek.

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Figura 4-53. Evisceración en un todo. Método de Roskitansky.

APERTURA DE LA CAVIDAD NASAL

Para estudiar los cometes y los senos supramaxilares, con tijeras se corta transversalmente el pico justo detrás de las fosas nasales. Estos órganos presentan exudados en casos de coriza infecciosa.

un corte con navaja, al nivel del agujero magno, de manera a exponer la médula oblonga. Con las puntas de la tijera se cortan los huesos parietales de ambos lados, desde el agujero magno hasta el borde superior de las cuencas orbitarias. A continuación, se hace otro corte a través de los huesos frontales para unir los extremos de los dos cortes hechos anteriormente y se retira el techo del cráneo colocando la punta coma de la tijera en el agujero magno y ejerciendo fuerza en sentido contrario al cuerpo del ave. Se invierte la cabeza, se corta la médula oblongada y el quiasma óptico y así aprovechando la fuerza de gravedad se exterioriza la masa encefálica.

EXTRACCI N DE ENC FALO

DISECCI N DE LA M DULA ESPINAL

Se procede inicialmente a desollar el cráneo y, flexionando la cabeza del ave hacia la cavidad tóraco-abdominal, se hace

En aves no es posible exponer ni rápido ni fácilmente la totalidad de la médula espinal dado el tamaño de las vértebras y del canal medular, por lo que sólo es posible estudiar este órgano por medio de cortes histológicos obtenidos de las diferentes secciones: la del cuello, la dorsal y la lumbar. Para tal efecto, con las tijeras en el caso de animales jóvenes, y con una sierra fina en el de los adultos, se corta totalmente la columna vertebral en la porción correspondiente y se hace otro corte a aproximadamente un centímetro del primero, pero esta vez evitando seccionar la médula espinal. Tomando entre el índice y el pulgar la porción de la columna que quedó aislada, se ejerce tracción, con lo cual quedará expuesta una porción de médula espinal de más o menos 1 cm de largo. La histología del sistema nervioso central es esencial para el diagnóstico diferencial entre enfermedad de Marek, leucosis aviar, enfermedad de Newcastle, influenza aviar, encefalomielitis aviar y encefalomalacia.

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DISECCIÓN DEL NERVIO CIÁTICO

El nervio ciático se encuentra cubierto por el músculo abductor superficial del muslo que, por medio de las puntas de la tijera, es disecado fácilmente y posteriormente, seccionado al nivel de la región coxal y de la articulación femoro-tibiotarsiana. Al retirar esta porción de músculo queda expuesto el nervio ciático. Para cortarlo lo más cerca de cada extremo se diseca colocando las puntas de la pinza sin dientes de ratón por debajo del nervio y abriendo y cerrando las ramas de la pinza. EXAMEN DE LAS ARTICULACIONES

Se procede de la misma manera como la descrita para mamíferos. Aunque, es recomendable explorar la mayor cantidad de articulaciones, el estudio de la articulación coxo-femoral y la tiobiotarso-metatarsiana es indispensable, ya qué son las que con mayor frecuencia se ven afectadas por procesos infecciosos (micoplasmosis, reovirosis e infecciones bacterianas supurativas).

EXAMEN DE LOS HUESOS Y DE LA MÉDULA ÓSEA

Siendo que los pollos de engorda y los pavos de estirpes criadas al nivel industrial son aves que a través de selección genética extrema, tienen un crecimiento exagerado en el curso de las primeras 6 a 8 semanas de edad, alcanzando pesos aproximados de 2.300 kg, es su sistema locomotor el más afectado. Así, el estudio macro y microscópico de la placa de crecimiento de la epífisis proximal del tibio-tarso proporciona mucha información esencial para el diagnóstico. La placa de crecimiento proximal de este hueso presenta siempre cambios morfológicos en cuanto a grosor y regularidad de las capas proliferativa, prehipertrófica, hipertrófica primaria y secundaria en casos de osteodistrofias y discondroplasia, que son padecimientos muy frecuentes en este tipo de aves. Para llevar a cabo el examen de esta placa de crecimiento en pollos de hasta 8 semanas de edad, con una navaja puede ser fácilmente cortada longitudinalmente la epífisis del tibio-tarso, a partir del diámetro de la superficie articular. De esta manera, en la superficie de corte, es posible apreciar las características morfológicas macroscópicas de la médula ósea y de la placa de crecimiento y medir el grosor de las capas que ésta presenta. Para que la muestra destinada para el estudio histológico sea fijado satisfactoriamente en formalina a 10%, sin

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representar cambios por autólisis, hay que obtener una rebanada de aproximadamente 2 mm de grosor que abarque toda la epífisis y la primera porción de la diáfisis. Para que la médula ósea no sea alterada por el proceso de descalcificación al que son sometidos los huesos para poder obtener cortes histológicos, es recomendable que una vez fijada la muestra durante 24 h en formalina a 10%, con la punta de una aguja, sea desprendido este tejido y procesado en forma separada. El estudio de los huesos resulta también útil en el caso de aves de postura que frecuentemente padecen de osteoporosis (cansancio de jaula) debido a la excesiva producción de huevo que logran en el curso un ciclo productivo y siendo insuficiente el aporte de Ca y P en la dieta.

En el cuadro 4-2 se encuentran las especificaciones para tomar las muestras requeridas para el diagnóstico de las enfermedades más comunes de las aves.

PROTOCOLO E INFORME DE LOS RESULTADOS

Al terminar la necropsia es importante anotar detalladamente los cambios encontrados y también las muestras que se tomaron, para diferentes análisis de laboratorio, en un protocolo. En los casos en los que fue posible formular un diagnóstico, éste se apuntará al final del mismo. En el Apéndice B se presenta un ejemplo de protocolo; es importante que sea muy detallado, sobre todo para la enseñanza, para que el alumno se acostumbre a llenarlo con todo cuidado. En los laboratorios de diagnóstico, las formas para protocolos de necropsia pueden ser abreviadas, anotando únicamente los cambios relevantes encontrados. Las muestras que se remitirán al laboratorio deben ser debidamente etiquetadas, especificando número del caso y órgano colectado. Deben enviar se con una hoja de solicitud de trabajo en la que se apuntará, además de su número y del material contenido en el recipiente, el fijador o el medio de conservación utilizado, hora y fecha de la recolección, el diagnóstico presuntivo y el tipo de análisis requerido. Es necesario informar también si el animal recibió tratamiento médico, qué tipo y cuánto tiempo antes de morir. Al clínico que remitió el caso debe comunicarse un resultado o diagnóstico presuntivo lo antes posible. En vista de que no siempre se le podrá entregar un diagnóstico definitivo inmediatamente, ya que los trabajos de laboratorio son tardados, le será de utilidad recibir un informe preliminar. En él se le notificará además, los cambios encontrados durante la necropsia y de los estudios que se llevarán a cabo.

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Solamente cuando la causa de muerte sea evidente como, por ejemplo, en casos de traumatismos con hemorragia interna, fractura de cráneo, etcétera, se dará el diagnóstico final. En los demás casos, se formularán los diagnósticos finales, una vez reunidos todos los resultados de las pruebas solicitadas, enviándole el informe final al clínico (Apéndice C). Muchas veces se encontrarán alteraciones en varios órganos y entonces será necesario decidir cuál fue la que causó la muerte, la que se anota como "lesión principal”,

especificando el agente etiológico. Las otras alteraciones encontradas pueden ser concomitantes, independientes o predisponentes y como tales se harán constar en el informe. En casos especiales como, por ejemplo, cuando existe sospecha de rabia, se informará al clínico del resultado de las pruebas específicas inmediatamente y no se esperarán los resultados de otros análisis que se hayan solicitado. Un ejemplo de protocolo para diagnóstico de rabia se encuentra en el Apéndice E.

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Cuadro 4-2 (continuación). Muestras necesarias para el diagnóstico de las enfermedades infecciosas y nutricionales más comunes de las aves, su conservación y pruebas de laboratorio requeridas

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5 Material y métodos para la toma de muestras

Hallazgos en otras necropsias del mismo brote. Casos similares en la zona. Diagnóstico presuntivo. Fecha y hora de la muerte. Material enviado al laboratorio, fijador o preservativo usado. S. Especificaciones claras relativas al tipo de análisis que se requiere.

GENERALIDADES

Un estudio post mortem, por lo general, necesita de la ayuda del laboratorio para poder establecer un diagnóstico etiológico de la causa de la muerte del animal. Para obtener resultados confiables es de suma importancia que tanto la toma de muestras necesarias, como su conservación se realicen de manera correcta. Con el fin de evitar pérdida de tiempo o la realización de trabajo innecesario, el médico veterinario debe saber exactamente qué muestras se requieren en cada caso. 'Hay algunos factores de mucha importancia que deben ser tomados en cuenta, independientemente de qué tipo de muestra se va a enviar:

Los recipientes para enviar muestras por lo general son de plástico o de vidrio y deben empacarse cuidadosamente para evitar su ruptura durante el transporte. Cuando es necesaria la refrigeración, como en el caso de muestras para pruebas microbiológicas, puede pro; cederse de la siguiente manera: Se coloca el frasco con la muestra dentro de un recipiente aislante con hielo picado y aserrín con un descongelante. También puede usarse hielo seco, teniendo cuidado de no cerrar herméticamente el recipiente que lo contiene, para que pueda escaparse el gas. Si el animal al que se le tiene que hacer el estudio  post  mortem se encuentra todavía vivo, puede ser útil tomar algunas muestras como sangre y líquido cefalorraquídeo, antes de la eutanasia.

1. Las muestras deben ser lo más frescas posible. 2. El material para pruebas microbiológicas debe ser tomado bajo estrictas reglas de asepsia. 3. Cada muestra debe ser rotulada, de modo que sea fácil de identificar. 4. La siguiente información debe ser anexada a las muestras de cada caso: Nombre, dirección y teléfono del médico. Nombre, dirección y teléfono del dueño. Especie animal, edad, sexo y raza. Número de animales en el hato. Número de animales afectados. Tiempo de evolución de la enfermedad. Signos clínicos que presentó el paciente. Datos sobre la morbilidad y mortalidad en el hato. Vacunaciones y tratamientos.

Toma de muestra

Se describirán sólo los procedimientos más usuales y cuyo conocimiento es indispensable para un profesional que tiene que efectuar una necropsia. Información más detallada la encontrará en la literatura especializada. [59]

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MATERIAL PARA EXÁMENES HEMATOLÓGICOS

Cuando sea decide la eutanasia de un animal, siempre es de suma importancia tomar muestras de sangre antes de que sea sacrificado y la exactitud de la evaluación de tales muestras depende de la calidad en la colección de las mismas. Por tanto, el minucioso cuidado en la toma de estas muestras nos ayudará a obtener resultados confiables para un diagnóstico definitivo. Los sitios para obtener la muestra sanguínea dependen de la talla y especie animal. En grandes especies y pequeños rumiantes se punciona la vena yugular, en pequeñas especies resulta adecuado el uso de las venas cefálica y safena, así como la yugular para perros y gatos pequeños. En los animales de laboratorio, puede ser a partir del seno orbit al y punción cardiaca, en aves la vena radial o el corte de uña, en el cerdo la vena cava caudal y la marginal de la oreja. En general las agujas calibre 21 y 22 son las elegidas para la veno punción en perros y gatos, si se usan agujas de menor calibre se corre el riesgo de hemolizar la muestra o que se prolongue el tiempo de muestreo y se coagule antes de ser depositada en el tubo al vacío que contiene el anticoagulante. Una vez colectada la muestra, se debe depositar lo antes posible al tubo que contiene el anticoagulante y homogeneizar, sutilmente con el objeto de que la muestra se mezcle con éste, evitando la formación de coágulos; el EDTA (ácido etilendiamino tratracético, tapón lavanda) es el anticoagulante de elección para realizar análisis hematológicos, ya que permite la evaluación morfológica de las células sanguíneas (eritrocitos, leucocitos, plaquetas). Es importante recordar que la cantidad de sangre a colectar depende del tamaño del tubo utilizado, ya que éste debe ser llenado 2/3 partes, esto debido a que existe una relación de anticoagulante con la cantidad de sangre para mantenerla incoagulable. Si no se cuenta con los tubos se pueden utilizar  jeringas de 3 ml, las cuales se recomienda tenerlas con EDTA líquido antes de la venopunción, para evitar la coagulación de la muestra. Existen otros tipos de anticoagulantes que pueden ser usados, como la heparina, pero su inconveniente es que se debe realizar el análisis lo más pronto posible, pues este anticoagulante afecta la coloración y las células degeneran con mayor rapidez. Los capilares con heparina son empleados con frecuencia en hematología de aves y reptiles. Si la muestra va a ser analizada en un lapso mayor a dos horas, es recomendable realizar un frotis o extendido sanguíneo, con el objeto de que la evaluación morfológica se haga en células bien conservadas.

Para realizar análisis bioquímicos, urea, creatinina, glucosa, enzimas hepáticas, etc., la colección de sangre debe ser en un tubo al vacío, sin anticoagulante (tapón rojo). Una vez obtenida la muestra se debe colocar el tubo de manera inclinada (no horizontal) para favorecer la retracción del coágulo (15-30 min), para efectuar la separación del suero con una centrífuga clínica. No se debe refrigerar la muestra antes del tiempo recomendado, ya que se puede hemolizar y causar interferencias al momento de realizar su análisis. Se pueden realizar determinaciones bioquímicas en muestras colectadas con heparina de litio como anticoagulante.

Indicaciones para algunas determinaciones especiales requeridas en sangre

1. Pruebas de coagulación. Éstas también se deberán colectar con tubos al vacío que contengan citrato de sodio a 3.8%. Es importante colocar la cantidad exacta de sangre que viene indicada en el tubo, ya que una menor cantidad de sangre no guardará la relación sangre-anticoagulante, como resultado dará determinaciones erróneas. 2. Glucosa. Si no es posible separar el suero en un lapso menor a 2 h, se puede colocar, el tubo con fluoruro de sodio. 3.Minerales. Son determinados en suero o plasma. 4. Pruebas serológicas. Se efectúan a partir de suero; se debe conservar en refrigeración o congelación. MATERIAL PARA EXÁMENES BACTERIOLÓGICOS Y MICOLOGICOS

Antes de iniciar la recolección de material para exámenes bacteriológicos, se debe revisar la historia clínica para saber si el animal ha recibido tratamiento quimioterapéutico en los tres días anteriores a la realización de la necropsia, ya que el crecimiento bacteriano puede ser pobre o nulo, lo que confundiría los resultados del estudio post mortem. El uso de instrumental y recipientes estériles es indispensable para la obtención de muestras útiles. La esterilización puede llevarse a cabo en autoclave o en una olla de presión de tipo casero (121ºC, 15 lb, 15 min). Si los instrumentos por usar se han sumergido previamente en soluciones antisépticas, debe tenerse cuidado de no usados mojados, ya que el contacto con ellas podría inhibir el crecimiento de los microorganismos. El efecto residual una vez seco el instrumental, también afecta el desarrollo bacteriano. Siempre debe trabajarse frente a un mechero de gas o una lámpara de alcohol.

MATERIAL Y MÉTODOS PARA LA TOMA DE MUESTRAS

Los órganos sanos por lo general están libres de bacterias, por lo que hay que evitar su contaminación con exudados o contenido gastrointestinal, lo que haría prácticamente imposible una interpretación correcta de los resultados del análisis bacteriológico. En todos los casos, debe recogerse la mayor cantidad posible de muestra de tejido bien tomadas, de diferentes sitios, para que haya una buena oportunidad de aislar al agente causal. Es una buena práctica colocar trozos de tejidos de un grosor no mayor de 4 cm3 en frascos estériles individuales con tapón de rosca. También pueden colocarse en bolsas de polietileno nuevas, las cuales estarán estériles. Cuando las muestras son de exudados o líquidos, se deben aspirar con aguja y jeringa o pipetas de vidrio estériles y vaciar a tubos, también estériles, siempre cerca del mechero. Si las jeringas son de plástico, puede quemarse la punta de las mismas una vez llenadas, para sellarlas herméticamente. El uso de hisopos no da buenos resultados en la siembra no puede efectuarse de inmediato, ya que éstos se secan rápidamente. Sin embargo, los hisopos pueden ser colocados en un medio de transporte como el de Stuart, para ser enviados al laboratorio de bacteriología. Las muestras que no serán procesadas de inmediato se conservarán en el refrigerador a 4º C. Las muestras siempre deben ser, tomadas de un animal recién muerto, en todo caso, en un lapso no mayor de 2 h. Cuando esto no sea posible, se recomienda tomar fracciones de médula hematopoyética de un hueso largo, ya que éste es el último tejido en sufrir invasión bacteriana post mortem. En el caso de que el animal haya sufrido de una septicemia se podrá tomar una muestra de médula ósea roja. Si se sospecha de clostridiasis, será necesario indicarlo en la hoja de remisión al laboratorio de microbiología. Para comprobar infecciones micóticas en piel o dermatofitosis, se extraen pelos con su raíz de la periferia de las lesiones sospechosas. Se remiten al laboratorio en un sobre de papel bien cerrado o en otro recipiente seco; sin conservador.

MATERIAL PARA EXÁMENES VIROLÓGICOS El diagnóstico de enfermedades virales en términos generales puede requerir de suero, exudados, epitelios (enfermedades vesiculares) y de tejidos, con el fin de llevar a cabo pruebas inmunológicas, de biología molecular, aislamiento de virus y estudios ultraestructurales. En estos últimos se incluyen técnicas de microscopia electrónica de

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transmisión, cuándo está disponible. Las muestras tienen que ser frescas, tomadas con precauciones de asepsia, de preferencia durante el periodo agudo de la enfermedad y no deben añadírseles fijadores o antisépticos si va a haber demora para que lleguen al laboratorio, se enviarán refrigeradas o conservadas en congelación. Si forzosamente tienen que permanecer algún tiempo a la temperatura ambiente, es necesario añadir, un medio de conservación, siendo el más recomendable para muestras líquidas (secreciones, deyecciones, líquido vesicular, plasma o suero) la solución estéril de Hank (pH 7.2): Albumina bovina a 10% (o hidrolizado de lactoalbúmina a 0.5%) Penicilina G potásica 500 UI/ml Sulfato de estreptomicina 500 mg/ml

Esta solución se mezcla a partes iguales con el líquido problema. Para tejidos se recomienda la glicerina amortiguada (pH 7.2): Solución A: Fosfato disódico monobásico (Nal04, 2HzO), 31.2 g Agua destilada 1000 ml Solución B: Fosfato de sodio dibásico (NazHP04' 7 H 2O), 53.65 g. Agua destilada 1000 ml. Mezclar 28 ml de la solución A con 72 ml de la solución B y con 100 ml de glicerina. Esterilizar en autoclave a 15 lb durante 20min. Cuando es imposible conseguirla glicerina amortiguada, se puede usar glicerina con solución salina fisiológica (pH 7.2) o con agua destilada a partes iguales. En general las muestras para aislamiento viral, no se deben enviar en hielo seco, porque el gas carbónico que se desprende cambia el pH y puede in activar al virus. Las muestras de tejido para inmunofluorescencia se prefieren frescas, refrigeradas o congeladas, sin conservador, porque las soluciones glicerinadas tienden a bajar los títulos de virus, por tanto, disminuyen la fluorescencia. Cuando existen muchos animales vivos en un hato en el que se sospecha de una enfermedad viral, el diagnóstico serológico se comprueba tomando dos ,muestras de los mismos animales (sueros pareados), durante el periodo agudo del brote y tres semanas después con el fin de constatar que haya seroconversión o un aumento significativo en el título de anticuerpos. Un resultado positivo con sólo una muestra de suero tiene un valor de diagnóstico muy limitado.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

MATERIAL PARA EXÁMENES PARASITOLÓGICOS Nematodos El parásito se lava en 1-3 cambios de solución salina fisiológica y se coloca en una solución de alcohol-formalina-ácido acético (AFA) (10 ml de formalina a 37 -40%, 90 ml de alcohol etílico a 80% y 5 ml de ácido acético), de preferencia caliente (70-80ºC ). Una vez enfriado el líquido, se cambia el espécimen a otro frasco conteniendo el mismo fijador limpio. Cuando los nematodos están adheridos al tejido puede ser necesario, para que se desprendan, colocar el órgano o parte de él en una charola con solución salina fisiológica tibia.

Triquinas Diafragma, músculos intercostales o maseteros en fresco, para pruebas de digestión u observación microscópica directa. También pueden tomarse muestras de los tejidos sospechosos en formalina a 10% para examen histopatológico.

Cestodos Se colocan por 1-2 h en solución salina fisiológica a 40°C, para que se extiendan. Se fijan en formalina a 5% o en AFA, ya sea entre dos portaobjetos o temándolos con pinzas sumergiéndolos y sacándolos varias veces para evitar contracción excesiva. Se debe tener cuidado de tomarlos con las pinzas de un segmento posterior y verificar que exista el escólex.

Trematodos Se lavan en solución salina fisiológica a 1% y se fijan en formalina a 10% o en AFA de preferencia caliente, colocándolos entre dos cubreobjetos.

Coccidias Se colocan segmentos de intestinos o hígado (en caso de conejos [E . stidae]) en formalina a 10% para examen histopatológico. Materia fecal fresco o suspendido en dicromato de potasio a 2% para examen coproparasitoscópico.

Babesias Cuando se sospecha de  Babesia bovis, la sangre se toma de una oreja o se hacen frotis delgados del encéfalo, fijando con alcohol metílico.

Trichomonas 

Se colecta moco fresco. Para pruebas de aglutinación se requiere un mínimo de 2 ml. Si el moco es escaso, puede obtenerse una muestra de lavados vaginales o prepuciales con solución salina fisiológica, recogidos asépticamente si se requiere un cultivo. Estas muestras se deben trabajar a más tardar 24 h después de haberlas tomado.

Insectos Los ectoparásitos y garrapatas se pueden colectar con pequeñas pinzas en frascos o bolsas de polietileno, teniendo cuidado de obtenerlos intactos. Cuando el cadáver es pequeño, puede ser colocado en una bolsa de polietileno con el fin de que los ectoparásitos, al desprenderse, caigan en ella y puedan recogerse fácilmente. También pueden colocarse los insectos para su fijación en alcohol etílico frío (4-8ºC ).

Heces Su recolección se hace del recto en el animal vivo o muerto o de material recién eliminado. Se colocan en frascos con tapa de rosca, en recipientes de cartón encerado con tapa o en bolsas de polietileno, para evitar el desarrollo de estados larvarios a partir de huevos, se aconseja llenar el recipiente al máximo, con el fin de excluir el aire. Si el tiempo entre la toma de muestras y su llegada al laboratorio es muy largo, puede añadirse un poco de formalina a 5 o 10%.

Raspado de piel y muestras de pelo Para parásitos cutáneos se utiliza una hoja de bisturí no muy filosa. El raspado se debe hacer de las lesiones activas de diferentes sitios y debe abarcar zonas profundas de la dermis (en animales vivos hasta que empiece a sangrar levemente). Si se sospecha de  Demodex spp se recomienda un corte de piel fijado en formalina a 10%. Para estudios microscópicos los raspados se pasan a un recipiente limpio y seco sin necesidad de fijarlos.

MUESTRAS PARA EXÁMENES HISTOPATOLÓGICOS Los tejidos se deben recolectar lo más pronto posible después de la muerte y de preferencia deben contener una parte del tejido afectado junto con otra de aspecto normal. El grosor de la muestra depende del tejido, pero como

MATERIAL Y MÉTODOS PARA LA TOMA DE MUESTRAS

regla general no debe ser mayor de 0.5 cm y debe ser colocado en un frasco que contenga por lo menos diez veces su volumen de fijador. Cuando se toman muestras demasiado gruesas se fijarán las partes periféricas mientras que en el centro, al que no puede penetrar con rapidez el fijador, seguirán los procesos autolíticos, lo que puede llegar a confundir al patólogo con poca experiencia. La elección del líquido fijador depende, desde luego, de lo que se pretende investigar. Para trabajos de rutina con coloración de hematoxilina-eosina, el fijador más utilizado es la formalina a 10% amortiguado a un pH de 7.2. Tiene la ventaja de que en él pueden permanecer, los tejidos por tiempo indefinido. Si se requiere de alguna técnica especial será necesario consultar los libros de técnicas histológicas para las indicaciones pertinentes. Los recipientes para las muestras deben ser de boca ancha para que puedan salir íntegras y fácilmente, una vez fijadas. Las muestras para exámenes histológicos nunca se deben congelar. El cuadro 5-1 y en el capítulo 6 se presentan especificaciones referentes a muestras necesarias, cantidad y conservación, así como las pruebas de laboratorio comúnmente indicadas en algunas enfermedades importantes.

OBTENCIÓN DE LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO

Se puede obtener del animal anestesiado o insensibilizado, antes de proceder a la necropsia. Se punciona el espacio suboccipital, para llegar a la cisterna magna o la región lumbosacra para el espacio subaracnoideo. En ambos casos, la región debe rasurarse y desinfectarse. Para la punción son necesarias agujas especiales estériles con un estilete; su tamaño varía según la especie o el grosor de la vértebra. El líquido se colecta en un tubo estéril a medida que vaya saliendo de la aguja o se aspira con una  jeringa, teniendo cuidado de hacerlo suavemente. En el caballo, el mejor sitio para la punción es la región suboccipital, en el borde anterior de las alas del atlas y con flexión ventral de la cabeza de 90°. En los bovinos es más práctica la punción lumbar. La aguja se inserta en la línea media en una depresión existente entre la apófisis espinosa de la última vértebra lumbar y el extremo anterior de la cresta sacra\media. En ovinos y caprinos pueden usarse ambas técnicas; en cerdos grandes, la punción lumbosacra es más fácil En perros y gatos, la punción suboccipital es la más recomendable. De las grandes especies pueden obtenerse 5 ml; de perros 2 a 4 ml; de gatos de 10 a 30 gotas. Las muestras de líquido cefalorraquídeo se deben examinar lo más rápido posible para evitar la alteración:

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de algunos componentes como leucocitos y glucosa. En caso de que ocurra algún retraso se debe añadir EDTA en la misma proporción que para sangre. Si lo que se quiere determinar es glucosa, se deben agregar 10 mg de fluoruro de sodio y 1 mg de heparina por cada mililitro de líquido, debiendo tener en cuenta que el fluoruro de sodio no inhibe completamente la glucólisis. OBTENCIÓN DE LÍQUIDO SINOVIAL

Se puede obtener al abrir la articulación durante la necropsia, pero para evitada contaminación es recomendable una punción, preparando la región de la manera descrita para la extracción de líquido cefalorraquídeo. Una vez obtenido, se debe mezclar con anticoagulante; siendo mejor el EDTA, 2 mg por mililitro de líquido. También se puede usar citrato de sodio a 3.8%, 0.1 ml por cada mililitro de líquido. Si se requiere un análisis completo, se enviarán dos muestras de 3 ml cada una, una con anticoagulante y la otra sin éste.

OBTENCIÓN DE ORINA

Se obtiene puncionando la vejiga una vez expuesta en la cavidad pélvica; con una aguja gruesa aspirándola en una  jeringa estéril. Se vacía en frascos estériles de vidrio o de plástico, lavados escrupulosamente. La orina normal es transparente y amarillenta en todas las especies, excepto en la equina, que es turbia y viscosa. TÉCNICA PARA LA FIJACIÓN DEL PULMÓN POR PERFUSIÓN CON FORMALINA

Para lograr la fijación rápida y uniforme del parénquima pulmonar, se recomienda perfundirlo con formol a 10%. El líquido puede introducirse ya sea en tráquea, si se requiere fijar los dos hemisferios, o bien en bronquios mayores si se va a fijar sólo uno. 1. Se coloca el recipiente que contiene el líquido fijador unos 30 cm arriba del pulmón por fijar. Es importante que la distancia no sea mucho mayor para que la presión con la que entra el líquido no sea excesiva, lo que provocaría ruptura de los alveolos. 2. Se introduce en el conducto aéreo (tráquea o bronquio) un tapón de hule o de corcho perforado en el centro, que se ajuste al diámetro del conducto. 3. Para obliterar lo mejor posible el conducto e impedir que la presión ejercida poda formalina, una vez introducido

64 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

en las vías aéreas expulse al tapón, es necesario fijarlo por medio de un hilo de cáñamo alrededor del conducto en el lugar donde se encuentra el tapón. 4. Se introduce en la perforación central del tapón un tubo de vidrio de unos 8 cm de longitud, al cual se le adapta una manguera de hule de unos 40 cm de largo, de preferencia transparente para observar el paso del fijador. La manguera está conectada al recipiente con el fijador por medio de una llave de paso. Cuando el fijador fluye libremente se aprecia una fila de burbujas que circulan en sentido opuesto al líquido instilado. Al introducir el tubo de vidrio en el tapón, es necesario que toda la manguera contenga fijador y no haya aire en ella, ya que se opondrá a la entrada del líquido al pulmón. 5. Una vez que se nota el pulmón o lóbulo pulmonar dilatado uniformemente, se deja de pasar formalina cerrando la llave de paso, se retira el tubo de vidrio con la manguera pero no el tapón, cuya perforación deberá ser tapada con papel. En esta forma se deja reposar la pieza por lo menos unos 30 min. Si las vías aéreas están ocupadas por sangre o exudados, se verá obstaculizado el paso del fijador y la dilatación del tejido pulmonar no será uniforme. 6. En caso de requerir también el estudio de las arterias, es necesario que el animal haya sido desangrado. El fijador se perfunde simultáneamente en vías aéreas y en la arteria pulmonar a fin de que no se colapsen sus ramificaciones debido a la presión ejercida por el fijador en los alvéolos. Para perfundir las dos vías simultáneamente se conectan un tubo de vidrio bifurcado a la manguera procedente del recipiente y una manguera en cada bifurcación.

MUESTRAS PARA MICROSCOPIA ELECTRÓNICA DE TRANSMISIÓN Fijador

Glutaraldehído a 3% en amortiguador de fosfato pH 7.4 o, en su defecto, paraformaldehído a 2-4% con amortiguador de fosfato pH 7.4. Las muestras para estudios con el microscopio electrónico deben fijarse durante los primeros 3 min después de la muerte, ya que si transcurre más tiempo, se presentarán cambios  posrmortem en las ultraestructuras celulares. Este material se debe manejar con mucho cuidado y un mínimo de manipulación Procedimiento

Sobre una placa de parafina o una tarjeta de cartulina blanca se coloca una gota del fijador (fig. 5-1a) sobre ésta se deposita 1 cm3 del tejido, dejando transcurrir 2 o 3 minutos

para que tome un poco de consistencia. Luego se cortan pequeñísimos trozos de menos de 1 mm3 de grosor, con una navaja muy delgada (fig. 5-1b y 5-lc). Con un aplicador de madera se pasan estos fragmentos a un pequeño frasco (fig. 5-lf), uno por muestra, conteniendo fijador limpio; se tapa bien, se rotula con el número de identificación, anotando también la hora en que se metió al fijado (fig. 5-le); se envía· enseguida al laboratorio, donde se seguirá procesando el tejido. Se recomienda que los tejidos no permanezcan más de 6 h en el fijador glutaraldehído. Existen combinaciones de sustancias fijadoras de doble propósito preservando los tejidos al mismo tiempo para el procesado tanto con los métodos histológicos de rutina como para microscopia electrónica. McDowell y Trump recomiendan la siguiente mezcla: Formol (40%) 1.16 g Glutaraldehído a 50% 2 ml Solución amortiguadora 88 ml (200 mOsm)

MATERIAL Y MÉTODOS PARA LATOMA DE MUESTRAS

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6 Técnicas de diagnóstico de las principales enfermedades en los animales domésticos

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68 TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

TÉCNICAS DE DIAGNOSTICO DE LA S PRINCIPALES ENFERMEDADES EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS 69

70 TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO DE LAS PRINCIPALES ENFERMEDADES EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS

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TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO DE LAS PRINCIPALES ENFERMEDADES EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS 73

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TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO DE LAS PRINCIPALES ENFERMEDADES EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS

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TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Apéndices

Apéndice A Enfermedades exóticas y enzoóticas de notificación obligatoria en los Estados Unidos Mexicanos*"

Dermatofilosis oestreptotricosis (Dermatophillus

GRUPO 1. ENFERMEDADES EXÓTICAS DE NOTIFICACIÓN OBLIGATORIA INMEDIATA EN LOS ESTADOS UNIDOS MEXICANOS

congolensis)

Dermatosis nodular contagiosa (Poxvirus) Enfermedad de Aino (Bunyavirus) Enfermedad de Akabane (Bunyavirus) Enfermedad de Chuzan (Orbivirus) Enfermedad de Jembrana (Rickeusia spp) Enfermedad del sudor (Hyalomma truncatutn) Enfermedad de Wesselsbron (Flavivirus) Esquitosomiosis (Schistosoma bovis) Encefalopatía espongiforme bovina (Prion) Fiebre aftosa (Picornavirus) Fiebre catarral maligna (Tipo africano y alcelaphine Herpesvirus-l) Fiebre del Valle del Rift (Bunyavirus) Fiebre efímera bovina (Rhabdovirus) Fiebrepetequial bovina (Ehrlichia ondin) Fiebre Q (Coxiella bumetti) Filariosis (Dirofilaria spp) Hipodermosis (Hipoderma bovis) Ibaraki (Orbivirus) Ixodidosis (Amblyomma variegatum) Lengua azul (Orbivirus) Mamilitis ulcerativa (Herpes virus) Meliodosis (Pseudomona pseudomallei) Miasis (Cochliomyia hominivorax y Crysomyia bezziana) Parafilariosis (Parafilaria bovicola)

Aves  Bronquitis infecciosa (excepto cepas Connecticut.y Massachusetts) Clamidiosis (Chlamydia psiuaci) Encefalitis japonesa (Flavivirus) Enteritis viral del pato (Herpesvirus) Espiroquetosis (Borrelia anserina) Hepatitis del ganso (Parvovirus) Hepatitis del pato (Tipos I: Enterovirus, II Astrovirus y III Picornavirus) Influenza aviar altamente patógena (Influenzavirus A) Meningoencefalitis israelí de los pavos (Flavivirus) Reticuloendoteliosis (Retrovirus). Síndrome de la cabeza hinchada (Pneumovirus) Viruela del pavo (Apipoxvirus) Bovinos 

Anaplosmosis (Anaplasma centrale) Besnoitiosis (Besnoitia spp) Cowdriosis (Cowdria ruminatium)

*

,

Tomado del Diario Oficial de la Federación de los Estados Unidos Mexicanos, del viernes 5 de marzo de 1999.

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Peste bovina (Morbillivirus) Pleuroneumonía contagiosa bovina (Mycoplasma mycoides) Septicemia hemorrágica (Pasteurella multocida B y E) Theileriosis (Theileiria spp) Tripanosomiosis africana (transmitida por Glossina spp) Cánidos.

Leishmaniosis (Leishmania spp) Enfermedad de Lyme (Borrelia búgdorferi) Melioidosis (Pseudomona pseudomallei) Miasis (Cochliomyia hominivorax y Crysomyia bezziana) Caprinos 

Agalactia contagiosa (Mycoplasma agalactiae) Adenomatosis pulmonar (Retrovirus By D) Anaplasmosis (Anaplasma ovis) Babesiosis (Babesia spp) Cowdriosis (Cowdria ruminatium) Enfermedad de Akabane (Bunyavirus) Enfermedad de Borna (Nairovirus) Enfermedad de Nairobi (Bunyavirus) Enfermedad de Wesselsbron (Flavivirus) Esquitosomiosis (Schistosoma spp) Fiebre aftosa (Picornavirus) Fiebre del Valle de Rift (Bunyavirus) Fiebre Q (Coxiella bumetti) Hipomielogénesis (Pestivirus) Lengua azul (Orbivirus) Melioidiosis (Pseudomona pseudomallei) Miasis (Cochliomyia hominivorax S. Crysomyia. bezziana). Neosporidiosis (Neospora spp) Peste bovina (Morbillivirus) Peste de los pequeños rumiantes (Morbillivirus) Pleuroneumonía contagiosa caprina (Mycoplasma capricolum)

Scrapie (Prion) Tripanosomiosis africana. (transmitida por Glossina spp), Tumor intranasal caprino (Retrovirius) Viruela (Capripoxvirus) Virus del Valle Cache Équidos 

Arteritis viral equina (Herpesvirus) Dermatofilosis (Dermatophillus congolensis) Durina (Trypanosoma equiperdum) Encefalitis de San Luis (Arbovirus) Encefalitis equina del este (Alphavirus) Encefalitis equina del oeste (Alphavirus) Encefalitis equina venezolana (Alphavirus I-AB y I-C) Encefalitis japonesa (Flavivirus)

Enfermedad de Borna (Orbivirus) Enfermedad de Lyme (Borrelia burgdorferi) Esquistomiosis (Schistosoma nasalis) Erlichiosis monocítica (Erlichia risticii) Erlidliosis neurofílica (Erlichia equi) Exantema coital equino (Alphaherpesvirus) Getah (Alfavirus) Linfangitis epizoótica (Histoplasma farciminosum) Meningoencefalitis enzoótica (Alphavirus) Metritis contagiosa equina (Taylorella equigenitalis) Miasis (Cochliomyia hominivorax y Crysomyia bezziana) Muermo (Burkholderia mallei) Peste equina africana (Reovirus) Salmonelosis (Salmonella abortus equi) Surra (Trypanosoma evansi) Tripanosomiosis africana (transmitida por Glossina spp) Viruela equina (Poxvirus) Leporidos 

Mixomatosis (Myxomavirus) Tularemia (Francisella tularensis) Enfermedad hemorrágica viral de los conejos (Calicivirus) Ovinos 

Aborto enzoótico (Chlamydia psittaci) Adenomatosis pulmonar ovina (Retrovirus B y D) Agalactia contagiosa (Mycoplasma agalactiae) Anaplasmosis (Babesia ovis) Cowdriosis (Cowdria ruminatium) Dermatofilosis (Dermatol)hillus congolensis) Encefalomielitis ovina (Flavivirus) Enfermedad de Akabane (Bunyavirus) Enfermedad de Borna (Nairovirus) Enfermedad de Nairobi (Nairovirus y Ganjanvirus) Enfermedad de Wesselsborn (Flavivirus) Fiebre aftosa (Picornavirus) Fiebre del Valle del Rift (Bunyavirus) Fiebre Q (Coxiella,bumetti) Hipomielogénesis (Pestivirus) Lengua azul (Orbivirus) Louping ill (Flavivirus) Melioidiosis (Pseudomona pseudomallei) Miasis (Cochliomyia hominivorax y Crysomyia bezziana) Neumonía progresiva ovina o Maedi-Visna (Retroviridae) Peste bovina (Morbillivirus) Peste de los pequeños rumiantes (Morbillivirus) Salmonelosis (Salmonella abortus ovis) Scrapie (Prion) Tripanosomiosis africana (transmitida por Glossina spp) Viruela (Capripoxvirus)

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APEDICES

Porcinos 

Rabia (Rhabdovirus)

Babesiosis (Babesia suis) Diarrea epidémica porcina (Coronavirus) Encefalitis japonesa (Flavivirus) Encefalomiocarditis (Cardiovirus) Enfermedad de Teschen (Enterovirus) Enfermedad vesicular del cerdo (Enterovirus) Exantema vesicular del cerdo (Picornavirus) Fiebre aftosa (Picornavirus) Melioidiosis (Pseudomona pseudomallei) Neumonía epidémica porcina Neumonía necrotizante (virus atípico de influenza) Peste porcina africana (Poxviridae) Síndrome de emaciación multisistemático posdestete (Circovirus) Tripanosmiosis africana (transmitida por Glossina spp)

Fauna silvestre 

GRUPO 2. ENFERMEDADES ENZOÓTICAS DE NOTIFICACIÓN OBLIGATORIA INMEDIATA, Al SISTEMA NACIONAL DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA EN MÉXICO (SIVE) Aves 

Enfermedad de Newcastle (Paramyxoviridae) Salmonelosis aviar (S. gallinarum, S. pollorum y S.

Rabia (Rhabdovirus) Felinos 

Rabia (Rhabdovirus) Ovinos 

Ántrax (Bacillus anthracis) Brucelosis (Brucella spp) Ectima contagioso (Parapoxvirus) Enfermedad de Aújeszky o seudorrabia (Herpesvirus) Rabia (Rhabdovirus) Porcinos 

Ántrax (Bacillus antlíracis) Brucelosis (Brucella spp) Enfermedad de Aujeszky o seudorrabia (Herpesvirus) Estomatitis vesicular del cerdo (Vesiculovirus) Fiebre porcina clásica (Pestivirus) Rabia (Rhabdovirus)

enteritidis)

Bovinos 

Ántrax (Bacillus anthracis) Brucelosis (Brucella spp) Enfermedad de Aujeszky o seudorrabia (Herpesvirus) Estomatitis vesicular (Vesiculovirus) Fiebre catarral maligna (Herpesvirus 2 ovino) Rabia (Rhabdovirus) Tuberculosis bovina (Mycobacterium bovis) Cánidos 

Rabia (Rhabdovirus) Caprinos 

Ántrax (Bacilluss anthracis) Brucelosis (Brucella spp) Enfermedad de Aujeszky o seudorrabia (Herpesvirus) Rabia (Rhabdovirus) Equinos 

Ántrax (Bacillus anthracis) Estomatitis vesicular (Vesiculovirus)

GRUPO 3. ENFERMEDADESENZOÓTICAS DE NOTIFICACIÓN MENSUAL OBLIGATORIA EN LOS ESTADOS UNIDOS MEXICANOS Aves 

Anemia infecciosa de las aves (Circovirus) Bronquitis infecciosa (Coronavirus) (excepto cepas Connecticut y Massachusetts) Clostridiosis (Clostridium spp) Cóccidiosis (Eimeria spp) Cólera aviar (Pasteurella multocida) Coriza aviar (Haemophilus paragallinarum) Encefalomielitis aviar (Picornavirus) Enfermedad de Gumboro (Alvibirnavirus) Enfermedad de Marek (Herpesvirus) Hepatitis con cuerpos de inclusión (Adenovirus) Laringotraqueítis aviar (Herpesvirus) Leucosis aviar (Retrovirus) Micoplasmosis aviar (M. gallisepticum y M. synoviae) Salmonelosis (Salmonella spp) Tuberculosis aviar (Mycobacterium avium) Viruela aviar (Poxvirus)

"

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Bovinos  Actinobacilosis (Actinobacillus lignieresii) Actinomicosis (Actinomyces bovis) Anaplosmosis (Anaplasma marginale) Barros (Hipoderma lineatum) Babesiosis (Babesia bovis y Babesia bigemina) Botulismo (Clostridium botulinum) Campilobacteriosis genital bovina (Campylobacter fetus) Cisticercosis (Cysticercus bovis) Clostridiosis (Clostrodium spp) Criptosporidiosis (Criptosporidium spp) Dermatobiosis (Dermatobia hominis) Diarrea viral bovina (Pestivirius) Disentería vibriónica (Vibrio jejuni) Distomatosis hepática (Fasciola hepatica) Hidatidosis (Echinococcus spp) Hemoglobinuria bacilar (Clostridium chauvei) Leptospirosis (Leptospira spp) Leucosis enzoótica (Retrovirus) Listeriosis (Listeria monocytogenes) Micoplasmosis (Mycoplasma spp) Neosporiosis (Neospora spp) Neumonía por el virus de Parainfluenza-3 eumonía por el virus sincicial respiratorio (Pneumovirus) Para tuberculosis (Mycobacterium johnei) Pododermatitis/pedero (Fusobacterium necrophorum y  Bacteroides nodosis)

Rinotraqueítis infecciosa (Herpesvirus) Salmonelosis (Salmonella spp) Toxoplasmosis (Toxoplasma gondii) Tricomoniosis (Trichomona foetus)

Coccidiosis (Eimeria spp) Clostridiosis (Clostridium spp) Distomatosis hepática (Fasciola hepatica) Ectima contagioso (Parapoxvirus) Hidatidosis (Echinococcus spp) Leptospirosis (Leptospira spp) Listeriosis (Listeria spp) Para tuberculosis (Mycobacterium johnei) Pododermatitis/pedero (Fusobacterium necrophorum y  Bacteroides nodosis)

Equinos  Actinomicosis (Actinomyces spp) Anemia infecciosa equina (Lentivirus) Babesiosis (Babesia equi y Babesia caballi) Botulismo (Clostridium botulinum) Clostridiosis (Clostridium spp) Gurma (Streptococcus equi) Hidatidosis (Echinococcus spp) Influenza equina, (Influenzavirus A y B) Leptospirosis (LeptosPira ~pp) Pododermatitis/pedero (Fusobacterium necrophorum y  Bacteroides nodosis)

Rinoneumonitis viral equina (Herpesvirus) Sarna Tricomoniasis (Trichomona foetus) Triquinelosis (Trichinella spp)

Felinos  Toxoplasmosis (Toxoplasma gondii)

Leporidos  Cánidos 

Coccidiosis (Eimeria spp)

Brucelosis (Brucella spp) Cisticercosis (Cysticercus cellulosae) Dirofilariosis (Dirofilaria spp) Enfermedad de Chagas (Trypandsoma cruzi) Enfermedad de Aujeszky (Herpesvirus) Equinococosis (Echinococcus spp) Leptospirosis (LeptosPira canis) Moquillo canino (Paramyxovirus) Neosporiosis (Neospora spp) . Parvovirosis canina (Parvovirus) Toxoplasmosis (Toxoplasma gondii)

Ovinos 

Caprinos  Artritis encefalitis caprina (Retroviridae) Botulismo (Clostridium botulinum) Campilobacteriosis

Anaplasmosis (Anaplasma ovis) Actinobacilosis (Actinobacillus lignieresii) Botulismo (Clostridium botulinum) Clostridiosis (Clostridium spp) Cenurosis (Coenurus spp) Distomatosis hepática (Fasciola hepatica) Hidatidosis (Echinococcus spp) Leptospirosis (LeptosPira spp) Listeriosis (Listeria monocytogenes) Para tuberculosis (Mycobacterium johnei) Pasteurelosis (Pasteurella spp) Pseudotuberculosis (Corynebacterium pseudotuberculosis) Pododermatitis/pedero (Fusbacterium necrophorum y  Bacteroides nodosis)

APÉNDICES

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Enfermedad epizoótica hemorrágica de los venados Porcinos 

Actinobacilosis (Actinobacillus suis) Actinomicosis (Actinomyces suis) Cisticercosis (Cysticercus cellulosae) Clostridiosis (Clostridium spp) Disentería vibriónica (Treponema hyodysenteriae) Encefalomielitis (Enterovirus) Enfermedad de Glasser (Haemophilus parasuis) Erisipela (ErysiPelothrix rhusiopathiae) Estreptococosis (Streptococcus suis) Gastroenteritis transmisible porcina (Coronavirus) Hidatidosis (Echinococcus spp) Ileítis (Lawsonia intracelularis) Influenza (Influenzavirus) Leptospirosis (LeptosPira spp) Listeriosis (Listeria monocytogenes) Neumonía enzoótica (Mycoplasma hyopneumoniae y M. suiPneumoniae)

Parvovirus porcino (Parvovirus) Pasteurelosis (Pasteurella spp) Pleuroneumonía (Haemophilus pleuroneumoniae o Bordetella bronchiseptica)

ododermatitis / pedero (Fusobecterium necrophorum y  Bacteroides nodosis)

Síndrome del ojo azul (Paramixovirus porcino) Síndrome disgenésico y respiratorio del cerdo (Virus lelystad) Rinitis atrófica. (Bordetella bronchiseptica, Pasteurella multocida)

Salmonelosis (Salmonella chollerae suis) Tricomoniosis (Trichomona suis) Triquinosis (Trichinella spiralis) Fauna silvestre 

Rabia (Rhabdovirus)

84 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

APÉNDICES 85

86 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

APÉNDICES 87

88 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

APÉNDICES 89

90 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

APÉNDICES 91

APÉNDICES

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APÉNDICES 95

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TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS

Apéndice J

DIRECCIONES DE FABRICANTES DE INSTRUMENTOS Y APARATOS PARA LA DESTRUCCIÓN HUMANITARIA DE ANIMALES. PISTOLAS DE PERNO OCULTO O DE CONCUSIÓN; PINZAS ELÉCTRICAS. Accles and SheluoLe Ltd, Talford St. Works Aston, BirmingRam B6 QD, Inglaterra Alia International Corp. 118East, 28th Street New York 16, NY, USA Bromiey, Kent BRI 1 QB Inglaterra Gabinetes eléctricos para electrocución y gabinetes de cloroformo: M. D. Components 16a Haualock Rond Luton, Bedfordshire, Inglaterra Hantouer Inc. 2548 Campbel! Sto P. Q. Box 646 Kansas City, Miss. 64141 USA. th

Koch Supplies Ine. 1411 West 29 Street Kansas City, Miss, 64103 USA. Temple Cox Development Co. Ltd., \yalter's Yard, High Street

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TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

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",

..

Índice analítico

coxofemorales, 23, 28

A

abomaso, 36 actinomiosina, 21

autoclave, 15 autólisis, 22 aves, necropsia de, 49

adenosín trifosfato (ATP), 21 adrenales, 31, 48 acuíferos, mantos, 15

B

AFA,62

 Babesia bovis, 62 babesias, 62 balanitis, 44 balanopostitis, 44 barbitúricos, 10 bazo, 31, 36, 40 bolsa (s) guturales, 29 de polietileno nuevas, 61, 62 bronconeumonía, 33 buche. Ver divertículo esofágico

agente (s) , 17 tensoactivos detergentes, 17 agujero occipital, 45 alcohol, 18 etílico, 18 amperaje, 8 ámpula de Vater, 40 anoxia fatal, 11 ántrax, 15, 31 aparato digestivo, 36 genital femenino, 44 masculino, 44 apófisis supraorbitaria, 45 arteria, 37 celiaca,32 gran mesentérica, 37 mesentérica anterior, 32 renal, 32 ! articulación occipitoatlantoidea; 45 articulaciones, 23 costocondrales, 27, 28

C cadáver, enterrar el, 15 cadavérica, rigidez. Ver rigor mortis cal apagada, 19 viva, 15 cámara, fotográfica, 16 cambios post mortem, 21 cansancio de jaula. Ver osteoporosis: en aves

100 TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

carbonato, 19 de sodio, 19 carbono bióxido de, 10 monóxido de, 11 casco. Ver pezuña cavidad(es), 24, 26 abdominal, 26 articulares, 24 bucal, 29, 36 faringe y laringe, 26 craneana, 29 pélvica, 28, 32 orácica, 27 cestodos, 62 cianuros, 10 ciego, 37 cloro, 19 cloroformo, 10 cloruro de cal, 19 Coccidias, 62 colédoco, 36, 41 colon, 37 ascendente, 37 descendente, 37 elíptico, 38 transverso, 37 ventral derecho, 38 ventral izquierdo, 38 oconducto(s),31 inguinal, 31, 44 pancreático, 41 seminíferos,32 contaminación, 15 cordones espermáticos, 31 costillas, 27 cresoles, 19 cubrebocas, 16 cuello dislocación del, 7 cuerno (s) de Ammon, 46 uterinos, 44 curariformes, 10

D Demodex, 62 dermatofitosis, 61 descamación, 22 de epitelios, 22 desinfectantes, 16 químicos, 17

desnucador, 6 detergentes, 17 aniónicos, 17 catiónicos diafragma, 27 diagnóstico, 22, 56

ante mortem, 22 definitivo, 56 final, 56 presuntivo, 56 diarrea viral bovina, 38 drenaje de nódulos linfáticos, 93 duodeno, 32, 37

E E. stidae, 62 ectoparásitos, 62 eléctrico, aturdimiento, 8 electrocutación, 9 endocrinas, 47 enfermedad(es), 13 enzoóticas, 81 exóticas, 79 vesiculares, 19,61 zoonóticas, 13 epidídimo, 32, 44 epitelio, 22 esófago, 29,36 línea timpánica en, 22 esternón, 27, 29 estómago, 32, 36 estricnina, 10,41 éter, 10 eutanasia, 3 en los bovinos, 4 en los équidos, 4 en los terneros, 4 en ovejas y cabras, 6 examen coproparasitoscópico,62 histopatológico, 62 extracción de vísceras, 29 del encéfalo, 45

F Fasciola, 40 fenobarbital, 10. Ver también barbitúricos fenoles, 19

INDICE ANALÍTICO 101

fiebre, 41 aftosa,19 carbonosa, 15 catarral maligna, 38 porcina clásica, 19,38,41 fijador de Bouin, 47 de Zenker, 47, 49 formaldehído, 18 fosfocreatinina, 21

G ganglios linfáticos, 49 explorables, 23 garrapatas, 62 glándula (s) bulbouretrales, 44 de Cowper. Ver glándulas: bulbouretrales endocrinas, 47 vesiculares, 44 glucosa, 60 granulomas, 44 guillotina, 7

H heces, 62 hepatitis infecciosa canina, 40 hidrato de cloral, 10 hidrometra, 44 hidronefrosis, 44 hidróxido, 19 de cal, 19 de sodio, 19 hígado, 36, 38 hipocampo, 46 hipocloritos,19 hipófisis, 48

I

imbibición, 22 de bilis, 22 de hemoglobina, 22 incineración, 15 incinerador, 15 incisión, 22 primaria, 22 en animales machos, 22 en caballos, 23

en cerdos, 24 en conejos, 22 en équidos, 22, 23 en gatos, 22 en perros, 22 en rumiantes, 22 en rumiantes hembras adultas, 22 en yeguas, 22 infecciones micóticas, 61 inmunofluorescencia, 61 insectos, 62 inspección, 22 externa, 22 instalación sanitaria, 15 instrumental, 18 intususcepciones, 37

L laringe, 32, 36 lengua, 36 ligamento, 31 colicocecal, 31, 38 gastroesplénico, 41 gastronéfrico, 31 mesenterio-cólico, 31 duodenocólico,37, 38 gastrofrénico, 31 gastrohepático, 31 ileocecal, 37 líquido, 23, 24 articular, 23 pleural, 27 seminal, 44 sinovial, 24 luz ultravioleta, lámpara de, 14

M medio de transporte, 61 de Stuart, 61 médula espinal, 47 extracción de la, 47 ósea hematopoyética, examen de la, 49 método(s) eléctrico, 10 físicos eléctricos, 7 mecánicos, 3 mucometra, 44 muestras, 16,59 recipientes para enviar las, 59

102 TÉCNICAS DE NECROPSIAS EN ANIMALES DOMÉSTICOS

toma de, 59 material para, 16 músculos, 23

N necropsia, 21 de aves, 49 en el campo, 15 en el perro, 4 importancia en los animales domésticos, 1 lugar de la, 13 mesas de, 14 preparativos para la, 13 ropa para la, 15 sala de, 13 nematodos, 62 neumonía, 33 fibrinosa, 33 nódulos linfáticos, 26 explorables. Ver  ganglios linfáticos: explorables glándula parótida, 26 ilíacos, 31 mediastinales, 29 parotídeos, 26 retrofaríngeos, 26 submaxilares, 26 torácicos, 3,3 retromamarios, 44

o Oestrus avis, 29 ojos, enucleación de, 47 omaso, 36 órganos genitales, 31 orificio uretral, 44 ovarios, 32

p páncreas, 32, 41, 48 paratiroides, 26, 49 paratuberculosis, 38 parénquima, 44 pene, 32 pentobarbital, 10. Ver también barbitúricos peritoneo, 2 7 permanganato, 18

de potasio, 18 pezuña, 24 píloro, 37 piometra, 44 pistola con bala, 3 de concusión, 3 de émbolo oculto, 3 placas de Peyer, 37 prepucio, 44 protocolo para rabia/  moquillo, 88, 89 pruebas, 60 de aglutinación, 62 serológicas, 60 pulmones, 32

R rabia, 13, 46 sospecha de, 56 regaderas, 15 retículo, 36 retículopericarditis traumática, 37 rigor mortis, aparición del, 21 rinitis en cerdos, 29 rinotraqueítis infecciosa bovina, 38 viral (IBR) , 36 riñones, 31, 41 ruptura, 22 del diafragma, '22 del estómago, 22

s sacrificio humanitario, 3 Sarcocystis avifelis, 36  seudomelanosis, 22 seudoprolapso del recto, 22 sosa cáustica, 19 Spirocerca lupi, 36  sulfato de magnesio, 10 superficies articulares, 23 surfactantes no iónicos, 17

T técnica, 35 de Alexander, 35 de Saunders y Jubb, 47

ÍNDICE ANALÍTICO 103

tejido, 23, 37 linfoide intestinal, 37 subcutáneo, 23 testículos; 32, 44 tétanos, vacuna contra el, 13 timo, 47 timpanización, 22 tiroides, 26, 48 tonsilas,26 trematodos, 62 tricresol, 19 Trichomonas, 62 triquinas, 62 tuberculosis, 33

u uréter, 41 útero, 31, 32, 44

v vagina, 44 válvula ileocecal, 32 vejiga, 31, 41, 44 vértebras lumbares, 41 vesícula biliar, 39 vísceras medida aproximada de, 91 peso aproximado de , 91 torácicas, 29 voltaje, 8 vulva, 32, 44 vulvovaginitis infecciosa bovina, 44

y yeyuno, 37 yodo, 19