MANUAL DE LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II

2009

Edafología II Manual de prácticas de laboratorio

Universidad de San Carlos de Guatemala Facultad de Agronomía

ING. AGR. CESAR MARTINEZ

1

Edafología II

2009

El suelo, como recurso importante en la dinámica nutricional vegetal, forma parte del sistema de producción de cultivos agrícolas, aunado a esto la capacidad que tenga el mismo de suministrar los nutrientes esenciales para el crecimiento y desarrollo de las plantas constituyen una de las bases para el éxito agronómico. Este manual recopila, describe y somete a evaluación las principales propiedades químicas del suelo, con el objeto de promover el estudio e interés por parte de estudiantes del área agronómica, contribuyendo así al desarrollo de la capacidad para analizar e interpretar las distintas reacciones que ocurren en un suelo.

Manual de prácticas de laboratorio

2

Í

NDICE

Contenido

Pg.

PACTICA No. 1.......................................................................................................................................... 3 Muestreo de Suelos ........................................................................................................ 4 PRACTICA No. 2 ......................................................................................................................................... 6 Elaboración de aboneras................................................................................................ 6 PRACTICA No. 3 ....................................................................................................................................... 14 Determinación de la Capacidad de Intercambio Catiónico y …………………de Bases Cambiables ..................................................................................................... 14 PRACTICA No. 4 ....................................................................................................................................... 23 Evaluación de diferentes suelos usando pruebas Biológicas (macetas en ………………...invernadero) ..................................................................................................................... 23 PRACTICA No. 5 ....................................................................................................................................... 25 Determinación de la materia orgánica y nitrógeno total ............................................. 25 PRACTICA No. 6 ....................................................................................................................................... 32 Reacción del suelo (pH) .................................................................................................. 32 PRACTICA No. 7 ....................................................................................................................................... 37 Conductividad eléctrica (salinidad y sodicidad) ........................................................... 37 Evaluación ................................................................................................................................................. 42

Facultad de Agronomía Subarea de Manejo de Suelo y Agua -FAUSAC2009

3

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DEGUATEMALA FACULTAD DE AGRONOMIA AREA TECNOLOGICA SUBAREA DE MANEJO DE SUELO Y AGUA LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II INSTRUCTORES: ING. MSc. IVAN SANTOS, ING. CESAR MARTINEZ

PRACTICA No. 1

MUESTREO DE SUELOS I.

INTRODUCCION

P

ara poder diagnosticar el estado de un suelo es necesario realizar un muestreo de este. El muestreo consiste en la técnica de obtener porciones de suelo de un área homogénea, para analizar sus características físicas y/o químicas. Los muestreos se realizan con diferentes fines ya sean de fertilidad o de capacidad de uso de la tierra entre otros. Para obtener resultados confiables de características físicas o químicas de un suelo es importante realizar un adecuado muestreo, principalmente porque cuando se muestrea, el volumen que se utiliza equivale aproximadamente al 0,0000005 % del peso medio de 1 ha (020 cm), por lo tanto estas muestras deben ser representativas. Es importante mencionar que deben tomarse las mayores precauciones para la obtención de muestras para no contaminar las mismas, también es importante identificar las muestras.

II.

OBJETIVOS

Que el estudiante • Conozca los principios del muestreo de suelos. • Aplique las condiciones adecuadas al manejo de muestras tanto en el campo como en el laboratorio. • Por medio de la aplicación practica del muestreo le de prioridad a esta técnica.

4

III.

FUNDAMENTO TEORICO

El muestro es el primer paso de una análisis químico de suelo, y el más critico, ya que se constituye en la fuente de error más común (Petersen and Calvin, 1986). Ya en los albores de esta práctica, Cline (1944) expresó que el límite de exactitud está dado por el muestreo y no por el análisis. Esto sucede porque a través de pocas muestras (generalmente no más de 1 kg de suelo) se pretende representar la disponibilidad de nutrientes de miles de toneladas de suelo. Tanto es así que 1 kg de suelo significa el 0,0000005 % del peso medio de 1 ha (0-20 cm). Adicionalmente, Si tomamos en cuenta que dentro de la superficie que queremos representar existe una gran variabilidad, la dificultad para realizar un buen muestreo es aún mayor. La variabilidad se ve incrementada cuando un campo ingresa en un sistema de siembra directa continua, por la acción residual de las líneas de fertilización, la acumulación de residuos, aplicación de fertilizantes en la superficie del suelo y el reciclado de nutrientes hacia estratos superiores del suelo (Anghinoni et, al., 2003).

muestras con fines de riego, toma de muestras con problemas específicos (salinidad, toxicidad, etc.). 3.2 TOMA DE MUESTRAS CON FINES DE FERTILIDAD DE SUELOS El objetivo principal del análisis químico de una muestra de suelo, es determinar la capacidad de éste para suministrar los nutrientes esenciales en las cantidades adecuadas para todo el ciclo del cultivo. Para que los resultados de los análisis químicos de suelos sean eficientes en la solución de problemas nutricionales, éstos deber ser complementarios con una información sobre las características físicas y químicas del suelo y un amplio historial sobre los cultivos anteriores, se pueden seguir los siguientes parámetros: •

Caracterización del paisaje: Se requiere de una detallada descripción del paisaje correspondiente al área de muestreo. Esto es importante para relacionar las características ambientales con los resultados analíticos y de allí orientar medidas de manejo del suelo.

•

Toma de muestras suficientes, en cantidad y calidad: Tanto la calidad como la cantidad de muestras son fundamentales para obtener datos analíticos de características y propiedades químicas y físicas del suelo, que sirvan de apoyo al diagnóstico.

•

Objetivos del análisis: Se realizan análisis químico-nutritivos del suelo para evaluar el régimen de elementos nutritivos. Los análisis físicos del suelo permiten evaluar otros factores de la

3.1 FINALIDAD DEL MUESTREO DE SUELOS

El muestreo de suelos es muy importante, ya que nos genera información analítica para manejarlo como tal. En la actualidad se realizan muestreos de suelos con diferentes finalidades, los más importantes son: Muestreo con fines de clasificación de suelos, toma de muestras con fines de fertilidad de suelos, toma de

1

•

•

•

fertilidad del suelo como los regímenes de aire y agua. Los datos de laboratorio y otra información adicional permiten orientar medidas de manejo del suelo y/o silviculturales.

•

Época de Muestreo: En suelos no sembrados anteriormente, el muestreo se puede realizar dos o tres meses antes de la siembra; en cultivos de ciclo corto dos meses antes, y en cultivos permanentes, anualmente, dos meses antes de la fertilización.

3.4 MANEJO DE MUESTRAS PREVIO AL LABORATORIO

El análisis de suelos será tan bueno como la calidad de las muestras tomadas, pues la muestra enviada al laboratorio, de 0,5 a 1,0 kg, representa millones de kilogramos de suelo. Por este motivo, una torna de muestra cuidadosa asegura unos resultados de análisis correctos y de gran utilidad. Frecuencia de muestreo: Cultivos anuales en rotación o un solo cultivo con período de barbecho, cada tres años. Cultivos intensivos con aplicaciones regulares de abonos químicos y orgánicos (hortalizas), cada dos años.

•

Secado: Las muestras que se piensen almacenar durante algún tiempo antes de concluir los análisis, se deben secar previamente para evitar cambios químicos que se puedan producir al almacenarlas húmedas. Los valores que pueden sufrir cambios durante el desecado son los que corresponden a pH, P, N, K, Mn, Cu y Zn disponibles.

•

Para el secado, las muestras se extienden en una superficie plana sobre bandejas o papel limpio, en un lugar bien ventilado, se debe evitar el secado brusco utilizando altas temperaturas.

•

Molido y tamizado: Ya sea que se utilicen con la humedad del campo o secadas al aire, las muestras se pueden pasar por un tamiz de 2 mm; las partículas de grava, rocas, raíces u otras impurezas se deben eliminar, los agregados del suelo o terrones que no pasen por el tamiz, deben molerse con rodillos de madera o con morteros y luego tamizarse nuevamente, hasta que pase toda la muestra.

•

Homogenización: Se debe homogenizar mezclando constantemente, por medio de una homogenizadora.

•

Partición: Cuando la muestra es grande, se debe partir o cuartear para obtener las porciones de la muestra

3.3 FACTORES A CONSIDERAR EN EL MUESTREO DE SUELOS •

Tamaño de la unidad de muestreo: El tamaño dependerá de la variabilidad del terreno y de la intensidad y tipo de uso de la parcela. En áreas muy uniformes, con el mismo uso agrícola y vegetación, el lote puede estar representado por 10 ha. En áreas de uso muy intensivo con fuertes aplicaciones de fertilizantes, abonos orgánicos y con riego (hortalizas y frutales) el lote no debe ser mayor de dos hectáreas.

Número de submuestras: Dependerá del tamaño del área de muestreo y de la intensidad de uso, el mínimo puede ser entre 15 – 20 submuestras por parcela de muestreo.

2

necesarias. Para esto, el suelo se amontona y se va repartiendo en partes iguales. 3.5 PRECAUCIONES AL TOMAR MUESTRAS PARA ANÁLISIS DE SUELOS • Evitar muestrear suelos muy mojados. • Use bolsas plásticas nuevas y limpias, no de papel. • No fumar durante la recolección de muestras, para evitar contaminarlas con las cenizas del cigarro, ricas en potasio. • No tomar muestras en áreas recién fertilizadas, sitios próximos a viviendas, galpones, corrales, cercas, caminos, lugares pantanosos o erosionados, áreas quemadas, lugares donde se amontonan estiércol, fertilizantes, cal u otras sustancias que pueden contaminar la muestra.

superficial del suelo (Horizonte Ap o Al). Luego tomar submuestras del subsuelo para cada horizonte del perfil hasta un metro de profundidad aproximadamente, según el espesor de cada horizonte. Los depósitos de sales (costras) que aparecen en la superficie de suelos salinos sódicos, deben muestrearse por aparte. Un horizonte alterado por efectos de la acidez igualmente debe muestrearse separadamente. Es recomendable tomar una o varias muestras de perfiles adyacentes normales, con el propósito de determinar en el análisis las propiedades del suelo que sean responsables de los problemas.

IV.

MATERIALES Y METODOS

4.1

MATERIALES

3.6 TOMA DE MUESTRAS EN SUELOS PROBLEMA Las áreas de terreno con problemas específicos conducen a un muestreo de suelos con fines de diagnosis. Como ejemplo de suelos problema podemos mencionar: suelos ácidos, salinos, sódicos, salino-sódicos, rocosos compactados e impermeables.

-

Barreno o pala Balde o cubeta Bolsas de plástico Machete Etiquetas Lapiz graso de color oscuro.

Se pueden tomar de 15 a 30 submuestras a distancias, de dos o más metros entre si, en cada área representativa. Esta primera muestra debe corresponder a la capa

3

4.2

3. FRECUENCIA DE MUESTREO

METODOLOGIA 1. DELIMITACIÓN DE LAS ÁREAS Recorrer la finca y hacer un plano o croquis sencillo de las superficies más o menos homogéneas, en cuanto al tipo de suelo, color, relieve, textura, densidad, drenaje, pedregosidad, cultivos o vegetación, apariencia física y clase de manejo recibido anteriormente, donde ubique los detalles más importantes de la finca como lo son partes altas o bajas, planas o inclinadas, coloración del suelo, si es arenoso o pesado, vegetación alta, media o baja, riesgo de inundación, áreas que no se han trabajado ni fertilizado, y áreas trabajadas y fertilizadas. En todo caso se debe tomar de forma separada, muestras de áreas que producen diferente. 2. DEFINIR EL TIPO DE MUESTREO Se define principalmente para obtener representatividad del área, a manera de cubrir los puntos específicos de interés. Puede se zigzag, en cuadricula, diagonales o al azar.

Cuadricula

Zig-zag

Principalmente se encuentra en función de los recursos con que se cuenta, principalmente del recurso económico. - Para cultivos intensivos se recomienda: antes de cada siembra. - Para cultivos perennes: se recomienda después de la cosecha, cada 3 o 4 años. También se toma en cuenta la zona de goteo es decir el diámetro de copa o sombra de estos. 4. RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA Para la toma de muestras se debe limpiar la superficie del terreno y con ayuda de la pala o el barreno, tomar una muestra homogénea siempre a la misma profundidad, si se colecta con la pala se cortan los extremos con el machete y se deposita en el balde. }Las submuestras deben ser tomadas entre 20 y 30 cm de profundidad, dependiendo de la longitud de raíces del cultivo que se quiera sembrar o que esta sembrado ya. Luego de tener todas las submuestras en el balde (de 15 a 20 por ha) se mezclan homogéneamente y se toma 1 kg aproximadamente. Esta es la muestra compuesta requerida para el análisis.

Diagonales

La muestra compuesta es constituida por muestras simples o submuestras. El numero adecuado de submuestras por una ha. es de 25. Si las áreas son homogéneas pueden tomarse de 15 – 25 submuestras por 4 a 6 ha.

4

5. IDENTIFICACIÓN DE LA MUESTRA Para identificar la muestra se debe colocar: el nombre del propietario, nombre de la finca, ubicación geográfica, número de muestra y parcela, superficie que representa y algunas informaciones complementarias como lo son: pendiente del terreno, riesgo de inundación, color del suelo, tipo de vegetación, cultivo anterior, rendimiento obtenido, disponibilidad de residuos, tipo de fertilizante usado, si encaló y forma y época de aplicación. Aunque los datos básicos son: fecha de recolección, profundidad, nomenclatura propia, procedencia. NOTA: La toma de muestras de suelo para establecer correlación del suelo con una sola planta se limita a la toma de 3 a 5 submuestras alrededor del tronco de la planta a una distancia de 30 a 60 cm. del tronco, según el tipo de la planta. Esto representa la unidad de muestreo mínima para una planta aislada, pero si se juntan 15 a 30 muestras, automáticamente sé esta tomando muestra compuesta. Este muestreo se realiza para el caso de cítricos, aguacates, cafetales, etc.

V.

Muestreo de Suelos. Disponible en línea www.inta.gov.ar/cerroazul/actividad/mue streo_suelos.htm#Tabladecontenido 3. GERDING, V.; SCHLATTER, J.E. 1996. MUESTREO DE SUELOS PARA EVALUAR SU FERTILIDAD, CON ÉNFASIS EN EL RÉGIMEN DE ELEMENTOS NUTRITIVOS. Valdivia, UACH, Instituto de Silvicultura. 6 p. 4. GREZ, R.; PIEL, A.; AÑAZCO, R. 1993. LOS ANÁLISIS QUÍMICOS EN LOS ESTUDIOS DE SUELOS FORESTALES. IN: Suelos Forestales, Boletín de la Sociedad Chilena de la Ciencia del Suelo 10: 190-195. 5. SCHLATTER, J.E.; GREZ, R.; GERDING, V. 1989. EL ANÁLISIS FOLIAR Y EL ANÁLISIS DE SUELOS, MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO EN EL SECTOR FORESTAL. Santiago, CONAF. 8 p. (Chile Forestal, Documento Técnico, 36)

BIBLIOGRAFIA

1. BUCARO CARLOS. Muestreo de suelos. Criterios básicos. Laboratorio de Suelos -CIEFAP- UNPSJB. Patagonia Forestal - Año X No. 1- Abril 2004. 4 p. 2. D. SOSA ALBERTO. Instituto nacional de tecnología agropecuaria, Estación Experimental Agropecuaria Cerro Azul.

5

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DEGUATEMALA FACULTAD DE AGRONOMIA AREA TECNOLOGICA SUBAREA DE MANEJO DE SUELO Y AGUA LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II INSTRUCTORES: ING. MSc. IVAN SANTOS, ING. CESAR MARTINEZ

PRACTICA No.2

ELABORACIÓN DE ABONERAS I.

INTRODUCCION

L

a agricultura es una ciencia que ha evolucionado a través del tiempo, obteniendo como respuesta la degradación del suelo, por el uso acelerado que se le ha dado a este. Por esta razón en estos tiempos para que un cultivo sea exitoso es necesario aplicar fertilizantes químicos para cubrir las necesidades nutricionales de los mismos. Sin embargo tomando en cuenta al porcentaje de población que se dedica a la agricultura en Guatemala, podemos observar que en su mayoría, el acceso a fertilizantes químicos es limitado. Una solución a este problema es el uso de abonos orgánicos, recuperando así algunos servicios ecológicos tales como el reciclaje de nutrientes el cuál se realiza con la descomposición de la materia vegetal y animal por medio de microorganismos benéficos presentes en el suelo. Por lo anteriormente descrito los abonos orgánicos, no solo ayudan económicamente a la población, sino también trae consigo otros beneficios de tipo ecológico como la incorporación de nutrientes en el suelo, así también la mejora de características físicas, químicas y biológicas del suelo.

II.

OBJETIVOS

Que el estudiante: • Conozca los materiales adecuados para la elaboración de aboneras, sus cualidades y características. • Aprenda la metodología empleada en la elaboración de aboneras tipo compost. • Lleve a cabo el cuidado y manejo de aboneras tipo compost. • Conozca el papel que juega la relación Carbono-Nitrógeno, en el proceso de degradación de los materiales empleados.

6

• III.

FUNDAMENTO TEORICO

3.1 COMPOSTAJE El compostaje o “composting” es el proceso biológico aeróbico, mediante el cual los microorganismos actúan sobre la materia rápidamente biodegradable (restos de cosecha, excrementos de animales y residuos urbanos), permitiendo obtener "compost", abono excelente para la agricultura. Otra definición del compost o mantillo es: el resultado de un proceso de humificación de la materia orgánica, bajo condiciones controladas y en ausencia de suelo. El compost es un nutriente para el suelo que mejora la estructura y ayuda a reducir la erosión y ayuda a la absorción de agua y nutrientes por parte de las plantas.

•

Mejora la actividad biológica del suelo: Actúa como soporte y alimento de los microorganismos ya que viven a expensas del humus y contribuyen a su mineralización. La población microbiana es un indicador de la fertilidad del suelo.

3.3 FACTORES QUE CONDICIONAN EL PROCESO DE COMPOSTAJE

3.2 PROPIEDADES DEL COMPOST

Para que los microorganismos puedan vivir y desarrollar la actividad descomponedora se necesitan unas condiciones óptimas de temperatura, humedad y oxigenación. Son muchos y muy complejos los factores que intervienen en el proceso biológico del compostaje, a demás influenciados por las condiciones ambientales, tipo de residuo a tratar y el tipo de técnica de compostaje empleada. Los factores más importantes son:

•

•

•

Mejora las propiedades físicas del suelo: La materia orgánica favorece la estabilidad de la estructura de los agregados del suelo agrícola, reduce la densidad aparente, aumenta la porosidad y permeabilidad, y aumenta su capacidad de retención de agua en el suelo. Se obtienen suelos más esponjosos y con mayor retención de agua. Mejora las propiedades químicas: Aumenta el contenido en macronutrientes N, P, K, y micronutrientes, la capacidad de intercambio catiónico (C.I.C.) y es fuente y almacén de nutrientes para los cultivos.

•

Temperatura. Se consideran óptimas las temperaturas del intervalo 35-55 ºC para conseguir la eliminación de patógenos, parásitos y semillas de malas hierbas. A temperaturas muy altas, muchos microorganismos interesantes para el proceso mueren y otros no actúan al estar esporados. Humedad. En el proceso de compostaje es importante que la humedad alcance unos niveles óptimos del 40-60 %. Si el contenido en humedad es mayor, el agua ocupará todos los poros y por lo tanto el proceso se volvería anaeróbico, es decir se produciría una putrefacción de la materia orgánica. Si la humedad es excesivamente baja se disminuye la actividad de los microorganismos y el

7

proceso es más lento. El contenido de humedad dependerá de las materias primas empleadas. Para materiales fibrosos o residuos forestales gruesos la humedad máxima permisible es del 7585 % mientras que para material vegetal fresco, ésta oscila entre 50-60%. •

pH. Influye en el proceso debido a que los hongos toleran un margen de pH entre 5-8, mientras que las bacterias tienen menor capacidad de tolerancia ( pH= 6-7,5 ).

•

Oxígeno. El compostaje es un proceso aeróbico, por lo que la presencia de oxígeno es esencial. La concentración de oxígeno dependerá del tipo de material, textura, humedad, frecuencia de volteo y de la presencia o ausencia de aireación forzada.

•

Relación C/N equilibrada. El carbono y el nitrógeno son los dos constituyentes básicos de la materia orgánica. Por ello para obtener un compost de buena calidad es importante que exista una relación equilibrada entre ambos elementos. Teóricamente una relación C/N de 25-35 es la adecuada, pero esta variará en función de las materias primas que conforman el compost. Si la relación C/N es muy elevada, disminuye la actividad biológica. Una relación C/N muy baja no afecta al proceso de compostaje, perdiendo el exceso de nitrógeno en forma de amoniaco. Es importante realizar una mezcla adecuada de los distintos residuos con diferentes relaciones C/N para obtener un compost equilibrado. Los materiales orgánicos ricos en carbono y pobres en nitrógeno son la paja, el heno seco, las hojas, las ramas, la turba y el serrín. Los

•

pobres en carbono y ricos en nitrógeno son los vegetales jóvenes, las deyecciones animales y los residuos de matadero. Población microbiana. El compostaje es un proceso aeróbico de descomposición de la materia orgánica, llevado a cabo por una amplia gama de poblaciones de bacterias, hongos y actinomicetes.

Fig. 2.1 Ingresos y egresos en el proceso de Compostaje

3.4 LAS MATERIAS PRIMAS DEL COMPOST Para la elaboración del compost se puede emplear cualquier materia orgánica, con la condición de que no se encuentre contaminada. Generalmente estas materias primas proceden de: •

•

Restos de cosechas. Los restos vegetales jóvenes como hojas, frutos, tubérculos, etc son ricos en nitrógeno y pobres en carbono. Los restos vegetales más adultos como troncos, ramas, tallos, etc son menos ricos en nitrógeno. Abonos verdes, siegas de césped, malas hierbas, etc.

8

•

Las ramas de poda de los frutales. Es preciso triturarlas antes de su incorporación al compost, ya que con trozos grandes el tiempo de descomposición se alarga.

•

Hojas. Pueden tardar de 6 meses a dos años en descomponerse, por lo que se recomienda mezclarlas en pequeñas cantidades con otros materiales.

•

Restos urbanos. Se refiere a todos aquellos restos orgánicos procedentes de las cocinas como pueden ser restos de fruta y hortalizas, restos de animales de mataderos, etc.

•

Estiércol animal. Destaca el estiércol de vaca, aunque otros de gran interés son la gallinaza, conejina o sirle, estiércol de caballo, de oveja y los purines.

•

Algas. También pueden emplearse numerosas especies de algas marinas, ricas en agentes antibacterianos y antifúngicos y fertilizantes para la fabricación de compost.

•

Los períodos de descomposición son promedios, bajo condiciones de temperatura ambiente entre 22 y 30 grados centígrados y humedad suficiente para posibilitar el crecimiento microbiano.

CUADRO 2.1. VELOCIDADES DE DESCOMPOSICIÓN DE VARIOS TIPOS DE MATERIA ORGÁNICA Tipo de material

Relación C/N

Vel. de descomposición

Rastrojo de sorgo

Alta (entre 30 y 100)

Lenta (Entre 90 y 100 días)

Granza de arroz

Muy alta (superior a 100)

Muy lenta (más de 180 días)

Aserrín de madera

Muy alta (superior a 100)

Muy lenta (más de 180 días)

Vaina de frijol

Baja (inferior a 30)

Rápida (menos de 60 días)

Pulpa de café

Baja (inferior a 30)

Rápida (menos de 60 días)

Estiércol de ganado

Baja (inferior a 30)

Rápida (menos de 60 días)

Excreta de gallina

Baja (inferior a 30)

Rápida (menos de 60 días)

Rastrojo de maíz

Alta (entre 30 y 100)

Lenta (entre 90 y 100 días)

9

CUADRO2.2 RELACIÓN CARBONO / NITRÓGENO DE ALGUNOS MATERIALES PARA COMPOST Material

Relación C/N Pasto seco 80:1 Heno de legumbres 12-24:1 Paja 75-150:1 Estiércol vacuno 15-25:1 mezclado Estiércol equino con 20-30:1 paja Estiércol ovino 15-20:1 Algas marinas 19:1 Materia fecal humana 5-10:1 Cañas de maíz 60:1 Residuos vegetales 12:1 Estiércol de aves 10-15:1 Orina 0,9:1 Hojas secas 20-60:1 Desechos alimentarios 15-20:1

IV.

MATERIALES Y METODOS

4.1 MATERIALES:

1. Residuos orgánicos (Pulpa de café y Residuos de cosecha) 2. Material Vegetal (gramíneas y leguminosas) 3. Suelo orgánico (suelo común), 4. Dos contenedores a los cuales llamaremos composteros, 5. Cascarilla de arroz que absorbe el exceso de humedad, 6. Estiércol como fuente de Nitrógeno 7. Cernidor con malla alámbrica adecuada, que servirá para separar el producto ya biodegradado (que será la composta),

de la materia orgánica todavía en proceso, 8. Palas para voltear la materia orgánica, 9. Un machete para despedazar el material vegetal en trozos de 5 a 10 cm. de largo. Con esto se logra que penetre fácilmente la humedad y favorezca el crecimiento de microorganismos, y la materia se descomponga fácilmente, 10. Deben buscarse tubos o postes de bambú u otro material adecuado para hacer respiraderos al centro de la abonera, los cuales deben quedar a medio metro de dist. entre uno y otro, 11. Una cubeta o regadera para agregar agua en cada capa.

10

4.2 METODOLOGÍA -

Primer paso: se cúbica el compostero tomando en cuenta el alto, ancho y largo de este y se pesan los materiales a utilizar.

-

Segundo paso: Se coloca en el fondo del compostero una capa de cascarilla de arroz. Este ayuda a la aireación y absorbe el exceso de humedad.

-

Tercer paso: Se coloca una capa de suelo orgánico, u originario de un bosque (que contenga alta cantidad de microorganismos).

-

Cuarto paso: Se coloca una capa de estiércol, está como portadora de microorganismos y fuente de Nitrógeno.

-

V.

a. Manejo: Aunque no haya desechos vegetales que agregar, la abonera debe airearse cada 8 días procurando que se realice el mismo día, para permitir la liberación de los gases producto de la descomposición, y para proporcionar oxígeno al sistema. Se airea, vaciando el contenido al otro contenedor, revolviendo con la pala y si está muy seco el material se rocía con un poco de agua, sólo para mantener la humedad. Al hacer esto se colocan nuevamente los tubos o postes y se cubre la abonera, tratando de no permitir el paso de agua si acaso lloviera. b.

Temperatura y riego: Si se presenta mal olor, agregar cal, (en el caso de las aboneras con gallinaza no hacerlo). Los tubos que se colocan sirven como respiradero y para tomar la temperatura y agregar agua en caso necesario. Antes de darle vuelta a la abonera es conveniente tomar la temperatura, para lo cual se introduce un machete, una varilla o una manguera durante cinco minutos. Al sacar el machete puede suceder lo siguiente:

•

Si al sacarlo está caliente y húmedo, significa que la abonera funciona bien y solo se le debe dar vuelta para airearla.

•

Si al sacarlo está caliente y seco es que la abonera se está "quemando" y es necesario darle vuelta y agregarle agua.

•

Si al sacarlo está frío es que la abonera tiene humedad excesiva y no funciona bien y debe hacerse otra. Puede emplearse el mismo material, pero debe verificarse que se sigan las instrucciones correspondientes.

Quinto paso: Se coloca una capa de material vegetal, seco o fresco, que pueden ser leguminosas o gramíneas. Las siguientes capas se intercalan siempre con una de cáscarilla de arroz.

Nota: Después de cada capa, humedecer con agua. -

Sexto paso: Se cubre con nylon o costales cuando ya esta terminada, esto con la finalidad de proteger la abonera del agua directa y evitar la salida incontrolable de gases, sin embargo hay que recordar que el proceso es aeróbico y debe haber entrada de aire. Además colocar tubos PVC o cañas de bambú, a cada 50cm para airear a los microorganismos. El primer volteo se hará a los 5 días de haberse elaborado la abonera.

MANEJO

11

•

Los desechos vegetales o residuos orgánicos se convertirán en composta entre los 45 y 60 días, dependiendo de la naturaleza de los materiales. Esto será, cuando el producto se observe homogéneo, café oscuro y desmenuzado. Se recomienda cernir a los dos meses esta composta. El producto del cernido, se puede utilizar, y lo que queda en el cernidor se puede incorporar como materia orgánica a otro compostero. El tiempo que demora el proceso en una abonera depende de las condiciones (humedad, temperatura, aireación, materiales proveedores de Carbono y fuente de Nitrógeno). Si las condiciones fueron ideales estará listo en 45 días.

VI.

BIBLIOGRAFIA 1. Apuntes sobre Compostaje. (En línea) Consultado 2 Feb 2007. Disponible en: www.eula.cl/contenido/compostaje3 .htm 2. El composataje. (En línea) Consultado 2 Feb 2007. Disponible en: www.infoagro.com/abonos/composta je.asp 3. CONAMA-RM. Manual de compostaje casero, Sitio de la Comisión Nacional del Medio Ambiente, Región Metropolitana. (En línea) Consultado 3 Feb 2007. Disponible en: www.conama.cl/rm/568/article1092.html

Fig. 2.2 Proceso de Aireación y volteo en la elaboración del compost.

12

ANEXOS Anexo1. Microorganismos benéficos importantes en el proceso de descomposición de la Materia Orgánica, en el suelo.

13

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DEGUATEMALA FACULTAD DE AGRONOMIA AREA TECNOLOGICA SUBAREA DE MANEJO DE SUELO Y AGUA LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II INSTRUCTORES: ING. MSc. IVAN SANTOS, ING. CESAR MARTINEZ

PRACTICA No.3

DETERMINACIÓN DE LA CAPACIDAD DE INTERCAMBIO CATIÓNICO Y DE BASES CAMBIABLES

I.

L

INTRODUCCIÓN os suelos son poseedores de cargas que son dadas por el origen de las rocas, siendo estas cargas positivas y negativas.

Estas cargas poseen la capacidad de ser intercambiadas pudiéndose definir como la capacidad de la suma de todos los cationes de cambio que un mineral puede adsorber a un determinado pH. Es equivalente a la medida del total de cargas negativas del mineral, denominado Capacidad de intercambio catiónico –CIC-. Esta capacidad es una de las principales propiedades químicas del suelo, que también se define como una medida de la cantidad de cationes intercambiables que un suelo puede adsorber por unidad de peso (base seca). Esta es expresada generalmente en mili equivalentes por 100 gr. de suelo (meq/100gr. s.) o Centimoles por kilogramo de suelo (Cmol+ /Kg. suelo). El intercambio catiónico es un proceso reversible por medio del cual las partículas sólidas del suelo adsorben cationes de la fase acuosa y desadsorben cantidades equivalentes de otros cationes estableciendo un equilibrio entre ambas fases. Esto se debe a las cargas negativas presentes en los coloides del suelo (arcilla, humus) y en la superficie radicular que adsorben cationes por atracción electrostática. Los cationes adsorbidos se resisten a ser lavados por el agua pero son disponibles para las plantas o pueden ser intercambiados por otros cationes presentes en solución (por acción de masas). La capacidad de intercambio catiónico es una propiedad del suelo que tiene mucha importancia practica en aspectos tales como fertilidad del suelo elaboración de programas de fertilización, modificación del pH, propiedades físicas del suelo y en la calidad del agua que se percola a través del suelo.

14

De los cationes que intervienen en la CIC del suelo, algunos son de reacción ácida (H+, Al+), y otros son de reacción básica (Ca++, Mg++, Na+ y K+), los cuales son de importancia para el manejo del suelo, por lo que hace necesario conocer las concentraciones en las que se encuentran, para determinar si son necesarias algunas medidas correctivas.

II.

OBJETIVOS

Que el estudiante: 1. Comprenda la importancia de la CIC en el estudio de la química del suelo. 2. Comprenda y desarrolle la metodología para la obtención de cationes básicos y la determinación de la Capacidad de Intercambio Catiónico. 3. Interprete los valores de CIC. 4. Interprete las concentraciones de cationes básicos y la CIC en el suelo.

15

III.




Existencia de bordes (superficies descompensadas).




Disociación de los OH de las capas basales.




Enlaces de Van der Waals.

FUNDAMENTO TEORICO

Es el más importante, y mejor conocido. En el suelo son varios los materiales que pueden cambiar cationes. Los principales cambiadores son las arcillas y la materia orgánica (los dos materiales presentan propiedades coloidales).

Las causas de la capacidad de cambio de cationes de las arcillas son:


Sustituciones atómicas dentro de la red.

En las arcillas, además de en su superficie, los iones pueden entrar entre las láminas.

16

2. No todos los sitios de intercambio generan la misma fuerza para adsorber los iones. Esto va a depender de las propiedades o características del catión, de la concentración del catión en solución, de la naturaleza del anión acompañante, del tipo de coloide y del pH del suelo.

Las causas de la capacidad de cambio de materia orgánica son:

3.2 VALORES PROMEDIOS DE LA CAPACIDAD DE INTERCAMBIO CATIONICO

La CIC dependerá de:

Para los coloides del suelo mas frecuentes se tienen los siguientes valores de Capacidad de intercambio catiónico (expresados en meq/l00 gr. de suelo):

• Tipo de coloide arcillas y humus

CUADRO 3.1 VALORES PROMEDIOS CIC





Disociación de los OH. Disociación de los COOH.

• Porcentaje de cada uno de ellos presentes en el suelo

(meq/100 gr.)

• pH del suelo por su efecto en generar cargas negativas Los cationes que frecuentemente ocupan las posiciones de cambio en los suelos son: Ca++, Mg++, K+, Na+, H+,Al+++, Fe+++, Fe++, NH4,+, Mn++, Cu++ y Zn++.

3.1 FACTORES QUE INFLUYEN EN EL INTERCAMBIO CATIONICO Entre los factores que afectan la capacidad de intercambio catiónico podemos mencionar: 1. No todos los iones son adsorbidos por la misma fuerza en el complejo de cambio.

CIC

COLOIDE

Humus

100 – 300

Alófono

> 100

Vermiculita

80 - 100

Montmorillonita

60 – 100

Illita

25 - 40

Clorita

10 - 40

Caolinita

3 – 15

Óxidos e hidróxidos

0 -3

17

Para diferentes clases texturales se tienen los siguientes valores de CIC (expresados en meq/100 gr. de suelo): CUADRO 3.2 VALORES CIC SEGÚN TEXTURA DEL SUELO

TEXTURA

CIC (meq/100 gr.)

Arenoso

1 –5

Franco arcilloso

5 –10

Franco y franco limoso

5 -15

Franco arcilloso

15 – 30

Arcilloso

> 30

Una CIC mayor de 30 meq/100gr. de suelo puede ser considerada como aceptable, valores muy bajos indica que se hace necesario aplicar enmiendas al suelo como por ejemplo la incorporación de materia orgánica. 3.3 PRINCIPIO DEL METODO ANALÍTICO

El exceso de iones de amonios presentes en la muestra de suelos se lava con un disolvente libre de electrolitos para evitar la remoción de iones cambiables. Dicho solvente es el alcohol etílico exento de ácidos orgánicos. El NH4+ adsorbido en la micela se reemplaza mediante el Na+, del cloruro de sodio (NaCl) que se le agrega a la muestra.

Luego el Amoniaco presente se destila por medio del método Micro-Kjendahl. Durante el destilado la solución de NH4Cl se alcaliniza con una base fuerte que es el hidróxido de sodio (NaOH) lo que permite el arrastre de NH3+ en el vapor de agua.

3.3.1 DETERMINACIÓN DE CIC A una muestra de suelo se le agrega una solución tampónizada de acetato de amonio (NH4COOH3) 1N a pH 7.0, en esta forma las cargas negativas de las partículas del suelo se saturan con NH4+ produciendo el desprendimiento de los cationes intercambiables (acción de masas).

Debido a la solubilidad del NH4+ en un medio ácido este es fijado en una solución diluida de ácido bórico (H3BO3) que contiene un indicador.

18

Finalmente se valora el ion borato formando en la reacción mediante titilación con ácido sulfúrico valorado (H2SO4) determinando en esa forma la cantidad de amonio que estaba presente en las cargas negativas de las partículas del suelo.

La cantidad del borato de amonio (NH4+ + H2BO3) formado durante el destilado del amonio (NH3+) es retrotitulada con ácido sulfúrico (H2BO3- + H+ H3BO3); por lo tanto el volumen del H2SO4 gastado multiplicado por la normalidad del mismo, nos da los meq. de NH4+ que reaccionaron con H3BO3; esto es equivalente a la CIC del suelo. 3.3.2 DETERMINACIÓN DE BASES CAMBIABLES Las bases cambiables son determinadas mediante el Espectrofotómetro de Absorción Atómica, el cual esta basado en los principios del átomo. Un átomo al excitarse sus electrones pasan a un orbital superior y adquiere energía de absorción y cuando regresa emite energía. El espectrofotómetro se divide en tres partes:

Para la determinación de las bases cambiables en el espectrofotómetro es necesario hacer diluciones para que las concentraciones se encuentren dentro de la curva de trabajo del elemento. Las diluciones se hacen a partir del primer extracto obtenido (el de Acetato de Amonio que arrastro todas las bases) con agua, con esta dilución se determina la concentración de Na+ y K+, y a partir de esta ultima con Oxido de Lantano para la determinación de la concentración de Ca ++ y Mg ++. 3.4 BASES CAMBIABLES De las bases cambiables de mayor importancia en su determinación para el análisis químico del suelo podemos mencionar al Sodio, Potasio, Calcio y Magnesio. El Sodio no es un elemento indispensable para el crecimiento de las plantas, la importancia de su estudio es que con una concentraci6n alta, produce problemas de Sodicidad, las cuales dan como resultado la dispersión de las partículas del suelo, destruyendo su estructura, además la capa superior del suelo es impermeabilizada impidiendo el ingreso de aire, y causa toxicidad en la planta. Suelos con altas concentraciones de Sodio necesitan enmiendas como la aplicación de yeso.

•

Una lámpara revestida del elemento a estudiar

•

Una fuente de energía para ionizar las moléculas y excitar los átomos la cual eleva la temperatura a 2,100°C. con la ayuda de acetileno y aire; y

El potasio es un elemento esencial para el crecimiento de las plantas porque constituye los tejidos estructurales de las mismas, incrementa la resistencia a estrés hídrico, regulando la apertura de estomas e incrementando la calidad de los frutos.

•

Un Detector de las señales de emisión originadas por un microprocesador, que muestra los resultados.

El calcio forma compuestos que son parte de las paredes celulares, estimula el desarrollo de raíces y hojas.

19

El Magnesio es un elemento esencial en la molécula de la clorofila, es activador de varios sistemas enzimáticos, ayuda en el metabolismo de los fosfatos y participa en los procesos de respiración celular . La saturación de bases es la proporción expresada en porcentaje de los Cationes básicos adsorbidos o intercambiados en el suelo en relación a la cantidad total de cationes que el suelo puede adsorber. El porcentaje de saturaci6n de bases (%SB) sirve de criterio para corregir un suelo ácido, para clasificaci6n de suelos y para conocer la disponibilidad de nutrientes básicos. V.

MATERIALES Y METODOS

4.1

MATERIALES

1. Acetato de Amonio (NH4COOH3), IN, a pH 7.0 (Diluir 57 ml. de ácido acético hasta 1000 ml. en agua, y neutralizar la solución con NH4OH concentrado basta que el pH sea 7.0; diluir la solución basta completar 1,000 ml.) 2.

Alcohol Etílico, al 95%. .

3.

Cloruro de Sodio (NaCl) 10 %, llevarlo a un pH 2.0 (Disolver l00 gr. de NaCI, grado reactivo, libre de amoniaco, en 750 ml. de agua caliente, añadir 4 o 5 gotas de HCI concentrado y completar a volumen de 1,000 ml.)

4. Indicador mezclado. (Disolver 0.1 gr. de rojo de metilo y 0.5 gr. de verde de bromocresol en 250 ml. de etanol.) 5.

Hidróxido de sodio (NaOH), 1:1.

6.

Ácido bórico (H3BO3), a} 3%.

7.

Ácido sulfúrico (H2SO4). 0.01N.

valorado. 8.

Oxido de Lantano, 0.3%.

4.2

METODOLOGIA 1. Pesar 20 gr .de suelo secado al aire (corregir peso a base seca) y tamizada a menor de 2 mm. Introducirlos en un tubo de lixiviación. 2. Agregar 30 ml. de NH4COOCH3, 1,0 N, lavar las paredes del tubo permitiendo el saturado de la muestra; después de 6 a 8 horas o mas aplicar una segunda porción de 30 ml. de NH4COOCH3, cuando esta se lixivie aplicar una tercera , ( total 90 ml.) Recoger el extracto en un balón aforado de 100 ml., llevarlo a volumen de 100 ml., tapar e identificar el matraz. Esta solución sirve para la determinación de las bases intercambiables por medio del espectrofotómetro de absorción atómica. 3. Agregar tres porciones de 30 ml. de alcohol etílico, al 95%, permitiendo que cada porción se filtre completamente. Recibir el filtrado en un beacker de 100 ml. Esta solución se descarta. 4. Aplicar tres porciones sucesivas de 30 ml. de NaCl, al 10%, filtrando completamente cada porción antes de la siguiente aplicación. Recoger el filtrado en un balón aforado de 250 ml. y llevarlo a un volumen de 100 ml. Esta solución sirve para determinar la CIC.

20

4.2.1 DETERMINACION DE LA CIC 1. Tomar una alícuota de 10 mI. del filtrado obtenido de cloruro de sodio (NaCl). Colocarlo en un tubo del destilador Microkjeldahl. 2. Añadir 10 a 15 ml. de NaOH 1:1. 3. Iniciar la destilación, usando un Erlenmeyer de 50 ml., para recoger el destilado, que debe contener 50 ml. de H3BO3 y 6 a 8 gotas de colorante (rojo de metilo y verde de bromocresol) . Destilar durante 4 minutos recibiendo el destilado. El H3BO3 tomara un color verde al fijar el NH4+ condensado. 4. Titular con H2SO4 0.01 N, usando una bureta. El punto final de la titulación será indicado por el cambio de la solución a un color rosado.

Esta dilución sirve para determinar la concentración de Na + y K+ . (relación 1:5) 2. Ca y Mg: de la dilución de Acetato de Amonio (NH4COOH3), tomar 2 ml. de extracto y 18 de agua destilada, de esta mezcla extraer 1 ml. añadirlo a un Erlenmeyer de 50 ml. agregar 24 ml. de oxido de lantano con la ayuda de una probeta. Esta dilución sirve para determinar la concentración de Ca ++ y Mg ++ . 3. Llevar los dos Erlenmeyer al espectrofotómetro de absorción atómica y leer las concentraciones de los elementos. El resultado lo da en ppm del elemento en solución, por lo que es necesario convertir en ppm en solución a ppm en el suelo. Para esto se utilizan las siguientes formulas:

5. Determinar la CIC, mediante la siguiente fórmula: 4. Obtención de peso equivalente

4.2.2 DETERMINACION DE BASES CAMBIABLES

1. Na y K: del extracto obtenido de Acetato de Amonio (NH4COOH3), tomar una alícuota de 2 ml. con una pipeta volumétrica, y añadirlo a un Erlenmeyer de 50 ml. .Agregar 8 ml. de agua destilada, al Erlenmeyer con una pipeta graduada de 10 ml.

5. Determinar la saturación de bases mediante la siguiente fórmula:

21

Nota: las bases deben estar expresadas en meq/100gr de suelo V.

BIBLIOGRAFIA

6. Interpretar los resultados. 7. Sugerencia resultados.

de

presentación

de

CUADRO 3.3 CUADRO DE RESULTADOS No.

Dato obtenido

1

Gramos de suelo secado al aire

2

Peso suelo base seca

3

ml. de H2SO4 0.01 N valorado usados

4

CIC (meq / 100 gr. de suelo)

5

Ppm de Na+ en solución

6

Ppm de Na+ en muestra

7

Ppm de K+ solución

8

Ppm de K+ en muestra

9

Ppm de Ca++ en solución

10

Ppm de Ca++ en muestra

11

Ppm de Mg++ en solución

12

Ppm de Mg++ en muestra

13

% de Saturación de Bases

Res por muestra

1. Fassbender H., Bornemisza. E. Química de suelos con énfasis en suelos de América Latina. 1994. Instituto interamericano de cooperación para la agricultura. San José Costa Rica. 2. HENRIQUEZ, Manuel, PEREZ, Juana, GASCO, José M. et al. Determinación de la capacidad de intercambio catiónico en arena y caolín usando acetato de amonio, acetato de sodio y cloruro de amonio. Bioagro. [online]. ene. 2005, vol.17, no.1 [citado 17 Enero 2007], p.59-62. Disponible en la World Wide Web: . ISSN 1316-3361. 3. Consultas electrónicas (en línea) consultado el 17 de enero del año 2007 y disponible en las siguientes direcciones: http://www.drcalderonlabs.com/Metodos /Analisis_De_Suelos/MetodosQuimicos Suelos.htm http://www.segemar.gov.ar/P_Oferta_R egiones/Oferta/Arcillas/Usos%20y%20e specificaciones/Usos%20y%20especific aciones.htm

22

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DEGUATEMALA FACULTAD DE AGRONOMIA AREA TECNOLOGICA SUBAREA DE MANEJO DE SUELO Y AGUA LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II INSTRUCTORES: ING. MSc. IVAN SANTOS, ING. CESAR MARTINEZ

PRACTICA No. 4

EVALUACIÓN DE DIFERENTES SUELOS USANDO PRUEBAS BIOLÓGICAS (MACETAS EN INVERNADERO) I.

INTRODUCCIÓN

L

a prueba biológica es una técnica que consiste en establecer pequeñas parcelas (macetas) de campo, en lugar de una parcela convencional, para evaluar el estado del suelo mediante el crecimiento vegetativo parcial de un cultivo anual en un periodo relativamente corto. La comparación del crecimiento vegetativo entre los diferentes tipos de suelo analizados en el laboratorio deberán indicar a que suelo o suelos responde mejor la planta o bien cual o cuales son sus deficiencias, por lo tanto que caso sería limitante para la planta. Es importante recordar que se debe considerar el peso seco para poder discutir los resultados debido a que por el contenido de humedad de la planta es afectada por diversos factores que no permitirán estandarizar el contenido de humedad en ellas. II.

OBJETIVOS

Que el estudiante •

Evalué y analice el desarrollo y crecimiento de las plantas de tomate y sorgo en diferentes tipos de suelo.

•

Realice curvas de crecimientos de cada cultivo en los diferentes tipos de suelo.

•

Determine las variables respuesta (altura, materia seca de la raíz y parte aérea) de cada cultivo en los diferentes tipos de suelo.

•

Determine los requerimientos de los cultivos.

•

Conozca la metodología para el establecimiento de una prueba biológica.

23

III.

MATERIALES Y METODOS

3.1

MATERIALES

1. 6 macetas de 2 – 2.5 Kg. 2. 16 Kg. de suelo seco, tamizado y homogenizado

9. En tres macetas, sembrar 2 pilones de tomate por maceta 10. A los 5 días de haber germinado el sorgo, ralear las plántulas débiles y dejar 6 o 7 plántulas, buscando uniformidad en las mismas. 11. La cosecha se debe realizar a los 35 días de haber sembrado.

3. Semillas de sorgo IV.

VARIABLES A MEDIR

4. Pilones de tomate 5. Urea 6. Bolsas de papel y plástico. 3.2

METODOLOGÍA

1. Obtener 16 kilogramos (35 lb.) de suelo de un área homogénea. 2. Secar el suelo a la sombra y tamizarlo a 2 mm de diámetro. 3. Homogenizar el suelo. 4. Colocar 2 – 2.5 Kg. de suelo en bolsas plásticas estando ya este seco y homogenizado. 5. Agregar la cantidad de N de acuerdo a lo establecido para cada suelo. 6. Llenar las macetas previamente identificadas con el suelo de cada bolsa de acuerdo a lo previamente establecidos. 7. Regar el suelo de cada maceta llevándolo un porcentaje de humedad a Capacidad de Campo. 8. En tres macetas, sembrar 10 semillas de sorgo por maceta.

Altura de Planta: Se medirá cada una de las plantas con una regla graduada, del cuello de la planta, hasta el ápice y se obtendrá un promedio. Las mediciones se realizarán cada ocho días (el mismo día de laboratorio). Materia Seca: Esta será determinada al final de la investigación (35 días después de la germinación), la cosecha se realizará utilizando una navaja haciendo el corte de cada planta desde la base y luego se colocarán en bolsas de papel previamente identificadas para luego secarlas en un horno de convección forzada hasta que alcance un peso constante, luego se pesarán en una balanza analítica y se expresará en gramos por planta o por unidad experimental (tres macetas por cultivo). Informe Final: Con los datos obtenidos procederán a realizar el informe final por grupo, apoyándose en la estadística, graficas, fotografías, etc. Para una mejor interpretación de los resultados se deberán relacionar las características químicas del suelo analizado. Este contendrá: introducción, objetivos, marco teórico, metodología, resultados, discusión de resultados, conclusión, recomendaciones, bibliografía (IICA), anexos.

24

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DEGUATEMALA FACULTAD DE AGRONOMIA AREA TECNOLOGICA SUBAREA DE MANEJO DE SUELO Y AGUA LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II INSTRUCTORES: ING. MSc. IVAN SANTOS, ING. CESAR MARTINEZ

PRACTICA No. 5

DETERMINACIÓN DE LA MATERIA ORGÁNICA Y NITRÓGENO TOTAL I.

INTRODUCCIÓN

L

a materia orgánica es una parte activa muy importante del suelo, formada por compuestos de origen biológico, principalmente restos de animales y vegetales que se depositan en el, la mayor cantidad de materia orgánica presente en el suelo procede de las raíces y partes aéreas de las plantas, hojas, ramas y tallos. La materia orgánica está constituida principalmente por carbono (aproximadamente 58% en peso), hidrógeno, oxígeno, nitrógeno, azufre, fósforo, y otros elementos que conforman sustancias orgánicas como la lignina, celulosa, proteínas, aminoácidos, aceites, ceras y taninos. La mayoría de suelos cultivados contienen de 1 a 5% de materia orgánica (en los primeros 25 cm. del suelo), y aun esas pequeñas cantidades, pueden modificar significativamente las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo. El nitrógeno (N) es un elemento esencial para las plantas, se le encuentra a una concentración del 1 al 6%, sin embargo con frecuencia su disponibilidad en los suelos es deficiente, por lo cual deben aplicarse anualmente millones de toneladas de fertilizantes que lo contienen, para obtener los rendimientos necesarios para que el cultivo sea rentable. Debido al efecto que tiene el nitrógeno sobre la producción agrícola, el costo que representa su aplicación es alto, sin olvidar el peligro que representa al transformarse en un potencial contaminante del medio ambiente, si no se maneja adecuadamente. Por lo que se hace necesario saber cuanto N tenemos en el área a cultivar y así optimizar su uso al momento de ser aplicado, evitando costos innecesarios y disminuyendo la contaminación.

II.

OBJETIVOS

Que el estudiante: • • • •

Comprenda la importancia de la materia orgánica en el suelo. Conozca la importancia del nitrógeno en la production Agricola.

Conozca la metodología para la determinación del Nitrógeno total de una muestra de suelo Desarrolle la metodología para la determinación de materia orgánica en una muestra de suelo.

25

III.

a) Puede constituirse en hospedero de plagas y enfermedades, si no es manejada adecuadamente.

FUNDAMENTO TEORICO

3.1 IMPORTANCIA DE LA MATERIA ORGÁNICA EN EL SUELO La materia orgánica afecta muchas propiedades del suelo, en las que se pueden mencionar: 1. Propiedades Químicas: mejora la Capacidad de Intercambio Cationico (por su aporte de cargas al complejo del suelo), mejora la capacidad Buffer, es fuente de nutrientes como el Nitrógeno, Fósforo, Azufre, Molibdeno y otros elementos menores; mejora la disponibilidad de Fósforo y elementos menores en un amplio rango de pH debido a los quelatos (Compuestos orgánicos que envuelven a los elementos metálicos). 2. Propiedades Físicas: mejora la estructura, dándole estabilidad estructural al suelo, baja la densidad aparente facilitando las labores que se desarrollaran en el mismo, mejora la retención de agua, reduce la erosión, permite mayor infiltración de agua y tiene una acción directa sobre la temperatura del suelo. 3. Propiedades biológicas: fomenta la actividad microbiana, provee de energía a los microorganismos para su desarrollo y multiplicación. La Materia Orgánica desventajas como:

tiene

b) Puede liberar fitotoxinas (toxinas que afectan a las plantas), esto depende del material que le de origen a la misma. c) Puede existir alelopatia (sustancias que no dejan crecer a otras plantas). 3.2 FACTORES QUE AFECTAN LA DESCOMPOSICIÓN DE LA MATERIA ORGÁNICA Entre los factores que afectan la descomposición de la materia orgánica tenemos: a) Relación carbono/nitrógeno: mientras más alta es esta relación la descomposición será más lenta, se recomienda una relación de 10:1 como la adecuada. b) Temperatura: los procesos de descomposición de la materia orgánica se dan en un rango de temperatura de 15- 40°C. c) Humedad: Es necesario que siempre se obtenga una humedad a capacidad de campo. d) pH: este tiene que ser medianamente ácido a medianamente alcalino (5 a 8), valores fuera de este rango afectan la actividad microbiana.

algunas

26

3.3 DESCOMPOSICIÓN DE LA MATERIA ORGÁNICA La materia orgánica bruta sigue un ciclo mediante el cual se logra la completa mineralización, hasta la formación de humus (fracción más o menos estable de la materia orgánica). El humus esta constituido por biomoléculas y sustancias húmicas como los ácidos húmicos y ácidos fúlvicos, la diferencia entre una biomolécula y una sustancia humica es que esta última carece de estructura molecular específica. El proceso de descomposición se da gracias al trabajo que en forma natural efectúan bacterias, hongos, lombrices y otros microorganismos. Algunos se desarrollan en presencia de oxígeno (aeróbicos) y otros en ausencia del mismo (anaerobios). La primera fase que se da en la descomposición de la materia orgánica es la mineralización, que es la destrucción mecánica o física de los compuestos orgánicos por acción de microorganismos y enzimas; y la segunda fase es la humificación, la cual es la síntesis de la materia orgánica. 3.4 NIVELES DE MATERIA ORGÁNICA EN EL SUELO De forma general se mencionan los siguientes valores de interpretación del contenido de materia orgánica en el suelo

menos del 2% se considera como muy bajo, del 2 al 4% es bajo, del 4 al 6% el contenido es medio, y mayor del 6% de contenido de materia Orgánica es alto. 3.5

EL NITRÓGENO EN EL SUELO

Las principales formas de nitrógeno en el suelo son: La orgánica, formada por residuos vegetales y animales en diversos estados de descomposición, y la inorgánica, que incluye principalmente a nitritos, nitratos y amonio. El N es de importancia para la planta, porque es un constituyente importante de la clorofila, aminoácidos, proteínas, hormonas, ácidos nucleicos y vitaminas.

3.6 PRINCIPIO DEL METODO ANALÍTICO MÉTODO DE WALKLEY-BLACK PARA LA DETERMINACIÓN DE LA MATERIA ORGÁNICA El método se basa en la oxidación de la materia orgánica (M.O.) por el dicromato de potasio (K2Cr2O7) y ácido sulfúrico (H2SO4). Se considera que únicamente el carbono orgánico del suelo entra en reacción, ésta puede ser expresada de la manera siguiente:

2K2Cr2O7 + 8H2SO4 + 3C = 3CO2 + 8H2O + 2K2SO4 + 2Cr2 (SO4 )3

A medida que la M.O. es oxidada el dicromato es reducido, de Cr6+ a, Cr6+ -3e,

por lo tanto, la cantidad de dicromato consumida en la reacción es una medida

27

indirecta de la cantidad de carbono orgánico oxidado. El exceso de dicromato que no es usado en la reacción es determinado por titulación con una cantidad

conocida de un agente reductor como el sulfato ferroso FeSO4 . 7H2O. Dándose la siguiente reacción:

K2Cr2O7 + 6FeSO4.7H2O + 7H2SO4 = K2SO4 + 3Fe2(SO4)3 + Cr2(SO4)3 + 14H2O

Para la determinación de la materia orgánica en una muestra de suelo es necesario tener un testigo, en la titulación del testigo hay un agente oxidante que es el dicromato de potasio (K2Cr2O7 ) y un reductor que es el sulfato ferrroso (FeSO4.7H2O); mientras que en la muestra de suelo hay un segundo reductor que es el carbono orgánico (C.O.). Tanto en la muestra de suelo, como en el testigo se usan las mismas cantidades de reactivos pero como en el suelo existe un segundo reductor que es el C.O., parte de el es usado en la oxidación de ésta. La cantidad extra de sulfato ferroso usada en la titulación del testigo es una medida indirecta de la cantidad de C.O. que ha sido oxidada por el dicromato de potasio. Los meq. de C.O. oxidado es igual al producto de la normalidad del sulfato ferroso por el volumen extra de sulfato ferroso(FeSO4.7H2O) requerido en al titulación del testigo, comparado con el gasto de la solución que contiene la muestra de suelo. Para convertir el C.O. a meq. por gramos de suelo se divide el resultado por el peso de la muestra de suelo en base seca.

2.

El peso equivalente del carbono oxidado es 3.

3.

Únicamente la materia orgánica es oxidada.

4.

Este procedimiento oxida únicamente alrededor del 77% total de materia orgánica presente (es decir, eficiencia del método).

Basados en meq. de la solución de sulfato ferroso usado (diferencia entre la muestra y el testigo) por gramos de suelo en base seca, tenemos:

La conversión a porcentajes de C.O. y M.O. está basada en las suposiciones siguientes: 1.

La materia orgánica del contiene 58% de carbono.

suelo

28

1. meq. Carbono oxidado * 0.003 = gr. De C.O. oxidado 2. meq. Carbono oxidado * 0.003 * 1.724 = gr. M.O. oxidada 3. meq. Carbono oxidado * 0.003 * 1.724 * 1.2987 = total gr. De M.O. 4. meq. Carbono oxidado * 0.003 * 1.724 * 1.2987 * 100 = %M.O. gr. De la muestra (base seca)

% C.O. = ml de FeSO2.7H2O Testigo - FeSO4.7H2O Muestra * N FeSO4.7H2O * 0.30 peso de suelo (base seca)

0.77

% Materia orgánica = % de C.O. * 1.724

3.7 PRINCIPIO DEL MÉTODO ANALÍTICO PARA LA DETERMINACIÓN DE NITRÓGENO TOTAL EN SUELOS El método Kjendalh se basa en la transformación de todas las formas de nitrógeno a forma de NH4+, por medio de la utilización de H2SO4 concentrado y una mezcla catalizadora de K2SO4, CuSO4.5H2O y selenio en una proporción de100:10:1 respectivamente, en el proceso de digestión de la muestra.

Kjendahl, como en el digerido existe un exceso de H2SO4 y NH4HSO4 este debe alcalinizarse con una base fuerte que es el NaOH 10N lo que permite la liberación del NH3+ en el vapor de agua. El NH4+ es retenido en medio ácido en una solución diluida de ácido bórico (H3BO3, al 2%) que contiene un indicador. Finalmente se valora el borato de amonio formado en la reacción mediante titulación con ácido sulfúrico valorado.

Luego el NH3+ presente en el digerido, es destilado por medio del método Micro

Las reacciones que se dan en este proceso son: 1. N.Org + N. Inorg. + H2SO4

2. NH4HSO4 + H2SO4 + 4NaOH

3. NH4OH + calor

NH4HSO4

2Na2SO4 + NH4OH + 3H2O

NH3(g) + H2O(v)

29

4. NH3 + H3BO3

NH4 + H2BO3-

5. H2BO3- + H+

H3BO3 4.1.3 NITROGENO TOTAL

IV.

MATERIALES Y METODOS

4.1

MATERIALES

1. Mezcla de CuSO4.5H2O y (100:10:1).

catalizadores, K2SO4, Selenio en relación

4.1.2 MATERIA ORGANICA

2. Ácido sulfúrico industrial).

1. Dicromato de potasio (K2Cr2O7) 1N

3. Ácido bórico (H3BO3), al 2%.

2. Ácido sulfúrico (H2SO4) grado industrial

4. Indicador mezclado.

3. Ácido fosfórico concentrado al 96% grado reactivo.

Disolver 0.1 gr. de rojo de metilo y 0.1 gr. de verde de bromocresol en 250 ml. De etanol.

4. Difenilamina sulfónica, al 16%. Difenilamina sulfónica: Pesar 0.5 gr. De difenilamina, se disuelven en 20 ml. de agua y se le agregan 90 ml. De concentrado de H2SO4 (grado reactivo). Este reactivo se debe preparar en agua fría (baño maría) usando un beacker de 400 o 250 ml, es recomendable medirlo en probeta. Este indicador se guarda en un frasco ámbar protegido de la luz. Sulfato ferroso hidratado: (FeSO4.7H2O) 1N. Pesar 278 gr. De FeSO4.7H2O grado reactivo, disolverlos en 400 ml. De agua, añadir 15 ml. de H2SO4 (grado concentrado), esta solución se deja enfriar y se afora a 1,000 ml. Este reactivo se debe valorizar diariamente titulando en función de K2Cr2O7 1N.

concentrado

(grado

5. Hidróxido de Sodio (NaOH), 10N. 6. Ácido sulfúrico 0.01N valorado.

4.2

METODOLOGÍA

4.2.1 MATERIA ORGANICA 1. Tamizar el suelo en un tamiz de 0.5 mm (60 mesh). 2. Pesar con balanza analítica 0.1 a 0.25 gr. Si son suelos orgánicos, o de 0.5 gr. a 2 gr. Si son suelos minerales, dependiendo el contenido de materia orgánica. Colocar el suelo en un erlenmeyer de 500 ml. 3. Preparar el testigo con todos los reactivos y pasos menos el suelo.

30

4. A cada erlenmeyer agregar exactamente 10 ml. de la solución de K2Cr2O7 1N, usando una pipeta volumétrica. Agitar cuidadosamente el erlenmeyer para dispersar el suelo en la solución en forma vigorosa por lo menos durante un minuto para lograr una oxidación completa de la muestra. 5. Agregar 20 ml. de H2SO4 concentrado (grado industrial) haciendo uso de una probeta inmediatamente después agitar el erlenmeyer, este paso hacerlo en la campana de extracción de gases. 6. Dejar reposar los erlenmeyers durante 30 minutos. 7. Agregar 200 ml. de agua, no necesariamente destilada. 10 ml. de H3PO4 y de 5 a 8 gotas del indicador difenilamina sulfónica. Después de esto la solución toma un color azul oscuro. 8. Titular con FeSO4.7H2O agregando el reactivo gota a gota con una micro bureta. El punto final de la titulación será indicado por un cambio en el color a verde brillante. Si el gasto de sulfato ferroso es mayor de 8ml hay que repetir la determinación usando más suelo y si el gasto es menor de 2 ml. la cantidad de suelo a usarse tendrá que ser menor. 9. Determine el % de carbono orgánico y el % de materia orgánica. 4.2.2 DETERMINACION DE NITRÓGENO TOTAL 1. Pesar 0.25 gr. de suelo tamizado con un tamiz de 0.5mm (60 mesh), y colocarlo en el tubo del destilador micro Kjeldhal seco.

2. Agregar 1.1 gr. de mezcla de catalizadores y 4 ml de H2SO4 concentrado (grado reactivo) dejar reposar. 3. Colocar y calentar en una unidad digestora a temperatura de 210°C por 2 horas los vapores del ácido sulfúrico deben condensarse en el tercio inferior del cuello del tubo de digestión. 4. Completada esta etapa, dejar el frasco y agregar 15 ml. de agua destilada para evitar una reacción violenta. 5. Colocar el tubo en el destilador micro Kjendhal y añadir 15ml de NaOH 10 N. 6. Iniciar la destilación, usando para recoger el destilado un erlenmeyer de 150 ml, que debe contener 50 ml., de H3BO3 con indicador. El tubo de descarga debe quedar sumergido en la solución de H3BO3. destilar durante 4 minutos. El H3BO3 tomará un color verde al fijar el amoniaco condensado. 7. Titular con H2SO4 0.01 N valorado, usando una bureta. El punto final de la titulación será indicado por el viraje de la solución a un color rosado fuerte. 8. Calcular el % de Nitrógeno Orgánico con la siguiente fórmula: % N = 14 (V) * N 10 P Donde: V: Volumen Acido sulfúrico empleado en titular la muestra N: Normalidad exacta del H2SO4 P: Peso de la muestra en base seca.

9. Calcular la relación Carbono/Nitrógeno. 10. Interpretar los resultados.

31

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DEGUATEMALA FACULTAD DE AGRONOMIA AREA TECNOLOGICA SUBAREA DE MANEJO DE SUELO Y AGUA LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II INSTRUCTORES: ING. MSc. IVAN SANTOS, ING. CESAR MARTINEZ

PRACTICA No. 6

REACCIÓN DEL SUELO (PH)

I.

INTRODUCCION

D

entro de las características químicas del suelo, el pH determina la acidez o alcalinidad de un suelo, este parámetro es útil para definir el tipo de cultivo que sea adaptable a las condiciones donde se requiera establecerlo, además define la disponibilidad de nutrientes en el suelo. La mayoría de suelos con buen desarrollo se encuentra en un pH de 5.5 a 6.5. Es importante mencionar que los suelos extremos, es decir muy ácidos o muy básicos pueden causar daños a los cultivos, como ejemplo en suelos muy ácidos existe insolubilidad de elementos como el fósforo y calcio, también existe disminución de la actividad microbiana. En el caso de suelos muy básicos se escasean varios nutrientes: Hierro, Manganeso, Zinc, Cobre y Boro, esenciales para toda planta. Para los suelos de Guatemala el rango de distribución de pH va de 4 a 8, por lo tanto estos valores se utilizan para calibrar el potenciómetro. Para medir el pH del suelo existen dos métodos ampliamente difundidos que son el método analítico por medio del potenciómetro y el colorímetro o de campo, ambos de mucha utilidad. II.

OBJETIVOS

Que el estudiante: •

Conozca los factores que afectan el pH y la importancia de este en el suelo.

•

Practique la metodología para determinar el pH.

•

Interprete los resultados del pH del suelo.

32

III.

FUNDAMENTO TEORICO

Por lo tanto a partir de las definiciones de pH y pOH, se obtiene:

3.1

LA REACCIÓN DEL SUELO

pH + pOH = 14

La reacción del suelo (pH) es una indicación de la acidez o alcalinidad del suelo y es medida en unidades de pH. La escala va de 0 a 14 siendo un pH 7 el punto neutro. El pH de una disolución se define como el logaritmo negativo de la concentración del ión hidrógeno H+ (en mol/Litro). pH= -log [H+]

El logaritmo negativo proporciona un número positivo para el pH, el cuál de otra manera, sería negativo debido al pequeño valor de [H+]. El pH de una disolución es una cantidad adimensional. Con el logaritmo negativo de la concentración de iones hidróxido de una disolución se puede obtener una escala de pOH, análoga a la del pH. Así pOH se define como: pOH = -log [OH-] Entonces al considerar la constante del producto iónico del agua tenemos:

[H+][OH-] = Kw =1.0 x 10-14 Al tomar el logaritmo negativo en ambos lados, se obtiene: - (log [H+] + log [OH-]) = - log (1.0 x 10-14) -log [H+] - log [OH-] = 14

Por lo que el logaritmo negativo de H+ es 7, o pH 7. Cuando la concentración de H+ es mayor (más ácido), tal como 10-4 moles por litro, el pH es 4, y a menor concentración de H+, el pH es mayor (básico) 3.2

IMPORTANCIA DEL PH DEL SUELO

Un suelo ácido, (pH menores de 6.5) provoca una toxicidad de H, Fe y Mn; muy ácidos (pH menores de 5.5) toxicidad de Al para las plantas, mientras que para un suelo básico (pH mayores de 7.5), se pueden tener problemas con la succión del agua por las raíces de la planta y toxicidad de Na Suelos fuertemente ácidos (pH 4-5) generalmente tienen altas y tóxicas concentraciones de aluminio y manganeso. Además afecta la disponibilidad de nutrientes por ejemplo el P se vuelve insoluble al formar compuestos con el Fe y Al, los cuales son precipitados. Además hay una deficiencia de Ca++, Mg++ y K+. Algunas plantas como Azaleas, té, rododendros, piña, arándanos y algunas especies coníferas madereras toleran una acidez fuerte y crecen bien. En comparación, la alfalfa, frijoles, cebada y remolacha azucarera solamente crecen bien en suelos ligeramente ácidos a moderadamente alcalinos por su alta demanda de calcio o inhabilidad para tolerar aluminio soluble. El pH influye en la actividad de los microorganismos benéficos, ya que la mayoría de bacterias fijadoras de nitrógeno y descomponedoras de materia orgánica no son muy activas en suelos fuertemente

33

ácidos por lo obstaculizado.

que

el

proceso

es

Los suelos altos en calcio (áreas de baja pluviosidad) tienen pH con valores de 8.5, suelos con pH mayores de 10 se dan cuando presentan alto sodio intercambiable. Las plantas en suelos con pH mayores de 9 usualmente tienen crecimiento reducido e inclusive mueren. El mayor efecto de un pH alcalino es reducir la solubilidad de todos los micronutrientes (excepto molibdeno), especialmente hierro, zinc y manganeso. También el fosfato esta algunas veces disponible para algunas plantas por su precipitación en la solución del suelo por calcio o precipitación en carbonatos de calcio sólido. La deficiencia de hierro, asociada con suelos arcillosos húmedos altos en carbonatos, ha sido ampliamente conocida y referida como clorosis de hierro de caliza inducida. Como el zinc, hierro, manganeso y cobre tienen baja solubilidad a pH alto, la adición de fósforo generalmente disminuye más la disponibilidad de aquellos metales a la superficie de la raíz o justamente dentro de ella, precipitándolos como fosfatos insolubles. La mayoría de los problemas causados por un ph alto se resuelven añadiendo fertilizantes especiales como quelatos solubles en agua, los cuales son estables pero complejos solubles de metal. 3.3 FACTORES QUE AFECTAN AL PH DEL SUELO Las sales del suelo incrementan la hidrólisis de Al y Fe, desplazando iones H de los coloides del suelo, provocando una disminución en el pH. El principal efecto de la concentración de sales sobre el pH del suelo se debe al intercambio catiónico. El

pH del suelo es más bajo en soluciones salinas que en soluciones acuosas, esto se debe a que a medida que la concentración de sales se incrementa el H y Al son desplazados a sus sitios de intercambio por las sales. Las sales pueden provenir de fertilizantes, del agua de riego o de la descomposición de la materia orgánica. La relación suelo: agua en que se efectúa la medida del pH influye también en el valor numérico de este. Las relaciones más comunes suelo: agua son 1:1, 1:2 y 1:5. Otro factor conocido como error de potencial en la unión líquido-sólido común a todos los sistemas coloidales, se da cuando los electrodos se colocan en el fondo del sedimento de la suspensión de suelo, donde se obtienen generalmente un pH inferior al obtenido en la solución supernadante. Sin embargo el pH del sedimento puede ser mayor que el del supernadante en ciertos suelos. Estas diferencias, se han explicado como un efecto de la mayor concentración de iones H+ cerca de la partícula de suelo que a alguna distancia de ella. Este efecto es máximo en suelos con grandes capacidades de cambio, débiles enlaces de los cationes cambiables y bajo contenido de sales solubles. 3.4 PRINCIPIO DEL MÉTODO ANALÍTICO El pH o acidez activa del suelo se puede determinar por dos métodos, el del potenciómetro que es el más usado en el laboratorio y el más exacto, y el colorimétrico que es más usado en campo pero no es tan exacto. El potenciómetro consta de un electrodo de vidrio para la medida de H+ desarrollándose

34

cambios en potencial (voltaje) en forma proporcional al logaritmo del cambio en la actividad del H+, a este se le llama electrodo indicador. El electrodo de un calomel consta de un puente saturado de KCL que entra en contacto con la suspensión y tiene un potencial (voltaje) característico, relativamente independiente de la actividad del H+, por lo que se le llama electrodo de referencia. Ambos electrodos están conectados a un medidor de fuerza electromotriz calibrado en unidades de pH que mide los milivoltios de potencial generado cuando los dos electrodos se introducen en la suspensión del suelo. Los métodos colorimétricos se basan en indicadores orgánicos cuyo color depende de la actividad de los iones de hidrógeno presentes en la solución. La variación del color del indicador se debe a una reacción entre los iones de la solución con el colorante. Algunos indicadores forman ácidos débilmente coloreados y sales de cationes metálicos fuertemente coloreados. Entre los indicadores usados podemos mencionar rojo de metilo y azul de bromo fenol. IV.

MATERIALES Y METODOS

4.1

MATERIALES 1. Agua Destilada 2. Solución de cloruro de potasio (KCl) IN 3. Solución de cloruro de calcio (CaCl2)

4.2

METODOLOGÍA ANALÍTICA

Estandarizar el medidor de pH, para lo cual se ajusta con tres soluciones reguladoras que son de pH 4, pH 7 y pH 8 para ello el compensador de temperatura se debe ajustar a la temperatura del patrón. Relación Suelo / agua 1:1 Pesar 10 gr., de suelo y agregar 10 ml., de agua destilada. Agitar la suspensión con una varilla de vidrio a intervalos regulares durante una hora. Agitar enérgicamente la suspensión y medir el pH durante el primer minuto después de haber introducido el electrodo. Relación Suelo / agua 1:2.5 Pesar 10 gr., de suelo y agregar 25 ml., de agua destilada, agitar la suspensión a intervalos reguladores durante 30 minutos. Medir el pH agitando bien la suspensión antes de sumergir los electrodos. Relación Suelo / agua 1:5 Añadir a una muestra de 10 gr., de suelo 50 ml. de solución de CaCl2, agitar la suspensión a intervalos regulares durante 30 minutos. Medir el pH agitando bien la suspensión antes de sumergir los electrodos. Relación Suelo/Agua 1:10 Añadir a una muestra de 10 gr., de suelo 100 ml., de agua destilada, agitar la suspensión a intervalos regulares durante 30 minutos. Medir el pH agitando bien la suspensión antes de sumergir los electrodos.

4. Solución reguladora patrón de pH 7 5. Potenciómetro

35

Relación Suelo / solución de KCl 1N 1/2.5 Añadir a una muestra de 10 gr., de suelo 25 ml., de solución de KCl, agitar la suspensión a intervalos regulares durante 30 minutos. Medir el pH agitando bien la suspensión antes de sumergir los electrodos. CUADRO 6.1 RELACION SUELO/SOLUCION DE KCL

RELACIÓN

gr. de suelo

al color que más se asemeje determinando en esa forma el pH. CUADRO 6.2 Cuadro de resultados Método

Relación

Analítico

Relación suelo-agua 1:1

pH

(potenciómetro) Relación suelo-agua 1:2.5

ml. de agua

1:10

5

50

1:1

25

25

1:5

5

25

1:2.5

10

25

Relación suelo-agua 1:10 Relación suelo-agua 1:5 Relación suelo-KCl 1N 1:2.5 Colorimétrico

ml. de KCl 1:2.5

4.3

10

25

DETERMINACIÓN COLORIMÉTRICA

En una muestra de suelo secada al aire tomar 2 a 5 gr., se introducen en un pequeño tubo de ensayo y se agrega 2 a 5 ml., de agua destilada. Agitar la suspensión e introducir una tira del material indicador de la solución por unos pocos segundos. Remover la tira de papel indicador de la suspensión y comparar los colores resultantes con los colores impresos en la caja colocando la tira indicadora adyacente

V.

BIBLIOGRAFIA 1.

CHAN, R. Química. Sexta edición. McgrawHill. México 1993. 995p.

2.

Lección 5. Propiedades físicoquímicas (En línea). Consultado 28 Feb 2006. Disponible en: www.edafología.ugr.es/index.htm

3.

ALARCON A. Fundamentos teóricos de la conductividad eléctrica. (En línea). Consultado 28 Feb 2006. Disponible en: www.infoagro.com

4.

Manejo de la disolución nutritiva y diagnóstico en cultivos sin suelo. Antonio L. Alarcón Vera. Artículos publicados en "Vida Rural". Parte I. 01/05/02 Parte II. 15/05/02.

36

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DEGUATEMALA FACULTAD DE AGRONOMIA AREA TECNOLOGICA SUBAREA DE MANEJO DE SUELO Y AGUA LABORATORIO DE EDAFOLOGIA II INSTRUCTORES: ING. MSc. IVAN SANTOS, ING. CESAR MARTINEZ

PRACTICA No. 7

CONDUCTIVIDAD ELÉCTRICA (SALINIDAD Y SODICIDAD)

I.

INTRODUCCION

U

na característica importante del suelo es la cantidad de sales solubles presentes en él, ya que éstas son las que se encuentran en la disolución del suelo, mientras que las sales más insolubles precipitan y no están disponibles para la absorción de la planta. Los suelos salinos se encuentran en zonas de climas áridos y secos, en los que la evaporación es mayor que la precipitación. Las principales sales solubles son: las sales de cloruro, sulfato de sodio y magnesio, así como los carbonatos de sodio y calcio. Además de estas sales en la fracción acuosa del suelo se encuentran otros iones como bicarbonatos, boratos y nitratos, que deben tenerse en cuenta para un adecuado desarrollo del cultivo en los suelos salinos. El problema de salinidad de mayor importancia económica se presenta cuando a consecuencia de la irrigación, un suelo no salino se convierte en salino debido a la deposición de las sales del agua de riego. La conductividad eléctrica expresa la concentración de sales solubles se puede medir por medio de un conductivimetro. II.

OBJETIVOS

Que el estudiante: •

Conozca la importancia de la presencia de sales en el suelo.

•

Practique la metodología para determinar la conductividad eléctrica en el laboratorio.

•

Interprete los resultados de conductividad eléctrica.

•

Este en capacidad de clasificar un suelo como salino, sódico o salino-sódico.

37

III.

FUNDAMENTO TEORICO

3.1 CLASIFICACIÓN DE SUELOS AFECTADOS POR SALES 3.1.1 SUELOS SALINOS Son suelos que poseen una conductividad eléctrica mayor o igual que 4 mmhos/cm a 25 ° C. Se le conoce como álcali blanco o nieve de verano, su pH generalmente va de 7 a 8.5. Sus efectos en el suelo son la toxicidad de Na, Cl, B y otros; siendo el principal problema el efecto osmótico por medio del cual la planta no puede extraer agua. Las prácticas de recuperación para estos suelos consisten en mejorar el drenaje, aplicación de láminas de lavado, hacer subsolado y utilizar capas de Mulch, para favorecer la infiltración. Un suelo salino es aquel que tiene una cantidad de sales solubles elevada que altera desfavorablemente su productividad. El problema de salinidad de mayor importancia económica se presenta cuando a consecuencia de la irrigación, un suelo no salino se convierte en salino debido a la deposición de las sales del agua de riego, La salinidad de los suelos puede producirse por diversas causas, que se pueden agrupar en dos tipos: - Causas naturales: la degradación natural de las rocas y minerales; la actividad volcánica; el movimiento de sales por el viento; la cercanía del mar que contiene sales en gran cantidad; resultado de fenómenos biológicos; climas áridos de fuerte evapotranspiración donde las sales se acumulan, etc.

- Causas humanas: Son debidas a la acción del hombre en el medio ambiente y éstas pueden ser: la generación de sales producto de los residuos de la industria; el riego con disoluciones muy salinas o aguas de mala calidad, y de forma continua, en regiones áridas donde la escasez de lluvias impide el lavado de los suelos y las sales tienden a acumularse formando costras impermeables.

3.1.2 SUELOS SODICOS Estos suelos poseen una PSI mayor o igual a 15%, o un RAS mayor a 13. Se le conoce como álcali negro o mancha de petróleo, el pH puede ir de 6 a 11, pero su rango promedio es de 8.5 a 10.5. Los problemas que ocasiona al suelo son toxicidad de Na+ y Cl-, además el Na+ provoca dispersión de las partículas destruyendo la estructura del suelo. La capa superior del suelo es impermeabilizada al aire y agua. Para recuperar estos suelos se hace necesaria la aplicación de Yeso.

3.1.3 SUELOS SALINO-SODICOS Poseen una conductividad eléctrica mayor o igual a 4 mmhos/cm a 25 °C y un RAS mayor de 13, el pH puede variar entre 7 y 8.5. Estos tipos de suelo tienen problemas intermedios a los salinos y sódicos, tienen dispersión de partículas así como problemas de presión osmótica, presentan una deficiencia de Fe, Mg, Zn, y otros elementos menores, el P forma fosfatos insolubles de Ca y Na, hay toxicidad de Na, Cl, y B. Para la recuperación de suelos con este problema se recomienda mejorar el

38

drenaje, subsolado, aplicación de laminas de lavado y yeso, así como la incorporación de Materia Orgánica en forma de Mulch. 3.2 CRITERIOS DE CLASIFICACIÓN PARA SUELOS CON PROBLEMAS DE SALES 3.2.1 CONTENIDO DE SALES Se determina por medio de la conductividad eléctrica expresada en mSiemens/Cm. 3.2.2 PORCENTAJE DE SODIO INTERCAMBIABLE Este porcentaje se obtiene por medio de la formula siguiente:

por medio de dos electrodos con una geometría y separación constante. Esta conductividad es determinada a 25 grados centígrados entre electrodos de 1 cm2 localizados a 1 cm de distancia, luego la conductividad es medida a través de 1 cm3 o mmhos/cm. El efecto de la geometría del electrodo esta incluida en la constante de la celda que es calibrada con una solución de KCL de concentración conocida; esto se relaciona a la distancia dentro de los electrodos divididos por su área seccional efectiva. Cuando un potencial eléctrico es aplicado a la solución, la corriente varía directamente proporcional a la concentración de sales solubles en la misma. La unidad de medida es en mhos/cm. En el sistema internacional la unidad de medida es en siemens/m el cual es igual a 1 mhos.

PSI : meq. De Na/100 gr. De Suelo * 100 CIC (meq/100 gr. De suelo)

IV.

MATERIALES Y METODOS

4.1

MATERIALES

3.2.3 RELACION DE ADSORCION DE SODIO

•

Conductivimetro

Esta relación se obtiene por medio de:

•

Agua destilada

RAS : ___meq. De Na_________

•

Suelo

•

Agitador

meq. Ca + meq. Mg____ 2

4.2

METODOLOGÍA

3.3 PRINCIPIO DEL MÉTODO ANALÍTICO

1. Tomar 10 gr. de suelo y colocarlos en un beacker de 100 ml.

Una forma rápida y precisa para determinar la salinidad es mediante la conductividad eléctrica de una solución de suelo y agua. Dicha conductividad se mide

2. Agregar 50 ml de agua destilada 3. Agitar por 5 minutos, y luego leer la conductividad eléctrica por medio de

39

un conductivimetro µSiemens/cm.

en

4. Para determinar la conductividad eléctrica del suelo la lectura se multiplica por 5, porque la dilución hecha es de 1:5. 5. Calcule los meq. de sales litro extractor que es igual a CE (mmhos/cm) * 10. 6. Determine las ppm de sales en el extracto que es igual a meq. de sales/litro * 64.

8. Determine el % de sales en el suelo (base seca) por medio: (% de sales en el extracto * % de Agua)/100. 9. Determine la presión osmótica en atmósferas de la solución multiplicando 0.36 * CE (mmhos/cm). 10. Determine RAS y PSI para las muestras. 11. Interprete los resultados

7. Determine el % de sales en el extracto por medio de ppm/10,000.

CUADRO 7.1 CUADRO DE RESULTADOS MUESTRAS

% de Humedad

Conductividad eléctrica en solución a 25 ° C.

Conductividad eléctrica en muestra a 25 °C.

Meq. de sales por litro extractor

Ppm de sales en el Extracto

% de sales en el extracto

% de sales en el suelo (base seca)

Ppm de sales en el suelo (base seca)

Kg. De sal por hectárea a 30 cm. De profundidad

Presión Osmótica de la solución

40

V. BIBLIOGRAFIA

5. CHAN, R. Química. Sexta edición. Mcgraw-Hill. México 1993. 995p. 6. Lección 5. Propiedades físicoquímicas (En línea). Consultado 28 Feb 2006. Disponible en: www.edafología.ugr.es/index.htm 7. ALARCON A. Fundamentos teóricos de la conductividad eléctrica. (En línea). Consultado 28 Feb 2006. Disponible en: www.infoagro.com 8. Manejo de la disolución nutritiva y diagnóstico en cultivos sin suelo. Antonio L. Alarcón Vera. Artículos publicados en "Vida Rural". Parte I. 01/05/02 Parte II. 15/05/02.

41

EVALUACIÓN

Abonera: Esta durara aproximadamente 9 semanas, pueden asignarse diferentes tratamientos como ejemplo: CUADRO 8.1 EJEMPLOS DE TRATAMIENTOS PARA LA ELABORACION DE ABONERAS.

Tipo de relación

Materiales

Proceso de descomposición

Alta relación C/N

Cascarilla de arroz, rastrojo de maíz, olote, pasto jaragua, vagazo de caña.

Lenta

Mediana relación C/N

Pulpa de café, estiércol

Media

Baja relación C/N

Materiales verdes, leguminosas, residuos de hortalizas, gallinaza, tallos de brócoli.

Rápida

La evaluación se dividirá en: obtención de materiales, manejo de la abonera e informe de esta, el cual debe incluir como mínimo: datos estadísticos, graficas, fotografías, etc. Introducción, objetivos, marco teórico, metodología, resultados, discusión de resultados, conclusión, recomendaciones, bibliografía (IICA), anexos. Informe final: Durante el laboratorio de Edafología II, se realizara un informe final el cual incluirá cada una de las características químicas de un suelo asignado por subgrupo de laboratorio. Los suelos serán escogidos con el fin de contrastar los suelos de Guatemala, para lo cual se identificaran: suelos ácidos, calcáreos, orgánicos, salinos, sodicos, salino-sodicos. La evaluación de este será por medio de un informe integrado, el cual debe incluir todos los análisis químicos y su respectivo análisis.

42

Manual de Prácticas de Laboratorio de Edafología II Subarea de Manejo de Suelo y Agua Facultad de Agronomía Universidad de San Carlos de Guatemala

Ing. Agr. Cesar Martínez http://www.scribd.com/Recurso_Suelo

43