Lechugas en Sistema Nft

INGENIERIA AGRICOLA Y USO INTEGRAL DEL AGUA ORIENTACIÓN EN BIOSISTEMAS INSTRUMENTACION Y METROLOGÍA “CULTIVO DE LECHUGA EN HIDROPONIA BAJO INVERNADERO”

PRESENTAN: ING. BARRERA PUGA PEDRO ING. HERNÁNDEZ PÉREZ JOSÉ LUIS MIGUEL

CHAPINGO, MEXICO ENERO DEL 2010

Contenido 1.

INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 4

2.

OBJETIVOS ............................................................................................................ 5

3.

REVISIÓN DE LITERATURA .................................................................................. 5 3.1 Cultivo de la lechuga. ............................................................................................ 5 3.1.1 Clima........................................................................................................................... 7 3.1.2 Germinación: ...................................................................................................... 7 3.1.3

Las plantas de semillero: ................................................................................... 8

3.1.4 Trasplante: ................................................................................................................. 8 3.1.5 Solución nutritiva: ..................................................................................................... 9 3.1.6 Nutrición y desórdenes ambientales, Plagas y Enfermedades: ........................ 9 3.2 Sistema NFT (Nutrient Film Technique) .............................................................. 10 3.3 El pH ................................................................................................................... 10 3.4 Conductividad eléctrica. ...................................................................................... 11 3.5 Área foliar ............................................................................................................ 11 4

MATERIALES Y METODOLOGIA ........................................................................ 12 4.1 Descripción del lugar de trabajo.......................................................................... 12 4.2 Almácigo ............................................................................................................. 12 4.2.1 Trasplante de almácigos. ....................................................................................... 14 4.2.2 Cuidados durante el crecimiento.......................................................................... 15 4.3 Nutrición .............................................................................................................. 15 4.4 Control de plagas ................................................................................................ 16 4.5 Construcción del prototipo .................................................................................. 16 4.6 Muestreo y control de variables. ......................................................................... 21 4.7 Prototipo y tratamientos muestreados. ............................................................... 22 4.8 Cálculo de la solución nutritiva ............................................................................ 25 4.9 Muestreo de parámetros de crecimiento de lechuga, clima y solución nutritiva. 25 2

4.10 Crecimiento foliar. ............................................................................................. 26 4.11 Medición de nitratos y amonio presentes en la solución nutritiva. .................... 27 5

RESULTADOS:..................................................................................................... 27 5.1 Variables ambientales dentro del invernadero. ................................................... 27 5.2 Longitud de raíz. ................................................................................................. 30 5.3 Peso de las lechugas. ......................................................................................... 31 5.4 Nitratos y amonio. ............................................................................................... 33 5.5 Turgencia de las lechugas. ................................................................................. 33 5.6 Sabor de las hojas de lechuga. ........................................................................... 33 5.7 Área foliar. ........................................................................................................... 34

6

CONCLUSIONES.................................................................................................. 36

7

RECOMENDACIONES ......................................................................................... 37

8

LITERATURA CITADA ......................................................................................... 38

9

ANEXO FOTOGRAFICO ...................................................................................... 39 9.1 Fotografías durante el experimento .................................................................... 39 9.2 Diagrama del circuito electrónico para la recirculación de la solución nutritiva . 40 9.3 Calculo del área foliar utilizando el software ImageJ ......................................... 41 9.4 Instructivo para el uso de los instrumentos de medición de nitratos y amonio. . 44

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1. INTRODUCCIÓN Esta investigación surge como necesidad de determinar el efecto de la fertilización foliar sobre el cultivo de lechuga Romana y el efecto del calcio en la calidad y consistencia de la misma, bajo un sistema hidropónico manteniendo los niveles de pH lo más próximos a los que recomienda la literatura, también para reducir el gasto de fertilizantes y de agua. El trabajo de investigación se desarrolló en la UNIVERSIDAD AUTONOMA CHAPINGO, creando un equipo para optimizar el uso del agua que escasea en el campo y estableciendo 5 tratamientos, dos pH diferentes uno de 6.5 y otro de 7.0, así como la fertilización foliar de calcio y Hidroponía fertilizada de la forma recomendada. Es necesario adquirir las variables más importantes que intervienen en este proceso para determinar cómo influyen en el crecimiento y desarrollo de la lechuga. Un sistema cerrado en hidroponía, es aquel que recupera la solución con nutrientes que se les suministra a las plantas. Esto puede ocurrir con hidroponía pura (cultivos en el que medio de cultivo es la misma solución nutritiva) ó en cultivos en suelo inerte, donde dicha solución es retornada al tanque principal. Aunque la producción de lechuga de efecto invernadero es muy pequeña en comparación con el campo cultivado, tiene un nicho de mercado específico, es particularmente popular en los restaurantes. Por lo general, envasados en bolsas de plástico o recipientes rígidos de plástico plegable para mostrarlo como un producto atractivo en las estanterías de los supermercados. La lechuga es la planta más importante del grupo de las hortalizas de hoja; se consume en ensaladas, es ampliamente conocida y se cultiva casi en todos los países del mundo.

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2. OBJETIVOS General 1. Establecer un sistema de Hidroponía mediante la recirculación del agua para estudiar el efecto que tienen la fertilización foliar sobre un cultivo de lechuga. Particulares 1. Determinar la cantidad de nutrientes a inyectar en el sistema hidropónico para el cultivo de lechuga manteniendo una conductividad eléctrica en 2.0 ms/cm. 2. Determinar la cantidad de nutrientes a inyectar en el sistema hidropónico para el cultivo de lechuga y conocer el efecto del cultivo al aplicarle fertilización foliar, manteniendo una conductividad eléctrica de 2.0 ms/cm. 3. Calcular la dosis de fertilización para elaborar una solución nutritiva para el cultivo de lechuga utilizando fertilizantes comerciales y agua de buena calidad. 4. Determinar la cantidad de nitratos y amonio presente en la solución nutritiva, así como las características de calidad como son consistencia, tamaño, y sabor de lechuga romana.

3. REVISIÓN DE LITERATURA

3.1 Cultivo de la lechuga. Datos generales Nombre científico: Lactuca sativa La lechuga es una planta herbácea, anual y bianual, que cuando se encuentra en su etapa juvenil contiene en sus tejidos un jugo lechoso de látex, cuya cantidad disminuye con la edad de la planta. Se reporta que las raíces principales de absorción se encuentran a una profundidad de 5 a 30 cm. La raíz 5

principal llega a medir hasta 1.80 m por lo cual se explica su resistencia a la sequía. Llega a tener hasta 80 cm de altura . Las hojas de la lechuga son lisas, sin pecíolos (sésiles), arrosetadas, gruesas, enteras y las hojas caulinares son semiamplexicaules, alternas, auriculado abrazadoras; el extremo puede ser redondo o rizado. Su color va del verde amarillo hasta el morado claro, dependiendo del tipo y el cultivar. El tallo es pequeño y no se ramifica; sin embargo cuando existen altas temperaturas (mayor de 26°C) y días largos ( >12 hr) el tallo se alarga hasta 1.20 m de longitud, ramificándose el extremo y resentando cada punta de las ramillas terminales una inflorescencia (M.G. Karlsson 2009). En lo que se refiere a la inflorescencia, ésta se constituye de grupos de 15 a 25 flores, las cuales están ramificadas y son de color amarillo. Las semillas son largas (4-5 mm), su color generalmente es blanco crema, aunque también las hay pardas y castañas; cabe mencionar que las semillas recién cosechadas por lo general no germinan, debido a la impermeabilidad que la semilla muestra en presencia del oxígeno, por lo que se han utilizado temperaturas ligeramente elevadas (20 a 30°C) para inducir la germinación. El fruto de la lechuga es seco (Howard M. 1992). Hay aproximadamente 800 semillas por gramo en la mayoría de las variedades de lechuga y se puede adquirir como semillas propiamente. Las semillas peletizadas consisten en semillas cubiertas por una capa de material inerte y arcilla. Una vez que el pellet absorbe agua, se rompe y se abre permitiendo el acceso inmediato de

oxígeno para una germinación más uniforme y mejor

emergencia. Alguna cubierta de la semilla requiere extender su rango de temperatura y su velocidad de germinación. Las semillas peletizadas mejoran la forma, el tamaño y la uniformidad de la semilla para tener plántulas más homogéneas y fácil de manipular. El tamaño aproximado de la mayoría de las semillas peletizadas es de 3,25 - 3,75 mm de ancho (M.G. Karlsson 2009).

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3.1.1 Clima La lechuga es una planta anual que bajo condiciones de fotoperiodo largo (más de 12 horas-luz) acompañado de altas temperaturas (más de 26 °C) emite su tallo floral, siendo más sensibles las lechugas de tipo oreja que las de cabeza (Van Der Boon 1986). El cultivo de lechuga se desarrolla bajo los siguientes parámetros: Temperatura. 24 °C durante el día y 19 °C durante la noche. Humedad relativa. Se recomienda el rango entre 30 y 70 %. Luz. En combinación de luz solar y artificial se recomienda 17 moles/ cm2 por día. En cuanto a la intensidad, mencionan que en estas plantas exigen mucha luz, pues se ha comprobado que la escasez de ésta provoca que las hojas sean delgadas y que en múltiples ocasiones las cabezas se suelten. Se recomienda considerar este factor para una densidad de población adecuada y para evitar el sombreado de plantas entre sí (Howard M. 1992). 3.1.2 Germinación: La semilla de lechuga pierde viabilidad con el paso del tiempo sino se mantiene almacenada en un refrigerador que le proporciona una atmósfera fría y seca. En tales condiciones, puede almacenarse hasta por 6 meses o más. Hay que comprobar el porcentaje de germinación en el paquete de semillas y el uso de la prueba de germinación para determinar la resiembra que se necesita. Lechuga requiere temperaturas frías para germinar. Las bandejas de semillas o cubos se pueden apilar y colocado en un refrigerador a una temperatura de (4.5 ˚C), es decir de 1 a 2 días para permitir la imbibición y el inicio de la germinación. Una vez que las semillas comienzan a crecer después de 15 días se deben pasar al invernadero a temperaturas entre (15-18 ˚C) (M.G. Karlsson 2009).

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3.1.3 Las plantas de semillero: Mantener las plantas de semillero a temperaturas de (18 - 21 ˚C) durante el día y (13 a 16 ˚C) durante la noche en el invernadero, tratando de mantener el dióxido de carbono entre 1000 ppm durante el día y 350 ppm durante la noche dentro del invernadero en los semilleros. El pH óptimo de la solución nutritiva es entre 5,5 y 6,0 y la CE debería ser 1,0 a 2,3 ms/cm dependiendo de la luz. Mantener la humedad relativa (HR) 60 a 80 %. (Borowski , E. 1994). Las plántulas se cultivan generalmente 14 a 21 días antes de trasplantar a la zona de producción hidropónica de efecto invernadero. Una operación de lechuga, independientemente de su tamaño, debe producir lechuga al día para el mercado ( www.attra.ncat.org.).

3.1.4 Trasplante: Las plántulas de lechuga se trasplantan al llegar a la tercera hoja (14 a 21 días) Tener cuidado de no establecer las bandejas de plántulas o cubos con plantas en superficies no estériles, como el suelo, ya que puede introducir enfermedades. El cubo con su semilla se coloca en el sistema hidropónico de los canales de NFT o tableros de tipo balsa, según el sistema utilizado. Tener cuidado de no dañar las raíces durante el trasplante ya que dicho daño predispone a la planta a la infección de la enfermedad (R Dimsey et al.2004). Se recomienda realizar el trasplante en la tarde para evitar que las plantas sufran estrés durante el día donde existen condiciones de alta radiación solar. El trasplante comenzará a adaptarse a la nueva ubicación durante la noche y las raíces comenzarán a crecer en la solución. Al trasplantar la posición de la base de las plantas debe estar a fin de que toque el flujo de la solución de los nutrientes. La lechuga es un cultivo a corto plazo, con vencimiento dentro de 30 días o menos se puede cultivar en los sistemas de cultura del agua sin sufrir de déficit de oxígeno, como puede ocurrir con muchos otros cultivos a largo plazo, tales 8

como tomates, pepinos y pimientos. Todos los sistemas del agua tales como NFT no utilizan un sustrato.

3.1.5 Solución nutritiva: Una formulación de nutrientes completa proporciona todos los elementos esenciales para las plantas. Plántulas de lechuga son alimentadas con una solución de media intensidad, hasta que son trasplantados. Cuando la solución contiene aproximadamente la mitad de la concentración de macroelementos, pero la concentración total de microelementos no importa mucho, se vuelve a aplicar nueva solución (Baixauli et al 2000). La formulación específica para uso depende de la temperatura, la duración del día y la luz solar. Por ejemplo, en condiciones de verano con la luz solar alta y días largos, las plantas pueden ser forzadas a crecer más rápidamente mediante el uso de los niveles más altos de nitrógeno (Myeong et al., 2009).

3.1.6 Nutrición y desórdenes ambientales, Plagas y Enfermedades: La mayoría de las plagas que atacan a los cultivos de otros también infestan lechuga. El trips, moscas blancas y las larvas de las polillas y mariposas son las más comunes. Tratarlos como para otros cultivos con agentes biológicos. La peor enfermedad de la lechuga es Pythium. El trastorno nutricional más común es la punta marcada que es causada por la pérdida excesiva de agua de las hojas acompañado de la absorción insuficiente de agua por las raíces. Algunos productores afirman que la alta humedad relativa (RH) de más de 70% dentro de la cabeza de la lechuga hará que la punta se queme. Se debe mantener la humedad relativa del aire alrededor del 60% para evitarlo (AbouHadid et al 1996).

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3.2 Sistema NFT (Nutrient Film Technique) El sistema NFT, desarrollado a finales de 1960 por el Dr. Allen Cooper, este sistema se usa por lo regular mas en tubos de PVC, por su fácil implementación y circulación de la solución, variando el diámetro de los tubos según la densidad de las plantas colocadas en ellos, así como también por el tamaño de las raíces de las plantas a cultivar para obtener una buena circulación de la solución. Es recomendable no exceder los 15 metros de longitud de los tubos, para que de esta forma las raíces no obstruyan el paso de la solución, recomendándose que la inclinación del tubo este entre el 1% y 5% de la longitud del mismo (Lastra et al 2009).

3.3 El pH En hidroponía el pH indica la disponibilidad de las sales en la solución, algunos autores recomiendan ajustar la solución en un rango de 5.5 a 6.5, pero este nivel depende del el tipo de planta a cultivar (Carrasco et la 2007). La razón de mantener el pH en este rango es para hacer que los nutrientes estén disponibles para las plantas, tal y como se muestra en la figura 3.3.1

Figura 3.3.1 pH óptimo para la asimilación de elementos (Brian et al 2001)

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3.4 Conductividad eléctrica. La conductividad eléctrica, se define como la capacidad que tienen algunos elementos o sustancias de conducir corriente eléctrica, teniendo las sales la capacidad para conducir la electricidad. En la nutrición de las plantas la conductividad eléctrica se relaciona con la cantidad de sales existente en la solución nutritiva, pero no es una medición muy precisa, dado que para saber la concentración de sales se maneja también el total de sólidos disueltos (TDS). Recomendándose para hortalizas un valor entre 2 y 4 mS/cm (AbouHadid et al 1996).

3.5 Área foliar E.J. Van Henten[5] desarrolló un método no destructivo para medir el crecimiento del cultivo de la lechuga. En este trabajo se realizaron las dos formas de analizar el crecimiento de un cultivo, es decir, El método destructivo, el cual consiste en cortar y quemar el vegetal, y El método no destructivo, el cual consiste en monitorear el vegetal por medio de una cámara digital. Se describen 3 modelos los cuales dan la relación entre la cobertura de suelo relativa por el dosel de cultivo y el peso seco. El error obtenido al obtener el peso seco es de aproximadamente el 5%. Se tuvieron problemas al querer analizar la imagen, el cual consistía en la separación del fondo y el vegetal, la forma en que se soluciono este problema fue colocando una película negra sobre la tierra donde fue plantada la lechuga, ya realizada la separación del objeto y fondo, se realizó un conteo de píxeles que tuviesen el mismo valor de gris. Y de esta forma se obtuvo el peso de materia seca. En este artículo no se da la explicación de cómo se obtiene el peso de la materia seca de las imágenes.

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MATERIALES Y METODOLOGIA

4.1 Descripción del lugar de trabajo El trabajo se realizó dentro de uno de los invernaderos dedicados a la investigación que se encuentran ubicados en Tlapeaxco que está a cargo del Departamento de Irrigación de la Universidad Autónoma Chapingo. Los materiales necesarios para realizar el trabajo de investigación fueron los siguientes: 8 tubos de PVC ( 5 de 4” y 3 de 2”) 4 tambos de 200 L de capacidad. Fertilizantes químicos comerciales 1 Datalogger Sensor de temperatura, sensor de radiación solar y sensor de humedad relativa. Manguera de ¼ “ y de ½ “ . Codos de 4”, codos de ½ “ y de ¼”, 4 Bombas monofásicas. Válvulas de 1” y de ¾ de pulgada

para el control del flujo, con la

finalidad de tener el mismo gasto de salida en los 5 tubos de 4 “. 3 Nebulizadores, una válvula de aire y un tubo de ½ “así como tapones de 4” y de ½ “.

4.2 Almácigo La lechuga inicialmente necesita más cuidado por lo tanto se siembra en almácigo que le ofrece las condiciones adecuadas para garantizar el nacimiento de las semillas y el crecimiento inicial de las plantas. Para el almácigo se utilizaron 2 charolas y como sustrato se utilizó peet moss, el procedimiento fue el siguiente: 12

Se colocó el sustrato en un recipiente de 30x40 cm, se rego suavemente, para obtener que el sustrato se humedeciera hasta un punto de saturación. Se lleno de sustrato húmedo cada uno de los orificios de la charola y se sembraron las semillas apretando ligeramente con los dedos el sustrato para sacar el exceso de aire (Figura 4.2.1)

Figura 4.2.1. Charola de 200 cavidades para la germinación de la semilla de lechuga Se rego nuevamente y se cubrió el almácigo por 48 horas con plástico negro por ser época de invierno para retener más calor y acelerar la germinación. Se regó los almácigos dos veces por día. Después de las 48 horas se destaparan las charolas y se observará que la mayoría de las semillas habrán germinado. Dejando las plantas a la exposición de la luz. Los primeros 20 días las plántulas continuaron en las charolas y se regaron 2 veces al día con láminas muy pequeñas. Y la solución nutritiva fue con una concentración menor a la recomendada en la literatura. Dos veces por semana se rompió la costra superficial que se formo en el sustrato y se acerco el sustrato a la base de la planta para mejorar el anclaje y el desarrollo de las raíces.

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A los 21 días después de la germinación, cuando la planta obtuvo al menos 4 hojas definitivas (sin contar los cotiledones) los almácigos se trasplantaron (Figura 4.2.2).

Figura 4.2.2. Tamaño de lechuga en momento de transplante.

4.2.1 Trasplante de almácigos. Cinco días antes del trasplante se disminuyó la cantidad de agua durante el riego y se expusieron las plántulas al sol. Los almácigos fueron regados una hora antes de trasplantarlos al sitio definitivo. Los tubos de PVC a utilizarse fueron de 4 pulgadas de diámetro y 6 metros de largo, a los cuales se les hizo 24 orificios de 2 pulgadas cada uno, distanciados de centro a centro 25 cm. La plántula se sacará de la charola y se meterá la raíz a un recipiente con agua para quitar el peet moss que únicamente se logró quitar con el agua, sin necesidad de quitárselo por completo de la raíz. Se regó nuevamente, pero esta vez fue posible colocar una protección contra el sol durante los tres primeros días para que la planta no sufriera deshidratación. El trasplante se realizó al inicio del día.

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4.2.2 Cuidados durante el crecimiento Diariamente se puso a funcionar la bomba para recircular el agua con solución nutritiva, y para esto se utilizó un timer el cual se programó para que cada 2 horas encendiera. Se utilizó una esponja para envolver el cuello de la planta para sostenerla en el orificio del PVC. Para el trasplante se sacaron las plantitas del almácigo y se lavo la raíz para que no les quedara nada de sustrato (sin tocarla ni maltratarla). 4.3 Nutrición La nutrición es importante para el crecimiento y desarrollo de la planta. Los vegetales consumen nitrógeno, fósforo, potasio, azufre, calcio, magnesio, en grandes cantidades y fierro, manganeso, cobre, zinc, boro y molibdeno en pequeñas cantidades. Cada uno tiene una función especial en la planta y ningún elemento puede ser reemplazado por otro. Para la nutrición se utilizó los fertilizantes y en cantidades que se presentan en la tabla 4.3.1. Tabla 4.3.1. Fertilizantes para preparar 1000 litros de solución nutritiva. Fuente

Fórmula

Peso molecular

Cantidad

Solubilidad

Acido fosfórico

H3PO4

98.0

175 ml

Solución ácida

Nitrato de Potasio

KNO3

101

650 g

1:4

Sulfato de magnesio

MgSO47H2O

246.5

950 g

1:3

Nitrato de calcio

Ca(NO3)2

164

1230 g

1:1

Solución madre

Varios

100 ml

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Tabla 4.3.2. Fertilizantes para 1 litro de solución madre. Fuente

Formula

Cantidad

Sulfato ferroso

FeSO47H2O

249 g

Sulfato de manganeso MnSO44H2O

41 g

Ácido bórico

H3BO3

29 ml

Sulfato de cobre

CuSO45H2O

20 g

Sulfato de zinc

ZnSO47H2O

22 g

La solución madre contiene los micronutrientes y las cantidades que se usan para prepararla se muestran en la tabla 4.3.1. La cantidad de fertilizantes mostrada es para preparar un litro de solución madre a una concentración 10:1, es decir un mililitro sirve para preparar 10 litros de solución nutritiva. El pH de la solución se mantuvo en los límites de 6.5 y 7.0 ya que influye en la absorción de nutrientes. La concentración de los nutrientes a usar dependía del estado de la planta, así para los almácigos se utilizó una solución a la mitad de la concentración de la solución Steiner.

4.4 Control de plagas El control de plagas se hizo con un plaguicida químico para combatir la mosquita blanca y el pulgón.

4.5 Construcción del prototipo Se construyó el prototipo (Figura 4.5.1), usando tubos de PVC de 4 pulgadas de diámetro y 6 metros de largo. Al tubo se le realizaron 24 orificios de 2 pulgadas cada uno, distanciados de centro a centro 25 centímetros (Figura 4.5.2).

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Retorno de la solución

solución

pH=6.5

de hidroponia con acuaponia

F

pH=7.0

pH=7.0

cap. 200 lts

B

pH=6.5 pH=6.5 NOTA: Los tubos de PVC son de 4" de diametro

1,2 y 3 : Nebulizadores

la longitud es de 6 m.

para fertilización foliar

El diámetro de nebulizador de mojado de 2 m.

B

F

solución de Hidroponia pura

pH=6.5 Fertilizante foliar de Calcio

cap. 200 lts F

B

cap. 200 lts

pH=6.5

F: Filtro

B V

3

2

solución de Hidroponia con acuaponia

F

1

pH=6.5 cap. 200 lts

pH=7.0 Retorno de la solución Area total de mojado 9.45 m2

área de mojado de 1 nebulizador=3.15 m2

Figura. 4.5.1. Distribución del experimento en planta.

Figura 4.5.2. Tubo de cultivo, en él 24 orificios de 2”. Para sostener las plántulas de lechuga, se utilizaron recipientes de plástico transparente perforado, y una esponja perforada sujetada a las plántulas. Fue necesario contar con los orificios en los recipientes de plástico, ya que son el conducto por donde la solución nutritiva llegaría a las raíces cuando estas eran pequeñas. Al crecer las raíces estas pasan por las perforaciones alcanzando la solución cuando la lechuga crece. Los depósitos de la solución nutritiva son tanques de plástico con capacidad de 200 litros. En el extremo del tubo de PVC se tiene un tapón el cual regula el nivel de descarga de la solución nutritiva hacia el tanque. La caída de la 17

B: Bomba V: Válvula

solución nutritiva permitió mezclar y oxigenar simultáneamente la solución (Figura 4.5.3).

Figura 4.5.3. Retorno de la solución nutritiva al tanque. La solución nutritiva se recirculó usando una bomba monofásica de 127 voltios de corriente alterna, para los dos pH (6.5 y 7.0), se emplearon 3 bombas para los experimentos para la recirculación y una más de ¼ de HP para aplicar fertilización foliar. La succión de las bombas estaba conectada al fondo del tanque que contenía la solución nutritiva Figura 4.5.2. La salida de la bomba se conecto por medio de una manguera de ¾ de pulgada, a un extremo del tubo de PVC (Figura 4.5.4).

Figura 4.5.4. Conexión de la bomba al tanque. La inclinación del canal permitió lograr una buena circulación de la solución dentro del tubo, siendo la pendiente recomendada de 5 % con respecto a la 18

longitud del tubo. Los tubos se sostuvieron sobre tres bases de PTR galvanizado, las cuales cuentan con orificios separados 3 centímetros entre sí (Figura 4.5.5). Los tres centímetros representan un 0.5% por ciento de la inclinación y con tornillos se ajusta la inclinación del tubo según el crecimiento de las raíces

Figura 4.5.5. Base para sostener el tubo de PVC. En este trabajo se recirculó la solución cada 20 minutos durante el día con duración de 10 minutos recirculando. En la noche se recirculo la solución 10 minutos en cada 2 horas (Figura 4.5.7). Fueron utilizados varios circuitos integrados, optoacopladores, etc. así como relojes caseros para su elaboración (Figura 4.5.6)

Figura 4.5.6 Circuito electrónico para recircular la solución nutritiva

Figura 4.5.7 Diagrama de tiempos para sistema de recirculación. 19

Los pasos necesarios para preparar la solución nutritiva fueron los siguientes: i.

Se pesó las sales y separó una de otra con un error máximo del 5 %.

ii.

Se puso agua en el tanque de mezcla hasta el 10 por ciento de su volumen final.

iii.

Se mezclo las sales en un recipiente con suficiente agua para que se disolvieran con facilidad.

iv.

Se lleno el tanque a su volumen final de 140 litros.

v.

Se midió el pH y ajusto de ser necesario con acido fosfórico, acido sulfúrico o con hidróxido de potasio.

vi.

Se recirculó la solución nutritiva por el canal de cultivo y se ajusto nuevamente el pH.

vii.

Una vez ajustado se utilizó una solución buffer (Solución química que sirve para mantener constante un pH) preparada para mantener el pH en 6.5 y en 7.0.

Para preparar una solución buffer primero se debe conocer el pH al cual se quiere mantener la solución. Después se debe encontrar un ácido cuyo valor de pka sea de +/- 1 unidad de pH alrededor del pH que se quiera lograr. Por ejemplo, el pka del ácido acético es 4.74, por lo que se puede usar para preparar soluciones buffer de 3.74 a 5.74. Para saber cuánto se debe agregar de ácido y de su base conjugada se debe utilizar la ecuación de henderson hasselbalch (que tiene grandes limitaciones y solo

es

significativa

para

estos

casos

simples).

La

ecuación

es

pH=pka+log(base/ácido) donde pH es el valor de pH al que se quiere llegar, pka es el valor de pka del ácido que se utiliza y base y ácido son las concentraciones analíticas de estas especies en solución. Conociendo el pH que se quiere y el pka podemos despejar de la ecuación la relación entre la base y el ácido (W.L. Masterton y C.N. Hurleya EdiciónEditorial Thomson). Se tomaron muestras de solución nutritiva en el tanque, para ajustar el pH, la conductividad eléctrica y medir los nitratos y el amonio contenido Figura 4.5.8.

20

Figura 4.5.8. Medidor de pH y Conductividad eléctrica Los fertilizantes se mezclaron directamente en el tanque, siguiendo el orden de solubilidad partiendo del menos soluble. 4.6 Muestreo y control de variables. Para tomar las muestras de los valores del pH y conductividad eléctrica se utilizó un potenciómetro y para la toma de las variables ambientales (Temperatura, Humedad relativa e Iluminación se empleo un datalogger de la marca Vernier Figura 4.6.1.

Figura 4.6.1. Datalogger y sensores utilizados. Una vez al día se muestreo el pH, la conductividad eléctrica en la solución nutritiva así como las variables ambientales realizándose por las mañanas entre las 12 y 13 horas durante 30 días de cultivo. La conductividad eléctrica se mantuvo en 2.0 mS/cm, Para ajustar el pH se utilizó una solución

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amortiguadora buffer con pH de 6.0 para tres tratamientos y otra de 7.0 para los otros dos tratamientos.

4.7 Prototipo y tratamientos muestreados. En el prototipo final se instalaron cinco tubos para el cultivo de lechuga por los cuales se hizo circular una solución nutritiva para cada tubo, se aumento el flujo con el fin de mejorar la oxigenación, se tomaron medidas de varios factores dentro del cultivo con el objetivo de analizar el comportamiento de los nutrientes dentro de la solución y del crecimiento de las lechugas. Se establecieron 5 tratamientos dentro de los cuales cada tubo fue un tratamiento. Se propuso la Tabla 4.7.1 para desarrollar el estudio. Tabla 4.7.1 Formato de los tratamientos propuestos. Formato para la toma de datos del sistema recirculante Fecha xx/xx/xx Hidróponia Hidróponia + Acuaponia Variables medidas Sin fert. foliar Sin Calcio foliar Calcio Foliar pH=6.5 pH=6.5 pH=7.0 pH=7.0 pH=6.5 No. Tubo 1 2 3 4 5 Longitud Raiz(cm) Peso (g) Area foliar (cm2) Amonio Nitratos

Para alimentar de solución nutritiva a los tubos 2 y 5 se utilizó un mismo tambo con capacidad de 200 litros, con un pH de 6.5, sin embargo el tubo numero 5 se le aplicó fertilización foliar que contenía Calcio, dando así dos tratamientos. Los otros dos tratamientos se obtuvieron alimentando al tubo numero 3 y 4 con una solución nutritiva con pH de 7.0, sin embargo el tubo 4, se le aplicó fertilización foliar de calcio. El quinto tratamiento se obtuvo aplicando la solución nutritiva recomendada para el cultivo de hidroponía de lechuga Tabla 4.7.2, en un tercer recipiente de 200 litros de capacidad y con un pH de 6.5. 22

Tabla 4.7.2. Cantidad y tipo de fertilizante aplicado en el tubo numero 1.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Fertilizante CA(NO3)2 NH4NO3 KNO3 H3PO4 MgSO47H20 FeSO46H2O MnSO44H2O CuSO45H20 ZnSO47H20 H3BO3

Cantidad 47 34 109 18 111 1,99 0,4 0,4 0,044 0,4

unidad g g g ml g g g g g g

La aplicación foliar para el tratamiento del tubo 4 y 5, se realizó cada tercer día con una duración de aplicación de 2 minutos, siendo el volumen aplicado de 6 litros, para garantizar la aplicación uniforme se instalaron 3 nebulizadores con gasto de 1 litro por minuto cada uno, separados 2 m uno del otro. La altura de los nebulizadores fue de 35 cm perpendicular a las lechugas (Figura 4.7.1 y Figura 4.7.2).

Figura 4.7.1 Diagrama del sistema de nebulización

Figura 4.7.2 Nebulización del tratamiento 4 y 5. 23

Para mantener las lechugas sostenidas sobre los tubos de PVC, se utilizaron vasos de plástico como se muestra en la Figura 4.7.3

Figura 4.7.3 Diagrama del vaso para sostener las lechugas. La Figura 4.7.4 muestra los una lechuga dentro del vaso para sostenerla y absorba los nutrientes del tubo de PVC.

Figura 4.7.4. Lechuga dentro del vaso de plástico para su sostén en los tubos de PVC. En la salida de cada bomba se colocó una conexión tipo T con dos de sus extremos conectados a válvulas manuales de dos vías que regulan el flujo que circula hacia el tubo y el sobrante regresa al tanque. Con esta conexión la 24

bomba no se sobrecargo y el flujo del tubo se fijo en 5 lpm. La figura 4.7.5 muestra la conexión de la bomba.

Figura 4.7.5. Bomba para circulación de la solución con regulación de flujo. 4.8 Cálculo de la solución nutritiva Los cálculos realizados para la solución nutritiva que se suministra a cada cultivo, se basaron en base a los requerimientos propuestos por la tabla 4.7.2. Para el tubo número uno de hidroponía pura, y del tubo 2 al 3 fue la misma que de la tabla 4.7.2, solo que no se agrego nitrato de calcio, ya que en el tubo 4 y 5 llevaría fertilización foliar.

4.9 Muestreo de parámetros de crecimiento de lechuga, clima y solución nutritiva. Se analizaron tres lechugas de cada tubo aleatoriamente para sacar un promedio para cada tubo de las siguientes características: Peso. Usando una balanza con un rango de 0 a 2000 g, se pesaron cada una de las lechugas y se anotaron sus pesos para su posterior análisis. Las muestras de peso se tomaron una vez al día entre 7 y 10 de la mañana durante los 30 días que duro el experimento, teniendo en cuenta que el recipiente en donde estaban depositadas las lechugas pesaba 5 gramos, los pesos se registraron y analizaron en una hoja de cálculo de Excel. Longitud de Raíz. Para la longitud de raíz de la lechuga se utilizó una cinta métrica de 1 m y se anotaron los datos en el formato propuesto. Se registraron datos durante 30 días, la longitud de raíz se midió desde extremo inferior del 25

recipiente que contenía a las lechugas hasta la punta de la raíz de las lechugas.

4.10 Crecimiento foliar. En este trabajo de investigación propuso la realización de un método conocido como no destructivo para observar el crecimiento de la lechuga, para esto se utilizaron imágenes digitales para obtener el área foliar de cada planta cada tercer día, y así construir una curva característica que determinó el comportamiento del crecimiento por día de la planta durante todo el ciclo vegetativo. Se realizó el monitoreo del cultivo utilizando una cámara digital cybershot de 10 megapixeles (Figura 4.10.1) y se colocó de manera que se obtuviera una fotografía de vista en planta a 50 cm. Se tomó una fotografía a cada uno de los tubos enumerados del 1 al 5 y abarco tres lechugas de un mismo tubo, por lo que se obtuvieron 5 fotografías cada tercer día.

Figura 4.10.1 Se consideraron las siguientes precauciones para obtener una imagen con una nitidez y brillantez adecuada a cada planta y, de esta forma, destacar todos sus detalles. Se mantuvo fija la cámara al momento de tomar la fotografía, a una distancia de 50 cm y un ángulo de 90±; con respecto a los tubos de PVC. Se colocaron marcas a los tubos de PVC, con el fin de no perder el ángulo y posición de estas y reconocer a que tratamiento corresponde cada fotografía. La toma de las imágenes se realizaron por la tarde aproximadamente entre 5 y 6 pm. 26

Las imágenes fueron analizadas mediante el software ImageJ, con el que se obtuvo el área de crecimiento de la capa superior de la lechuga y posteriormente se analizaron los datos en una hoja de cálculo de Excel. El procedimiento para la obtención del área foliar de lechuga se muestra en el anexo 9.3 Gasto de agua. Los tanques utilizados tenían la misma capacidad de 200 litros, sin embargo el nivel de solución nutritiva inicial fue de 140 litros para cada tubo, dejando inicialmente 40 litros dentro de los tubos de PVC, los tanques fueron graduados en litros para medir el gasto de diario de agua, por evaporación y consumo de las lechugas.

4.11 Medición de nitratos y amonio presentes en la solución nutritiva. Con lo que respecta al amonio y a los nitratos, estos se midieron con los sensores de HANNA instruments,

empleándose el sensor de amonio y de

nitratos para su análisis.

5

RESULTADOS:

5.1 Variables ambientales dentro del invernadero. En el Cuadro 5.1, se observan las variables ambientales tomadas dentro del invernadero. Únicamente se indican

los valores mínimos y máximos

registrados durante la fecha indicada, ya que los datos registrados cada día por el Datalogger eran en total 288 datos por cada 24 horas, es decir 12 datos por hora con intervalos de 5 minutos entre toma de un dato a otro. En el Cuadro 5.1, se aprecia que la Radiación solar oscilo entre los 0.2 y 523.7 Lux, el día 26 de Noviembre del 2009, La Humedad relativa entre 11.61 y

27

99.18 % y La Temperatura estuvo entre los 4.3 ⁰C como mínima el día 27 de Noviembre y 39.4 ⁰C como máxima, el 25 de Noviembre de 2009. A continuación se muestran los gráficos de las variables ambientales registradas durante un periodo de 24 horas para diferentes fechas analizadas. Los gráficos del 5.1.1 al 5.1.3 es donde se pueden observar los valores máximos y mínimos registrados en el periodo de 24 horas, cabe mencionar que la hora cero corresponde a las 13:00 horas. Se observa en la tabla 5.1.2, que la iluminación media máxima se presento entre las 13:00 y 16:00 horas, al igual que las temperaturas medias máximas como se presenta en el Grafico 5.1.3. La Humedad relativa mínima también se presento durante esas mismas horas de acuerdo al gráfico 5.1.2, y las temperaturas mínimas se presentaron entre las 4:00 y 7:00 AM, así como la máxima humedad Relativa de acuerdo al los Gráficos de Humedad Relativa y Temperatura mostrados. Cuadro 5.1. Variables ambientales medidas dentro del invernadero

Fecha 23-nov-09 25-nov-09 26-nov-09 27-nov-09 28-nov-09 29-nov-09 30-nov-09 02-dic-09 03-dic-09 04-dic-09 05-dic-09 06-dic-09 11-dic-09

Radiación Solar ( Lux) Mínima Máxima 0.4 512.8 0.4 522.9 0.4 523.7 0.4 521.2 0.2 522.2 0.4 521.2 0.4 521.8 0.2 519.2 0.4 516.9 0.2 516.3 0.2 517.5 0.2 517.7 0.2 520.5

Humedad Relativa (%) Mínima Máxima 12.94 95.17 12.05 96.88 17.36 93.49 19.44 98.25 14.47 99.18 12.39 97.69 11.61 97.69 13.39 94.76 17.77 93.05 20.34 91.67 21.71 88.4 15.58 83.72 16.88 95.8

Temperatura ⁰C Mínima Máxima 7.1 32.3 7.4 39.4 8.7 38.7 4.3 31.4 5 33.4 5.3 33.2 5.2 34.7 8.7 32.5 6.6 28.6 11.2 28.9 9.9 28.6 10.9 29.9 7 34.3

Gráfico 5.1.1. Iluminación del día 26 de Noviembre 2009

28

Gráfico 5.1.2. Humedad Relativa del 28 de Noviembre de 2009

Gráfico 5.1.3. Temperatura del 25 de Noviembre de 2009

A continuación en la Tabla 5.1.2 se presentan los valores medios de las variables climáticas registradas durante un día de 24 horas.

Tiempo ( h) 15:00:00 16:00:00 17:00:00 18:00:00 19:00:00 20:00:00 21:00:00 22:00:00 23:00:00 0:00:00 1:00:00 2:00:00 3:00:00 4:00:00

T. (˚C) 30,50 26,00 21,80 16,60 15,40 12,20 10,50 9,60 8,60 8,50 8,60 7,60 7,50 6,30

HR (%) 20,15 27,25 41,25 48,31 56,41 78,37 86,96 90,63 92,19 88,14 91,93 94,31 95,61 97,54

Rad. (Lux) 518,00 510,10 502,80 90,40 0,40 0,80 0,40 0,40 0,40 2,60 0,40 0,60 1,10 0,80 29

5:00:00 6:00:00 7:00:00 8:00:00 9:00:00 10:00:00 11:00:00 12:00:00 13:00:00 14:00:00 15:00:00

6,10 5,20 5,20 8,50 12,80 18,40 21,00 26,30 29,00 32,20 33,40

95,35 97,51 98,88 82,94 60,76 45,83 35,09 29,92 18,92 16,10 17,36

0,40 2,10 5,50 488,90 494,20 501,50 506,90 514,10 518,80 522,20 519,50

5.2 Longitud de raíz. De acuerdo

al grafico 5.2.1. El tratamiento con hidroponía obtuvo mayor

longitud de raíz promedio, y en segundo lugar lo obtuvo el tratamiento con pH de 6.5 con calcio foliar. Y en el grafico 5.2.2 se observa que el tratamiento de pH=7.0 + Calcio foliar presenta menos variación en cuanto a los datos tomados. Y la de hidroponía normal presenta mayor variación debido a que el crecimiento de lechuga es más rápido porque este tratamiento presentó que todos los fertilizantes estuvieron en la misma solución y en la cantidad requerida por la planta, lo que permitió que cada lechuga absorbiera mayor cantidad de nutrientes y crecieran de manera distinta.

30

Grafico 5.2.1. Desarrollo medio de la longitud de raíz.

Desviación estandar de la Longitud de raíz 12,0 10,0

Desviación Estandar

8,0 6,0 4,0 2,0 0,0

18-nov-09

23-nov-09

28-nov-09

-2,0

3-dic-09

8-dic-09

13-dic-09

18-dic-09

23-dic-09

Fecha LONGITUD DE RAIZ Hidróponia optima Sin fert. foliar pH=6.5 A LONGITUD DE RAIZ Hidróponia Sin Calcio foliar pH=6.5 B

LONGITUD DE RAIZ Hidróponia Sin Calcio foliar pH=7.0 C LONGITUD DE RAIZ Hidróponia Calcio Foliar pH=7.0 D LONGITUD DE RAIZ Hidróponia Calcio Foliar pH=6.5 E

Grafico 5.2.2. Desviación estándar de longitud de raíz.

5.3 Peso de las lechugas. Se obtuvo un mayor peso promedio en gramos para el tratamiento de hidroponia con las condiciones de fertilizacion propuestas y de pH de 6.5, así como el tratamiento de aplicación foliar de calcio y pH de 6.5 Grafico 5.3.1. Y en el grafico 5.3.2 la que presenta menos variacion son el tratamiento 2 y 5.

31

COMPORTAMIENTO DEL PESO 350,0 300,0

PESO EN (g)

250,0 200,0

150,0 100,0 50,0

0,0 18-nov-09

23-nov-09

28-nov-09

3-dic-09

8-dic-09

13-dic-09

18-dic-09

23-dic-09

FECHA Hidróponia Sin fert. foliar pH=6.5 A

Hidróponia + Acuaponia Sin Calcio foliar pH=6.5 B

Hidróponia + Acuaponia Sin Calcio foliar pH=7.0 C

Hidróponia + Acuaponia Calcio Foliar pH=7.0 D

Hidróponia + Acuaponia Calcio Foliar pH=6.5 E

Grafico 5.3.1. Comportamiento del peso medio en los tratamientos.

Desviación estandar del Peso 16,0 14,0

Desviación estandar

12,0 10,0 8,0 6,0 4,0 2,0 0,0 18-nov-09 -2,0

23-nov-09

28-nov-09

3-dic-09

8-dic-09

13-dic-09

18-dic-09

23-dic-09

Fecha INCREMENTO EN PESO Hidróponia Sin fert. foliar pH=6.5 A INCREMENTO EN PESO Hidróponia Sin Calcio foliar pH=6.5 B INCREMENTO EN PESO Hidróponia Sin Calcio foliar pH=7.0 C INCREMENTO EN PESO Hidróponia Calcio Foliar pH=7.0 D INCREMENTO EN PESO Hidróponia Calcio Foliar pH=6.5 E

Grafico 5.3.2. Comportamiento del peso medio en los tratamientos. 32

5.4 Nitratos y amonio. En la toma de datos para determinar las concentraciones de nitratos y amonio, los valores que se obtuvieron estuvieron por encima de los valores máximos del rango de los sensores es decir: El amonio siempre fue mayor de 3.0 mg/L y los nitratos mayores de 100 mg/L. Ya que no hubo ningún agente como bacterias que pudiera transformar el amonio en nitratos para que los aprovechara la raíz (Tabla 5.4.1). Tabla 5.4.1. Cantidad de Nitratos en la solución nutritiva. Fertilizante

Ca(NO3)2 NH4NO3 KNO3

Gramos

Porcentaje de ion

47 Ca=19 % 34 NH4=23% 109 K=39%

N=15% N=35% N=14%

Nitrógeno(g)

7,05 5,1 16,35

Anión

Ca= NH4= K=

Gramos

NO3 (g) mg/litro de NO3

8,93 7,82 42,51

38,07 26,18 66,49 Total=

190,35 130,9 332,45 653,7

5.5 Turgencia de las lechugas. Con lo que se refiere a la turgencia de las lechugas, esta prueba no se realizo experimentalmente,

sin

embargo

tocando

algunas

lechugas

de

cada

tratamiento manualmente, se pudo observar gran diferencia entre las lechugas que estuvieron en condiciones de hidroponía optima con pH de 6.5 y con todos los nutrientes aplicados en la forma recomendada por la literatura. Teniendo una mayor turgencia las que tenían calcio foliar y principalmente las de pH de 6.5.

5.6 Sabor de las hojas de lechuga. Para determinar el sabor de las lechugas se hizo una prueba ingiriendo una pequeña parte de el extremo de las hojas de una lechuga de cada tratamiento realizado, ya que en el extremo es donde se obtiene una menor cantidad de azucares, y se obtuvo que las lechugas de hidroponía de pH de 6.5 en condiciones normales tenían mejor sabor y en segundo término estaba la de pH de 6.5 y que se le aplico calcio vía foliar. En condiciones no tan agradables se obtuvo que las lechugas de pH de 7.0 tuvieron un sabor menos agradable. 33

5.7 Área foliar. En la tabla 5.7.1, se observan los datos promedios obtenidos del área foliar de las hojas de lechuga. Se registraron cada tercer día a partir del 21 de noviembre de 2009 hasta el 19 de diciembre del mismo año. La toma de las fotografías fue cada tercer día (Figura 5.7.1), esto con la finalidad de poder observar una variación en el aumento del área foliar. Y en el grafico 5.7.1 se observan las tendencias de cada tratamiento.

Figura 5.7.1Vista en planta de tres lechugas, que cumple con los requisitos para su análisis con el software ImageJ

Tabla 5.7.1. Datos promedio del área foliar (mm2)

21-nov-09 23-nov-09 25-nov-09 27-nov-09 29-nov-09 1-dic-09 3-dic-09 5-dic-09 7-dic-09

Hidróponia Sin fert. foliar pH=6.5 A 12114.1 12101.3 17958.0 25157.9 30170.7 40291.5 47180.5 51123.7 56163.3

ÁREA FOLIAR Hidróponia + Acuaponia Sin Calcio foliar Calcio Foliar pH=6.5 pH=7.0 pH=7.0 pH=6.5 B C D E 2156.9 4544.3 4440.1 2894.0 2876.9 6083.5 6164.7 5412.1 3601.3 9445.6 8642.4 7783.7 6576.6 12758.7 11912.1 10185.6 8013.5 14901.2 13536.6 11352.7 10104.6 19239.9 16894.2 12734.3 12714.2 19664.8 20380.1 14599.3 14648.2 23209.9 23230.6 16798.7 16883.6 27303.5 26814.5 19243.5 34

9-dic-09 11-dic-09 13-dic-09 15-dic-09 17-dic-09 19-dic-09

61202.9 74915.7 92628.4 109641.2 126654.0 148666.7

19119.1 22465.0 25486.0 28932.3 30688.4 37444.5

37786.4 41702.5 48956.8 56211.1 87329.0 108446.9

33769.9 37351.1 38935.4 55476.1 64138.8 77801.4

25055.7 28284.7 32674.4 36944.1 40227.8 49511.4

Grafico 5.7.1 Incremento del área foliar calculada con ImageJ.

Se observa en el Grafico 5.7.1, que existe un mayor aumento de área foliar para el tratamiento de hidroponía sin fertilización foliar con pH=6.5 (Figura 5.7.1).

35

Figura 5.7.1, Área foliar de lechuga de pH de 6.5

6

CONCLUSIONES

La lechuga se desarrolla mejor en un ambiente en el que se proporciona todos los elementos minerales en una misma solución y en las cantidades recomendadas en la literatura. La fertilización foliar de calcio no tiene efecto en el rendimiento del cultivo, si no se suministran adecuadamente en las cantidades requeridas los demás elementos. El peso promedio obtenido de cuatro tratamientos fue de 200 gramos aproximadamente, esto indica que se obtuvieron lechugas muy pequeñas que no alcanzaron a desarrollar completamente. El tratamiento del tubo uno con pH de 6.5 y con la fertilización recomendada por la literatura fue la que obtuvo mejor peso de 300 gramos en promedio aproximadamente. La longitud de raíz mostro que la planta tenía una mayor capacidad para asimilar una mayor cantidad de nutrientes y con ello mayor ganancia de peso, área foliar y calidad como sabor y turgencia. Si no se cuenta con un biofiltro los fertilizantes que contienen amonio no podrán ser reducidos a nitratos y por tanto la planta no es capaz de aprovecharlos. El ambiente climático dentro del invernadero se debe mantener en las mejores condiciones que requiere el cultivo de lechuga en estudio, ya que una variación por abajo o por arriba de lo demandado por la planta puede causar un déficit de calidad.

36

7

RECOMENDACIONES

Se recomienda que las lechugas sean transplantadas al tiempo que salen las tres primeras hojas, es decir a los 15 días aproximadamente, ya que esto puede traer una uniformidad de tamaño muy variable. Tomar las lecturas de las variables ambientales a una misma hora todos los días que se desea muestrear. Prevenir que el invernadero donde se está trabajando, contenga infiltraciones del ambiente exterior que favorezcan la introducción de plagas. Tratar de que no haya ningún cultivo dentro del mismo sitio donde se está llevando la investigación y más si se trata de un cultivo contaminado de plagas o enfermedades, ya que puede causar daños en la calidad de las lechugas. Hacer un control de la cantidad de fertilizante que se está aplicando y preferentemente aplicarlo en un intervalo de tiempo constante, como por ejemplo de una semana. Si se aplico una formula de fertilización se debe aplicar la misma durante todo el ciclo de investigación del cultivo, ya que puede causar muchos errores si se llega a cambiar de formula de fertilización. Checar constantemente diariamente el pH de la solución nutritiva y la conductividad para garantizar que los valores son los adecuados que se han planteado en un inicio para su estudio.

37

8

LITERATURA CITADA

i.

Abou-Hadid, A.F., Abd-Elmoniem, E.M., El-Shinawy, M.Z., AbouElsoud, M., 1996. Electrical conductivity effect on growth and mineral composition of lettuce plants in hydroponic system. Acta Hortic. 434, 59– 66.

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Borowski , E. 1994. Response of lettuces to nitrogen forms in conditions of full and halved air humidity. Annals Universitatis Mariae Curie klodowska, Sectio EEE, Horticultura 2, 73-83.

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Brian E. Whipker, Todd J. Cavins and William C. Fonteno, 2001. “1, 2, 3’s PourThru”, Florex.005, North Caroline State University.

iv.

Carlos Baixauli Soria, José M. Aguilar Olivert, “Cultivo sin suelo de hortalizas: Aspectos prácticos y experiencias”, Generalitat Valenciana, Valencia, 2000.

v.

Carrasco, G., Ramirez, P., Vogel, H., 2007. Effect of the electrical conductivity of the nutrient solution on yield and essential oil in basil grown by NFT. Idesia 25, 59– 62.

vi.

Lastra O., L.T. Maria, R. Bruno, R. Mainor. 2009. RESPONSE OF HYDROPONIC LETTUCE CULTIVARS TO DIFFERENT TREATMENTS OF NITROGEN: GROWTH AND FOLIAR NITRATE CONTENT. IDESIA (Chile) vol. 27, (Chile)

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Howard M. Resh, Ph. D., “Cultivos Hidropónicos”, Ediciones MundiPrensa, 3ª. Edición, Madrid, 1992.

viii.

M.G. Karlsson and J.W. Werner 2009. Hydroponic Greenhouse Lettuce Production in Subarctic Conditions Using Geothermal Heat and Power Acta Hortic., Alaska, USA.

ix.

Myeong Whoon Seo a, Dong Sik Yang b,1, Stanley J. Kays c, JunHong Kim d, Jin Ho Wood, Kuen Woo Park d,*. 2009. Effects of 38

nutrient solution electrical conductivity and sulfur, magnesium, and phosphorus concentration on sesquiterpene lactones in hydroponically grown. Scientia Horticulturae 122 x.

R Dimsey et al. Department of Primary Industries – Victoria. 2004. Improving Lettuce Insect Pest Management – Victoria, Australia.

xi.

Sonia Rodríguez de la Rocha, MC G., “Diferentes Cultivos”, Chihuahua, 2002.

xii.

VAN DER BOON, J., STEENHUIZEN, J. 1986. Nitrate in lettuce on recirculating nutrient solution. Acta Hort. 178, 67-72.

xiii. 9

ANEXO FOTOGRAFICO

9.1 Fotografías durante el experimento

39

9.2 Diagrama del circuito electrónico para la recirculación de la solución nutritiva Cuando se activa el transistor, se activa la bobina del relevador. En el relevador las bombas están conectadas a los interruptores normalmente abiertos, de tal forma, que al activarse la bobina del relé, se activan las bombas.

40

9.3 Calculo del área foliar utilizando el software ImageJ Las imágenes se analizaron utilizando el programa ImageJ siguiendo el procedimiento que a continuación se menciona i.

Se ejecuta el programa y aparece la ventana principal de ImageJ que está conformada por una barra de menús, barra de herramientas y una barra de estado (Figura 9.3.1), se dirige a File –› Open y se elige una fotografía para analizar.

Figura 9.3.1 ii.

Después aparece una nueva ventana (Figura 9.3.2) con la fotografía, se selecciona en la barra de herramientas el icono de line selection tolos y se dibuja una línea sobre un objeto cuya distancia se conoce de principio a fin. 41

iii.

Se convierte la imagen que esta a color a una imagen en escala de grises: Image –› Type –› 8-Bit.

Figura 9.3.2 iv.

Se selecciona Analyze –› Set Scale (Figura 9.3.3), con la finalidad de establecer la escala real y así obtener un área correcta.

Figura 9.3.3 42

v.

Se selecciona Process –› Binary –› Make binary y de manera automática ImageJ incluye solamente áreas con color verde. (Figura 9.3.4)

Figura 9.3.4 vi.

Para el cálculo de una porción de área se va a Analyze –› Analyze Particles y en la ventana (Figura 9.3.5) se introduce 50 en Size y en mostrar; Outlines y se selecciona en Display Results.

43

Figura 9.3.5 vii.

Se presiona OK y aparece otra ventana (Figura 9.3.6), que solo muestra el área total de las tres lechugas que pertenecen a un tubo en particular. Después se obtiene el área promedio

Figura 9.3.6

9.4 Instructivo para el uso de los instrumentos de medición de nitratos y amonio. Uso del aparato medidor de nitratos HI 93828 de Hanna Instruments. (Figura 9.4.1)

Figura 9.4.1 Especificaciones del aparato 44

I.

Rango: 0 a 100 mg/L

II.

Resolucion: 1 mg/L

III.

Exactitud: ± 1 mg/L

Procedimiento para realizar una determinación de la cantidad de nitratos para una muestra de agua. I.

Encender el aparato presionando ON/OFF

II.

Cuando en la pantalla LCD del aparato muestre “- - -”, éste está listo para ser usado.

III.

Introducir 6 mL de muestra de agua al frasco que viene junto al aparato, procurando no tocar las paredes de vidrio directamente con los dedos. Y tapar el frasco.

IV.

Introducir el frasco dentro del orificio del aparato

V.

Presionar ZERO y “SIP” aparecerá en la LCD.

VI.

Esperar unos pocos segundos y se mostrara en la LCD “-0.0-”. Ahora la muestra esta lista para ser medida.

VII.

En seguida remover el frasco del aparato y destaparlo para agregarle un sobre de un HI 93728-0 Nitrate Reagent.

VIII.

Tapar el frasco y agitarlo de arriba abajo rápidamente durante 10 segundos y continuar agitándolo ahora de un lado a otro por 50 segundos. Al finalizar el proceso se introduce en el orificio del aparato

IX.

Presionar READ TIMED y esperar 4:30 minutos hasta que el aparato muestre el valor.

X.

El aparato muestra la concentración de nitratos en mg/L de la muestra.

Uso del aparato medidor de amonio de bajo rango HI 93700 de Hanna Instruments. (Figura 9.4.2)

45

Figura 9.4.2 I.

ESPECIFICACIONES Rango de 0,00 a 3,00 mg / L

II.

Resolución 0,01 mg / L

III.

Exactitud: ± 0,04 mg / l ± 4% de la lectura

PROCEDIMIENTO DE MEDICIÓN I.

Encienda el medidor pulsando ON / OFF.

II.

Cuando la LCD muestra "- - -", Está listo el aparato.

III.

Llene el frasco hasta 1,5 cm (¾ ") por debajo del borde con 10 mL.

IV.

Coloque el frasco en el orificio del aparato y garantizar que la tapa quede posicionada de forma segura en la ranura.

V.

Pulse ZERO y "SIP" aparecerá en la pantalla.

VI.

Espere durante unos segundos y la pantalla mostrará "-0.0-". Ahora el medidor está en cero y listo para la medición.

VII.

Retire el frasco del aparato

VIII.

Añadir 4 gotas del primer reactivo.

IX.

Reemplace la tapa y agite la solución.

X.

Añadir 4 gotas del segundo reactivo

XI.

Reemplace la tapa y agite la solución.

XII.

Vuelva a introducir el frasco en el instrumento.

XIII.

Pulse READ cronometrados y la pantalla mostrará la cuenta regresiva antes de la medición, o, alternativamente, esperar 3 minutos y 30 46

segundos y pulse lectura directa. En ambos casos "SIP"

aparecerá

durante la medición. XIV.

El instrumento muestra directamente la concentración en mg / L del nitrógeno en forma de amoníaco (NH3-N) en la pantalla.

XV.

Para convertir la lectura a mg / L de amoníaco (NH3), el valor de la pantalla se multiplica por un factor de 1,214.

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