+ L'épuration biologique des eaux

F. Edeline L’épuration biologique des eaux THEORIE & TECHNOLOGIE DES REACTEURS 4e édition entièrement revue et complétée 5e tirage

CEBEDOC EDITEUR 2, rue Armand Stévart B·4000 Liège

11, rue Lavoisier F·75384 Paris cedex 08

Tél. (04) 252 00 86 Fax (04) 254 03 63

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L’ÉPURATION BIOLOGIQUE DES EAUX SOMMAIRE Avant-propos .................................................................................................... 5

LE MÉTABOLISME MICROBIEN 1. 2. 3. 4.

Energétique du métabolisme.............................................................................9 Métabolisme des décomposeurs......................................................................27 Enzymologie......................................................................................................39 Dynamique des populations microbiennes ....................................................53

LES RÉACTEURS HÉTÉROTROPHES 5. 6. 7. 8. 9.

Réacteurs aérobies à biomasse fixée (lits bactériens) ...................................81 Réacteurs aérobies à biomasse en suspension (boues activées)..................127 Réacteurs anaérobies (méthaniseurs)...........................................................179 Dénitrificateurs hétérotrophes......................................................................225 Sulfatoréducteurs ...........................................................................................235

LES RÉACTEURS AUTOTROPHES 10. Nitrificateurs...................................................................................................241 11. Dénitrificateurs autotrophes .........................................................................255

LES RÉACTEURS MIXTES 12. Réacteurs algo-bactériens (étangs de stabilisation) ....................................259 13. Déphosphateurs biologiques..........................................................................275 14. Réacteurs à charbon actif..............................................................................283

Photo de couverture : Rotifère + flocs + bactéries filamenteuses de Sphaerotilus natans + quelques protozoaires pédonculés. Grossissement 100 × (Prof. J. Brakel et M. Culot, Faculté des Sciences Agronomiques de Gembloux, UER de Microbiologie).

APPENDICE Les domaines d’application...........................................................................291 Liste des notations et symboles utilisés ........................................................297

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Avant-propos

F. EDELINE est Ingénieur Chimiste A.I.Gx, Directeur honoraire du Cebedeau, Professeur à la Faculté des Sciences Agronomiques de Gembloux.

Cet ouvrage n’est pas un traité de microbiologie, on n’y trouvera donc pas de développements détaillés sur le métabolisme des microorganismes, par exemple la description des différents cycles et filières comme Krebs, Entner-Doudoroff, EmbdenMeyerhoff, Calvin, etc. On n’y trouvera pas davantage de clé détaillée pour l’identification des microorganismes, ni un inventaire fouillé des enzymes et de leur mécanisme d’action. Au contraire on a essayé d’extraire de ce corps impressionnant de connaissances quelques lignes synthétiques claires, point trop simplifiées, et qui permettent de guider l’ingénieur sanitaire aussi bien dans le choix des procédés d’épuration que dans l’interprétation de leurs dysfonctionnements.

DU MÊME AUTEUR : L’épuration physico-chimique des eaux THÉORIE & TECHNOLOGIE Editions Cebedoc, 1996

Pour ceux qu’intéresserait l’approfondissement de ces matières, nous les renvoyons aux quelques excellents ouvrages suivants : B ROCK , T.D., M ADIGAN , M.T. (1991). Biology of microorganisms (6th ed.). Prentice-Hall Int. Ed. Buck H., Buck S. (1987), Mikroorganismen in der Abwasserreinigung, F. Hirthammer Verlag München. CURDS, C.R. (1969). An illustrated key to the British ciliated protozoa commonly found in activated sludge, (Water Poll. Res. Technical Paper n° 12). FOX J.C., FITZGERALD P.R., LUE-HING C. (1981), Sewage organisms : a color atlas, The Metropolitan Sanitary District of Greater Chicago, Illinois. GAUDY, A.F., GAUDY, E.T. (1980). Microbiology for environmental scientists and engineers, Mc Graw-Hill. PIRT, S.J. (1975). Principles of microbe and cell cultivation, Blackwell (Oxford). VEDRY B. (1987), L’analyse écologique des boues activées (SEGETEC). La présente version des chapitres introductifs consacrés à la biocinétique et à la bioénergétique doit beaucoup à l’érudition et à la pratique pédagogique de mes collègues à la Faculté des Sciences Agronomiques de Gembloux, MM. Jacques Brakel et Marc Culot, respectivement Professeur et Chef de Travaux, que je remercie pour leur aide désintéressée. Liège, le 30 mai 1993 F. EDELINE

ISBN 2-87080-030-4 © Editions CEBEDOC sprl, Liège, 1997 Tous droits de traduction, d’adaptation et de reproduction réservés pour tous pays. Printed in Belgium — D/1997/0243/3

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PREMIERE PARTIE

Le métabolisme microbien

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CHAPITRE PREMIER

Energétique du métabolisme

La matière vivante est thermodynamiquement instable, et ne peut se maintenir sans un apport continu d’énergie. Cette énergie provient du soleil (énergie lumineuse) ou de la dégradation des aliments. Le flux d’énergie solaire sur la terre est de 20 cal/m2. min. La matière vivante respecte les lois de la thermodynamique,et en particulier le 2e Principe, selon lequel l’entropie augmente toujours. Un transfert d’énergie ne se déroulera spontanément que s’il a lieu d’un niveau élevé vers un niveau bas : les réactions spontanées sont exergoniques. L’énergie libre ∆G est celle qui est rendue disponible au cours d’une réaction chimique isotherme et isochore (Tet P constantes). Cette énergie n’est toutefois pas récupérable intégralement en travail, une partie étant nécessairement dissipée en chaleur.

1. Variation d’énergie libre        

G = Potentiel thermodynamique à pression et température constantes, ou énergie libre (chez les anglo-saxons : F). H = Contenu de chaleur ou enthalpie. S = Entropie. T = Température absolue.

Par convention une énergie libérée par une réaction exothermique (∆H) ou exergonique (∆G) est considérée comme négative. L’équation ∆G = ∆H – T∆S (1.1) donne la variation d’énergie libre au cours d’une réaction. ∆H est la modification d’enthalpie ou chaleur de réaction. T∆S est la portion de l’énergie libre qui apparaît sous forme de chaleur, c. à. d. non utilisable : c’est la chaleur de réaction réversible. Selon Pöpel, elle se monte à 7-13 k cal. par g de C dégradé. Par ex., pour l’oxydation du glucose ∆G = – 691 kcal/mole dans un calorimètre, alors qu’on ne peut en fait récupérer que 673 kcal d’énergie chimique. On a donc : C6H12O6 + 6 O2 → 6 CO2 + 6 H2O T∆S = 18 kcal = ∆H – ∆G = – 673 – (– 691) kcal. En pratique, pour la dégradation de molécules organiques, le terme T∆S est faible devant ∆H, et on peut souvent admettre, pour les estimations, ∆G = ∆H. Ce sont les composés covalents, dont la dégradation libère beaucoup d’énergie, qui constituent 9

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ENERGETIQUE DU METABOLISME

des substrats intéressants pour les bactéries hétérotrophes. Pour d’autres processus, comme la dissolution de cristaux dans l’eau, c’est T∆S qui est le terme dominant, car le désordre croît beaucoup, alors que la chaleur change peu. Ce sont des composés électrovalents, dont la dégradation libère comparativement peu d’énergie, et qui ne sont donc pas utilisés par les microorganismes.

Soit enfin une réaction donnant lieu à l’équilibre : A+B

C+D

(1.2)

Lorsque cet équilibre est atteint, il n’y a plus de conversion de A et B en C et D ni réciproquement et le potentiel thermodynamique ne varie plus : ∆G = 0

L’énergie libérée n’est évidemment pas utilisée sous forme de calories (à peu près sans intérêt pour la cellule) mais pour effectuer un travail essentiellement chimique. Par exemple la synthèse d’une protéine à partir d’acides aminés exige ± 7 k cal par « reste » d’amino acide ; de même la synthèse des hydrates de C à partir de CO2 exige + 114 kcal/mole CH2O (cas du Nitrosomonas sp.). Pour la resynthèse du glucose il en faut donc environ : 6 x 114 = 684 ce qui correspond bien à ce qui est libéré par la décomposition du glucose.

(1.3)

A ce moment également on définit la constante d’équilibre K=

[C] [D] [A] [B]

(1.4)

L’équation générale pour le calcul de ∆G ∆G = RT ln

Toutes les oxydo-réductions cellulaires, accompagnées de transfert d’énergie (par transfert progressif d’hydrogène ou d’électrons) peuvent être caractérisées par un rH : un enzyme déterminé ne peut travailler à n’importe quel rH. Les couples redox se distinguent par leur potentiel redox ou par leur rH. On a : rH = colog [H2] = log 1 [H2] En milieu aqueux, les valeurs extrêmes sont :

[C] [D]

(1.5)

– RT ln K

[A] [B]

se simplifie alors en tenant compte de (2) et (3), et permet de poser ∆G° = – RT ln K

(1.6)

On appelle ∆G° potentiel thermodynamique normal de la réaction car on voit que si toutes les concentrations sont normales (égales à 1) dans (5), il reste (6). L’équation (5) permet de calculer le ∆G pour toutes conditions autres que l’équilibre. Le ∆G est exprimé en cal/mol et peut être calculé, mais il est également lié au rH et au potentiel redox, comme on va le voir. L’énergie libre libérée ou absorbée par une réaction est liée au saut de rH correspondant (∆rH)

H+

n rH = 0 pour [H2] = 1 atm H2 2 + 2e [A] (électrode normale à hydrogène, à pH 0). (N.B. tout réducteur plus fort réduit H2O). n rH = 41 pour [H2] = 10–41 O + H2O + 2e 2 OH– [B] (N.B. tout oxydant plus fort oxyde H2O). Le Eh est une notation équivalente au rH, et définie par Ox Eh = Eo + RT log Red Si on fait la mesure dans un système mi oxydé-mi réduit où [Ox] = [Red], le terme log Ox/Red = 0 et il reste E0, le potentiel normal. On choisit à nouveau comme zéro de l’échelle le potentiel de l’électrode normale à hydrogène, à pH 0. En biochimie, on préfère le noter E’h et le mesurer à pH 7, qui est à peu près le pH interne des cellules. On calcule que cela réduit le potentiel de 0,4 V (lorsque le nombre n d’électrons impliqués est le même que le nombre de protons) : nH+ E’h = Eh – 0,4 – ne Enfin on fait généralement la mesure par rapport à une électrode au calomel, plus commode que l’électrode à l’hydrogène. Cette électrode a un potentiel normal de + 250 mV par rapport à l’électrode à H2 : Eh = Ecal + 250

n ∆G° = 2,3 RT . ∆rH = 1420 ∆rH (à 37 °C) 1364 ∆rH (à 25 °C) C’est ainsi que la réaction globale H2 + 1/2 O2 = H2O fait passer le rH de 0 à 41 d’où ∆G°= – 1420 x 41 = – 58 000 cal/mol. ∆G est lié de même au saut de potentiel redox (∆E0) exprimé en mV ∆G° = nF∆Eo = 23,06 n∆E0 En effet F = 96 500 coulombs, et 1 cal = 4,186 joules. De même, on a rH = 2 pH +

Eh 29

d’où rH = 14 +

E’h 29

C’est précisément cette énergie (58 000 cal/mol) qui est libérée et récupérée en bout de chaîne par l’ATP au cours du métabolisme aérobie, où l’oxygène est l’accepteur final de l’hydrogène. Mais cette libération est étagée, grâce à plusieurs cytochromes. Ce sont donc d’une façon générale les réducteurs qui sont intéressants comme aliments pour les bactéries, car ce sont des réservoirs d’énergie chimique potentialisée : des donneurs d’hydrogène. Ex. : mat.organiques, H2, H2S, NH3…

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Fe+++ + 1/2 H2O Fe++ + 1/4 O2 + H+ - 1,04 O2

CHO

CO2

CHO

CO2

CO2

Sulfatoréduction

Nitrification

F. homolactique

Méthanogénèse

Nitratation

Ferrobactéries

CO2 Sulfooxydation

Méthanogénèse

CHO F. acétique

CO2

Fe++

CH4 + CO2 CH3 – COOH - 6,8 CHO CHO

NO3- 20 O2

CH4 + 2 H2O

NO2– + 1/2 O2 NO2-

CO2 + 4 H2 CO2 H2

- 32,2

2 CH3 – CHOH – COOH C6H12O6 CHO CHO

- 49,7

- 65 O2 NH4+

NO2- + H2O + 2 H+

2 CO2 + 2 H2

NH4+ + 3/2 O2

- 97 CHO

CHO F. alcoolique

2. Les deux faces du métabolisme En résumé on peut dire que les libérations d’énergie libres seront caractérisées, dans les systèmes vivants comme ailleurs, par un donneur d’électrons (ou un donneur d’hydrogène) et par un accepteur d’électrons (oxydant). Dans une chaîne métabolique, le premier et le dernier maillon de la chaîne sont particulièrement importants à identifier. Le premier est le substrat énergétique et caractérise une certaine spécialisation du microorganisme. Le dernier ou accepteur final d’électrons caractérise le régime métabolique (par ex. aérobie s’il s’agit de l’oxygène). Globalement la chaîne de réactions libérant de l’énergie est appelée catabolisme (ou dissimilation, ou oxydation).

Tableau 1.I – Quelques réactions énergétiques bactériennes (classées par ordre d’énergie libérée). F = fermentation.

Thiobacillus ferrooxidans

Nitrobacter

Lactobacillus

Nitrosomonas

Desulfovibrio

Thiobacillus sp.

O + HSCH3COO- + SO4- + 2 H+ SO4– –

CHO Dénitrification

HS– + 2 O2 - 190,4 O2 HS–

SO4– – + H+

Acetobacter sp. C6 H12O6 + 2 H2O CHO CHO

- 206

2 CH3COOH + 2 CO2 + 4 H2

Zymomonas sp. C6 H12O6 + H2O CHO CHO

- 226

2 CH3CH2OH + 2 CO2

Paracoccus denitrificans 5 C6H12O6 + 24 NO3- + 24 H+ NO3– CHO

- 638

6 CO2 + 12 N2 + 42 H2O

Sphærotilus natans 6 CO2 + 6 H2O C6H12O6 + 6 O2 - 686 O2 CHO CHO Organotrophes à respiration aérobie

Source Source Accepteur de carbone d’électrons d’électrons

∆G’° kcal/mol

Réaction énergétique globale

Organismes-types

ENERGETIQUE DU METABOLISME

Parallèlement, la cellule aura besoin d’une source de carbone pour synthétiser ses composants cellulaires. On verra que la source de carbone peut être la même que le substrat énergétique, mais que ce n’est pas toujours le cas. La chaîne des synthèses est appelée anabolisme (ou assimilation). On peut l’envisager comme composée de deux étapes. La première est la formation de précurseurs chimiques (au nombre de 12). Lorsque la source de carbone est une matière organique préformée, il suffit d’arrêter la chaîne catabolique au bon endroit pour obtenir les précurseurs souhaités. Sinon l’oxydation se poursuit, éventuellement jusqu’au stade CO2 et H2O. Lorsque la source de carbone est le CO2, les précurseurs devront être obtenus par synthèse. Les précurseurs, à leur tour serviront de matériaux de construction, et seront l’objet de synthèses dirigées pour aboutir aux composés précis dont a besoin la cellule.

3. Les sources d’énergie et les accepteurs d’électrons L’énergie est utilisée par les microorganismes essentiellement sous ses formes chimique et lumineuse. Le groupe le plus intéressant pour le génie sanitaire est celui des organismes hétérotrophes, qui tirent leur substance de l’oxydation de matières organiques préexistantes. Certaines de ces réactions sont aérobies, d’autres sont anaérobies, selon qu’elles utilisent ou non l’oxygène comme accepteur final d’électrons. On constate que les anaérobies fournissent (v. notamment dans l’oxydation du glucose) environ 20 fois moins d’énergie. Les deux types peuvent coexister dans une même cellule. On admet qu’un système est anaérobie si son Eh est < 250 mV. Pour tous ces organismes hétérotrophes, la matière organique est à la fois source de carbone et source d’énergie. Mais il y a en génie sanitaire un autre groupe important d’organismes, celui des autotrophes, parmi lesquels on distingue : n les phototrophes : ce sont les algues et les plantes, ainsi que certaines bactéries, qui utilisent l’énergie lumineuse pour synthétiser leur matière organique à partir de

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ENERGETIQUE DU METABOLISME

CO2. Le donneur d’hydrogène est alors H2O pour les plantes vertes, et H2S pour les bactéries soufrées, avec formation de O2 dans le premier cas et de S2 dans le second. Ce sont des photosynthèses, nécessitant des pigments spécialisés (chlorophylle, bactériochlorophylle).

des cellules (en mg O2/h. cellule) dans des cultures où on insuffle des mélanges O2 + N2 de plus en plus pauvres. On constate ainsi que la respiration reste constante pour 100 % > O2 > 25 % mais qu’ensuite elle décroît proportionnellement à la richesse en O2 pour 25 % > O2 > 0 %. Le cycle de Krebs est complètement arrêté lorsque O2 < 10 %, et de nombreuses autres observations sur les filières métaboliques (notamment concernant la formation d’acide acétique) sont faites. Il semblerait en conséquence exister 4 seuils marquant le passage du métabolisme aérobie au métabolisme anaérobie.

n Les chimiotrophes : dénués de pigments, oxydent diverses substances inorganiques et utilisent l’énergie ainsi libérée pour synthétiser ensuite la matière organique à partir de CO2, qui est leur source de carbone.

Tableau 1.II – Tableau des accepteurs d’électrons utilisables par les bactéries en fonction du potentiel redox (d’après LE GALL).

Le tableau 1.I donne le ∆G° correspondant à quelques composés covalents servant souvent de substrat aux hétérotrophes. Tableau 1.I – G oox pour l’oxydation complète de quelques composés covalents (en kcal/mol) (d’après SERVIZI & BOGAN).

glucose = fructose acide fumarique acide pyruvique acide butyrique acide glutamique acide lactique acide succinique lactose glycérol acide formique acide acétique acide propionique acide malique acide citrique glycine alanine phénol acide benzoïque (1) formaldéhyde (aq) benzène acétaldéhyde (1)

∆G° oxydation

∆G° formation

– 687 – 333 – 282 – 514 – 475 – 340 – 369 – 1 381 – 407 – 66 – 208 – 360 – 336 ~– 498 – 161 – 311 – 729 – 773 – 120 – 765 – 270

– 216 – 157 – 114,1 – 91,5 – 170,4 – 124 – 178,8

Forme oxydée O2 NO3– Fe+++ SO4– – H+ CO2

∆G° de quelques substances chimiques simples : O2 – 216 CO2 – 94,26 H2O – 56,69

Forme réduite → → → → → →

H2O N2 Fe++ S– – H2 CH4

Domaine de potentiel E’o (mV) + 200 à + 600 0 à + 200 – 200 à 0 – 400 à – 200 – 400

N.B. : Mn++++ se trouve immédiatement sous le fer.

En fait l’accepteur final des électrons, ou équivalents réducteurs enlevés aux substrats, change en fonction du potentiel redox du milieu, comme le montre le tableau 1.II. On voit que les métabolismes aérobie et anaérobie sont situés chacun aux possibilités extrêmes du redox.

– 113,6 – 85,1 – 94,5 – 92,1 – 211 ~– 294 – 87,8 – 88,9 – 11 – 59,2 – 31 – 29,8 – 31,9

L’extraordinaire variété des combinaisons possibles est montrée dans le tableau 1.III qui reprend les principales modalités intéressantes en génie sanitaire. Dans ce tableau, CHO désigne un composé organique. Une vue plus détaillée des chaînes de réactions venant du donneur à l’accepteur sera fournie au chap. 2, qui traite plus précisément des enzymes. Le schéma suivant montre comment s’opère le transfert d’H ou d’e d’un donneur à un accepteur. On voit qu’il s’agit toujours de réactions couplées, dont on a, chaque fois, donné ci-dessus la somme. Remarque : le système de transfert d’H2 ne nécessite pas d’O2, il est dit anaérobie, alors que le système de transfert d’électrons nécessite O2 et constitue la partie proprement aérobie du métabolisme. Seuls, les organismes aérobies disposent de ce système.

Beaucoup de bactéries, dites facultatives, sont capables de métaboliser leurs substrats à volonté en milieu aérobie ou anaérobie. On étudie actuellement (HARTLEY, 1985) les « switches » métaboliques en mesurant le taux de respiration spécifique

Toutes ces énergies sont stockées, transportées et utilisées essentiellement par l’ATP

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(adénosine-triphosphate) grâce à sa liaison riche, qui la véhicule par « paquets » de 7 000 à 9 000 cal./mol. Il y a donc quantification de l’énergie libérée, et perte d’énergie si une réaction libère moins de 8 000 cal./mol. C’est une des raisons pour laquelle les rendements ne sont jamais quantitatifs.

4. Rendement énergétique des aérobies Lors de la métabolisation de substrats bien équilibrés, abondants et non carencés en azote ou en phosphore, on observe des rapports constants entre le carbone assimilé et le carbone utilisé, et de même pour les électrons : C assimilé = 0,56 à 0,60 C utilisé e assimilés = 0,58 à 0,65 (l’IAWQ suggère de retenir 0,67) e utilisés Comme les substrats sont des donneurs d’électrons, on peut les caractériser par leur nombre d’électrons disponibles, qui se calcule comme suit :

L’ATP relibère l’énergie emmagasinée lors de son hydrolyse, à l’occasion de toutes les activités vivantes (p. ex. synthèses cellulaires). Il y a jusqu’ici six types connus de réactions capables de reformer l’ATP à partir d’ADP (adénosine diphosphate). Il y a une remarquable uniformité dans les cycles énergétiques et les cycles de dégradation enzymatique chez tous les êtres vivants, et en particulier chez les microbes.

Substrat

       

Produit oxydé

Ex. : le glucose vaut 24 électrons grammes, puisqu’il nécessite 6 O2 par C6H12O6.

Déshydrogénases

Flavoprotéine

n mesurer le nombre de moles d’O2 nécessaire pour l’oxydation complète d’une mole de substrat : ceci est identique à la DCO par mole. n multiplier le résultat par 4, qui est le nombre d’électrons-grammes nécessaires pour réduire une mole d’O2 selon O2 → 2 O -- .

Remarque : On voit que le rapport DBO doit toujours être ± 0,4 pour un substrat DCO dégradable.

Système de transfert d’H2

Tableau 1.III – Flux d’énergie dans la matière vivante. Tableau d’ensemble (DECKER, JUNGERMANN, THAUER).

Système de transfert d’électrons

Fig. 1.1 – Schéma général du métabolisme (d’après STANIER, DOUDOROFF et ADELBERG).

∆G kcal/mol

Chimiotrophie

Cytochromes

Accepteur d’électrons (hydrogénation)

Fermentation Glucose → 2 pyruvate– + 2 H++ 4 H (anaérobie)

4 H + 2 pyruvate– → 2 lactate–

– 47,5

Respiration (aérobie)

24 H + 6 O2 → 12 H2O

– 680,2

Phototrophie

Donneur d’électrons (déshydrogénation)

hν Photosynthèse H2O → 1/2 O2 + 2 H+ + 2e

2e + 2 H+ → 2 H

(**) + 56,7

le + Chl (*) → Chl

0

Glucose + 12 H2O → 6 HCO3– + 6 H+ + 24 H

hν Chlorophylle → Chl (*) + le

N.B. Le métabolisme de l’énergie apparaît comme un système d’hydrogénation et de déshydrogénation couplées. Chl (*) = Chlorophylle excitée. (**) C’est la photolyse de l’eau, qui exige autant d’énergie que n’en libère l’oxydation de H2.

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D’autre part on mesure en moyenne YATP = 10,5 gB/moleATP, que ce soit en milieu aérobie ou en milieu anaérobie (B = biomasse). L’énergie prise au milieu, qui est la somme de celle incorporée à la cellule et de celle dépensée par catabolisme, peut donc être calculée de deux façons : a) prendre le ∆H entre les produits entrants et sortants ; b) multiplier par 106,4 = 26,6 x 4 le nombre de moles d’O2 consommés par mole de substrat (le transfert de 4 e.gr d’une source organique à l’oxygène libère 106,4 kcal/mole). Puisque l’e.gr libère 26,6 k. cal d’enthalpie et permet la synthèse de 3,14 g de biomasse, on peut former : 0,118 g B/kcal. Il semblerait que pratiquement ce rendement soit égal à : 0,116 en aérobiose 0,130 en anaérobiose. Connaissant la proportion moyenne des divers composants organiques dans une cellule, ainsi que l’énergie nécessaire pour les produire à partir de leurs monomères, on peut calculer que la synthèse des polymères ne représente que ± 30 % de la dépense d’ATP des cellules (GUNSALUS et SCHUSTER, 1961). Le reste de l’ATP est utilisé pour les autres travaux énumérés en 2.5.2. Ex. : 7 à 8 % pour l’adsorption.

Les substances fermentées servent uniquement à la fourniture d’énergie, alors que le carbone assimilé vient presque intégralement de molécules préformées, obtenues par dégradation d’un substrat en ses monomères. Au point de vue thermodynamique, le ∆G conservé par les cellules est proportionnel au ∆G disponible (aérobie ou anaérobie). Par contre, l’application du Second Principe entraîne que ∆S ≥ 0 lors de la synthèse cellulaire. On peut distinguer quatre types de ∆S dans les opérations du métabolisme cellulaire : font décroître S.

n transfert de H conversion de nutriments en résidus

  

n condensation mise en ordre

  

       

font croître S.

pour que ∆S ≥ 0, la cellule doit donc produire un minimum de résidus (par calcul : 0,03 g/g) par g de biomasse formée. Mais en fait la cellule produit 3,3 fois plus de déchets que nécessaire (il y a des pertes dans la formation d’ATP comme on l’a vu). On peut admettre (ROELS, 1980) qu’en moyenne (pour 488 substances organiques communes) : 1 électron disponible = 26,616 ± 3,0 kcal d’enthalpie ; or 1 g bactéries sèches = 5,195 kcal (à la bombe) et 1 électron disponible permet la synthèse 5,195.3,14 = 16,3 kcal/e de 3,14 g de biomasse La chaleur des bactéries provient des substrats, mais sur 26,6 kcal disponibles  16,3 sont assimilés, (62 %)   10,3 sont dissimulés, (38 %)   

N.B. : L’application directe de ces formules d’équivalence aux stations d’épuration donnerait un taux constant de production de boue secondaire, ce qui n’est pas observé en pratique. En fait ce taux de 0,6 concerne les cultures non limitées , c.à.d. en phase de croissance exponentielle. Dans une station d’épuration, on est le plus souvent en phase de déclin, où les conversions ci-dessus sont partiellement compensées par la respiration endogène, (v. chap. 2) de sorte que la production de boue est moindre, parfois même nulle. Le rendement net de conversion de S en B, généralement noté Y, n’est donc pas une constante mais une fonction du taux de croissance µ (S = substrat).

Toute cette énergie passe par l’ATP, et on a (SERVIZI et BOGAN, 1963), si on appelle Y le poids de bactéries formées par rapport à l’énergie utilisée : Y = k1 NATP = – k1k2 ∆Gox = k1k2k3 DCO = 0,32 à 0,38 DCO

(1.7)

Tableau 1.IV – Rendement bactérien aérobie pour divers substrats (avec NH4+ comme source d’azote).

L’analyse qui précède est faite à partir des considérations de PAYNE (1970) et mène à mieux comprendre la signification de la DCO comme mesure de pollution. Une analyse différente, faite par ROELS (1980) met en évidence le fait que la mesure du carbone organique, aujourd’hui très en vogue, est au contraire un indice très discutable. L’analyse de ROELS se fait à partir du concept de « degré de réduction » γ. Celui-ci, lorsque la bactérie dispose de NH3 comme source d’azote, est défini comme suit :

Rendement Y (g biomasse/g DCO) Théorique Observé Glucose Ribose Glycérol Acide acétique Acide palmitique Hexane Benzène Acide glutamique Arginine (d’après SYKES, 1975).

0,39 0,39 0,38 0,34 0,35 0,32 0,29 0,36 0,32

0,38 – 0,42 – 0,41 0,34 0,34 – – 0,36 –

γ = 4a + b – 2c a

(1.8)

pour un substrat S de formule Ca Hb Oc. Le degré de réduction γ varie entre 0 (pour CO2) et 8 (pour CH4) et le γ de la biomole de ROELS, CH1,8O0,5N0,2 vaut 4,80 (v. également chap. 2). Comme une bactérie hétérotrophe se sert de son substrat à la fois comme source d’énergie et comme source de carbone, on peut supposer que le γ idéal pour un substrat sera celui qui n’exige d’elle ni un travail d’oxydation ni un travail de réduction, soit 4,80. En pratique, les

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Respiration spécifique des boues activées à la station municipale de Tirlemont R = consommation en mg O2/g BA min. t = température en °C

Le tableau 1.V qui reprend les diverses molécules possibles avec 2 atomes de C, et dont toutes donnent le même résultat en carbone organique, accuse très bien ces différences. Le ∆G° par Cmol peut être facilement calculé à partir du nombre de moles d’O2 nécessaire pour oxyder une mole de S, en utilisant le facteur 106,4 vu plus haut. Il en découle nécessairement que le ∆G° par Cmol est une fonction linéaire de γ et n’est aucunement lié au carbone organique. Tableau 1.V – Comparaison de diverses molécules à 2 carbones. Substance

CH3–CH3 CH2=CH2 CH3–CH2OH CH3–CHO CH3–COOH CHO–CHO COOH–COOH

γ

7 6 6 5 4 3 1

MO2/ MS

DCO mg O2/ mg S

mg O2/ mg C

∆G° kcal/ mol

3,5 3 3 2,5 2 1,5 0,5

3,73 3,43 2,09 1,82 1,07 0,83 0,18

4,67 4,00 4,00 3,33 2,67 2,00 0,67

(– 370) (– 320) (– 320) – 270 – 208 (– 159) (– 53)

PM

30 28 46 44 60 58 90

5. Rendement énergétique des anaérobies Le rendement de croissance des anaérobies semble valoir en moyenne 10,5 (max. : 15) en ATP. Ce serait donc une constante biologique, puisqu’il est identique à celui des aérobies (ρATP = g de biomasse synthétisée par mole d’ATP). La mesure doit se faire en condition énergie limitée, et en phase logarithmique de croissance. En outre, la valeur 10,5 n’est valable que si on fournit à la cellule les monomètres précurseurs dont elle a besoin. Or une mole de substrat consommé fournit un nombre variable de moles d’ATP : en général ± 1 mole d’ATP pour un mole de composé en C3.

Rt = 1,356 × 1,173t – 20 = 0,611 × 1,173t – 15

Température °C

nombreuses études de fermentation effectuées montrent que ce γ idéal vaut plutôt 4,50 et que : si γ < 4,50 : le substrat contient trop de carbone et pas assez d’énergie ; si γ > 4,50 : le substrat est trop riche en énergie et pas assez en carbone.

Log R

Ramené au poids de cellule formées, en comparant les métabolismes aérobie et anaérobie, on calcule que pour le même substrat en C6 et la même production cellulaire, le nombre suivant d’unités C6 sera utilisé (JUNGERMANN et al.) : 20

(0,056)

6. Comparaison des deux métabolismes

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T la température en °Kelvin ( 0 °K = – 273,1 °C) ; R la constante des gaz parfaits (1,98 cal/° mole) ; ∆E l’énergie d’activation de la réaction.

Tableau 1.VI – Métabolismes aérobie et anaérobie. ∑

Affectation

Cellule aérobie Cellule anaérobie Commentaire

21,3 135

Production d’énergie 6,3 120 19 fois moins rentable

Préparation des précurseurs anaboliques 15 15 même production cellulaire

% assimilé

Si cette loi est valable, on peut l’intégrer en (1.10) ln K = – ∆E + constante RT de sorte qu’en portant log K vs 1 on obtient une droite de pente – ∆E = – ∆E T 2,3 x 1,98 4,58 qui permet de calculer l’énergie d’activation. En biochimie ces énergies varient environ de 8 000 à 18 000 cal/mole. Lorsqu’on ne connaît que deux valeurs de K obtenues à des températures différentes, on peut appliquer (1.10) à chacune d’elles, et soustraire membre à membre, ce qui donne d’où on tire ln K1 – ln K2 = – ∆E + ∆E RT1 RT2 1 – 1 (1.11) log k2 = ∆E k1 2,3 R T1 T2 et enfin k (1.12) T .T ∆E = 4,58 1 2 . log 2 k1 T2 – T1

70 11 = production de boue en phase log.

Cette comparaison est extrêmement importante, car elle donne un avantage déterminant à l’épuration anaérobie, qui en outre permet la récupération de l’énergie non libérée, sous forme de CH4. Le désavantage du procédé est toutefois la lenteur de reproduction des ferments méthaniques.

(

Tableau 1.VII – Comparaison des H libérés par la métabolisation aérobie et anaérobie. Substrat

∆H

PM

aérobie kcal/mol kcal/g méthanol CH3OH

anaérobie kcal/mol kcal/g

32

– 347

– 10,8

– 18,8

– 0,59

180

– 652,5

– 3,6

– 35,4

– 0,19

60

– 178,4

– 2,97

– 27,6

– 0,36

88

– 501,0

– 5,7

– 13,3

– 0,15

En fait, la température influence d’autres grandeurs que K, et notamment la viscosité, la densité, la tension superficielle, la tension de vapeur, …, de sorte qu’on observe souvent des écarts à cette loi. Cette loi de croissance ne comporte aucun maximum, et ne peut donc être observée que pour des systèmes enzymatiques bien audessous de leur maximum d’activité. Lorsque le maximum s’approche, l’enzyme commence à se décomposer, ou le complexe enzyme-substrat. Au-delà, la décomposition l’emporte et la réaction ralentit.

monosaccharide urée CO(NH2)2 acide butyrique CH3(CH2)2COOH

   

C6H12O6

)

Les courbes des fig. 1.1a et 1.1b montrent effectivement une branche ascendante linéaire obéissant à la loi d’Arrhenius, mais celle-ci plafonne puis culmine vers 37 °C pour ensuite descendre rapidement sous l’effet d’une désactivation thermique. Pour cette raison, le facteur α (v. ci-après) trouvé dans des installations tropicales est toujours bien inférieur à celui des régions tempérées (p. ex. 1,053 au Burkina Fasso, TOURE 1986, contre 1,099 en Belgique, VANDEVENNE, 1986). GOMA a critiqué fondamentalement l’utilisation de la loi d’Arrhenius et du concept même d’énergie d’activation.

(D’après SCHMIDT et KLUG, 1969 et COONEY et LEVINE, 1972).

7. Influence de la température

La sensibilité à la température varie très fort pour divers aspects du même processus. En outre, si E < 8 000 kcal/mol, il y a une forte chance pour que le processus soit plutôt limité par la diffusion, car même à basse température il y a toujours suffisamment de molécules activées. Diverses approximations à la loi d’Arrhenius ont été proposées, dont la plus courante a la forme (PHELPS, 1944) kt = k20 . αt–20 (1.13)

La température influence fortement la cinétique des processus biologiques, puisqu’elle traduit la plus ou moins grande agitation des molécules. L’équation fondamentale à ce sujet, comme en cinétique chimique, est la loi de van’t H OFF ARRHENIUS : 1 . dK = dlnK = ∆E (1.9) 2 K dT dT RT où K est la constante cinétique de la réaction (système népérien) ; k est la constante cinétique de la réaction (système décimal) ;

En effet, si on note que dans (1.12) ∆E vaut environ 14 000 cal/mole pour les processus ordinaires de la biodégradation, et si on admet de passer des °K aux °C par l’approximation

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1 – 1 = 0,0000117 (t – t ) 2 1 T1 T2 (valable aux températures habituelles) il devient possible de passer des logarithmes (éq. 1.12) à l’exponentielle, avec k2 = k1 . 100,0368 (t2-t1) = k1 . 1,088(t2-t1) (1.14) En pratique toutefois, α est presque toujours inférieur à cette valeur. Le coefficient α reçoit une valeur différente par tranche de température : de 5 à 15 : 1,109 de 15 à 30 : 1,042 1,047 en moyenne (GOTAAS, 1948) de 30 à 40 : 0,967   

Fig. 1.3 – Organisation autour d’un ion Na+, d’après HORNE (ed.) Water and aqueous solutions, p. 259, J. WILEY et SONS, 1972. L’épaisseur des couches vicinales est mal connue : 3 à 5 Ø moléculaires selon les uns, 300-1000 Å pour les autres. En tout cas, au moins 25 Å. Ce phénomène expliquerait aussi les biocénoses stables dans des fourchettes de température précises, et changeant brusquement de dominance. Dans une communauté, la majorité des espèces doit partager la même limite thermique supérieure sous peine de déstabilisation. Ces communautés s’établissent dans les zones géographiques adéquates, et sont sensibles aux catastrophes ou à la pollution thermique. Ex. : la communauté arctique est stable si t < 15 ° et instable si t > 18 °. Même observation avec discontinuité à 30 °, en faveur d’une communauté tropicale ou subtropicale. Enfin, on aurait une instabilité générale pour t > 37 ° et mort à 45 °C.

Fig. 1.2a et 1.2b – Effet de la température sur la croissance. a. Acinetobacter calcoaceticus sur milieu tryptone de soja (bactérie importante pour l’élimination du phosphore), d’après DUPREEZ et TOERIEN, 1978. b. Application de l’équation d’Arrhenius aux vitesses de croissance d’E. Coli (O) et d’un Pseudomonas (X), d’après INGRAHAM (1958). Les figures retraçant l’activité bactérienne en fonction de la température présentent souvent des brisures, des changements abrupts de pente. DROST-HANSEN et CLEGG (1979) suggèrent une interprétation intéressante à cette observation. L’eau, et particulièrement l’eau cellulaire, n’est pas une phase continue homogène. Au contraire, l’eau située près des parois, des membranes, des ions, tend à se structurer : c’est l’eau vicinale (voir fig. 1.3 organisation autour d’un ion Na+). Cette organisation présente des points singuliers à des températures précises (15 – 30 – 45 ° notamment). La première couche est fixée par adsorption moléculaire à une surface hydrophile, ce qui restreint ses mouvements mol éculaires. La restriction s’atténue pour les couches suivantes et devient nulle pour le sein du liquide. L’eau vicinale a des propriétés singulières de viscosité, de diffusion, d’échange ou rétention d’ions, de sélectivité ionique …, la notion de pH y est difficile à appliquer. Le mode d’organisation change brusquement à certaines températures (transition). Ceci expliquerait les courbes d’Arrhenius présentant des branches de droite plutôt qu’une courbe continue (voir fig. 1.4 pour la pyruvate kinase). L’énergie d’activation varierait donc brusquement, presque toujours aux mêmes températures, en liaison avec les complexes enzyme-substrat.

Fig. 1.4 – Pyruvate kinase (d’après DROST – HANSEN, 1979).

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La température influence également le rendement cellulaire : à basse température la fraction oxydée augmente, car une plus grande quantité d’énergie est nécessaire pour maintenir l’activité métabolique. Corrélativement, l’assimilation est moindre, donc également la production de biomasse ou boue secondaire. Comme d’autre part la respiration endogène croît avec la température, on comprend qu’un minimum de besoin en O2 soit parfois observé (p. ex. vers 25 °C pour la biodégradation d’une eau de Sambre, EDELINE, 1974).

CHAPITRE 2

Métabolisme des décomposeurs

Les microorganismes anaérobies réagissent également à la température. Leur vitesse de dissimilation du carbone (c’est-à-dire de production de CH4) est affectée d’un coefficient de température que l’on peut empiriquement définir, en zone mésophile et de 0 à 45 °C, par f (t) = 100,0308t – 0,776 . 10–3 . 100,0974t (1.15) (f (t) = 1 pour t = 0 °C). La fig. 1.5 montre que ces courbes passent par un max., et tombent ensuite très rapidement à zéro (F. PÖPEL, 1967).

Les hétérotrophes constituent un groupe extrêmement important de microorganismes, au moins du point de vue de l’épuration biologique. Il est donc intéressant de fournir quelques détails sur ce qui se passe entre le moment où le donneur d’électrons pénètre dans la cellule, et le moment où les équivalents réducteurs en sortent pour réagir avec l’accepteur final. Nous choisirons le cas le plus complexe, celui où cet accepteur est l’oxygène, c’est-à-dire le cas du métabolisme aérobie. La nutrition des micro-organismes peut se décomposer en cinq phases : 1. Transport des aliments depuis le liquide jusqu’à la surface de la bactérie. 2. Adsorption des aliments sur la membrane cellulaire (pour les organismes incapables de se mouvoir pour prendre leur nourriture). 3. Prédigestion par des exoenzymes ou des enzymes de surface, pour réduire les dimensions des molécules. 4. Perméation ou franchissement de la membrane cellulaire. 5. Métabolisation avec ses deux aspects : n anabolisme ; n catabolisme (et respiration endogène).

Fig. 1.5 – Effet de la température sur l’activité enzymatique des bactéries aérobies et anaérobies (d’après PÖPEL). D’après des essais systématiques (MUCK et GRADY, 1974), la température agit aussi sur le taux de croissance µ, le coefficient d’entretien b et la constante de saturation Ks. Pour les deux premiers, la loi d’Arrhenius est observée avec des énergies d’activation de 12,5 et 13,9 kcal/mol respectivement. K s représentant l’affinité des enzymes pour leurs substrats, on s’attend à le voir diminuer lorsque T augmente (cf. § 1.4). Les résultats expérimentaux ne sont cependant pas clairs à cet égard.

Fig. 2.1 – Schéma de principe de la nutrition bactérienne (d’après MORRIS et STUMM).

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METABOLISME DES DECOMPOSEURS

1. Transport

4. Perméation ou pénétration dans la cellule

L’interface normale d’une boue activée est de l’ordre de 1 500 m2/m3. Le rapport surface-poids d’une bactérie est 400 000 fois supérieur à celui d’un homme. Pour une solution à 100 mg/l de glucose ( 4.10–7 M/ml), en admettant un diamètre moléculaire de 10 Å et un coefficient de diffusion D = 10–5 cm2. s–1, chaque point de la membrane cellulaire est heurté par une molécule 20 fois par seconde. La turbulence accélère encore ce mécanisme diffusif. On peut donc admettre que cette phase ne saurait être limitante qu’aux concentrations extrêmement faibles.

Des exoenzymes hydrolytiques décomposent les grands polymères P (cellulase, chitinase, amylase…) sans libérer d’énergie pour la cellule. Dans certains cas les oligopolymènes O sont dégradés en monomères M par d’autres hydrolases qui sont dans ou sur la membrane cellulaire, et non diffusées au dehors. La dépolymérisation ne doit pas toujours être totale, et par exemple des peptides peuvent traverser la membrane comme tels, les peptidases étant intracellulaires. P ↓ exo hydrolases O ↓ hydrolases de surface M ↓ pénétration et métabolisme (endo-enzymes) CO2 … H2O On a élaboré une théorie de la « diffusion facilitée » par des enzymes (perméases) qui sont des « porteurs mobiles » accélérant le passage du soluté à travers la membrane. Les molécules non ionisées paraissent franchir plus facilement les membranes. En tout cas si la vitesse d’absorption d’un substrat est une fonction de sa concentration, c’est une fonction saturable.

2. Adsorption S’il y a des forces attractives, la captation ne se fera pas seulement grâce aux chocs diffusifs. L’adsorption est une phase physicochimique, généralement supposée beaucoup plus rapide que les phases biochimiques. Elle est évidemment plus lente dans les groupes de cellules agglomérées. On estime qu’elle est complète en 20 minutes, et ce fait sert de base au procédé contact-stabilisation, où l’adsorption est réalisée dans un réacteur spécial (v. p. 165). On a même été jusqu’à ramener toute l’épuration à une cinétique d’adsorption (SCHULZE), mais cet avis n’est pas partagé par tous (KRISHNAN et GAUDY, 1966). Le phénomène étant rapide, on peut le considérer comme étant toujours à l’équilibre. On n’a en tout cas jamais pu montrer une accumulation de substrat soluble à la surface des cellules.

La cellule est entourée d’une membrane (CAPALDI, 1974), de même que certaines parties comme le noyau, les mitochondries, les microsomes, les chloroplastes… L’ATP est fabriqué dans la membrane des mitochondries, ce qui confirme le rôle important des membranes. Toutes les membranes sont constituées d’un double feuillet de lipides : un phospholipide avec groupe glycérol forme une extrémité polaire, estérifiée avec des acides gras longs dont la pointe est hydrophobe. Toutes ces chaînes sont dirigées vers l’intérieur, et sont plus ou moins mobiles latéralement. L’épaisseur du feuillet est de 45 Å, et l’ensemble des membranes représente environ 50 % du poids cellulaire. De place en place, du cholestérol « assouplit » la membrane.

En analysant des courbes de respiration bactérienne au moment de la cessation brusque de l’alimentation en substrat, EKAMA et MARAIS (1978) ont montré que 7 à 8 % de l’énergie disponible du substrat était dépensé pour la phase d’adsorption. On le voit, il s’agit à nouveau d’une mesure indirecte.

3. Prédigestion

Il existe également des enzymes plus ou moins immergés dans cette double couche. Par exemple, le cytochrome-oxydase, dernier maillon de la chaîne de transfert des électrons dans la syntèse de l’ATP, se trouve immergé dans la membrane mitochondrique.

Cette phase nécessite très peu d’énergie de la part de la bactérie et ne fait pas diminuer la DBO. La prédigestion est effectuée par des exoenzymes, moins fragiles que la bactérie, mais ayant un optimum assez net de T° et de pH. La prédigestion est généralement une hydrolyse : n liquéfaction des graisses (estérases) ; n des amidons (carbohydrases) ; n des protéines (protéases).

Le mécanisme est complexe, et on a le choix entre un passage par solution à travers le lipide, ou à travers des pores (dont le diamètre efficace serait alors empiriquement 3,5 Å). La diffusion est un des mécanismes probables, mais le transport est sans doute partiellement actif, parce qu’il s’effectue contre un gradient de potentiel électrochimique, qui tendrait à faire circuler les molécules dans l’autre sens. Na+ et K+ semblent également liés à la perméabilité des membranes biologiques. La toxicité du phénol consisterait en une modification de cette perméabilité. Par ailleurs le dinitrophé-

Finalement l’insoluble devient soluble, et la dimension des molécules diminue : cette phase ne concerne donc que les particules, les colloïdes, et les grosses molécules. 28

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nol est toxique parce qu’il inhibe la production d’ATP et de ce fait bloque la « pompe à Na » qui, en expulsant Na, réactive le transport du substrat vers l’intérieur.

5.2. Catabolisme, dissimilation ou respiration C’est la combustion immédiate ou différée des substrats, pour libérer leur énergie libre, cette énergie étant nécessaire pour assurer les opérations suivantes : n synthèses chimiques (monomères et polymères) ; i.e. entretien et anabolisme ; n travail mécanique et transport de substances en sens opposés aux gradients ; i.e. perméation ; n travail électrique ; n (chaleur) ; n travail osmotique ; n (émission de rayonnement). Elle est libérée peu à peu par des transferts d’H2 ou d’électrons, et correspond notamment à la récupération de l’énergie libre (∆G) des composants du substrat, grâce à une série d’oxydo-réductions couplées. Finalement on aboutit à : C → CO2 H → H2O N → NH4+ L’énergie est stockée dans des molécules d’ADP et surtout d’ATP (adénosine di- et tri- phosphate), dont une molécule peut être synthétisée chaque fois qu’une des oxydations partielles de substrat libère au moins environ 7 000 cal/mol. La fig. 2.3 montre comment est organisé le pool cellulaire d’ATP. L’état de ce pool dans une cellule vivante et en croissance normale s’exprimera par :

La pénétration des substances lipophiles (Kow* élevé) se fait à travers la couche lipidique, et celle des autres à travers les pores hydrophiles de la membrane. Les bactéries peuvent concentrer des sels (p. ex. K+) jusqu’à 1000 fois par rapport au milieu extérieur. Elles manifestent une grande résistance à la concentration saline externe : la concentration maximum de NaCl n’entravant pas la croissance varie selon les espèces de 50 à plus de 240 g/l. En résumé on aurait les trois possibilités suivantes (EAWAG, 1987) : 1. si la molécule n’est pas chargée électriquement, elle peut pénétrer par diffusion ; 2. si la molécule est chargée elle ne peut pénétrer que par l’entremise de perméases ; 3. si la molécule est lipophile, elle passera à travers la couche grasse de la membrane cellulaire.

5. Métabolisation C’est un processus beaucoup plus lent que les autres. Il se divise en deux composantes, traduisant les deux utilisations possibles des aliments ou substrats :

5.1. Anabolisme, assimilation ou production C’est l’accumulation ou mise en réserve d’énergie et la synthèse des composants cellulaires (besoins plastiques, multiplication). Il conduit à un développement des cellules ou des colonies , c.à.d. à un accroissement de la biomasse. En technologie de l’épuration, on appelle cette biomasse « boue secondaire », et elle a une incidence très particulière sur l’exploitation. Les filières métaboliques menant à la synthèse des composants cellulaires sont nombreuses et complexes, et leur description détaillée sortirait du cadre de cet ouvrage. Il est toutefois intéressant de noter que l’abondance de substrat ne mène pas automatiquement à la croissance puis à la division cellulaire : certains substrats qui ne permettent pas la croissance sont néanmoins dégradés. On a noté en particulier que la division cellulaire faisait impérativement appel à une ressource en azote : cette constatation est même à la base du procédé Hatfield-Kraus mis au point pour les eaux déficientes en azote et décrit au chap. 6. On parle également de croissance cryptique, phénomène par lequel une biomasse peut trouver des éléments de croissance dans les produits de lyse puis d’hydrolyse des cellules mortes. L’anabolisme est parfois appelé aussi organisation , surtout lorsque la source de carbone est minérale (CO2).

[ATP] + 0,5 [ADP] < 0,95 [ATP] + [ADP] + [AMP] (AMP désigne le monophosphate, non porteur d’énergie). Un ajout de phosphate à une boue activée carencée a un effet immédiat sur sa respiration (v. fig. 2.2) 0,80 <

mg O2/l

respiration

* Le Kow est le coefficient de partage d’une substance entre l’octanol et l’eau. Plus il est élevé, plus la substance est liposoluble et a tendance à s’accumuler dans les tissus vivants. Plus il est faible, plus la substance est hydrosoluble et a tendance à s’accumuler dans l’hydrosphère.

Fig. 2.2 – Illustration de l’effet d’une déficience en P sur la respiration.

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Synthèse de produits

Utilisation du substrat

Synthèse de précurseurs

Affectation (en %)

Synthèse de biomasse

Oxydation en CO2 et H2O Biogaz (CO2 et CH4) Synthèse protoplasmique Métabolites intermédiaires

Pool ATP

Rivières *

Métabolisme aérobie

Métabolisme anaérobie

33 0 28 39

72-78 0 13-15 11-12

0 92-96 3 1-5

* Réf. CEBEDEAU

Cette métabolisation incomplète avec rejet de produits intermédiaires n’est jamais prise explicitement en compte dans les modèles mathématiques, ce qui limite sérieusement leur validité et ouvre tout un champ à de nouvelles recherches. Le rapport théorique de conversion du substrat en biomasse, tiré de considérations énergétiques a été examiné en 1.4. On accepte généralement la composition suivante pour une biomasse bactérienne : C5H7NO2 (soit un poids moléculaire de 113). L’oxydation d’une telle biomasse se fait selon : C5H7NO2 + 5 O2 → 5 CO2 + NH3 + 2 H2O ce qui confère aux bactéries un équivalent oxygéné de 160/113 = 1,42 et un rapport C/N de 4,29. Cette biomole a l’avantage d’être simple. Toutefois, des compilations portant sur de très nombreux microorganismes ont permis à ROELS (1980) d’avancer la formule CH1,8O0,5N0,2 ou C5H9NO2,5. Cette biomole consomme 5,25 O2 pour être oxydée, ce qui lui confère un équivalent oxygéné de 1,37, un « poids moléculaire » de 123, et un rapport C/N inchangé de 4,29.

Maintenance

Fig. 2.3 – Distribution de l’énergie tirée du substrat dans le métabolisme microbien (ROELS et KOSSEN, 1978).

Le dosage de l’ATP est délicat et coûteux, et d’autre part son interprétation n’est pas univoque. C’est pourquoi on ne peut encore actuellement le considérer comme un paramètre utile à surveiller. Dans une mise au point intéressante, HAMER (1983) distingue soigneusement trois possibilités pour une dégradation non accompagnée de croissance : 1. cométabolisme : dégradation se produisant obligatoirement en présence d’un autre cosubstrat transformable ; 2. métabolisme fortuit : dégradation sans cosubstrat, mais résultant de la non spécificité des mono-oxygénases ; 3. activité enzymatique des endoenzymes de cellules mortes ou non viables (l’ampleur de ce phénomène est inconnue).

5.3. Respiration endogène C’est la combustion de substrats endogènes, par opposition aux autres substrats qui sont exogènes. Il y a changement de biomasse par les trois phénomènes suivants : n respiration endogène (d’abord des réserves, puis de certains constituants cellulaires ; on appelle énergie de maintien celle qui est nécessitée pour la resynthèse de ces composants cellulaires) ; n lyse ; n recroissance sur le lysat, ce qui implique son oxydation partielle (croissance cryptique). N.B. : Seul le substrat est endogène, l’accepteur ultime, O2, reste externe.

En fait le catabolisme ne va pas toujours jusqu’à la formation exclusive de H2O et CO2, et s’arrête parfois en chemin, au niveau de produits intermédiaires (métabolites). Certains sont solubles et biostables et constituent une DCO (non une DBO) résiduelle. Ce qu’on appelle « humus » en épuration biologique pourrait n’être qu’un tel métabolite, un polysaccharide non ou faiblement azoté, rejeté dans le milieu. Sont rejetés également des hémicelluloses et des produits de type humique (polycondensats carboxyliques et phénolés). Par la métabolisation de composés ternaires à faible poids moléculaire (acides gras) on a trouvé le partage suivant :

La combustion différée des réserves s’appelle respiration endogène, mais il y a deux conceptions à son propos, selon qu’on considère l’ensemble de la consommation d’oxygène associée à la consommation des réserves et de la substance des cellules lysées, ou seulement cette dernière.

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METABOLISME DES DECOMPOSEURS

De même il ne faut pas confondre la respiration endogène avec les besoins d’entretien (ou de maintenance) des cellules. Ceux-ci correspondent à une consommation de substrat externe non accompagnée de croissance cellulaire, et fournissant à la cellule le minimum d’énergie dont elle a besoin pour remplacer ses déchets et conserver son intégrité.

nouveau fourni. En ce sens, c’est une vraie réserve capable de fournir de l’énergie pour la synthèse de protéines. Le poly-ß-hydroxybutyrate ou PHB est une réserve lipidique constituée de plus ou moins 60 résidus butyriques par chaîne, et peut représenter jusqu’à 50 % du poids sec cellulaire. Comme milieu favorable, les solutions d’acétate et de butyrate sont excellentes (donc indirectement les milieux riches en glucose employés dans certains essais) alors que le succinate ne convient pas. Il semble que le PHB puisse être une source de carbone interne, mais qu’il fonctionne plus généralement comme réserve d’énergie interne, par exemple pour empêcher l’autolyse. Si tous ces mécanismes réversibles de synthèse et d’utilisation sont confirmés, il doit exister une concentration critique de substrat pour laquelle les substrats exogène et endogène sont à considérer comme également disponibles (EDELINE et LAMBERT, 1979). Si une station d’épuration fonctionne selon un cycle diurne qui l’amène successivement de valeurs de S super-critiques à des valeurs subcritiques, ce phénomène pourra jouer un rôle dans l’hystérésis des respirations, et un tel phénomène a déjà été invoqué par JACQUART et al.(1972) sans toutefois que les polymères de réserve aient été dosés. La concentration critique n’est pas connue, mais elle pourrait être estimée à plus ou moins 20 mg DCO/l (à partir des résultats publiés par EDELINE et LAMBERT (1979), à propos d’essais en rivière). Il serait logique que cette concentration critique soit liée à (et peut-être très proche de) la concentration de saturation, le Ks, puisque c’est celle-ci qui détermine les conditions où un substrat donné devient limitant. Effectivement les valeurs de Ks sont de l’ordre de 15 à 30 mg/l pour les cultures pures en croissance dispersée, analogues à ce qui se passe en rivière. Pour les bioflocs d’une station à boues activées, les Ks apparents sont nettement supérieurs (souvent dix ou vingt fois), et il faut s’attendre à ce que la concentration critique remonte d’autant. Cette discussion est cependant fragile, car on verra plus loin que ces hauts Ks pourraient résulter d’un artefact de calcul.

L’ensemble des phénomènes qui font ainsi diminuer la biomasse bactérienne est souvent appelé minéralisation des boues. Ce mécanisme est extrêmement précieux pour réduire la quantité de boue secondaire, sous-produit peu agréable de toute station biologique. Les procédés sont souvent conçus expressément pour le favoriser, mais l’opérateur lui-même dispose bien souvent de moyens d’action (réglage de ses purges par exemple) pour le promouvoir. On a souvent prétendu que le nombre des cellules vivantes était un faible pourcentage de la biomasse totale (p. ex. 20 ou 25 %) En réalité les essais de l’EAWAG (1985) ont démontré que la quasi totalité des cellules sont viables, (i.e. métabolisent et se divisent), et que l’affirmation antérieure résultait d’un artefact manipulatoire. Les bactéries ont le pouvoir d’utiliser un excès de substrat pour former des réserves intracellulaires ou extracellulaires, réserves qui sont ultérieurement utilisées lorsque le substrat vient à manquer. Les réserves sont à proprement parler des hydrates de carbone : glycogène, lipides, poly-ß-hydroxybutyrate ou PHB. Lorsque ces réserves vraies sont épuisées, la cellule est obligée de sacrifier également du RNA, des protéines, des amino-acides libres et des peptides. D’une façon générale, le problème des réserves cellulaires a été envisagé par WILKINSON (1959) dans un excellent article de synthèse, dont nous reprenons ici les passages significatifs. En fait « toute substance capable de se dégrader en intermédiaires et en énergie peut avoir une fonction indirecte de réserve. Donc un organisme peut utiliser beaucoup de ses constituants essentiels sous le stress d’une pénurie prolongée ». Une substance de réserve, par ailleurs, requiert de l’énergie pour sa propre synthèse. Certaines de ces réserves sont produites en quantités appréciables même dans des milieux très pauvres, mais même en conditions favorables, la réserve dépassera rarement 50 % du poids sec cellulaire total. Il est probable que le polymère de réserve servira à couvrir le métabolisme endogène de maintenance, plutôt qu’à assurer la croissance (du moins dans un métabolisme aérobie). Les trois réserves principales sont les polysaccharides, les granules de lipides et les granules de volutine. Ces derniers constituent une réserve de phosphore qui ne nous intéresse pas ici mais que nous examinerons spécialement dans le chapitre consacré à la déphosphatation biologique. Les polysaccharides de la paroi cellulaire ou extracellulaire ne semblent pas être des réserves d’énergie, et il est même probable qu’ils sont en grande partie perdus pour la cellule. Ils sont sans doute plutôt associés au glycocalyx, (COSTERTON 1979). Par contre les polysaccharides intracellulaires, – essentiellement le glycogène, – peuvent atteindre 25 % du poids sec pour des cultures riches en C, S et P mais déficientes en N. Inversement le glycogène disparaît et la multiplication reprend lorsque de l’azote est à

Par ailleurs W ALTERS et al. (1968) ont observé que le stockage maximum de réserves a lieu pour un rapport Substrat/Biomasse = 4,30 g DCO/g MSV.j et pour un DCO/N de 31,4 (i.e. gros manque d’N). Les réserves sont généralement ternaires, mais pour qu’elles soient produites il faut néanmoins que la source contienne, outre les hydrates de carbone, des protéines. Les polymères de réserve peuvent atteindre un pourcentage élevé du poids de la biomasse, qui serait de l’ordre de 15 %. D’autres auteurs donnent toutefois des valeurs moindres : 3 à 5 % selon WALLEN et DAVIS, 1972 ; 2,2 % pour GRÜNWALD et BARTECKOVA, 1973. Il semble que les polymères externes, polysaccharides, atteignent environ 10 %, alors que les internes, poly-ß- hydroxybutyrate (PHB) puissent atteindre 20 % (MAGARA, NAMBU, UTOSAWA, 1976). GRÜNWALD et BARTECKOVA (1973) ont été jusqu’à proposer une équation d’ajustement donnant le % de polysaccharides Y atteint à l’équilibre avec une charge X donnée (en g DBO5/g BA.j) : Y = 5,52 X – 0,055 Pour la charge de 4,3 donnée en DCO par WALTERS (voir ci-dessus), cela donnerait environ 12 %. De nouveau on ne dit rien de la cinétique de formation de ces réserves

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METABOLISME DES DECOMPOSEURS

n Pour la glycolyse (y compris Embden-Meyerhof, et Entner-Doudoroff) : glucose, fructose, glycéraldéhyde, dihydroxyacétone, ac. glycérique, ribulose, érythrose. n Pour le cycle de Krebs (ou cycle des acides tricarboxyliques) : les acides pyruvique, acétique, citrique, aconitique, α cétoglutarique, succinique, fumarique, malique, oxaloacétique. n Pour le cycle de l’urée : ornithine, citrulline, alanine, asparagine. n Pour le cycle de l’acide tétrahydrofolique (cycle mineur mais néanmoins très important dans les transméthylations) : formaldéhyde, alcool méthylique, acide formique. Cette dernière observation est à la base de la commercialisation de l’adjuvant DOSFOLAT (v. p. 45)

externes, et il n’est pas non plus certain que ces polymères soient réellement des réserves, c-à-d soient récupérables par la bactérie. Par contre la fonction réelle des polymères internes est beaucoup mieux connue. D’après les résultats de Mc RAE et WILKINSON (1958) et ceux de HOLME, on peut calculer que la teneur maximale en PHB* est de 2,75 mg/mg N ce qui représente, pour une biomole de CH1,8O0,5N0,2 (cf. ROELS, 1980), pratiquement 24 % du poids total. Une autre réserve bactérienne connue est le glycogène, dont PORGES et al. (1963) ont trouvé 19,3 % dans une boue activée de laboratoire. L’aptitude à former des réserves n’est pas universelle, et dépend fortement de la nature du substrat (soluble ou non, simple ou complexe, équilibré ou non, source d’azote et de carbone...). SLEPECKY et LAW (1961) indiquent qu’un milieu riche en glucose et en acétate est favorable à la formation du PHB.

La biodégradabilité d’un composé chimique est liée à sa structure. En milieu aérobie on cite les « règles d’Alexander » : freinent la biodégradation : n la substitution par Cl, SO3H, NO2, NH2 ; n la polysubstitution par rapport à la monosubstitution ; n la présence de plusieurs noyaux aromatiques ; n la ramification (effet maximum en présence d’un carbone asymétrique) ; n pour les molécules aromatiques, l’ordre de dégradabilité est para > ortho > méta ; n pour les dérivés chlorés aliphatiques, l’ordre de dégradabilité est ω > γ > β > α.

La formation du PHB prend environ 4 h, et sa disparition 12 h, ce qui mettrait les vitesses dans l’ordre des constantes de temps des stations d’épuration à cycle de charge diurne. De même WALLEN et ROHWEDDER (1974) rapportent qu’en milieu favorable le PHA peut se former en 2 h et disparaître à plus ou moins 50 % en 20 h d’aération subséquente. WALLACE (1980) note la disparition des granules de glycogène en 4 h. D’une façon générale on relève une formation rapide et une utilisation lente. Les substances ternaires (CHO) sont aussi respirées d’abord, les quaternaires (CHON), étant plus vitales et plus aptes à assurer la survie, ne le sont qu’en dernier ressort. Dans le métabolisme, il est à remarquer que les pistes d’oxydation sont presque identiques pour les bactéries, les protozoaires et les levures, que les substrats soient exo- ou endogènes.

Les polluants réfractaires résiduels trouvés en rivière (Rhin) sont pour les 2/3 des acides aromatiques polyhydroxycarboxyliques d’un PM moyen de 200.

6. La biodégradation de divers substrats La cellule bactérienne utilisée pour épurer une solution ou une suspension de polluants doit dégrader une très grande variété de composants. Toute cellule a un équipement de base lui permettant de dégrader directement certains substrats, comme le glucose. D’autres substrats, comme le phénol, ne sont pas dégradés avec la même facilité par toutes les cellules. Il est hors de question d’examiner un à un tous ces substrats, mais il est utile de fournir un schéma (voir fig. 2.3) des principaux montages métaboliques. Toute substance faisant partie d’une de ces filières ou cycles peut servir de substrat, entrer dans la cellule et intervenir à la place qui lui est assignée. C’est ainsi que pourraient intervenir :

* On parle généralement de PHB, mais il apparaît maintenant qu’il s’agit d’un mélange de PHB et de PHA, poly-ß-hydroxyalkanoates (WALLEN et ROHWEDDER, 1974), notamment le valérate.

Fig. 2.4 – Les grands mécanismes métaboliques.

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Tableau 2.I – Biodégradabilité de différentes structures chimiques.

Biodégradabilité

Toxicité

Hydrocarbures Alcanes faible + Oléfines > C7 difficile Chloro-oléfines nulle Sucres holosides et polyfacile ligno cellulose acides ligno sulfoniques difficile Alcools primaires et secondaires facile tertiaires difficile Acides mono et dicarboxyliques facile diméthyl substitués difficile Phénols ordinaires facile + substitués (chloro, nitro, …) nulle + polyphénols condensés nulle Aldéhydes bonne Amino acides bonne (*) (*) Cystine et Tyrosine sont moins dégradables. Inspiré de B. VUILLERMET (1976).

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CHAPITRE 3

Enzymologie

Selon la formulation frappante de LEHNINGER (1975), la vie est une propriété exhibée par une réunion de molécules sans vie. La dimension de la cellule vivante quels que soient les organismes qu’elle constitue ou dans lesquels elle est incluse, est remarquablement stable. C’est en effet la seule possible entre deux tailles extrêmes : n le minimum du volume nécessaire pour loger environ 10 000 enzymes ; n le volume maximum permettant d’éviter des problèmes de transport dans la cellule.

1. Nature des enzymes (synonymes : ferments, diastases) Ce sont des catalyseurs organiques, à poids moléculaire élevé (13 000 à 840 000). Si la théorie « 1 gène – 1 enzyme » est exacte, il y en a de 1 000 à 10 000 différents dans une seule cellule. Les enzymes sont des protéines (du type albumine) couplées à un facteur dissociable dont la disparition rend souvent le tout inactif. Dans cet ensemble, la protéine est le « porteur colloïdal spécifique », elle est thermolabile, alors que le facteur dissociable est thermostable. Tout agent qui dénature la protéine dénature aussi l’enzyme. Le facteur dissociable peut être de trois types différents : n coenzyme : composé organique non protéique et facilement détachable. (ex : le NAD ou nicotinamide adénosine dinucléotide, le FAD ou flavine-adénine dinucléotide, etc.). Les coenzymes sont souvent chimiquement très proches des vitamines. n groupe prosthétique : groupe plus solidement lié à la protéine. (ex. : l’hème des cytochromes, la biotine, etc.). n activateur : petit ion généralement métallique, di ou trivalent, p. ex. : Fe, Zn, Cu… Ceci laisse prévoir le rôle de Fe, Zn, Cu… Co, Mo, Mg, Mn, Ca et K comme oligoéléments. On a donc : Co-enzyme Apo enzyme + Groupe prosthétique = Holoenzyme Activateur On peut classer les enzymes en exoenzymes et endoenzymes, selon qu’ils sont émis dans le milieu extérieur, ou au contraire n’existent qu’à l’intérieur des cellules. On distingue aussi des enzymes constitutifs et des enzymes adaptatifs, selon qu’ils font

[

]

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ENZYMOLOGIE

ou non partie de l’équipement de base des cellules. Dans leur classification, leur nom réfère (1) à la réaction catalysée et (2) au substrat : ex. déshydrogénase malique. On a les deux grands groupes suivants : n Hydrolases : de la liaison C – O estérases (esters) carbohydrases (glucides) de la liaison C – N amidases protéases n Desmolases : Oxydases Carboxylases Déshydrogénases Isomérases Mutases Hydrases Transférases Réductases Exemples : De nombreuses chaînes de réactions, comme la dissimilation des sucres, sont des transferts d’H2 de proche en proche par le système NAD+ NADH (fig. 3.1, coenzyme préféré des anaéro-déshydrogénases). Lorsque le passage final de H2 à O2 (accepteur terminal) est direct, il y a intervention d’une aéro-déshydrogénase (la flavo-protéine, jaune), qui produit H2O2. Toxique, cet H2O2 doit être décomposé par une catalase en H2O + O. Normalement la flavoprotéine transfère les électrons de l’hydrogène à un nouveau système enzymatique : celui des cytochromes, présent seulement dans les organismes aérobies. donneur d’hydrogène

2. Mode d’action L’enzyme accélère la réaction pour laquelle il est spécifique, diminue son énergie d’activation (barrière d’énergie), mais ne déplace pas son équilibre final. Par exemple pour décomposer l’eau oxygénée il faut environ : E d’activation 18 000 cal/mol sans catalyseur avec catalyseur minéral (Pt) 12 000 cal/mol avec enzyme (catalase) 2 000 cal/mol L’action d’un enzyme est toujours réversible. Elle s’explique en considérant que l’énergie brutale mais gaspillée en tous sens nécessaire pour amorcer une réaction sans catalyseur est remplacée par une énergie moindre accompagnée d’information (c.à.d. d’une mise en ordre, d’une néguentropie : les réactions enzymatiques ont un ∆S négatif). Cette information consiste en une forme stérique portant des groupes actifs disposés correctement pour saisir le substrat et mettre en place exacte deux groupes, donneur et receveur, d’électrons. Ces deux groupes sont nécessaires pour l’équilibre électrostatique. En supplément, cette information garantit la spécificité des enzymes et la rection du métabolisme. La spécificité des enzymes est variable, et peut être extrême. On distingue : n spécificité par rapport à une classe de réactions (ex. hydrolyse de n’importe quelle protéine) ; n spécificité par rapport à une réaction déterminée (ex. oxydation de l’ac. lactique en pyruvique) ; n spécificité optique (ex. portant sur un isomère optique l). La rection du métabolisme en découle, car c’est par exemple toujours de l’ac. pyruvique qui est formé à partir d’acide lactique par la déshydrogénase lactique, et jamais une autre substance. Les enzymes E forment avec leur substrat S un complexe ES, l’attaquent, puis libèrent le produit P : k1 k3 E+S ES → E + P (3.1) k2 (k1, k2, k3, sont des constantes de vitesse, et non des constantes d’équilibre). E s’unit à S en trois points au moins, après quoi deux fonctions de l’enzyme agissent : l’une fournit un électron et l’autre en accepte un en un autre endroit, ce qui déclenche la réaction S → P. Cette théorie d’une attaque bifonctionnelle rend compte de la supériorité des enzymes sur les catalyseurs monofonctionnels. Actifs dans une fourchette de 2 à 3 unités pH, ils sont nettement accélérés par la température jusqu’à ± 50° C.

accepteur d’hydrogène

CH3 — CHOH — COOH NAD+ (ac. lactique) 2H CH3 — CO — COOH (ac. pyruvique) NADH + H+ Action de la déshydrogénase lactique, exemple de cession de 2 H à un accepteur intermédiaire cyclique. O

O

R—C

+ H2O R—C + HO — CH2 — R’ O — CH2 —R’ OH Action d’une lipase, type d’estérase abondant et important pour la liquéfaction des graisses. O

O

R—C

+ H2O R—C + H2N — R’ NH — R’ OH Action d’une protéase dans la destruction de la liaison peptidique.

Toutes les oxydo-réductions cellulaires, accompagnées de transfert d’énergie (par transfert progressif d’hydrogène ou d’électrons), peuvent être caractérisées par un rH, un ∆G’° ou un E’° selon la formule vue plus haut :

Fig. 3.1 – Mode d’action de quelques enzymes. 40

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ENZYMOLOGIE

∆G’° ≅ 23 n ∆E ≅ 1400 ∆rH (cal/mol (mV) (s.d.)

3. Adaptation enzymatique L’adaptation physiologique, non génétique, a été bien étudiée, notamment par Monod sur E. coli. La synthèse d’un enzyme adaptatif n’a lieu que si le substrat normal vient à manquer. Elle est inhibée lorsque le substrat normal réapparaît. On observe ainsi un phénomène de diauxie, c.à.d. l’utilisation successive des substrats. Par exemple chez E. coli (dont le substrat normal est le glucose) cultivé sur glucose + xylose, on observe (v. fig. 3.2) :

Tableau 3.I Milieux naturels

Systèmes chimiques H+ → H2 (– 420)

Intérieur du rumen

Milieux anaérobies Boue bien digérée

ß-hydroxybutyrate S / SH2

Systèmes enzymatiques

r’H

E’oh mV

0 F420 (– 373)

– 400

NAD+/NADH + H+ (– 324) Déshydrogénases – 300 ADP / ATP

nombre de germes

5

FAD+/FADH + H+ (– 220) Opt. de Clostridium Boue en digestion

Pyruvate / lactate

– 200 10

Facultatifs

TTC / TF (– 80)

– 100

Bleu de méthylène (11)

Boue fraîche

S2O3–– → S—

adaptation Coenzyme Q (0)

0

utilisation du xylose (enz. adaptatifs)

15 Cytochrome b (60) 100 20

utilisation du glucose (enz. constitutifs) la présence de glucose réprime l'enzyme du xylose

200 Milieux aérobies

Quinhydrone

Cytochrome c1 (220) Cytochrome c (254) Cytochrome a3 (290)

temps

300 25

Eau naturelle bien oxygénée

Fig. 3.2 – Diauxie. 400

NO3– / NO2– (400) NH4+ / NO2– (440) S2O3— / S↓

30 Bactériochlorophylle

500 35 600

700 O2 → OH– (820) NO3– → N2 (840) Les limites sont celles du milieu aqueux. Clé : SH2 = substrat S = substrat oxydé ; ADP et ATP = adénosine diphosphate et triphosphate ; FAD = flavine adénine dinucléotide ; FADH = idem, forme réduite ;

40 800

NAD = nicotinamide dinucléotide, forme oxydée ; NADH2 = idem, forme réduite ; TTC = chlorure de triphényltétrazolium (indicateur rédox, forme incolore) ; TF = triphényl formazan (idem, forme colorée en rouge) ;

Fig. 3.3 – Effet de la diauxie sur la respiration (Document FUL). 42

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ENZYMOLOGIE

Les populations microbiennes mises en œuvre en épuration biologique, par exemple les boues activées sont extrêmement « versatiles » pourvu qu’on leur donne un temps d’adaptation suffisant. Celui-ci peut aller de quelques jours à 6 semaines (DEN BLANKEN, 1985). La désadaptation intervient également, lorsque la stimulation a cessé. Les facteurs qui affectent la durée du délai d’adaptation (parfois qualifié de phase de latence) sont multiples : n le temps requis pour la synthèse des nouveaux enzymes ; n le temps nécessaire pour une mutation ou pour un échange génétique ; n la diauxie ou la polyauxie ; n les glissements de population ; n le cométabolisme.

Ces préparations, étant donné leur coût, ne peuvent être des enzymes purs (YOUNG, 1976). Ce sont soit des bactéries séchées, des sous-produits de fermentations, ou un mélange des deux. Pour qu’elles soient efficaces dans un cas donné, il faut qu’elles résultent d’une adaptation au substrat qui justement fait problème, et on voit mal comment une préparation pourrait sur ce point être supérieure à la biomasse de la station, qui est en contact permanent avec ce substrat. Et si le bloquage métabolique résulte p. ex. d’un pH inadéquat, ce n’est pas l’enzyme qui y remédiera. Le cas de bactéries vivantes préadaptées semble différent, car il permettrait d’accélérer le démarrage d’une station. BREBION (laboratoire de l’IRCHA, en France) a ainsi préparé des pieds de cuve pour des épurations particulières, mais a constaté que par la suite la biomasse, non isolée du milieu extérieur, se rediversifiait. Il existe au moins un cas démontré d’efficacité d’une addition de corps chimique : celle de l’acide p. aminobenzoïque (COOPER et CATCHPOLE, 1973) pour favoriser la biodégradation des eaux de cokeries. De nombreux résultats allégués sont douteux, et le seul domaine où un succès raisonnable semble avéré est celui des lipases ajoutées (aussi directement que possible) aux graisses accumulées dans les digesteurs, les fosses septiques, ou les séparateurs de graisses. Sur le marché aujourd’hui : le DOSFOLAT (acide folique stabilisé, jouant le rôle d’une vitamine).

L’adaptation génétique naturelle est relativement lente, et se fait à raison d’un mutant toutes les 107 divisions cellulaires. Elle peut être accélérée par irradiation. Les possibilités de l’adaptation bactérienne sont cependant limitées, et on reformulera ainsi le principe de G ALE : « Tout produit d’origine biologique est biodégradable ». Pour les produits chimiques de synthèse, l’adaptation n’est pas toujours possible, et le mythe de l’infaillibilité microbienne doit être abandonné. L’adaptation enzymatique est un phénomène très important en épuration biologique, notamment dans les cas suivants : 1. Adaptation d’une biomasse à des eaux usées synthétiques. Par exemple on a observé des boues activées dont le rendement sur DCO passait de 44 % à 94 % en 7 jours d’adaptation sur des eaux d’une industrie pharmaceutique. D’autres exemples sont, dans le traitement des eaux usées de cokerie, la possiblilité d’une adaptation progressive à des doses élevées de NH4+ et de SCN–. 2. Une erreur de base est commise dans les tests de dégradabilité où la substance étudiée est la seule source de carbone ; ceci provoque l’adaptation, laquelle n’interviendrait pas au sein d’un substrat complexe normal. De même le phénol des eaux de cokeries peut être complètement dégradé si l’on traite ces eaux isolément, alors que la dégradation est très incomplète si on les traite en mélange avec une eau urbaine. 3. Latence de certaines courbes de DBO : c’est un délai d’adaptation. 4. Disparition des enzymes adaptatifs dans certains procédés d’épuration où la biomasse subit une stabilisation prolongée en l’absence de substrat. C’est le cas en particulier du procédé contact-stabilisation, où la phase de stabilisation ne doit pas excéder environ 7,5 h (v. chap. 6).

4. Cinétique enzymatique MICHAELIS et MENTEN ont admis que k3 est >> k2 dans l’éq. 1, et que cette seconde réaction , la plus lente, est irréversible. En examinant la première réaction, ils ont établis que : ^ v= v

S = f (S) Ks + S

(3.2)

où : v est la vitesse de réaction ; ^ v est la vitesse max., lorsque S est très élevé ; S = concentration du substrat non lié à E (pratiquement ≡ à S total car [E] est toujours faible) ; E = concentration de l’enzyme ; Ks = constante de MICHAELIS ou de saturation (elle a les dimensions d’une concentration).

La reconnaissance du caractère enzymatique des transformations métaboliques a entraîné la vente de diverses préparations enzymatiques ou « biocatalytiques » destinées à rendre possible ou à améliorer l’épuration biologique. La dégradation d’un simple sucre implique une centaine d’enzymes différents, parmi lesquels il en est un qui limite la vitesse de réaction. Il est donc pratiquement impossible de prévoir si l’addition d’une préparation enzymatique permettra de remédier précisément à ce manque. 44

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ENZYMOLOGIE

Ks = ([e] – [ES]) [S] = [e] [S] – [S] [ES] [ES] [e] [S] [ES] = Ks + [S] La réaction intéressante est la seconde, qui fait apparaître les produits P et dont la vitesse vaut v = k3 [ES] = k3 [e] [S] Ks + [S] Lorsque S >> e, tout l’enzyme est engagé dans le complexe ES, d’où [e] ≈ [ES], et la vitesse est maximum ^v = k3[e], car seul le complexe ES est réactionnel. D’où v = ^v

Fig. 3.4 – Equation de MICHAELIS-MENTEN. v = f(S) est une hyperbole, elle exprime que v, en présence d’une quantité donnée d’E, commence par augmenter rapidement lorsqu’on augmente S, puis devient finalement indépendante de S par un effet de saturation. Indépendamment de l’effet de (S), l’activité enzymatique est toujours plus élevée dans les cellules jeunes, qui sont aussi plus grosses. Dérivation de l’équation de MICHAELIS-MENTEN. k1 k3 → E + S → ES → E + P (3.3) k2 k1, k2, k3 = constantes de vitesse.

S Ks + S

(3.5)

N.B. : On trouve la même équation en considérant la fixation de l’enzyme sur le substrat comme une adsorption et en appliquant l’isotherme de LANGMUIR.

Ks est indépendant de E et de S, mais varie souvent avec le pH, la température, la force ionique…. On remarque que Ks est la concentration de S pour laquelle l v = ^v 2

Appliquons la loi d’action de masse : va = k1 . [E].[S] vitesse d’apparition du complexe ES vitesse de disparition du complexe ES vd = k2[ES] + k3[ES] = (k2 + k3) [ES] (note : la deuxième réaction est considérée comme pratiquement irréversible). à l’équilibre : va = vd, et on a k1 [E][S] = (k2 + k3) [ES]

Linéarisation Dans les études de laboratoire où on fait varier S et où on mesure v résultant, on a interêt à porter sur graphique, plutôt que v = f (S), des variables transformées comme : 1=f 1 v S (méthode A) = Lineweaver- Burk ou double réciproque

d’où [E] [S] = k2 + k3 = K , constante de MICHAELIS (3.4) s [ES] k1 comme k2 90

Aero-block

terre cuite vitrifiée

1120

70

53

Ewall-porit Ing. E. Walloschke

anneaux en PVC ø 45 L. 40-50 mm

60

120

93,3

Filterpack (Mass Transfer Ltd) 1120 M CR

polyéthylène en « assiettes » de 50 x 1870 PVC en « bigoudis » de 30 x 50

– –

95 220

96 95

Flocor RC (SGN) Flocor E (SGN)

anneaux avec ondulations clayonnage de feuilles de PVC

50 38

230 92

95 97

Bionet (NSW)

module en polyéthylène

46

100

95

Hexacell (Hongrie)

clayonnage de feuilles ondulées PVC

–

100-220

> 90

Plasdek (Munters)

clayonnage PVC

30

100

95

Etapak (Filtermat)

anneaux en polypropylène à clayonnage interne Ø 45 mm · H : 40 mm Ø 115 mm · H : 90 mm

60 40

220 120

96 95

· Etapak 210 · Etapak 120 Hufo 200 (Biotys) Hufo 120 Hufo 90

anneaux en polypropylène de forme cônique

42 43 44

200 120 90

98 97 96

Biosol 120 (Biotys)

anneaux en polypropylène de forme alvéolaire

–

120

95

Pour des eaux ne contenant pas de matières en suspension, on propose aujourd’hui divers supports vermiculés, petits cylindres de la dimension d’une pierre à briquet, et présentant des surfaces spécifiques énormes (p.ex. 4000 m2/m3) Certains d’entre eux sont « dopés », c.à.d. censés contenir des oligoélements favorables à la santé du biofilm. Les marques sont Biogrog, Biolite, Biofor, … Les tours en matériaux granulés de section ronde, ont des hauteurs limitées à 2-3 m, à cause des pressions latérales. Les lits bactériens disposés dans le sol, pratique fréquente en Grande Bretagne, peuvent avoir des profondeurs supérieures.

Fig. 5.19 – Chenal cranté. Augets basculeurs à remplissage et vidange alternés. Eclabousseurs, ajutages avec plaques passives. Rampe d’aspersion montée sur chaîne sans fin.

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REACTEURS AEROBIES A BIOMASSE FIXEE (lits bactériens)

Les tours plastiques ont fréquemment 10 ou 12 m de haut, et leur section est plus souvent carrée ou rectangulaire. Les biodisques ont été à l’origine fabriqués en polystyrène expansé de haute densité, renforcés par de petites entretoises. Le matériau flotte sur l’eau, ce qui diminue les frottements aux paliers et réduit la dépense d’énergie. On fabrique aussi des biodisques en feuilles de PVC ou d’aluminium, dont le volume mort et la fragilité sont moindres.

3.3. Distributeurs 2

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5

Fig. 5.21 – Etaleur de jet. Document Noyes Data Corporation, Park Ridge. L’engorgement des lits bactériens est parfois lié au mode de distribution. Il semble facilité par une aspersion fine, et au contraire éliminé lorsque l’eau est distribuée en gros jets, même si ceux-ci n’irriguent pas la totalité de la surface. De même, les Sprinklers à réaction tournent souvent trop vite, et il y a intérêt à réduire leur rotation à un passage de bras toutes les 5 à 10 minutes (grâce à des freins) pour réduire encore le risque d’engorgement (WPRL, 1959). De toute manière le biofilm est spongieux, et il a la propriété d’aspirer du liquide par capillarité, même dans une zone non directement irriguée.

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Sur les lits bactériens à remplissage plastique, la charge hydraulique à assurer est plus élevée que sur les lits traditionnels, et atteint 1 à 2 m3/m2.h (PORTER). Pour un remplissage en vrac le taux d’irrigation minimum est de 0,75 m3/m2.h, pour les modules à feuilles ondulées il est de 1,5 m3/m2.h.

Fig. 5.20 – Distributeurs rotatifs GARD® pour lits bactériens. 1. Hauban (galvanisé). 2. Ridoir (galvanisé). 3. Verrouillage à goupilles. 4. Colonne centrale. 5. Bouclier de débordement. 6. Cheminée centrale. 7. Gicleur-réacteur. 8. Etaleur. 9. Collier. 10. Tube d’aluminium. 11. Assemblage des gicleurs aux bras.

12. Boulons inox. 13. Bras conçus pour une vitesse max. de ± 1,2 m/s. 14. Roulement principal. 15. 2,3,4, ou 6 bras selon débit. 16. Pierrailles. 17. Mise à niveau. 18. Pilier de béton. 19. Plaque de base. 20. Capuchons graisseurs. 21. Joint en néoprène.

Les distributeurs tournants du type Sprinkler (fig. 5.20) sont actionnés par la réaction de l’eau dans des tuyères obliques (fig. 5.21), ou par de petites turbines à eau disposées au bout des bras. Ces appareils exigent une hauteur d’eau motrice de 50 à 80 cm, accumulée dans la cheminée centrale. En cas d’afflux d’eau continu, une telle hauteur risque de ne pas être atteinte en période de faible débit, et les distributeurs s’arrêtent. On emploie alors des systèmes de siphons auto-amorçants disposés dans un réservoir en charge, et qui se vident rapidement dès que le réservoir est plein. Un afflux continu et irrégulier est ainsi transformé en vidanges discontinues

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Fig. 5.22 – Siphon autoamorçant. 1. Bassin en béton. 2. Cloche métallique ouverte en dessous. 3. et 4. Tubes de petit diamètre. 5. Tube central vers le distributeur. Au début l’eau est au niveau A et B1, ainsi que C1 dans le tube 4 (régulateur de pression). Lors du remplissage, l’eau atteint le tube 3 et monte dedans, isolant la cloche. L’air sous la cloche est comprimé : le niveau B1 baisse à B2 et C1 monte à C2 (il ne peut monter plus haut à cause du trop-plein). A ce moment le siphon s’amorce et alimente le sprinkler, car la pression dans la cloche est telle que tout son air est brusquement relaché à l’atmosphère par le tube 4.

Fig. 5.23 – Distributeur longitudinal.

au cours desquelles la charge nécessaire est toujours disponible. Un tel dispositif est représenté à la fig. 5.22. Il faut essayer de régler les siphons doseurs de telle façon qu’ils provoquent des interruptions < 5 mn. Si ces arrêts dépassent 10 mn (WOLF, 1980), on risque d’encourager les mouches. Certains distributeurs ont une paire de bras alimentés directement depuis la cheminée centrale, et une seconde alimentée grâce à un petit seuil, seulement lorsque l’afflux est important et fait monter le niveau dans la cheminée centrale. Les points délicats des aspergeurs sont le joint de rotation (qui sera de préférence hydraulique), l’équilibre du haubanage, et les orifices verseurs qui se bouchent fréquemment. Ces dispositifs sont par ailleurs sensibles au gel. Pour de très grands lits bactériens, on peut avoir intérêt à construire des lits rectangulaires qui seront irrigués par des distributeurs longitudinaux (fig. 5.23) montés sur rails et puisant dans une rigole amenant l’eau d’égout décantée (un passage toutes les 10 ou 15 minutes).

Fig. 5.24 – Entraînement par turbine et chaîne. a pensé à pourvoir les clapets d’une pointe dirigée vers l’intérieur, et qui débouche automatiquement le conduit chaque fois que le distributeur est au repos. Le Sprinkler classique, même avec bras découplables, a une vitesse de rotation difficile à régler finement. On utilise en Grande-Bretagne un système à turbine complètement différent. Chaque bras est pourvu à son extrémité d’une petite turbine à eau coaxiale par rapport au bras, et accouplée à une roue dentée. Cette roue dentée

De grands progrès ont été réalisés dans les systèmes de distribution. Les jets sont généralement étalés par des étriers capillaires, par des cuillers, ou par des clapets oscillants tels celui de la fig. 5.21. Comme les tuyères se bouchent régulièrement, on 114

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engrène sur une chaîne sans fin (fig. 5.24) posée simplement sur le garnissage, et provoque la rotation du bras, qui ne doit donc plus dépendre de la réaction des jets. De ce fait ceux-ci sont remplacés par des rideaux d’eau obtenus par débordement sur de petits déversoirs crénelés à 12 dents. Pour fonctionner correctement ce système s’accompagne d’un traitement primaire particulièrement soigné. La turbine participe évidemment à la distribution.

drique alimentée en eau usée. La rotation n’exige que 0,25 W/m2 (LOHR, 1967). Il n’y a presque pas de perte de hauteur d’eau. La répartition des durées d’immersion et d’émersion n’est pas la même au centre qu’à la périphérie mais vaut à peu près 50 % + 50 %. La rotation des disques vise à mélanger l’eau, à transférer de l’oxygène à l’eau, et à empêcher les court-circuits. Pour obtenir un mélange correct, il faut tourner d’autant plus vite que la charge hydraulique est forte. On ne peut toutefois dépasser une vitesse périphérique de 20 m/min. sous peine d’arrachement du film. En pratique, on adopte 13 m/min (soit 2,05 t/m pour les petits disques et 1,37 t/m pour les grands). Les arrêts de rotation sont à éviter absolument, car le biofilm sèche rapidement et il se crée un fort déséquilibre capable d’user ou même de griller le moteur lors de la remise en marche. Il est parfois nécessaire à forte charge d’accélérer la rotation d’un premier étage, afin d’améliorer le transfert du polluant au biofilm. Le transfert d’O2 pendant l’émersion est très rapide, et la provision d’O2 prise est toujours suffisante pour couvrir les besoins pendant l’immersion, quelle que soit la vitesse. L’alternance immersionémersion décourage les mouches. Etant donné le mélange dans l’auge, le procédé est à mélange complet. A reçoit de l’eau pendant α/2π et B reçoit de l’eau pendant ß/2π 3 j et à forte charge 0,2 < θc < 0,4 j, car les valeurs intermédiaires donnent des boues à mauvaise sédimentabilité.

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Une boue ne formant pas de flocons est dite en « croissance dispersée », et si les flocons sont très petits, on les dit « en tête d’épingle » (pin-point flocs). Ces deux anomalies provoquent de nombreuses difficultés dans une station d’épuration. Certains produits comme les peroxydes, le Hg, le Cd, le Zn, défloculent les boues activées (NEUFELD, 1976). Même dans une boue normale, il existe une proportion de cellules isolées, et on estime généralement que les ciliés pédonculés contribuent à éliminer par prédation ces cellules isolées et à fournir un effluent particulièrement bien clarifié. Comme leur taux de croissance est sensiblement moindre que celui des bactéries, ils n’apparaîtront que lorsque θc sera suffisamment élevé (voir ci-après 1.2.4). Les microbes les plus importants trouvés dans les boues activées sont les Pseudomonadacées (bactéries vraies) ainsi que les genres Flavobacterium et Alcaligenes (HAMER, 1985).

1.2.2. Le gonflement des boues ou « Bulking » Fig. 6.1 – Vue typique d’un bassin d’aération. A gauche, un bassin en fonctionnement, à droite, un bassin vide (Doc. IBW).

1.2.2.1. Description Les boues activées connaissent une « maladie » assez grave, par laquelle les flocons prennent des dimensions anormalement élevées, une densité très faible, et cessent de sédimenter correctement dans le décanteur secondaire. Pour un même poids sec, elles occupent un volume 4 à 6 fois plus élevé (plus précisément leur indice volumétrique* passe de 50 à 200 et plus). Elles envahissent alors le décanteur secondaire, sont entraînées et perdues dans l’effluent, et la pompe de recyclage, ne pompant plus qu’une suspension diluée, ne peut plus maintenir dans l’installation la biomasse voulue. Cependant l’épuration demeure excellente et l’effluent limpide. Lors du bulking apparaissent des bactéries en fourreau telles que le Sphærotilus natans, des fungi tels que le Geotrichum candidum, des bactéries du soufre telle Thiothrix ou des Actinomycètes comme Nocardia rubra. Une très abondante littérature traite de cette question complexe, et est loin de l’avoir complètement élucidée. On a très tôt distingué deux sortes de gonflements, mais qu’il faudrait si possible expliquer par une théorie unique : a. Le gonflement zoogléal, causé surtout par un excès de rétention d’eau (eau liée) dans un floc de Zooglæa ramigera : on peut y trouver jusqu’à quatre parties d’eau pour une partie de matière sèche. b. Le gonflement filamenteux, causé par un développement excessif de Sphærotilus, de Leptomitus, de Geotrichum, etc. Les causes premières de ces gonflements sont variées et les remèdes ne le sont pas moins. Examinons d’abord les principales théories explicatives avancées.

1.2. Biocénose 1.2.1. Floculation des boues activées La propriété qu’ont les cellules bactériennes de se coller ensemble sous forme d’amas floconneux est extrêmement importante et cependant mal connue. Les flocs de boues activées sont 3 à 6 fois plus solides que les flocs d’alumine (MAGARA et al., 1976). On a invoqué dès le début la sécrétion d’un « liquide floculant », mais ce n’est que récemment que de tels polymères ont pu être identifiés avec certitude. Beaucoup d’espèces secrètent des polysaccharides et des polyesters, qui sont des réserves ternaires externes accumulées surtout lorsque le substrat est abondant mais pauvre en azote et ne permet pas une croissance égale de tous les composants cellulaires. Zooglaea ramigera a la propriété de former des polymères particulièrement visqueux (jusqu’à 3 à 5 % du poids sec). MAGARA, NAMBU et UTOSAWA ont trouvé en moyenne 10 % de polymères extracellulaires et 20 % de PHB (interne). On suggère également que le polycation floculant sécrété par toutes les bactéries ne serait autre qu’un acide humique : on sait par ailleurs que ce produit est un des métabolites ultimes de l’activité microbienne. On conçoit que dans ces conditions, la boue activée doive être traitée comme n’importe quelle suspension floculable, c’est-à-dire en l’agitant sous un gradient de vitesse G contrôlé. Sous faible gradient, le diamètre des flocs est élevé mais leur surface spécifique (donc leur activité) est faible. Il y a donc un gradient optimum à mettre en oeuvre, et qui semble varier de 50 à 200 s–1. Les flocons normaux ont une dimension de 20 à 200 µ et sont très hydrophiles. Bien que ne concernant que moins d’un % du débit à traiter, le traitement de la boue secondaire peut coûter jusqu’aux 2/3 des investissements et des frais de fonctionnement (ECCLES et HORAN, 1985).

* Indice volumétrique ou SVI (Sludge volume index) : volume (en ml) occupé par un g de boues activées (en MV) après sédimentation de 1/2 h dans une éprouvette cylindrique de 1 litre.

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1.2.2.2. Théories explicatives On dispose actuellement de trois modèles pour expliquer la formation des flocs bactériens et ses aberrations. a. Phénomènes d’attraction à la surface bactérienne (F ORSTER , E RIKSSON et HARDIN) Ce modèle part du fait que la surface des bactéries porte une forte charge négative aux pH neutres, sous l’effet de l’acide glucuronique, le composant le plus ionogène de cette surface. Il en résulte normalement une répulsion réciproque des cellules et une croissance dispersée. Mais les cellules produisent aussi des exopolymères, portant des cations polyvalents qui, en se liant aux sites - forment des ponts faibles d’abord, puis plus forts, et amènent la floculation. Les organismes filamenteux agissent eux-mêmes comme un macropolymère, mais ils rendent le floc trop rigide et incompressible pour sédimenter. b. Modèle de l’ossature filamenteuse (SEZGIN, JENKINS, CHIESA et IRVIN) Dans ce modèle, les filaments forment l’ossature des bioflocs et les zooglées s’attachent à eux par une matrice gélatineuse. Le biofloc idéal est alors celui qui contient une proportion équilibrée de ces deux catégories d’organismes. L’excès de filaments fait dépasser ceux-ci des flocons et provoque le foisonnement ou bulking, alors que leur absence produit des flocons trop petits dits « en tête d’épingle » (pin-point flocs). L’excès de filaments peut être dû à plusieurs causes, et notamment à un manque d’O2 au centre des flocs. Pour empêcher cette déficience il faut au moins 2 mg O2/l dans la liqueur mixte et une régulation automatique. L’utilisation d’O2 pur améliore aussi la pénétration de l’oxygène dans les flocs et diminue ce danger, même en présence de gros flocs. c. Théorie intégrée (CHIESA, ECCLES et HORAN) Ce modèle rassemble toutes les connaissances à peu près démontrées sur le foisonnement des boues et considère que trois groupes de bactéries sont impliqués. Les trois groupes se distinguent par leur taux de croissance (µ), leur affinité (l/Ks) pour le substrat ou pour l’oxygène, et leur résistance à la disette (grâce à des réserves de PHB).

Fig. 6.2 – Les trois groupes de bactéries impliquées dans la sédimentation des boues activées. de sorte que le groupe dominant, et par suite les propriétés de sédimentation, vont dépendre de [S] et de [O2]. La fig. 6.2 montre les courbes de Monod relatives à chacun de ces trois groupes. Dans le groupe α, on trouve Zooglæa ramigera qui provoque des boues ramifiées spectaculaires mais en fait très rares. On y trouve aussi Citrobacter, Flavobacterium breve et surtout Pseudomonas stutzeri qui est un excellent formateur d’exopolysaccharides (30 % glucose, 20 % galactose, et 10 % ac. glucuronique). Les constantes de cet organisme sont ^µ = 0,13 h–1, Ks (glucose) = 4,4 mg/l et Y = 0,62 mg/mg. Dans le groupe γ se trouvent les filamenteux les plus dangereux, dont un grand nombre ont été répertoriés (v. l’atlas de EIKELBOOM) : n° 1701; 021 N; 0041 et Microthrix parvicella qui, comme son nom l’indique, forme de petits filaments. Ce dernier a un ^µ = 0,07 h–1 ; un Ks (glucose) = 2,4 mg/l et un Y = 0,57 mg/mg. Il ne produit pas d’exopolymère floculant, mais au contraire possède une réserve de PHB qui lui permet de survivre à un séjour prolongé dans le décanteur secondaire. Selon le modèle intégré, l’apparition du gonflement des boues résulte du caractère cyclique de la vie des bactéries dans une installation à faible charge et à mélange complet. La cellule bactérienne naît dans l’aérateur où elle séjourne 6 à 12 h dans un jus à faible concentration en C, N et P, et sous tension d’O2 comprise entre 0 et 4 mg/l selon sa position dans le biofloc. Ensuite, elle entre dans le décanteur secondai– re où le gradient de vitesse G diminue : si elle a des exopolymères, elle flocule et sédimente. Pendant 6 h, elle subit un appauvrissement progressif en S et O2, pendant

On a le tableau suivant : Groupe

Type

^µ

Affinité

Résistance

forte pour

à la disette

α

formeurs de flocs

élevé

S

faible

β

filaments A

élevé

O2

faible

γ

filaments B

faible

S

forte

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« Fill and Draw », où le cycle comportait 1 h de charge, 3 h d’aération et 1 h de décantation, ne présentaient jamais de gonflement. Les systèmes tubulaires non plus, ni ceux qui s’en approchent par l’usage d’un certain nombre de bassins homogènes disposés en cascade. Il y a donc interêt à adopter ce type de configuration lorsque c’est possible. Par exemple, on peut simuler un réacteur tubulaire par une alimentation intermittente de 5 min/h. Mais on peut, surtout, avec CHUDOBA, réaliser un bassin présélecteur de petite dimension. Il est à calculer sur 1/20e du volume d’aération total, ou pour un θ1 de 10 min. Idéalement, il faudrait que 50 à 60 % de la DCO y soit fixée, par adsorption. Il est même possible de ne pas l’aérer, ce qui permet un certain taux de dénitrification aux dépens des nitrates de la boue de retour. On a rapporté (HORAN, 1990) des améliorations spectaculaires dans de petites stations, simplement en recyclant la boue de retour juste à la sortie du décanteur primaire, dans le chenal qui mène au bassin d’aération. Pour une lutte rapide, on recommande généralement le chlore, le fer ou les polyélectrolytes. Ces derniers sont pratiquement inemployés en raison de leur coût. Le chlore doit être ajouté de façon intermittente aux boues de retour, à raison de 2 g Cl/kg B.j. Souvent cependant, il faut porter la dose à 8 ou même à 10 g, et cette technique brutale tue indistinctement les filaments et les non-filaments. La qualité de l’effluent se dégrade, et la nitrification diminue si la dose dépasse 5 g. L’emploi de Fe+++ ou d’Al+++ à raison de 20-50 mg/l est très favorable. Ces cations floculent la boue, et aussi maintiennent localement (dans les flocs) des concentrations élevées de P, favorables aux non-filamenteux. Le procédé allemand FERROBION est basé sur une dose constante de 2,5 à 5 mg Fe/l. Citons quelques autres remèdes :

lequel elle perd son aptitude à accumuler le substrat. Seules les cellules disposant de réserves retrouvent facilement cette aptitude et repartent en croissance lors de leur retour dans l’aérateur. Ce facteur exerce une pression de sélection en faveur du groupe filamenteux γ. Il s’ensuit que pour lutter à court terme contre le gonflement, il faut diminuer l’âge des boues θc, ce qui donne l’avantage aux formeurs de flocs α qui ont un µ élevé, et raccourcit le séjour dans le décanteur secondaire, diminuant du même coup l’avantage du PHB pour le groupe γ. La lutte à long terme passe plutôt par le compartimentage de l’aérateur ou l’adoption d’un système à gradient de concentration. De nombreux chercheurs, et en particulier EIKELBOOM (1981), ont cherché à dresser un inventaire des formes filamenteuses rencontrées lors du gonflement des boues activées. On se reportera à cette publication pour les détails mais le principe de l’identification au microscope est simple et à la portée de toute personne soigneuse. On utilise des critères morphologiques (branchement, cloisonnement, présence d’un fourreau, élongation, forme, dimension, …) aidés de deux ou trois tests de coloration simple (Gram, Neisser, granulés de soufre, …). Vingt-deux organismes ont ainsi été repérés. La souche identifiée aidera à repérer une cause probable, à vérifier si cette cause est présente, et à y remédier. Voici quelques éléments d’interprétation tels que les présente HORAN (1990) : Cause

Type de filament susceptible d’apparaître

Manque d’O2

1701, Sphærotilus natans, Haliscomenobacter hydrossis Microthrix parvicella, H. hydrossis, Nocardia, 021 N, 0041, 0675, 0092, 0581, 0961, 0803 Thiothrix, Beggiatoa alba, 021 N Thiothrix, S. natans, 021 N Fungi

Charge trop faible Eau septique Déficience en nutriments pH trop acide

1. Certains filaments comme le Sphærotilus poussent mieux que les bactéries normales lorsque le substrat est pauvre en azote et riche en carbohydrates : on corrigera danc la déficience par une addition de sel azoté, un recyclage de boue digérée, l’incorporation d’eau d’égout urbaine, d’urée, … 2. En conditions déficientes en N, Z. ramigera met en réserve le carbone du substrat, sous forme d’une pellicule extracellulaire. La charge négative augmente. On provoque la synhérèse (rejet de l’eau liée) par des additions de chlore massives (90 mg/l) : effet immédiat mais temporaire. 3. Des Actinomycètes filamenteux apparaissent en cas de déficience en Fe. Ils disparaissent lorsque [Fe] est portée à 2 mg/l et plus (cas rare). 4. A une charge > 500 g DBO5/kg MS.j, toutes les boues activées risquent de gonfler. Toutefois les réacteurs à mélange complet sont plus vulnérables que les réacteurs tubulaires ou discontinus : on attribue ceci à la présence simultanée de tous les états de métabolisme. Un réacteur qui sépare nettement les phases de respiration endogène est moins sujet au gonflement. De même, on remédie au gonflement filamenteux aussi bien qu’au gonflement zoogléal par une aération de quelques jours sans alimentation (longue période endogène). 5. Pour lutter contre Thiothrix, par exemple dans les fabriques de choucroute, il suffit de chlorer ou d’aérer l’eau avant épuration biologique, pour oxyder les sulfures (par exemple 5-10 mg/l chlore sur la boue de retour ou sur l’eau brute).

Quelques détails supplémentaires sur les remèdes sont fournis à la section suivante.

1.2.2.3. Remèdes Si les causes premières du gonflement sont nombreuses, les remèdes ne le sont pas moins. Certains permettent une intervention rapide et à court terme, alors que d’autres cherchent à éliminer durablement la cause. Il apparaît qu’environ la moitié des installations des boues activées présentent un gonflement de boues soit permanent, soit par épisodes. Selon GRAU et CHUDOBA, HOUTMEYERS, VAN DEN EYNDE, VERACHTERT (1982), la configuration des réacteurs est capitale. Les anciens systèmes semi-continus dits 132

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Amas de bactéries filamenteuses gross. 320 × (Sphaerotilus natans)

6. Deux organismes filamenteux ont été associés sans équivoque à un manque d’O2. Ce sont le 1701, qui indique un grave manque d’O2, et Sphærotilus natans qui témoigne d’un léger manque (HORAN, 1990). Il faut maintenir au moins 1 mg O2/l pour une station normale, et 2 mg O2/l pour une station qui nitrifie.

1.2.3. Boues flottantes Dans les décanteurs secondaires, on observe parfois des boues flottantes causées par la dénitrification. Ce cas est examiné ailleurs. Par contre, il peut se produire un cas particulier de boue flottante dans l’aérateur, accompagnant un gonflement filamenteux par Nocardia amaræ. Cet organisme a une paroi très hydrophobe, et se fixe sur les microbulles d’air, (70 µ de diamètre), formant ainsi des écumes dès que sa population atteint 103 à 106 par mg MSV. Il faut également que θc soit supérieur à 3 j., car son µ vaut 1,2 j–1. En outre, il a un optimum de pH très marqué entre 6,5 et 8,5, de sorte que ce phénomène ne se produit pas dans les réacteurs où la nitrification maintient le pH à des valeurs franchement acides. On peut s’en débarrasser en évitant de recycler les dites écumes (HIRAOKA et TSUMURA, 1984). On a également remarqué (LECHEVALIER, 1975) que le surnageant de digesteurs contient une substance puissamment nocardiotoxique, même après dilution au millième. Le recyclage d’un tel surnageant prévient généralement l’apparition de Nocardia. Puisque Nocardia forme une écume, il semble logique de l’attaquer en aspergeant cette écume avec du chlore.

Colonie d’Opercularia gross. 100 ×.

1.2.4. Les protozoaires Les protozoaires peuvent atteindre des abondances remarquables dans les boues activées, où ils jouent un rôle important dans la clarté finale de l’effluent. Les protozoaires présents dans les boues activées sont les Flagellés, les Ciliés et les Amibes. Leur observation microscopique est relativement aisée et fournit des indications intéressantes sur la santé d’une boue, c’est pourquoi nous les décrirons avec quelques détails. Leurs caractéristiques générale sont les suivantes : – structure corticale très organisée, où prédominent les cils ; – présence d’un orifice buccal ou cytostome ; – vacuoles alimentaires et vacuoles excrétoires pulsatiles, c’est à dire se contractant rythmiquement ; – un micronoyau à fonction génétique, et un macronoyau à fonction métabolique ; – présence d’une conjugaison sexuelle ; – reproduction par scission transversale le long du plan équatorial du corps. Les Flagellés se déplacent en agitant devant eux un flagelle très mobile. Ils sont amenés par l’eau usée, et se nourrissent de matière organique. Ils entrent donc en compétition pour elle avec les bactéries dispersées et avec les bactéries floculées, de sorte qu’ils disparaissent rapidement ou ne sont présents qu’en petit nombre. On ne

Epistylis gross. 100 ×.

Documents Faculté des Sciences Agronomiques de Gembloux UER de Microbiologie, Prof. J. Brakel et M. Culot.

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les trouve en abondance que dans les installations à forte charge, ou fonctionnant mal. Les Ciliés sont au contraire prédateurs, et se nourrissent de bactéries, surtout isolées. Il est certain que leur apparition coïncide avec une meilleure clarification finale de l’effluent. Ils peuvent atteindre jusqu’à 5 % de la biomasse en suspension, et consommer jusqu’à 10 % des bactéries isolées, dans l’aérateur aussi bien que dans le décanteur (HAMER, 1985). On divise généralement les Ciliés en trois groupes (STRUMIA et al., 1986), sur la base de leur comportement. n Les nageurs, qui se déplacent librement dans la liqueur mixte et vivent dispersés (ex. Chilodonella uncinata, 60 µ, fig. 6.3a). Ils ne sont pas recyclés avec la boue et disparaissent rapidement. Leur présence est typique des installations en démarrage. n Les rampants, qui sont en principe libres mais se meuvent dans les bioflocs à l’aide d’une sorte particulière de cils, les cirres (ex. Aspidisca costata, 30 µ, fig. 6.3c). Fixés aux boues, ils sont séparés avec celles-ci dans le décanteur secondaire et recyclés. Ils ont donc un net avantage de compétition sur les nageurs, et s’installent dans les boues mûres. n Les pédonculés ou sessiles, qui vivent fixés à demeure sur les bioflocs par leur pédoncule. Ces espèces forment souvent des bouquets (Carchesium polypinum, fig. 6.3e). Eux aussi sont recyclés avec les boues et caractérisent des boues mûres et stables.

Fig. 6.3 – Protozoaires. Document extrait de « Notes on Water Pollution », N° 43, HMSO, London.

Une boue activée peut contenir jusqu’à une dizaine d’espèces parmi lesquelles : Nageurs – Trachelophyllum pusillum (*) d – Litonotus fasciola – Chilodonella uncinata (*) a – Trachilia minuta Rampants – Aspidisca costata (*) c – Euplotes eurystomus Sessiles – Vorticella convallaria – Vorticella microstoma – Opercularia microdiscum (*) b – Opercularia coarctata – Epistylis rotans – Epistylis plicatilis – Carchesium polypinum (*) e – Tokophrya – Acineta

Les deux facteurs qui conditionnent avant tout l’établissement et le maintien des populations de protozoaires sont la teneur en oxygène et l’âge des boues θc. Les besoins en oxygène sont élevés, et on ne voit guère de protozoaires dans les liqueurs mixtes contenant moins de 2 mg O2/l, sinon des Flagellés. Dans les installations à très forte charge, θc étant par exemple < 2 j, les protozoaires n’ont pas la possibilté de s’installer. Dans les installations à forte ou moyenne charge (ou dans les sections amont de réacteur de type piston), on rencontre surtout des Opercularia (jusqu’à 100 000 par g de boue), alors que les Rotifères (qui sont à proprement parler des Métazoaires) se rencontrent du côté des faibles charges et dans les liqueurs mixtes bien aérées (jusqu’à 50 000 par g de boue).

1.3. Dynamique des populations dans les stations à boues activées Dans une station à boues activées, la biomasse est continuellement séparée de l’eau épurée dans le décanteur secondaire, et recyclée dans le bassin aérateur. Toutefois, la biomasse, du fait de l’utilisation du substrat, a tendance à croître et, pour la maintenir constante, on est obligé d’en éliminer un certain pourcentage chaque jour. Il en

Les organismes marqués * sont les plus fréquents, selon CURDS et COCKBURN (1970). 136

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résulte que la biomasse est totalement renouvelée au bout d’un certain nombre de jours, appelé « âge des boues » ou θc (temps de séjour des cellules). biomasse présente (= BV) M θc = = (6.1) biomasse purgée chaque jour ∆M/∆t B = concentration des boues (maintenue constante par les purges) ; V = volume de l’installation (y compris la partie du décanteur secondaire contenant des boues). M = biomasse totale en place ; ∆M = quantité de biomasse évacuée pendant le temps ∆t (purge discontinue). Puisque B est constant, la purge correspond exactement à la biomasse synthétisée pendant le même temps. Ceci est vrai à l’échelle de la biomasse totale, mais pas nécessairement pour chaque microorganisme qui la compose. Soient en effet des microorganismes de biomasse Bi et caractérisés par des taux de croissance µ i. On a évidemment ∑ Bi = B, et pour chaque organisme la croissance pendant θc vaut

µ i = ^µ i

d’où on tire facilement : ^µ ≥ ∆ M (Ksi + S) = 1 ( Ksi + S ) i M ∆t S θc S

(6.3)

(6.4)

Si Ks est négligeable devant S, la parenthèse tombe, et on peut dire plus simplement que l’âge des boues θc doit être supérieur à 1/^µ i pour que l’organisme i soit retenu dans l’installation. On définit ainsi un seuil par tout ou rien. Son application à la nitrification est particulièrement nette. La nitrification est effectuée par Nitrosomonas sp et Nitrobacter sp : le premier étant le plus lent sera aussi celui qui commande la présence ou l’absence du phénomène. On constate bien, en effet, que la nitrification est complète pour Dc < 0,31 j–1 et nulle pour Dc > 0,31 j–1 (v. fig. 10.4, p. 248).

i

(Bi)1 = (Bi)o eµ iθc

S Ksi + S

(6.2)

si l’indice l désigne la sortie, et 0 l’entrée. Or la purge élimine tous les organismes au même pourcentage, mais selon la composition du mélange à la sortie. La proportion des divers organismes a cependant changé entre 0 et 1, à l’avantage des organismes à croissance rapide, de sorte que la proportion de ces derniers ne cesse de croître. Théoriquement, l’élimination des organismes lents est inéluctable et complète. En pratique cependant, la situation est plus complexe, et les biomasses ne deviennent jamais monospécifiques. En effet, les différences de µ sont souvent ténues, de sorte que l’avantage des rapides peut parfois se retourner au profit des lents grâce aux facteurs suivants : – la concentration en substrat fluctue, et µ peut être plus ou moins éloigné de ^µ ; – à la limite, un organisme rapide peut avoir sélectivement éliminé tout son substrat pendant le séjour de l’eau θl , ce substrat devient alors limitant et la croissance s’arrête ; – la composition du substrat peut, par ses variations, favoriser successivement divers organismes ; – les changements de température peuvent également renverser l’ordre des µ, ; – l’organisme le plus rapide est aussi le plus exposé à la prédation. Des équilibres très complexes sont donc atteints, mais aucun organisme ne peut subsister dans une station si sa croissance est inférieure au taux de purge. On peut formuler comme suit ce critère de rétention : soit M la masse de boue activée (M = BV) et ∆M la portion de cette masse soutirée à chaque cycle, de durée ∆t quelconque. On peut définir un taux de dilution Dc de la biomasse par Dc = ∆ M = 1 [T–1] (6.1’) θc M∆t

1.4. Cinétique des boues activées à mélange complet 1.4.1. Approche simplifiée Cette approche est généralement connue sous le nom de modèle de MCKINNEY ou d’ECKENFELDER. On peut se faire une idée déjà satisfaisante d’une station à boues activées, comportant un aérateur et un décanteur, moyennant quelques simplifications. Soit le schéma de la fig. 6.4. On établira sur ce circuit un bilan massique basé sur les hypothèses suivantes : a. le réacteur est homogène (sa concentration en substrat et en biomasse est partout la même, en particulier la valeur de S1 est celle de la sortie de liqueur mixte) ; b. aucune épuration n’a lieu dans le décanteur ; c. la purge de la boue en excès est négligeable dans le bilan massique ; d. la vitesse de métabolisation est d’ordre 1 par rapport à S, c’est-à-dire que le substrat est limitant (voir équation de MONOD pour S petit) ; le modèle ne s’applique donc pas aux appareils à forte charge (où la vitesse est d’ordre zéro) ni aux très faibles charges (où S1 ≅ 0, et où le métabolisme est partiellement endogène) ; e. la portion de métabolisme endogène ou d’entretien est négligeable dans le bilan ; f. la liqueur mixte recyclée est considérée comme uniquement constituée d’eau.

Pour qu’un organisme i subsiste, il faut que µ i ≥ Dc, or µ i est donné par l’équation de Monod : 138

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Fig. 6.4 – Schéma de principe d’une installation à boues activées.

Fig. 6.5 – Modèle d’ordre 1 pour l’épuration d’une eau de brasserie (Cebedeau, 1975 ; K = 0,373 x 2,3 = 0,858 l.mg–1.h–1, θl = 3 h, B = 3,5 g/l).

Nous basant sur l’équation 4.13, p. 58, dont nous prenons l’approximation d’ordre 1 valable en faible charge, nous pouvons écrire comme suit le terme de disparition du substrat : ^µ 1 Q ∆S ≅ V BS1 = K B V S1 Y Ks (si on pose K = ^µ/Y K )

La valeur numérique de K dépend de la biodégradabilité de l’eau, de la température, et aussi de la façon d’exprimer B (ici en MS). Voici quelques repères : – 0,15 : estimation prudente, température hivernale (Eckenfelder). – 0,15 : eau urbaine (Cebedeau). – 0,21 - 0,35 : eau urbaine (Mastantuono). – 0,80 : mélange d’eau urbaine et d’industrie chimique (Vandevenne). – 0,86 : eau de brasserie (Cebedeau). La fig. 6.5 donne un exemple industriel où on voit que l’ajustement est bon sauf pour les très faibles valeurs de S1. On estime d’ailleurs qu’il n’est guère possible de descendre au-dessous d’une DBO5 de 3 mg O2/l (pollution résiduelle dite « fatale »). On vérifiera également que la fig. 6.5 se place bien dans la zone hachurée de la fig. 6.6. Si on remplace l’hypothèse (a) (réacteur homogène) par celle d’un réacteur tubulaire, il n’est plus possible de calculer un bilan massique, puisque S varie de façon continue depuis S0 jusqu’à S1, de sorte que la vitesse d’enlèvement n’est plus constante partout dans le réacteur. On a cette fois dS ≅ – ^µ SB = – KSB dt YKs Cette équation s’intègre, entre les limites S1 et S0, en : [lnS]S1 = – KB[t]θl S0 0 S1 –KBθ l d’où =e = 10–KBθl/2.3 (6.6) S0

s

On établit donc aisément le bilan massique en égalant les entrées et les sorties : QS0 + rQS1 = (Q + rQ) S1 + K B V S1 d’où on tire, en notant que V/Q = θl : Sl 1 = (6.5) 1 + KBθl S0 Cette équation se linéarise en : S0 – S1 = K S1 Bθl qui permet de calculer K comme pente de la droite obtenue en portant en graphique les résultats obtenus sous diverses conditions opératoires. Pour des raisons non encore clairement expliquées, mais selon un phénomène confirmé par de nombreux chercheurs, la constante K semble inversement proportionnelle à S0 (soit K = K’/S0). La constante globale vaut KB, en [T–1], de sorte que K s’exprime en l.mg–1.h–1 : c’est la constante d’enlèvement de substrat par unité de biomasse. La formule est valable au moins dans la plage 1 < θl < 8 h (installations dites « conventionnelles »). 140

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La même équation est retrouvée en partant de celle du mélange complet (6.5). Il suffit de disposer n bassins homogènes et identiques en cascade. Chacun d’eux retiendra l’eau pendant θl/n, et leurs effets se cumuleront de façon multiplicative : S0 Sn = n 1 + KBθl n

[

t – 20 Y’ = 0,7 – 0,034 x 1,07 + pK QS0/M

où p est la fraction inerte dans la matière en suspension de l’eau brute, K est le rapport de ces matières en suspension à la DBO5 de l’eau brute.

]

1.4.2. Approche par l’équation de Monod

On fait alors tendre n vers l’∞ et il vient KBθl n lim 1 + = eKBθl n n→∞ Les deux équations d’ordre 1 sont valables entre S1 = 4 mg O2/l (en DBO5) et les concentrations plus fortes où apparaît l’effet de saturation : il devient alors nécessaire de prendre l’équation de Monod sans la simplifier. L’approximation se vérifie évidemment mieux en réacteur homogène qu’en réacteur tubulaire, puisqu’on n’y passe pas par des concentrations élevées de substrat. Ajoutons qu’on a parfois de bons résultats avec des cinétiques telles que (GRAU, 1975) : dS = – KB S n dt S0 Pour calculer sommairement une station d’épuration, on doit encore disposer du moyen d’évaluer le besoin en O2 et la production de boue secondaire. On peut utiliser pour cela les formules suivantes. n Pour l’oxygène : O = αQ∆S + βM (6.7) α = 0,5 sur base DCO, ou 0,67 sur base DBO, terme de respiration exogène ; β = 0,16 à 0,17 (on peut exprimer M en MS ou MSV), terme de respiration endogène ; avec O = besoin en kg O2/j ; Q∆S = substrat éliminé (en kg DBO5/j) ; M = biomasse totale en kg. Une telle formule ne tient pas compte des besoins d’O2 pour la nitrification, qui doivent être calculés en sus (v. chap. 8). n Pour la boue : 0,24 Y’ = 0,8 QS0 (6.8) M avec Y’ = taux global de conversion en boue (y compris les matières en suspension de l’effluent) en kg par kg de ∆DBO ; Q = débit en m3/j ; = concentration initiale de substrat (en kg DBO/m3) ; S0 M = biomasse contenue dans l’aérateur seul (en kg). N.B. : L’expression entre crochets, qui n’est autre que la charge des boues, Cb, doit rester comprise entre 0,4 et 1,2. L’équation, empirique, donne la valeur moyenne annuelle de Y’, pour 15 ° < T < 19 °C. Une formulation plus détaillée a été proposée par HANBURY et JOHNSTONE (1982) pour les fossés d’oxydation :

[

Pour une approche plus complète, on ne fait plus d’hypothèse simplificatrice sur l’ordre de la réaction et on adopte l’équation de Monod. On distingue en outre les réacteurs tubulaires et homogènes, chacun étant envisagé avec et sans recyclage de boues. Nous présentons ci-après les modèles simples proposés par MOSER (1975) pour les deux types de réacteur. Le schéma de la fig. 6.4 reste valable, mais il suffit de considérer que le bassin d’aération est idéalement mélangé dans le premier cas, et qu’il présente un écoulement piston sans mélange longitudinal dans le second. Il est évident que pour des raisons techniques les réacteurs réels sont toujours intermédiaires par rapport à ces cas extrêmes idéalisés. Q étant donné en m3/j, on définit : QS0 la charge organique C0 = (en kg O2/m3.j) V C la charge biologique Cb = 0 (en kg O2/kg B.j) B L’équation de Monod donne alors (cf. p. 58) : dS ^ 1 S1 – =µ B (6.9) dt Y Ks+ S1

]

[ ]

n Cas du réacteur homogène : Dans cet appareil deux concentrations seulement existent : So et S1, dont seule S1 règle la cinétique. Le bilan global est donc le même avec ou sans recyclage. Aucune intégration de l’équation de Monod n’est nécessaire puisque la vitesse est constante, on remplace dS/dt par ∆S/∆t = (S0 – S1) / (V/Q), et on obtient directement le bilan massique : ^µ S1 Q (S0 – S1) = V B (6.10) Y Ks + S1 d’où on tire : ^µ S 1 Cb = (6.11) S Y (Ks + S1) (1 – 1 ) S0

[ ]

n Cas du réacteur tubulaire : Dans cet appareil, on rencontre longitudinalement toutes les valeurs intermédiaires entre S0 et S1 : il faut donc intégrer l’équation pour calculer la charge biologique, car la vitesse de dégradation décroît sans cesse. En réalité, à cause du recyclage, la concentration à l’entrée du réacteur vaut : rS1 S S’0 = 0 + (6.12) 1+r 1+r

142

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alors que le temps du transit du liquide vaut : V (6.13) θ’l = Q (1 + r) En intégrant dS = – ^µSB dt Y (Ks + S) entre S’0 et S1 pour S, et entre 0 et θ’l pour t, on trouve facilement : ^µ S 0 Cb = (6.14) (1 + r) Y (Ks ln S’0 + S’0 – S1) S1 n Comparaison des deux réacteurs : De ces équations caractéristiques, on peut tirer les principales valeurs intéressantes (B, S1, …) et notamment étudier la variation du substrat résiduel S1 en fonction de la charge biologique Cb. Pour des valeurs-types des constantes biologiques (^µ = 0,1 h–1, Y = 0,6, Ks = 100 mg/l) ainsi qu’une valeur donnée du taux de recyclage (r = 0,5), on obtient la figure 6.6 suivante.

sibilité de réaliser un mélange longitudinal aussi bien parfait que nul, la nécessité de travailler avec des θc supérieurs à 3 j. (de 3 à 5 j. et souvent plus) pour assurer une bonne décantabilité des flocs, tous ces facteurs rendent finalement peu discernables les différences entre les deux systèmes. En d’autres termes, un bassin de même taille donnera la même DBO finale qu’il fonctionne en mélange complet ou en écoulement piston. Même l’effet du taux de recyclage des boues apparaît négligeable. Le seul argument subsistant en faveur du réacteur homogène est sa plus grande stabilité de fonctionnement : la concentration faible qui y règne le met à l’abri des inhibiteurs et des toxiques, par contre, dans le réacteur tubulaire, les variations de charge à l’entrée peuvent affecter favorablement la floculation de la boue active. Le réacteur homogène est par contre davantage sujet au gonflement des boues.

1.4.3. Modèle de Herbert HERBERT (1956) part des mêmes prémisses, mais incorpore explicitement dans ses équations le décanteur secondaire, à partir duquel sera effectué le recyclage des boues. Le schéma de base est le suivant (fig. 6.7) :

Fig. 6.7 – Les boues activées selon le modèle de HERBERT. Il concerne ici exclusivement un réacteur homogène avec recyclage des boues. Ce recyclage concerne une fraction r du débit Q, et la boue activée subit dans le décanteur un effet de concentration tel que sa concentration est multipliée par c (en pratique souvent proche de 2). Le taux de dilution reste défini par D = Q/V, ce qui est une valeur théorique : la valeur réelle est supérieure à cause du recyclage, elle vaut D’ = (1 + r) D. Les purges de boues sont négligées, de même que le terme de maintien. Si on tenait compte de la mortalité dans (6.15), il faudrait µ net = µ brut – b, et si on tenait compte du facteur d’entretien dans (6.16), il faudrait µ brut = µ net + b. On établit sur ce système un bilan massique sur B et sur S : [B] : V dB = rQcB + VµB – Q (1 + r) B (6.15) dt [S] : V dS = QS0 + rQS1 – (1 + r) QS1 – V µB (6.16) dt Y

Fig. 6.6 – Comparaison des réacteurs homogène et tubulaire. On constate qu’une station du type tubulaire est toujours en principe plus performante qu’une station à mélange complet, puisqu’à charge égale elle donne un effluent mieux épuré. Ceci résulte du fait qu’en mélange complet, la cinétique est gouvernée par une seule concentration de S1, qui est très faible. Par contre, dans un réacteur tubulaire, S variant continûment de S’0 à S1, la cinétique moyenne, gouvernée par une concentration de S en moyenne plus élevée, est elle-même plus rapide. En pratique (SCHROEDER, 1975), l’imprécision des échantillonnages et des mesures, le caractère mixte de la population, l’absence d’un substrat limitant unique, l’impos-

A l’équilibre on a évidemment dB/dt = dS/dt = 0. On divise alors par V, remplace Q/V par D, et utilise l’équation de MONOD pour exprimer µ = f (S).

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On trouve alors aussitôt : µ = D (1 + r – rc) Y B= (S – S1) (1 + r – rc) 0 S1 =

Ks D (1 + r – rc) ^ – D (1 + r – rc) µ

(6.17) (6.18) (6.19)

Ces équations rendent immédiatement apparents les effets du recyclage et du décanteur secondaire. L’expression (6.20) 1 + r – rc = 1 + r (1 – c) est nécessairement < 1 puisque c > 1. Le taux de croissance µ sera donc très inférieur par rapport au cas sans recyclage, où cette expression vaut 1 puisque r = 0. Parallèlement la production de boue sera diminuée, et la concentration résiduelle en substrat sera moindre. Au contraire, le lagunage aéré, sans recyclage, produit beaucoup de boue et épure peu.

Fig. 6.8 – Fonctionnement des boues activées selon le modèle de HERBERT. Les courbes en traits tiretés correspondent à un réacteur sans recyclage de boues. Le recyclage des boues (courbes en traits pleins) permet de multiplier par 4 la biomasse et par 5 le D admissible. La courbe B est donnée par (18) et S par (19). Remarquer que S ne peut dépasser S0, même si le dénominateur de (19) tend vers zéro. Dans les deux exemples, on a choisi S0 = 1.000.

En pratique, le recyclage (souvent de l’ordre de 50 à 100 %) permet de quadrupler la biomasse et de quintupler le taux de dilution tout en produisant moins de boues et un meilleur effluent : le même volume d’installation est donc beaucoup mieux exploité. Herbert préconise de conduire les stations à boues activées en maintenant c constant. On peut effectuer un contrôle rapide de la valeur de r en mesurant le volume de boue activée sédimentée dans la liqueur mixte Ba et dans la boue recyclée Br, comme dans le test SVI (v. ci-dessus 1.2.2). Si le SVI des deux liqueurs est supposé identique (ce qui n’est qu’approximativement exact), on a (6.20) Q (1 + r) Ba = rQBr d’où 1 = 1 r= (6.21) c–1 Br –1 Ba

1.4.4. Modèle de McCarty Une approche encore plus complète consiste à tenir compte de l’équation de Monod, mais aussi des purges de boues et des pertes de biomasse par respiration endogène et autres processus. Si on appelle, dans une station d’épuration à l’équilibre : P = le taux de production de boue, en g/l.j ; R = le taux d’utilisation du substrat, en g/l.j ; B = la concentration en biomasse, en g/l ; (N.B. : tout est exprimé par unité de volume d’aérateur). on peut écrire : P = Yobs R = YR – bB (6.22) exprimant ainsi que le rendement de conversion « observé » empiriquement, Yobs, du substrat en biomasse, se décompose en réalité en deux termes. Le premier est la conversion, considérée comme instantanée, du substrat en biomasse selon une constante absolue Y. Le second exprime la perte continue de biomasse (donc fonction du temps), par l’intermédiaire d’un coefficient global d’entretien b (en j–1) s’expliquant par : n la nécessité de consommer une partie des réserves de la biomasse pour assurer l’intégrité permanente des cellules ; n la mort et la lyse de cellules ; n l’excrétion de polymères ; n la prédation.

Si on utilise cette valeur de r dans l’expression 1 + r (1 – c), on trouve 0, c.à.d. que le taux de croissance est nul et qu’on retrouve l’hypothèse simplificatrice du départ selon laquelle les purges de boue étaient négligeables. L’équation (6.21) est une approximation. La valeur réelle peut être tirée de (6.17) : r = 1 – µ/D ≠ 1 c–1 c–1 où µ/D est toujours < 1. La fig. 6.8 suivante, empruntée à GAUDY (1971) montre que le modèle de Herbert prédit des valeurs relativement stables de B et S1 lorsque D varie. Néanmoins, lorsque D approche de la valeur critique imposée par ^µ, le système décroche assez brusquement. 146

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Si on appelle en outre θ1 et θc, respectivement le temps de séjour du liquide et des cellules dans l’installation, on a évidemment à l’équilibre dB = dS = 0 dt dt côté boue P= B (6.23) θc côté substrat R = ∆S (6.24) θl d’où, en vertu de (19) : θ B (6.25) Yobs = P = l θc ∆S R Cette formule permet de calculer Yobs dans une installation donnée, elle revient à comparer la biomasse B qui se régénère en un temps θc, à la quantité de substrat ∆S qui se dégrade en un temps θl. Si on définit U = R/B comme vitesse spécifique d’utilisation du substrat par unité de biomasse [T–1], on obtient en divisant (6.22) par B cette nouvelle formulation du bilan massique effectué sur la biomasse : P = 1 = YU – b (6.26) θc B

où empiriquement Y prend des valeurs de 0,3 à 0,4 selon le substrat (sur DBO5) et b semble varier, selon les écosystèmes et le substrat, entre 0,01 et 0,07 j–1. Le cœfficient d’entretien b est lié au coefficient m de maintien, (b = mY) qui représente les g de substrat nécessaires par jour pour entretenir 1 g de biomasse dans son état d’intégrité : il faut donc préciser si on considère la masse totale en suspension B (exprimée en MS), la masse de matière organique B’ (exprimée en MSV), ou seulement la masse de cellules Bc. 1.4.5. Discussion sur les paramètres cinétiques L’importance du terme d’entretien est d’autant plus grande que θc est élevé, de sorte que les installations à faible charge produisent moins de boues. Il s’ensuit qu’elles ont aussi des besoins d’azote et de phosphore réduits par rapport à la proportion canonique 100 : 5 : 1 ; SHERRARD et SCHROEDER ont calculé cet effet en supposant qu’on applique un substrat sucré (C6H12O6) à un système dans lequel on a : Ks = 100 mg DBO5/l – k = 5 j–1 Y = 0,5 mg MSV/mg DBO5 – b = 0,06 j–1 (les diverses formules utilisées sont données au § 5). Ils obtiennent, en prenant pour la biomasse la formule plus complète C60H87O23N12P : θc

moles de B produites pour 3 moles C6H12O6 utilisées

3 0,117 6 0,103 10 0,087 15 0,073 20 0,064 (d’après Sherrard et Schroeder).

Proportion DBO5 : N : P nécessaire

Besoin en O2 O2 : DBO5

106 : 5,4 : 1 120 : 5,4 : 1 142 : 5,4 : 1 170 : 5,4 : 1 194 : 5,4 : 1

0,92 0,99 1,07 1,14 1,18

Remarquons que les 4 paramètres cinétiques sont obtenus deux par deux (^µ et Ks d’une part, Y et b d’autre part) grâce à des ajustements linéaires. Ils sont donc, dans chaque paire, ajustés l’un sur l’autre, c’est-à-dire que l’erreur expérimentale se répartit entre eux. Il est donc hors de question de faire des calculs en prenant une constante chez un auteur, et une chez un autre : elles doivent former un tout cohérent. Les formules de LAWRENCE et MCCARTY sont à employer pour interpréter des séries d’essais, puis pour calculer un réacteur à partir de là. Nous avons compilé au tableau suivant quelques valeurs de constantes cinétiques publiées, et basées sur les deux modèles les plus usités.

Fig. 6.9 – Exemples d’application du modèle de MCCARTY (Cebedeau). 148

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0,017 0,030 0,03 0,041

0,17 (0,50) 0,48 0,105

0,62 0,41 0,56

EGOUT + UCB Ind. chimique Laiterie Brasserie

Ks mgO2/l

(1) θl en h ; B en g/l.

Chimie organique Raffinerie pétrole Brasserie Semi synthèse de base Pb tétraéthyle Huiles végétales Phénols

0,43

0,050 0,35 0,22 0,46 0,70 0,31 0,092

0,193 (20°)

0,8

0,57-0,21 0,24-0,28 0,14-0,20 1,5 1,08-1,22

21

1,02

0,8

– –

–

–

Pharmacie Pétrochimie Ind. chimique Equarissage EGOUT

0,24

26

0,57

0,46

2(?) –

0,75

–

–

– 0,008 (Mod. Grau : 0,157)

2,76 (20 °) 2,83 (20°)

0,067

19

(0,1) –

5

–

0,29

0,50 – 0,0135

0,13

–

0,03-0,05 100-1000

25-100

–

– – – – – 0,46 – –

–

0,126

Constante d’Eckenfelder K(l.g–1.h–1)(1)

–

K taux max d’enlèvement

Parfumerie-Cosmétique Levurerie Conserverie fruits-légumes Jus de fruits

0,56

– 0,07 0,07

0,30-0,34 0,48 0,38

Ethylène glycol EGOUT à 11 °C à 21 °C COKERIES Nitrification Dénitrification (CH3OH) effluent procédé H pilote

0,070 0,009 0,026

0,35-0,45 0,05-0,10

0,37 0,55 – 0,49 0,34

Lisiers de porcs Egout s/plaques fixes Papeterie Fermentation Stillage

µ^ j–1

– – y = poids/ – 0,040 DBO∞ 0,0061 0,0168 245 – – – 0,029 0,79 33 0,035 – 15 000

0,009 0,024 0,025

b j–1

EGOUT (sur MVS)

0,326 0,312 0,60

Y –

Levurerie + EG (1 + 3) Sang de bœuf Ac. maléique etc. Conserverie

Type d’eau

Eckenfelder

Barnard

Vandevenne

Edeline (L’OREAL)

Vandevenne (HAIN) Edeline (Hombourg) Edeline (Piedbœuf)

Luthy et Tallon Cebedeau (CECA)

Garrasie (Ceca, 80)

Costa et al. (1985) Gujer (Contactstabilisation)

Lawrence (1975)

Istanbul (Christoulas) Istanbul (Ahmed) Istanbul (Hamouda) Istanbul III Istanbul (Russo)

Vandevenne Sujaritta Nonta (ETHYL) Edeline Istanbul (Egypte)

Source

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de 8 équations simultanées non linéaires ne connaît pas de solution analytique. Par contre, et par comparaison avec le modèle de LAWRENCE et MC CARTY, il requiert la connaissance de 19 paramètres au lieu de 4. Huit de ces paramètres peuvent cependant être estimés sans trop de risque, de sorte qu’il en reste 11. Il est évidemment exceptionnel qu’on en dispose ou qu’on soit prêt à engager la recherche délicate nécessaire pour les obtenir. Le modèle IAWPRC laisse de côté les aspects physiques du traitement primaire et de la séparation solides/liquide dans le décanteur secondaire. Par contre, il fournit une évaluation des besoins en oxygène et de la production de boue. Il accepte aussi certaines modalités particulières du traitement par boues activées telles que le « contact-stabilisation », l’alimentation étagée ou le « fossé d’oxydation ».

1.4.6. Le modèle n° 1 de l’IAWPRC Il s’agit d’un modèle élaboré par un groupe de cinq experts internationaux (HENZE M., GRADY JR, C.P.L., GUJER W., MARAIS, G.V.R. ; MATSUO, T., 1986) au sein de l’IAWPRC. Il est probablement le mieux équilibré disponible à ce jour, balançant fort bien les difficultés d’une sophistication avancée avec les avantages à escompter. Il est conçu pour un système « à une boue », c.-à-d. où la même boue activée parcourt un maximum de trois réacteurs et un décanteur secondaire. Il permet la biodégradation, la nitrification, et la dénitrification hétérotrophe. Il distingue 8 processus affectant 13 compartiments ou composants. Les cinétiques adoptées sont d’ordre 1 pour les processus n° 4, 5, 6 et 8, mais pour les quatre autres on a retenu des cinétiques à saturation du type Monod, comportant 2 à 4 facteurs multiplicatifs. Par exemple le processus n°1 comportera un facteur « substrat soluble » et un facteur « oxygène dissous », formulés comme suit : ^µ ( Ss ) ( O ) B H K +S H K0 + O s s où l’indice H désigne les hétérotrophes. Le substrat est évalué en DCO et il n’est plus fait usage de la DBO, cependant que la teneur en oxygène O est considérée comme une « DCO négative ». Voici la liste des processus retenus : n° 1 = croissance aérobie des hétérotrophes. n° 2 = croissance anoxique des hétérotrophes (i.e. dénitrification). n° 3 = croissance aérobie des autotrophes (i.e.nitrification prise globalement). n° 4 = mortalité des hétérotrophes. n° 5= mortalité des autotrophes. n° 6 = ammonification de l’azote organique soluble. n° 7 = hydrolyse des composés organiques piégés dans les bioflocs. n° 8 = hydrolyse de l’azote organique piégé dans les bioflocs. On a donc quatre processus concernant les matières ternaires et un concernant simultanément l’azote et les matières ternaires. Le fait de rejeter la DBO oblige à trouver un autre mode de partage de la DCO, qui sera d’ailleurs appliqué aussi à l’azote. On distinguera : une DCO soluble aisément dégradable, une DCO lentement dégradable ; une DCO organique inerte en suspension; une DCO inerte soluble ; une DCO provenant des cellules mortes. La DCO inerte soluble traverse la station sans être modifiée, mais les DCO en suspension sont censées être intégralement et instantanément piégées dans les bioflocs. La DCO lentement dégradable est supposée s’hydrolyser après avoir été piégée dans les flocs. Il est hors de question de donner ici plus de détails sur ce modèle, par ailleurs élégant, simple, et extrêmement bien justifié par des experts réputés et expérimentés. Il n’exige pas un ordinateur puissant (un PC suffit), et est alimenté par des valeurs de départ raisonnablement choisies. Il fonctionne alors par itération, puisque le système

1.5. Calcul d’une station à boues activées Deux méthodes sont en présence : n l’une basée sur le critère « charge des boues » ; n l’autre basée sur le critère « âge des boues » ; et on a montré (STENSEL & SHELL, 1974) qu’elles se ramènent l’une à l’autre. L’exposé qui suit s’articule sur la seconde méthode, dont la signification biochimique est plus aisément saisissable intuitivement. Elle part de l’équation de MCCARTY. Dans la pratique, les stations à boues activées conventionnelles ont des temps de séjour pour les liquides (θ1) de 6 à 8 h, des charges de boues Cb (rapport F/M = Food/Microorganisms de la littérature anglosaxonne) échelonnées de 0,05 à 5 kg DBO5/kgB.j, et des âges des boues de 2 à plus de 100 j. Que les deux méthodes n’en forment fondamentalement qu’une seule découle d’un raisonnement simple. Si on fixe la charge Cb, l’apport donné de substrat imposera une certaine biomasse dans le système. Pour se maintenir, celle-ci devra présenter un taux de croissance suffisant µ, et comme µ = 1/θc dans un chemostat, il s’ensuit que θc se trouve également fixé. La masse M de boue activée dans l’installation vaut BV (concentration x volume), et par définition l’âge des boues vaut : M θc = (6.27) dM/dt que l’on apprécie plutôt par M , car les purges sont discontinues. ∆M/∆t On a aussi la relation (v. ci-dessus § 1.4.4) : 1 = YU – b (6.28) θc La charge des boues vaut par définition : QS0 Apport journalier de substrat Cb = = BV Biomasse présente

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En fait, seule une fraction ρ (rendement fractionnaire) de S0 est utilisée par la biomasse, de sorte qu’on a une formule de passage simple entre les deux méthodes (U = ρCb) : 1 = YρCb – b (6.29) θc Dans les deux méthodes, une fois choisie la valeur du critère fondamental, on doit se choisir une valeur de B. On utilise alors l’équation de Monod et calcule successivement tous les éléments importants de la station. Cette approche, très générale, convient aussi bien pour la biodégradation carbonée, la nitrification, la dénitrification et la digestion anaérobie. Nous donnons le détail de la procédure d’après MCCARTY (1970) pour un réacteur homogène. n Age des boues : M BV θc = = (6.30) ∆M/∆t BrQp + Be (Q – Qp) car il faut considérer comme purges (a) les purges volontaires faites au débit Qp et dont la concentration est la même que celle du recyclage Br, et (b) les matières en suspension Be entrainées dans l’effluent de débit (Q – Qp). n Utilisation du substrat : V∆S/θl Q (S0 – S) S U= = =K (6.31) M BV Ks + S résultant de l’équation de Monod, avec K comme valeur maximum possible de U, valant ^µ/Y, et correspondant aux conditions de croissance maximum ^µ de la biomasse. De là on tire : 1 = YU – b θc N.B. : On peut prendre pour Y et b les valeurs données au § 1.4.5, mais il vaut toujours mieux les déterminer au laboratoire ou sur unité pilote. n Production de boues : En multipliant (6.28) par B, il vient (d’après les définitions) : ∆B = Y ∆S – bB (formule connue classiquement) (6.32) ∆t θl n Qualité de l’effluent S : Ks (1 + bθc) S= (6.33) θc (YK – b) – 1 Cette formule est obtenue en remplaçant U dans (6.28) par sa valeur selon l’équation de Monod (6.31). n Volume de l’aérateur V : V Y (S0 – S) θc θl = = (6.34) Q (1 + bθc) B équation qui combine (6.29) et (6.31) en tenant compte de la définition de U = R/B. n Taux de recyclage r : En faisant un bilan massique des boues activées dans une installation comportant un décanteur, on introduit la fraction recyclée r et la concentration Br de la boue soutirée à la pointe du décanteur. A partir de la définition et du calcul de θc, on trouve (voir démonstration en note ci-après) :

1 Q B = 1 + r (1 – r ) (6.35) θc V B On notera que le rapport Br/B est le rapport de concentration d’un décanteur secondaire, et on sait que ce nombre est limité. Si on écrit : 1 Q Br =µ =D = c, θc V B On retrouve la formule bien connue de Herbert : µ = D [1 + r (1 – c)] (6.35’) On prendra c = ± 2 et il deviendra possible de calculer r. Le taux de croissance ainsi calculé est un µ net, c.à.d. le µ donné par l’équation de Monod moins le cœfficient d’entretien b.

[

]

Note : Démonstration de l’équation (6.35). Fig. 6.10 – Bilan massique simplifié de la biomasse

Le bilan massique des boues sur l’aérateur donne : rQBr + (1 + r) Q∆B = (1 + r) QB recyclage production dans sortie (α) entrée l’aérateur aérateur Or la production de boue est due à un taux de croissance µ = 1/θc appliqué à la biomasse B pendant un temps θ1 = V/Q(1 + r). On a donc (définition du taux de croissance qui, à l’équilibre, doit être exactement égal au taux de purge) : ∆B = ∆B = µB = B = Q (1 + r) ∆B (ß) θ1 V/Q (1 + r) θc V d’où on peut tirer Q (1 + r)∆B, que l’on porte dans (α), et (6.35) en découle par regroupement et simplification. Tenir compte des deux éléments négligés du bilan aboutit à compliquer l’équation sans améliorer notablement sa précision.

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n Besoin d’oxygène : De façon analogue à la production de boues secondaires et à l’utilisation du substrat, le besoin d’oxygène se calcule par : ∆ O2 ∆S =a + b’B (par unité de volume) (6.36) ∆t θl et en divisant par B, on obtient les respirations spécifiques : ∆ O2 . 1 = aU + b’ (6.37) ∆t B où les cœfficients a et b’ (respiration endogène : mg O2/mg B.j) se déterminent au mieux à partir d’essais en laboratoire ou en pilote. Le besoin total pour tout le volume V s’obtient en multipliant par la valeur de V tirée de (6.34), et U par sa valeur tirée de (6.28) : ∆ V O2 = (S0 – S) Q a [(1 + bθc) + b’θcY] (6.38) ∆t 1 + b θc

2. Technologie des boues activées 2.1. Domaines de charge et variantes Le procédé admet d’assez nombreuses variantes, que l’on peut d’abord classer en fonction de la charge biologique, (kg DBO5/kg B.j) qui les caractérise. Comme la charge entraîne un « temps de séjour » et aussi un « âge des boues », la biocénose variera d’un type à l’autre, par l’effet sélectif ainsi provoqué. On distingue traditionnellement des charges très faibles à très fortes, échelonnées plus ou moins géométriquement comme il apparaît dans le tableau 1. Certaines variantes portent en outre un nom, qui se réfère à des particularités techniques des dispositifs employés. Quelques-unes de ces variantes sont présentées numériquement au tableau 6.II, et seront décrites à la section 3. Selon le principe mis en œuvre, la géométrie des réacteurs change profondément, ainsi que le mode d’aération appliqué. L’aération peut être réalisée par de très nombreux dispositifs, qui ne seront pas étudiés ici.

Equations de MCCARTY pour boues activées 1 = YU – b = Y ρ Cb – b θc θc =

M BaV = ∆M/∆t BrQp + Be (Q – Qp)

Tableau 6.I – Boues activées. Tableau des charges (valable pour fines bulles injectées à au moins 3 m de profondeur). Ch. Ch. des Durée org boues de activées séjour

Ba : aérateur Br : recyclage Be : effluent

Charge

Degré d’épuration obtenu

P = ∆B/∆t = Y ∆S – bB θl Très faible

S1 =

Ks (1 + bθc) θc (YK – b) – 1

(K = µ/Y) Faible

Y ∆S θc V = Q θl = Q (1 + b θc) B 1 = θc

Q [1 + r (1 – Br )] V B

Moyenne

d’où on tire r

Forte

Très forte

µ = D [1 + r (1 – c)] ∆ O2 ∆S =a + b’ B ∆t θl

OC/ charge

Air

Energie

Product. de boue

kg kg DBO5 DBO5 h ou j kg O2 m3 par kWh par kg B/ par kg DBO5 kg DBO5 kg DBO5 /m3j /kg B.j kg DBO5 éliminé

Minéralisation totale = Fossé d’oxydation Pasveer 0,18 0,05

1-5 j

2

> 45

0,42

≤ 0,30

complète + nitrification partielle

0,7

0,2

5h

1,3-1,5

29-33

0,46-0,52

≅ 0,75

complète, avec DBO5 résiduelle de ≅ 25

1,8

0,5

2h

0,7-1,1

16-24

0,25-0,38

≅ 0,9

complète avec DBO5 résiduelle de ≅ 40

3,6

1,0

1,3 h

0,6-0,8

13-18

0,21-0,28

1,2

complète avec DBO5 résiduelle de ≅ 80

7,2

2,0

0,7 h

0,3-0,6

7-13

0,11-0,21

≥ 1,4

(D’après WLB 12 (1968), R. Köhler). OC = « Oxygenation Capacity ». BA = Matières en suspension (sec).

(b’ = mg O2/mg B.j)

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Tableau 6.II – Quelques variantes du procédé.

Type

Charge normale kg DBO5/m3.j kg DBO5/kg MVS.j

Aération prolongée Conventionnel + aération étagée Charge étagée Contact-stabilisation Aération brève

ρ % DBO

Age des boues j

0,32

0,05-0,20

85-95

10-∞

0,55 0,80 1,10 1,6-6,4

0,20-0,50 0,20-0,50 0,20-0,50 0,50-3,50

95 95 90 60-85

4-14 4-14 4-15 0,8-4

(d’après Lawrence et McCarty) ∆DBO5)

Tableau 6.III – Composition d’un effluent de station à boues activées. Charge des boues Cb kg DBO5/kg MS. j

0,15

0,30

0,50

1,00

Eau (*) brute

DBO5 DCO N — NH4 N — NH2R N — NO3– N — N2 (dénitrification)

5 20 2,5 0,5 29 10

16 50 22 1 10 7

25 70 35 2 1 2

50 120 36 3 0 0

230 370 12 38 0 –

boue en excès en DCO mg O2/l en N – NH2R mg/l

120 8

140 10

150 10

160 11

– –

d’après Beuthe (1970). (*) Eau brute décantée.

On n’a pas intérêt à appliquer n’importe quelle valeur de Cb ou de θc, et il vaut mieux tenir compte de quelques autres éléments. Par exemple : la DBO résiduelle de l’effluent cesse de diminuer lorsque θc ≥ 2 j, ou Cb ≤ 1,1 j–1. La quantité de la boue secondaire est idéale pour 5 ≤ θc ≤ 8j., mais on va souvent jusqu’à 30 j, et même 100 j., dans le but de réduire la production de boue.

Fig. 6.11 – Age des boues et production de boues (inspiré de Koot)

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continu par un déversoir spécial réglable, soit en discontinu par minuterie réglable. La charge des boues reste alors automatiquement constante, et la qualité de l’effluent aussi (méthode de WALKER, 1971). Néanmoins, la remarque faite en 1.4.1, et selon laquelle la constante cinétique est inversement proportionnelle à S0, conduit à limiter l’usage de cette méthode aux cas où S0 varie peu ou pas du tout. Si S0 varie, il y a lieu de le mesurer, et d’augmenter θc lorsque S0 lui-même augmente. Il s’ensuit évidemment que r varie à sa suite (BENEFIELD et RANDALL, 1977).

En exprimant les charges en DCO, on peut proposer, sous réserve d’essais, a = 0,54 b’ = 0,0094 j–1 Y = 0,47 si la biomasse est en poids, et 0,67 si elle est en DCO b = 0,02 j–1. ^µ = 3,0 j-1 à 10 °C, et K = 20 mg DCO/l. s Le domaine 0,4 < θc < 3 produit des boues de mauvaise qualité, sans doute à cause du manque de protozoaires : le θc est insuffisant pour qu’ils se maintiennent, mais la charge reste trop faible pour qu’il y ait bonne floculation des boues. L’âge des boues (en jours) est une fonction inverse de la charge des boues Cb, et on peut lier comme suit les âges normalement associés aux charges : θc = 1,224 Cb–1.125 (6.39) Une boue vieille (p. ex. θc = 100 j.) est une boue « brûlée », accompagnée de nombreuses cellules mortes et débris de cellules, floculant mal et provoquant des difficultés au clarificateur secondaire. De même, et pour les mêmes raisons de sédimentabilité de la boue, les charges comprises entre 0,5 et 1,0 kg DBO5/kg B j. sont considérées comme à éviter et rarement pratiquées (KOOT, 1980). La fig. 6.11 montre ces relations.

2.3. Schéma des principales variantes

. .

2.2. Modes de conduite des boues activées Fig. 6.12 – Système traditionnel.

Compte tenu de tous ces phénomènes et des théories qui cherchent à en rendre compte, quatre modes de conduite ont été proposés pour les installations à boues activées : a. Maintenir B constant dans l’aérateur (méthode traditionnelle) au moyen de purges appropriées effectuées de façon discontinue. Dans ce cas la production de boues s’adapte à la charge, qui varie constamment, de sorte que θc et S1 varient eux aussi, tendant sans cesse vers leur valeur d’équilibre. b. Maintenir c et r constants (HERBERT), ce qui stabilise le facteur (1 + r – rc) du modèle, et donc les performances. Il est très facile de rendre r constant, mais pour c c’est beaucoup plus délicat en pratique. Cette méthode ne peut empêcher une station de perdre sa biomasse par dilution : la même valeur de c est obtenue pour Br = 8 g/l et Ba = 4 g/l, que pour Br = 2 g/l et Ba = 1 g/l. c. Maintenir Br constant (GAUDY), ce qui est plus facile que la méthode (b). On agit sur la boue de retour grâce à un épaississeur complétant à volonté l’action du décanteur secondaire. On est alors certain de recycler une quantité fixe (Br = cB). d. Maintenir θc constant (MCCARTY et LAWRENCE), par un taux de purge constant (en %). Dans ce cas B varie en fonction de la charge, et s’ajuste de façon à évacuer exactement la boue formée. La charge biologique reste constante, et les performances sont stables en ce sens que le rendement d’épuration est constant (S1 suivant évidemment les fluctuations de S0). La dernière solution garantit une boue en excès de qualité constante. Elle permet de minimiser la production de boue, dans la mesure où les aérateurs peuvent suivre la demande respiratoire. Elle est plus simple à contrôler en station, sans aucune analyse : il suffit de purger une proportion constante du débit de retour de boues, soit en

Fig. 6.12. Charge 0,2-0,5 kg DBO5/kg B j. (si > 0,35 pas de nitrification). Convient pour eau d’égout, ou eau résiduaire industrielle diluée. Ecoulement : mélange complet. Boue non entièrement minéralisée. Production de boue : d’autant plus élevée que la charge est forte.

Fig. 6.13a – Aération étagée. Fig. 6.13a. Module l’aération en fonction des besoins : max. à l’entrée, min. à la sortie. Ecoulement : piston. Economie d’air. Typiquement pour 4 étages, les besoins en O2 sont : 1er : 35 % 2e : 27 % 3e : 23 % 4e : 15 %

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Fig. 6.13b – Charge étagée. Fig. 6.13b. L’aération est uniforme, mais des suppléments de charge sont admis là où les besoins en air diminuent. Ecoulement : piston. Admet une plus grande concentration en boue activée. Comme modification, permet d’augmenter la charge d’une installation traditionnelle.

Fig. 6.16 – Etages multiples. Fig. 6.16. Ce système est un dédoublement du système traditionnel, convenant pour des eaux industrielles toxiques. On omet généralement le décanteur primaire. Le second étage est une boue activée normale, « protégée » par le premier étage. La boue en excès du second étage n’est jamais purgée, mais renvoyée au premier étage qu’elle réalimente en boue de bonne qualité et où elle sert surtout par adsorption. L’étage primaire, dont le volume est le 1/4 de l’ensemble, est à très forte charge, et fournit une boue lourde et sédimentant bien. En cas de toxicité, c’est elle qui encaisse le coup. C’est de l’étage primaire que sont faites les purges. L’étage secondaire traite surtout une charge dissoute, et dont la variabilité a été fortement atténuée. Le système peut accepter jusqu’à 5,5 kg/m3.j de DBO5 filtrée, et donne un rendement de 75 % avec environ 1 h de θl total. La production de boue est inférieure à celle qu’aurait la même capacité en monoétagé. Le système Attisholz dédouble également, mais réalise une épuration par bactéries en A1, et par protozoaires en A2, en jouant sur [O2] et θc. Dans la même veine, on citera également le système « cascade » étudié et optimisé par HOFFMANN (1988), qui préconise comme solution optimale 4 bassins en cascade, chacun ayant un θl de 0,7 h avec une charge organique totale de 1 kg DBO5/m3. j. Le premier compartiment est anoxique, et la répartition de l’aération est O : 2 : 1 : 1. Le premier bassin adsorbe la charge à raison de ± 60 mg DCO/g B, et dénitrifie s’il échet. Le SVI est nettement meilleur qu’en mélange complet sur un seul bassin de même volume, la DCO de l’effluent devient meilleure que celle du mélange complet si la charge biologique dépasse 1, et la production de boue peut tomber de 10 à 14 %.

Fig. 6.14 – Contact - Stabilisation. Fig. 6.14. Même charge que le système traditionnel, mais charge hydraulique double (1,1 kg DBO5/m3.j). Aération brève (20 mn : adsorption seule), puis réactivation des boues. Rendement : ± 70 %. Voir ci-après § 2.4.

Fig. 6.15 – Procédé HATFIELD (KRAUS). Fig. 6.15. La boue est réactivée avant recyclage avec le surnageant du digesteur, ou même avec la boue digérée. Convient pour eaux pauvres en N (conserverie de fruits, légumes, laiterie), en récupérant l’NH+4 du digesteur. Pour la même raison, résiste au gonflement des boues. Admet une forte concentration en boue activée.

Fig. 6.17 – Fossé d’oxydation (PASVEER). Fig. 6.17 – Aération prolongée à très faible charge : 50 à 200 g DBO5/g B j. Production de boue faible ou nulle. Minéralisation totale. Voir ci-après § 2.6.

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2.4. Contact - Stabilisation (d’après SIDDIQI, SPEECE, ENGELBRECHT, 1967 ; GUJER, JENKINS, 1974 ; MORFAUX et ALBAGNAC, 1979). Principe : Mettre en contact une eau usée et une boue activée stabilisée, pour une courte période (environ 1/2 h), puis les séparer par décantation, et stabiliser la boue dans un bassin spécial d’aération (v. fig. 6.20). Ce principe avantageux, inventé en 1921 en Angleterre, est mis en œuvre dans divers systèmes : aération étagée, biosorption, KRAUS, contact-stabilisation. n 1. L’enlèvement de DBO au cours de la phase de contact se fait extrêmement rapidement (moins de 1 mn) pour les matières en suspension ou colloïdales, qui sont adsorbées ou capturées physiquement par les bioflocs. Or, 69 % des matières organiques de l’eau d’égout urbaine sont en suspension. L’absorption des matières dissoutes et leur métabolisation est beaucoup plus lente (± 50 fois). On prévoit généralement 0,5 h de contact, après quoi la boue est séparée dans le décanteur secondaire et stabilisée sous forme de boue concentrée. Ceci permet une économie considérable de volume : le volume total du procédé est d’environ 40 % du volume du procédé normal. On a observé (KAINTZ & FORNEY, 1959) qu’en 30 mn le substrat soluble (surtout du type glucidique) est entièrement capté et stocké sous forme de glycogène, moyennant 18 % du besoin total en O2. C’est ensuite seulement que ces réserves sont transformées en nouvelles cellules, à µ constant.

Fig. 6.18 – Aération mobile. Fig. 6.18. Bassin allongé unique, servant d’aérateur et de décanteur secondaire. Ce pont suce la boue décantée au fond, et la projette sur la surface en l’aérant. Le déplacement continuel (programmé) du pont permet à chaque zone d’être tour à tour aérée et décantée (Procédés DANJES et BRUCKER).

Fig. 6.19 – Oxygène pur. Fig. 6.19. L’usage d’oxygène pur ou d’air enrichi oblige à couvrir les réacteurs. Le coût du gaz est compensé par l’efficacité de transfert beaucoup meilleure et la possibilité de travailler avec des concentrations en biomasse plus élevées. Les boues sont riches en protozoaires et décantent rapidement. L’oxygène est produit par cryogénie ou par tamisage moléculaire. Les performances globales semblent toutefois identiques à celles du procédé classique (Procédé LINDOX, UNOX, OXYAZUR, etc.). L’appareil étant couvert et sous pression, les gaz d’évent sont réglés de façon à contenir encore 40 à 50 % d’O2 (le reste étant du CO2 et du N2 strippés). La régulation se fait simplement sur la pression du premier réacteur. Dans ces conditions, on absorbe environ 90 % de l’oxygène fourni, et on maintient 6 mg d’O2/l dans la liqueur mixte, où tout risque d’anoxie est évidemment éliminé. L’O2 peut pénétrer jusqu’au centre des bioflocs, et les protozoaires sont dans un milieu idéal. Le système ne produit pas d’aérosols. Des charges jusqu’à 1,3 kg DBO5/kg MSV.j peuvent être atteintes, et des biomasses de 4 à 7 g/l peuvent être entretenues (WILCOX et AKINBAMI, 1974 ; DEPRE et VAN CAUWENBERGHE, 1977).

Fig. 6.20 – Document Noyes Data Corporation, Park Ridge. n 2. Le point sensible de la méthode est la durée de stabilisation, car elle détermine (1) la sédimentabilité de la boue, et (2) son aptitude à métaboliser rapidement le substrat frais.

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Au cours de la période de stabilisation, l’activité de la boue activée commence par croître sensiblement, puis elle décroît de nouveau. Le maximum d’activité se situe vers 7,5 h. La phase d’augmentation d’activité s’explique par la métabolisation des substances adsorbées et en réserve, qui mobilise tous les enzymes de respiration et de synthèse. Pendant ce temps, la cellule synthétise des protéines (c.à.d. surtout des enzymes), dont la teneur est max. après 6 à 8 h. C’est aussi à ce moment que la concentration en produits intermédiaires du métabolisme est minimum (notamment les polymères de réserve). La phase de décroissance correspond surtout à l’inactivation progressive des systèmes enzymatiques inductibles. Les eaux usées d’industries telles que brasserie, confiserie, panneaux de fibre de bois, sont riches en glucides et mènent à l’apparition d’une biomasse à respiration rapide (jusqu’à 80 mg O2/g.h) synthétisant des α-glucanes intracellulaires. La résorption de ces réserves exige une source de N et de P, dont les eaux sont dépourvues, et qu’il est préférable d’ajouter dans le bassin de stabilisation. Le volume de bassins nécessaire est ainsi réduit (MORFAUX et ALBAGNAC, 1979). Il faut donc éviter de tomber dans la deuxième phase, et pour cela arrêter la stabilisation dès que le substrat exogène a disparu. n 3. Enfin, comme dans tout système à boue activée, une augmentation de la charge (soit du rapport S/B) entraîne une plus grande production de boue secondaire, et la concentration d’équilibre de la boue activée s’élève : il y a moins de temps disponible pour la respiration endogène, réductrice des boues. L’indice volumétrique des boues est également affecté par la charge, il est max. (± 40) lorsque la charge vaut ± 2 kg DCO/kg B.j. Le système supporte des charges extrêmement élevées, jusqu’à 10 kg DCO/kg B.j.

N.B. : Ces installations – ne comportent pas de décanteur primaire (remplacé souvent par un dilacérateur) ; – visent à réduire à zéro le soutirage de boue en excès, en laissant volontairement un peu de boue partir dans l’effluent. n 2. L’aération à deux étages (Fig. 6.22) :

Fig. 6.22 – Minéralisation totale. Dans la première variante, si on n’élimine pas la boue, la liqueur mixte s’équilibre à une concentration de boue telle qu’il n’y a plus de production nette, sinon le léger entraînement dans l’effluent. De là l’appellation « minéralisation totale ». En fait ceci entraîne une détérioration de l’effluent, et ne peut être pratiqué que si on admet un ρ DBO5 < 90 %. Pour avoir malgré tout une faible accumulation de boues, on allonge la durée d’aération.

2.5. Aération prolongée Ce principe est valable pour des petites stations (< 4 500 m3/j) avec faible charge (< 0,1 kg DBO 5 /kg B.j.) et faible vitesse ascensionnelle au décanteur II (< 25 m3/m2.j.) Deux types sont possibles : n 1. L’aération prolongée proprement dite (fig. 6.21) :

Les normes US actuelles sont : Charge volumétrique : 0,24 kg DBO5/m3.j et θ1= 24 h ; Déc. II : θl = 4 h ; charge superficielle ≤ 12 m3/m2.j ; Charge au déversoir ≤ 62,5 m3/mct.j sur débit de pointe ; Besoin d’air : 93 m3/kg DBO5; Recyclage de boue ≥ à Q0. En Belgique on admet θ1 ≥ 20 h, mais on exige une charge biologique ≤ 0,07 kg DBO5/kg B.j. Le calcul d’une telle station comporte, outre celui du rendement épuratoire, celui des matières en suspension s’éliminant avec l’effluent. La masse totale de solides en suspension sera :

Fig. 6.21 – Aération prolongée. 166

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∑B = Ba + Bs + Bi avec : Ba = biomasse active ; Bs = biomasse stabilisée par la respiration endogène ; Bi = masse de solides inertes provenant de l’eau brute ; et il est possible de calculer ou d’évaluer chacune des composantes. Pour que l’équilibre se produise, il faut que le décanteur laisse partir une certaine proportion de ∑B, puisqu’il n’y a aucun soutirage volontaire. Le rendement en matière en suspension du décanteur secondaire sera donc l’élément déterminant de cet équilibre. On peut admettre en moyenne un « entraînement » de ± 0,5 % des matières en suspension de ∑B, lequel varie de 2 à 7 g/l : ceci produit dans l’effluent une concentration de 10 à 35 mg/l de matières en suspension, acceptable dans la plupart des cas et équivaut à un âge des boues de 20 j. Comme le système est à mélange complet, la vitesse d’enlèvement est donnée par : S0 – S1 = k BaS1 θ1 et on trouve empiriquement à 20 °C : kBa = ± 8,5 h–1 = ± 200 j–1. Toutefois θl est tellement élevé que cette cinétique est masquée et que la DBO5 de l’effluent filtré est généralement de l’ordre de 3 à 5. La DBO totale de l’effluent vaut la somme du substrat non-dégradé (= S1) et de la DBO résultant des solides entraînés, à raison de 0,6 mg O2 par mg de suspension. Le besoin en O2 est la somme du besoin associé à la synthèse et de celui correspondant à la destruction endogène des boues. A ce propos, il est toujours dangereux d’essayer d’économiser de l’air en pratiquant une aération intermittente. Il existe de bonnes indications qu’un temps d’aération de 24 h n’est pas indispensable. On a notamment confirmé la bonne marche des installations avec les conditions : θ1 = 8 h θc = 10 j [B] = 4,5 g/l S0 = 200 mg O2/l qui ont fourni un effluent de DBO5 = 9 et de matières en suspension = 15 mg/l. Un exemple de bloc d’oxydation totale est représenté à la fig. 6.23.

Fig. 6.23 – Bloc d’oxydation totale. (Document « Société de l’Industrie Minérale », Saint-Etienne). Ce procédé très économique a été conçu initialement pour les collectivités rurales, mais il s’est industrialisé peu à peu, et a servi également à l’épuration d’eaux industrielles. Il semble particulièrement adapté aux eaux biodégradables des industries alimentaires. Il est attrayant par les caractères suivants : – faible coût d’installation ; – production de boues faible ou nulle ; – boues produites stables ; – excellent rendement des aérateurs ; – conduite aisée ; – bonne résistance aux surcharges momentanées ; – degré d’épuration élevé ; – moins d’odeurs, puisqu’il n’y a pas de décanteur primaire et que la boue secondaire est stabilisée.

2.6. Fossé d’oxydation Principe Le fossé ou chenal d’oxydation n’est pas un réacteur à mélange complet. Il offre un circuit le long duquel les eaux circulent sans cesse, poussées et aérées par des dispositifs ponctuels. Il admet des eaux dessablées mais généralement non décantées (éventuellement dilacérées). (cf. schéma 6.17). 168

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Normes caractéristiques Ces normes sont celles du Dr Pasveer, applicables à une eau urbaine (1 EH = 54 g DBO5), et complétées ultérieurement : – Capacité d’aération : 300 l/EH ; – charge biologique : 50 g DBO5/kg B.j ; – [B] : 4 g/l, – Production de boue : 30 g/EH ; 300 l/EH x 4 g/l – θc : = 40 j (minéralisation) ; le temps réellement nécessaire 30 g/EH dépend de la température, comme le montre la fig. 6.25. – θ1 : 1 à 5 j, selon concentration ; – OC : prévoir 2 kg O2 pour 1 kg ∆DBO5 et jusqu’à 2,5 (1,4 kg suffirait, mais le reste sert à la nitrification et à la minéralisation). Aération par rotors ou brosses ; – Dissipation d’énergie : 12 W/m3, ce qui permet la formation de gros flocons nitrifiant à leur périphérie et dénitrifiant à leur centre ; – On peut y dénitrifier en prévoyant des zones anoxiques (p.ex. en remplaçant un aérateur par un propulseur de fond). On peut alors « récupérer » jusqu’à 70 % de l’O2 fourni (v. chap. 8). – Vitesse de l’eau dans le chenal : ≥ 30 cm/s ; – Consommation : ± 24 kWh/EH.an ; – Aire de séchage nécessaire : 1 m2/3 EH ; – Surface nécessaire totale : 1 à 2 m2/EH. Aux Pays-Bas, où ce procédé connaît plus de 1 000 applications, on admet que le système peut satisfaire aux normes suivantes : Moy. Max. * DBO5 7 10 TKN 10 15 * 80 % de l’intervalle de confiance.

Fig. 6.24 – Vue aérienne de la station d’épuration de Waremme, par chenal d’oxydation (Doc. AIDE). Par contre, il a les inconvénients suivants : – frais de fonctionnement élevés ; – grande surface occupée au sol.

Variantes Le chenal peut se disposer classiquement comme à la fig. 6.24 avec des aérateurs transversaux à axe horizontal, ou encore sous la forme CARROUSEL qui permet l’emploi d’un rotor aérateur à axe vertical (fig. 6.26).

Fig. 6.25 – Temps nécessaire à différentes températures (d’après HEIDE). Fig. 6.26 – Carrousel. 170

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Les aérateurs-propulseurs employés ne permettaient pas autrefois une profondeur de chenal supérieure à 1,2 m. Ceci est corrigé par des aérateurs modernes comme l’Aérovis. Il importe en tout cas de prévoir un déversoir de sortie réglable, pour pouvoir ajuster l’immersion des aérateurs.

2.7. Digestion aérobie

C0 (g/l)

kd (j–1)

Ajustement (R2)

5 10 20 30

0,086 0,094 0,047 0,050

0,906 0,941 0,976 0,962

Principe Bien entendu ce modèle est adéquat seulement pour des boues secondaires et non pour des boues primaires. Parmi les constantes relevées, citons :

Les boues primaires et les boues secondaires en excès ne sont généralement pas stables, et doivent subir un retraitement. L’un de ceux-ci est la digestion aérobie, au cours de laquelle cette boue est agitée en présence d’oxygène pendant plusieurs jours, sans aucune addition de substrat, jusqu’à obtention du degré de stabilité voulu.

Provenance de la boue

Dans les installations de boues activées à minéralisation totale, la charge des boues est tellement faible que la croissance permise par l’adsorption de substrat est presque entièrement contrebalancée par la respiration endogène. Dans la digestion aérobie, on sépare la phase de croissance sur le substrat et la phase de respiration endogène, qui ont lieu dans des bassins différents. Les avantages de cette procédure sont : a. La réalisation d’une respiration endogène vraie, allant jusqu’à la lyse cellulaire, puisque aucun substrat n’est présent. b. La possibilité de réaliser la digestion sur une boue fort concentrée, telle qu’elle sort d’un décanteur, donc dans un bassin de plus petites dimensions. c. La digestion d’une boue activée, parce que produite sous charge normale, et de ce fait digérant vite. d. La phase de croissance (dans le premier bassin, qui est un bassin d’aération normal) n’a plus besoin d’être substrat-limitée, et peut donc être plus rapide. Il y a entre cette conception et la minéralisation totale la même différence qu’entre le procédé contact-stabilisation et les boues activées conventionnelles.

Brasserie Laiterie Cokerie Cellulose sur B’ sur B Cokerie traitée par biodisques Urbaine

kd (j–1)

Source

0,0185 0,060 0,0212 0,060 0,041

Cebedeau Cebedeau Cebedeau Guiot Guiot

0,047 0,051-0,140

Cebedeau Vandevenne

Lorsqu’on ne peut procéder à des essais pour mesurer Kd, on peut estimer la durée de digestion par la formule de LAWTON et NORMAN (voir p. 65). C’est ce qu’ont fait par exemple PARSSCHENS et KISHONI : % ≥ MSV = 2,84 + 35,07 log t Dans une boue activée fraîche normale, la proportion organique et dégradable est de 46 à 55 %. Lorsqu’on suit un essai de digestion par des mesures, on rencontre en outre cette difficulté qu’une partie de la matière organique devient minérale, ce qui explique partiellement pourquoi la matière initiale ne peut disparaître intégralement. Suivant en cela RANDALL, VANDEVENNE (1986) insiste sur la nécessité de calculer les cinétiques à partir de « matières totales dégradables », obtenues par un essai d’aération en cuvée.

Cinétique Le modèle le plus simple proposé (REYNOLDS, FARKAS & BENEDEK) est celui d’une élimination de la portion biodégradable de la biomasse (qui est ici en même temps biomasse et substrat) selon une loi d’ordre 1. Il est en fait prouvé qu’en réalité la vitesse de dégradation décroît au cours de la digestion, selon une loi pour laquelle diverses formulations empiriques ont été proposées. Il est préférable de considérer que la biomasse B, dont la fraction organique B’ constitue le substrat, diminue selon l’équation d’ordre 1 (v. p. 65). Par exemple, sur des boues produites par des biodisques ayant traité des eaux de cokerie (Cebedeau), on a trouvé d’excellents ajustements :

Selon KRAINTZ & FORNEY (1959) 23 % de la biomasse des boues activées n’est pas oxydable, et s’accumule à raison de 0,6 % par jour. Au Cebedeau, EDELINE et coll. (1975) ont trouvé des proportions analogues : 1 g de biomasse digérée donne lieu à la formation de 0,09 g de cendres.

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respiration à 20° C ≤ 0,1 mg O2/MV.j extractif éthéré ≤ 35 mg/g M. sèche déshydrogénases ≤ 5 mg TF/g M. sèche En conclusion d’une longue et systématique étude effectuée au Cebedeau, VANDEVENNE (1986) recommande plutôt pour la respiration : ≤ 1 pour les boues secondaires ; ≤1,5 pour les boues primaires, seules ou en mélange, et confirme que la teneur en matières volatiles n’est pas un critère valable.

Besoin en air Le besoin en O2 est calculable en supposant l’oxydation complète de C5H7NO2, ce qui exige 1,42 kg O2 pour détriure 1 kg de matière. Dans un réacteur à mélange complet, on appliquera cet oxygène de façon homogène, en fonction du ∆S réalisé dans l’appareil. Pour un bassin étroit et long, se rapprochant de l’écoulement piston, on aura intérêt à calculer l’aération, p. ex. pour chaque quart du réacteur, en fonction de l’intégrale de biodégradation. La dotation en air représente seulement 5 à 10 % de ce qu’il faudrait en phase de croissance.

2.8. Lagunage aéré Performances

Il s’agit en somme d’une boue activée sans recyclage de boue, avec ou sans décanteur final. L’aération est réalisée le plus souvent par des aérateurs flottants, ou par des aérateurs linéaires type Engelbart (1970) spécialement conçus pour assurer une circulation convenable du liquide malgré la capacité d’aération réduite. Ce système est généralement traité comme un réacteur à mélange complet et faible charge (cinétique d’ordre 1, v. 1.4.1, p. 139). L’absence de recyclage fait que la biomasse est de l’ordre de 400 à 1 000 mg/l, avec des temps de séjour de 5 à 25 j. La charge biologique peut être relativement élevée (de 0,2 à 1,0 kg DCO/kg MSV.j.). Les paramètres nécessaires au calcul sont extrêmement faciles à obtenir par des essais dans de petits bacs.

La boue digérée est brun foncé, décante et se draine bien si sa minéralisation a duré au moins 10 j. Il n’y a d’ailleurs généralement aucun intérêt à poursuivre la digestion au-delà de 15 j. On ne peut juger le rendement sur la perte de MSV seulement, car ce rendement dépend de l’âge des boues fraîches, c.à.d. de leur plus ou moins grande minéralisation initiale. La perte de MSV est de l’ordre de 40 %. Le surnageant a une DBO très faible, ce qui distingue favorablement ce procédé de la digestion anaérobie. Dans ce surnageant, une partie de l’azote (jusqu’à 60 ou 70 %) est relibérée sous forme de NH4–, ce qui permet un recyclage utile en cas d’eau carencée en N. Le reste de l’azote est nitrifié, et la production de NO3– (jusqu’à 900 mg/l !) provoque la disparition du pouvoir tampon du système et l’abaissement du pH jusqu’à 5. Ceci n’entraine toutefois aucun inconvénient (alors que cela pourrait paralyser un fossé d’oxydation). On peut facilement atteindre 25 à 30 g/l de B dans le digesteur, et la boue digérée finale atteint ± 50 g/EH. L’insufflation d’air (15 à 20 m3/min pour 1 000 m3 de cuve) sert surtout à agiter cette boue concentrée. On retiendra pour un projet les normes suivantes (LABONTÉ) : – temps de séjour : 12 à 15 j. ; – charge organique : 1,6 kg MVS/m3.j sur mélange de boues I et II, 3,2 kg MSV/m3.j sur boues II seules. – concentration des boues digérées : 2-4 %. – aération : 15-20 m3/min. pour 1 000 m3 bassin.

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En Belgique on exige, pour une boue minéralisée, que : 1. un échantillon aéré 5 j. à 20° C ne perde pas plus de 10 % de son poids ; 2. sa teneur en matière organique soit < 50 %. En fait, une boue obtenue sur substrats solubles et digérée par voie aérobie pendant 30 j. (âge total) peut atteindre une respiration inférieure à 4 mg O2/g MSV h. La question des indices de minéralisation est délicate, chaque pays tendant à adopter ses normes. Par exemple, le Bayerisches Landesamt (1978) considère comme suffisamment minéralisée une boue présentant les caractères suivants : 174

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CHAPITRE 7

Réacteurs anaérobies (Méthaniseurs)

1. Généralités 1.1. Présentation générale du procédé Le digesteur anaérobie est un réacteur biologique où la biomasse est maintenue à l’abri de l’air et de la lumière. La métabolisation anaérobie des matières organiques a lieu aussi dans les milieux naturels (vases, marécages, …), et est assurée par une biomasse bactérienne complexe. Pendant longtemps, la digestion anaérobie a été le seul procédé de traitement des boues et des liqueurs résiduaires industrielles concentrées, et appliqué sous sa forme la plus simple et la plus fruste : le digesteur uniformément mélangé à simple passage. Depuis peu, un réexamen du procédé a permis : n de développer d’autres configurations de réacteurs ; n de travailler sur des eaux ou des suspensions plus diluées ; n de travailler à froid. La flore bactérienne en cause se caractérise par les éléments suivants : n métabolisme anaérobie, libérant comparativement très peu d’énergie, donc ne provoquant qu’une faible production de biomasse ; n transformation de la majeure partie du carbone organique en gaz (CO2 et CH4), ce qui permet une épuration poussée malgré le métabolisme peu favorable ; n processus très sensiblement accéléré par la chaleur, de sorte que les régimes mésophile (33-35 °C) et thermophile (55 °C) sont surtout intéressants. Malgré cela, l’épuration anaérobie reste plus lente que l’épuration aérobie. On distingue actuellement trois étapes au moins dans le processus (BRYANT, 1979). La première étape hydrolyse et solubilise la matière organique, puis la fermente en acides gras (notamment l’acide acétique). L’acide propionique et les acides à chaîne plus longue sont alors attaqués par un autre groupe : les acétogènes, producteurs obligés d’hydrogène. Le groupe des méthanigènes proprement dits intervient enfin pour produire du méthane, soit par décarboxylation de l’acétate, soit par réduction du CO2 (v. fig. 7.1). Un quatrième groupe peut produire de l’acétate à partir de H2 et CO2. Selon les circonstances, l’étape limitante de cette série de processus sera l’hydrolyse ou la méthanogénèse. La flore active est hypersensible à l’oxygène, lequel est bactériostatique ou même bactéricide pour les méthanigènes. Les ferments acidogènes sont anaérobies faculta178

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Au cours de leur métabolisation, les acides gras sont dégradés par ß-oxydation (KNOOP), à partir de l’extrémité carboxyle, ce qui libère chaque fois un HA–c et de l’hydrogène. Les acides insaturés acceptent une partie de cet hydrogène avant de subir à leur tour la dégradation. Le point final de la dégradation est l’acide acétique, sauf pour les acides impairs qui donnent de l’acide propionique. Si on examine le cas de l’acide palmitique (en C16) on a : CH3 (CH2)14 COO– + 14 H2O → 8 A –c + 7 H+ + 14 H2 ∆G0’ = + 82,9 k cal/mol et on voit que la réaction, endergonique aux conditions standard (i.e. ici pH 7 et pH2 0), ne peut avoir lieu que si on s’écarte de ces conditions en éliminant l’hydrogène à mesure qu’il est produit : la communauté méthanigène s’en charge, comme il sera vu au § 1.2.2. La fig. 7.2 montre comment, en diminuant la concentration en H2 (soit le pH2), on se déplace vers des ∆G0’ qui finissent par devenir négatifs, c’est-à-dire exergoniques, rendant la réaction thermodynamiquement possible. C’est ce qu’on appelle un transfert interspécifique d’hydrogène. On rencontre divers types de carbohydrates, allant de la biodégradabilité totale à la non biodégradabilité absolue. n Cellulose, amidon, dextrines et sucres simples sont aisément biodégradables. Pour la cellulose, il faut l’intervention d’une cellulase, mais les problèmes viennent surtout d’un manque d’accessibilité de la molécule, « protégée » par la lignine dans les tissus ligneux. n Les hémicelluloses et pectines sont des polymères à base de pentoses, également biodégradables via le furfural, alors que les polymères du xylose formeront de l’hydroxyméthylfurfural. n La lignine est un polymère cyclique du phénylpropane, amorphe, non dégradable, mais qui est sans doute à l’origine de la formation d’acides humiques. La dégradation des glucides, après leur hydrolyse en monosaccharides, mène à des acides, des aldéhydes ou des alcools. Un hexose peut par exemple être coupé en deux unités C3, susceptibles de former chacune une molécule d’HA–c. Ceci laisse prévoir le rôle de l’acide lactique dans la fermentation acide des rejets d’industries agro-alimentaires (toujours riches en glucides), comme intermédiaire dans la formation de l’acide acétique. Néanmoins une partie de l’acide propionique formé à ce stade provient sans doute de ce même acide lactique. Les protéines quant à elles, permettent de préciser le sort de l’azote dans les digesteurs anaérobies. Après hydrolyse par des exoenzymes, les acides aminés résultants sont dégradés chacun selon sa structure, c’est-à-dire de façon très variable. Les produits de cette dégradation sont principalement le NH3 et l’HA–c : l’azote est donc minéralisé sous forme ammoniacale. Généralement, la conversion en acides se fait par une désamination réductrice (réaction de STICKLAND) fonctionnant sur des paires d’acides aminés : CH3 – CHNH2 – COOH + 2 H2O → CH3 – COOH + CO2 + NH3 + 2 H2 2 CH2NH2 – COOH + 2 H2 → 2 CH3 – COOH + 2 NH3 1 alanine + 2 glycine + 2 H2O → 3 HA –c + 3 NH3 + CO2

Fig. 7.1 – Etapes de la dégradation anaérobie. tifs : ce seront donc les seuls à apparaître dans un digesteur non clos, ou à survivre en cas de rentrée d’air. Le digesteur ne doit pas être accessible à la lumière car des algues, autotrophes et dont un ensemencement est toujours présent, pourraient libérer localement de l’oxygène si elles recevaient de l’énergie lumineuse.

1.2. Chimie et biochimie du procédé 1.2.1. Les bactéries hydrolytiques et fermentaires Cette première communauté réalise ce que l’on distinguait autrefois sous les noms de « phase de liquéfaction » et « phase d’acidification ». La liquéfaction, c’est-à-dire l’hydrolyse des matières organiques complexes telles que les protéines, les graisses, la cellulose, etc., s’accompagne en effet d’une fluidification de la boue. Cette phase était très importante et spectaculaire, à une époque où la digestion anaérobie s’adressait exclusivement à des boues. L’état de division des matières et leur complexité chimique rendait parfois cette étape particulièrement lente, au point de constituer le maillon limitant de toute la chaîne. On rencontre les lipides sous la forme de graisses, de phospholipides, de cires, d’acides gras, … Après hydrolyse, ils sont transformés en acides gras et en glycérol ou autres alcools. 180

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Une telle réaction fournit donc de l’acide acétique mais pas d’hydrogène. La dégradation des amino-acides donne souvent lieu à la formation d’acides gras volatils (AGV) branchés (isomères) tels que l’isobutyrique et l’isovalérique. Globalement, on voit que les divers types de composés organiques mènent tous à la formation d’AGV, parmi lesquels l’acide acétique est de loin le plus important (plus de 70 %). On trouve néanmoins, en proportion diverse, tous les acides gras depuis C1 jusqu’à C7 : le contrôle d’un digesteur anaérobie passera donc logiquement par l’analyse (si possible fractionnée) de ceux-ci. La dégradation des matières azotées s’arrête au stade NH3. Une certaine quantité d’hydrogène est produite, qui doit être éliminée du milieu sous peine de bloquer le métabolisme. Les équivalents réducteurs résultant de cette activité, lors de la réoxydation des coenzymes réduits (celle-ci est indispensable, car ils sont en quantité limitée et la cellule doit les récupérer) : NADH + H+ → NAD+ + H2 ∆G0’ = + 4,3 k cal/mol sont alors normalement accumulés dans cette molécule réduite très simple qu’est l’HA–c. Mais si l’hydrogène n’est pas éliminé du milieu à une vitesse suffisante, ces équivalents réducteurs sont canalisés vers d’autres substances : l’acide propionique, le lactate ou l’éthanol, substances qui ne peuvent pas être utilisées directement par les ferments méthaniques. Il s’agit de fermentations acides, lors desquelles une partie du substrat sert d’accepteur final d’électrons, cependant que le pH diminue.

considérées comme saturées. Il importe cependant de rappeler que la réduction du CO2 en CH4 nécessite un minimum d’hydrogène pour être exergonique. La droite caractéristique de cette réaction, qui figure également sur la fig. 7.2, montre qu’on doit avoir : [H2] > 10–6 atm.

1.2.3. Les bactéries acétogènes Ces bactéries devraient systématiquement être appelées « réductrices obligées de protons » (ROP) ou « obligate hydrogen producing acetogenic bacteria » (OHPA). Comme leur nom l’indique, elles produisent de l’acide acétique et de l’hydrogène, soit les substrats précis dont ont besoin les méthanigènes. Leurs substrats sont les produits des bactéries fermentatives autres que HA–c et H2, c’est-à-dire surtout l’acide propionique, l’acide butyrique et l’éthanol. La transformation de ces trois substances est impossible à l’état standard, en raison du ∆G0’ positif : Réaction

CH3.CH2OH + H2O CH3.COOH + 2 H2 CH3(CH2)2COOH + 2 H2O 2 CH3.COOH + 2 H2 CH3.CH2COOH + 2 H2O CH3.COOH + CO2 + 3 H2

1.2.2. Les bactéries méthanigènes Dans cette communauté, on trouve deux groupes d’espèces, capables de réaliser deux réactions caractérisées par une respiration anaérobie, où c’est le CO2 qui sert d’accepteur final d’électrons. Le premier groupe, appelé acétoclastes, opère une dismutation de l’acide acétique : CH3 COOH → CH4 + CO2 ∆G0’ = – 8,5 k cal/mol. Il s’agit d’une réaction peu énergétique et fort lente. Néanmoins, environ 70 % du méthane produit provient de cette réaction, ce qui explique qu’il peut être difficile d’empêcher l’accumulation d’HA–c dans un digesteur traitant des eaux aisément fermentescibles telles celles des industries agroalimentaires. Le second groupe, appelé hydrogénophiles, réduit le CO2 en méthane : CO2 + 4 H2 → CH4 + 2 H2O ∆G0’ = – 31,3 k cal/mol. Cette réaction semble beaucoup plus énergique et plus rapide que l’autre (qui est juste capable de fournir 1 ATP), bien qu’on sache à présent qu’elle fournit un seul ATP, car dans l’habitat réel des méthanigènes, l’énergie disponible est seulement 15,3 k cal/mol. Des essais à partir d’acide acétique marqué (C14H3 – COOH et CD3 – COOH) ont prouvé que le CH4 provient toujours du carbone le plus réduit (celui du groupe méthyl). Acétoclastes comme hydrogénophiles ont des Ks faibles (5.10–6 à 5.10–3 mM) de sorte qu’aux concentrations usuelles de leur substrat elles peuvent être toujours

∆G0’ [H2] max (kcal/ admissible mol) (atm) + 2,3 + 11,5 + 17,1

0,15 2.10–3 9.10–5

Elle ne devient possible, à nouveau, que si l’hydrogène est éliminé à mesure par les ferments méthaniques. La fig. 7.2 montre que le ∆G0’ ne devient négatif que si ~ 10–4 atm, ce qui (compte tenu du minimum de 10–6 atm mentionné en 1.2.2.) [H2] < impose une fourchette de concentration pour l’hydrogène : 10–6 < [H2] < 10–4 atm C’est pourquoi on ne détecte que des traces d’hydrogène dans un gaz de digestion. On constate également que c’est l’acide propionique qui est le plus problématique, et qu’il est donc utile de doser. Dès que les hydrogénotrophes sont inhibés (et ils sont sensibles !), ils ne peuvent plus éliminer l’H2 assez vite. Alors les équivalents réducteurs des acidogènes sont canalisés vers H Prop, que l’on voit apparaître et s’accumuler, car il est inutilisable par les acétoclastes. Seuls les ROP peuvent débloquer la situation. Dans un digesteur en équilibre, on peut se passer des ROP, mais non en cas de déséquilibre, car ils sont les seuls à pouvoir décomposer l’acide propionique : on conçoit que le dosage de ce dernier soit riche en enseignements. Par contre, dans le système de digestion où l’on sépare les phases fermentative et méthanigène, le second réac-

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Les anaérobies stricts sont représentés surtout par Clostridium. Les champignons, les levures et les protozoaires ne sont pas absents mais restent tout à fait mineurs. La flore acidogène est généralement anaérobie facultative, et en fait on sait que la moitié des microorganismes d’une boue activée peuvent se transformer en germes fermentatifs sous conditions anaérobies. Le second groupe est celui des bactéries méthanigènes. Il s’agit de microorganismes très spécialisés et, par conséquent, très sensibles et très difficiles à étudier. Cette flore constitue la famille des Méthanobactériacées, dans laquelle on distingue plusieurs genres : n Methanothrix (rebaptisé récemment Methanosæta). n Methanobacterium. n Methanobacillus. n Methanococcus. n Methanosarcina. n Methanospirillum, etc. Ces appellations font référence à la forme des organismes. Une quinzaine paraissent avoir été isolés, mais leur classification est périodiquement remise en cause, et des variétés que l’on croyait distinctes se révèlent semblables (ZEIKUS, 1979 ; WOLFE, 1979). A noter également que les flores mésophile et thermophile sont constituées d’espèces différentes. On verra des microphotographies de Methanothrix et de Methanosarcina à la fig. 7.3. Toutes deux sont acétoclastiques, la première étant présente dans les digesteurs à long temps de séjour et la seconde dominant lorsque θ < 30 j. (MAH, 1983). Methanospirillum est quant à lui hydrogénotrophe.

Fig. 7.2 – Exergonicité des réactions en fonction de la pression d’hydrogène (1 kcal = 4,186 kJ). teur doit obligatoirement contenir des ROP puisqu’il reçoit un mélange d’AGV contenant des acides propionique et butyrique.

1.3. Ecosystème 3.1. Description de la flore L’écosystème des liqueurs mixtes en digestion anaérobie est très complexe et reste imparfaitement connu. Il est clair, d’après ce qui précède, que les divers groupes de bactéries spécialisées de la digestion anaérobie doivent manifester une succession écologique, tout en formant un écosystème symbiotique hétérogène à forte interdépendance. Plus précisément les processus d’acidogénèse sont inhibés par leur produit, alors que la méthanogénèse est inhibée par son substrat, et ceci limite la symbiose entre les deux flores. On a vu qu’il est possible de distinguer trois flores distinctes, entre lesquelles existent des relations symbiotiques. Le premier groupe est celui des bactéries fermentatives. Il s’agit en tous cas de bactéries banales, très diversifiées et anaérobies facultatives. Elles ont un taux de croissance et un rendement d’assimilation relativement élevés (p. ex. 1,25 h–1 et 0,175 respectivement selon GOSH et POHLAND). Elles sont généralement acidophiles et peuvent continuer à fonctionner à des pH aussi bas que 5.

Fig. 7.3a – Methanothrix (filaments) et Methanococcus (coques).

Fig. 7.3b – Methanosarcina (noter les empilements cubiques).

Pour Methanosarcina barkeri, cultivée sur HA –c, A IVASIDIS (1985) donne les constantes suivantes : µ^ = 0,206 j–1 Y = 1,53 g/mol Ks = 240 mg/l (= 4,0 mM) t2 = 81 h. On considère actuellement les bactéries méthanigènes comme des Archébactéries, sans doute les être vivants les plus anciens de la biosphère. Elles se distinguent des

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les autres) et ceci, associé au fait qu’ils dépendent étroitement de leur association avec des ferments méthaniques, explique qu’on ne les a découverts que récemment (BRYANT, 1979). Ceux qui utilisent les acides propionique et butyrique ne peuvent absolument pas s’en passer. Le genre principal de ces producteurs d’H2 serait Citrobacter, mais il y en a beaucoup d’autres, parmi lesquels Enterobacter cloacæ. Ces bactéries ne possèdent pas de F420 et ne sont donc pas fluorescentes. Leur temps de génération (t2) est de 5 à 6 j.

autres procaryotes (bactéries à noyau diffus) par un certain nombre de traits négatifs : absence de cytochromes, de flavines et de quinones. Elles ont aussi une paroi cellulaire, des ribosomes et des lipides de composition différente. Positivement, elles se caractérisent par la possession de deux coenzymes spécifiques : le F420 et le coenzyme M. Le premier, une déazaflavine proche du FAD, est ainsi nommé parce qu’il manifeste une fluorescence à 420 nm. C’est un transporteur d’électrons à bas potentiel (E0’ = – 373 mV). Cette propriété laisse certains espoirs de mesurer sélectivement la biomasse anaérobie, mais les résultats de son application ne sont pas encore très démonstratifs. Il semble exister également chez tous les méthanigènes un facteur F430 impliqué dans la réduction du coenzyme M. Une carbone dioxyde réductase doit également intervenir, chez les hydrogénotrophes. Cet enzyme, tout comme le chromophore jaune du F430, contient du Ni, de sorte que le nickel est un oligonutriment indispensable à la digestion anaérobie et, semble-t-il, seulement à elle.

1.3.2. Les granules Parmi les configurations modernes de digesteurs convenant pour des substrats solubles, figure l’UASB développé par LETTINGA et ses collaborateurs (1980). Il est décrit plus loin au § 3.3. L’Upflow Anaerobic Sludge Blanket, par son mouvement ascensionnel, tend à sélectionner une biomasse sédimentant bien : c’est ce qui s’est produit sous la forme de « granules ». Leur formation n’est pas encore parfaitement maîtrisée mais leur étude a considérablement progressé, grâce d’une part à la modélisation et d’autre part à la microscopie électronique. Une excellente synthèse de ces recherches a été donnée par GUIOT et al. (1992), et nous lui empruntons ce qui suit. Les granules sont des amas bactériens structurés pouvant atteindre plusieurs mm de diamètre. La structuration est concentrique, et montre les divers types d’organismes dans un ordre logique, formant un consortium stable et efficace : n en surface, ainsi qu’au sein du liquide, on trouve les acidogènes producteurs d’hydrogène ; n en surface, et associés aux premiers, sont les hydrogénotrophes (comme M. sarcina, M. coccus et M. spirillum) à métabolisme rapide ; n le substrat est ainsi transformé en acides acétique et propionique, ainsi qu’en hydrogène, qui migrent vers l’intérieur du granule ; n l’hydrogène restant est consommé à mi-profondeur par d’autres hydrogénotrophes à Ks plus faible ; dans cette couche se trouvent aussi les acétogènes OHPA ; n la couche centrale ne reçoit plus d’hydrogène, mais seulement de l’acide acétique : elle est donc constituée uniquement d’acétoclastes tels que M. sæta ; cette couche présente des poches de gaz CH4, dont la pression refoule vers l’extérieur le biogaz, mais dont l’activité entretient un gradient de concentration qui « suce » l’acide acétique vers l’intérieur.

Le coenzyme M est, chimiquement, le plus simple des coenzymes connus, un transporteur de méthyle dont la formule est HS-CH2 = CH2 – SO3– ou mercoptoéthane sulfonate. La filière de réduction du CO2 en CH4 semble à présent totalement élucidée. Certains théoriciens (LE GALL) estiment qu’il est heureux que la méthanisation soit limitée dans la nature par des toxiques, car elle produit une importante perte de carbone (gazéifié en CH4 et CO2) et détruirait l’humus. On a pu obtenir des mutants intéressants par le radiocobalt, avec des vitesses d’utilisation de substrat deux fois supérieures, et des temps de génération ramenés à 1 j et même moins (WORNE, 1973). La flore méthanigène est très sensible à la température, qui a un effet sélecteur marqué. On distingue les régimes suivants : Régime Psychrotolérant Mésophile Thermophile (*) Optimum peu accusé. (**) Temps de duplication.

T° opt. (°C)

t2(j) (**)

17(*) 35 55

35 10 4

L’énergie d’activation des deux phases, sur substrats solubles, vaut 12 000 cal/mole (GOMA, 1976). Le métabolisme est par ailleurs affecté qualitativement par l’augmentation de température, et l’effet le plus fréquemment mis en évidence est une augmentation de la production de méthane. Il n’est pas encore établi clairement que les deux populations (acidogène et méthanigène) ont le même optimum thermique. La communauté des acétogènes représente environ 1/10e de la biomasse présente dans un digesteur. Leur développement est extrêment lent (30 à 50 fois plus lent que

1.4. Synthèse des aspects énergétiques du métabolisme anaérobie Selon MAH (1983), environ 10 % de l’énergie est libérée dans la fermentation acide, et ± 4 à 5 % supplémentaires lors de la méthanogénèse finale. Le reste se trouve dans le biogaz sous forme de méthane. On peut comparer comme suit la métabolisa-

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tion de CH3COOH par chacune des deux voies. Une mole d’HA–c a un contenu énergétique de 207,8 kcal/mole, qui sont intégralement récupérées en régime aérobie, en produisant 12 ATP et une biomasse importante. En anaérobiose par contre seulement 7,4 kcal/mole sont récupérées par la biomasse, en produisant 0,5 ATP et une biomasse moins importante d’autant. Le reste, soit 200,4 kcal/mole, se trouve dans le CH4 que nous pouvons brûler. Dans ces filières, la réduction de protons, donc la formation d’H2, constitue une importante voie d’évacuation des électrons, à condition que cet hydrogène soit éliminé à mesure par les méthanigènes. L’énergétique anaérobie est en effet nettement moins favorable pour les microorganismes que l’énergétique aérobie (voir fig. 1.1, p. 16). Dans le premier cas, en effet, les microorganismes ne disposent que du système enzymatique des déshydrogénases qui, par une série de transferts d’hydrogène, prélève une partie de l’énergie libre des substrats pour former de l’ATP. En fin de cycle, nous avons vu que l’hydrogène est « accepté » par du CO2. En régime aérobie par contre, les microorganismes disposent d’un système enzymatique supplémentaire : celui des cytochromes, qui transfère les électrons de l’hydrogène vers un accepteur final qui est l’oxygène. On récupère ainsi une quantité considérable d’énergie (également stockée sous forme d’ATP) et notamment presque toute la chaleur de formation de l’eau, soit 52 000 cal/mol (SCHRŒDER et BUSCH). Le métabolisme anaérobie est finalement 19 fois moins rentable que l’autre, ce qui donne un avantage déterminant aux organismes anaérobies dans la technologie de l’épuration : ils donnent lieu à de très faibles productions de boues excédentaires (± 4 % en pratique) et permettent à l’homme de récupérer l’énergie qu’ils perdent dans le CH4, qui est un gaz combustible (5 600 à 6 000 kcal/Nm3 pour le gaz de digestion). Malheureusement, la lenteur de reproduction des ferments méthaniques, même améliorée par sélection de souches mutées au radiocobalt, oblige à réserver le procédé aux boues ou aux eaux très concentrées.

cé de ces conditions montre que la conduite efficace d’un digesteur passe par le dosage ou la mesure régulière des paramètres indiqués.

1.5.1. Acidité On admet que la plage correcte de pH est située entre 7,2 et 6,4 ; les dépassements alcalins étant toutefois moins graves que les acides. On fixe souvent 2 g/l (exprimés en ac. acétique) comme concentration maximum en AGV tolérable dans un digesteur. En fait, selon une hypothèse D’ANDREWS, un pH acide empêche la dissociation des AGV, et les AGV non dissociés auraient un effet inhibiteur. Par ailleurs, c’est le même AGV non dissocié, pénétrant plus facilement dans la cellule, qui constitue le substrat véritable. On se trouve donc en présence d’une inhibition par le substrat, pour laquelle l’équation suivante semble valable : ^µ µ= K S 1+ s+ S Ki avec Ks = 2 mg/l et Ki = 40 mg/l. Le pH et la concentration en AGV ont ainsi leur importance. DUARTE et ANDERSON (1982) confirment que l’inhibition est observée lorsque le pH est inférieur à 6,3 ou lorsque la teneur en AGV non dissociés atteint 10 à 25 mg/l (en HA–c). Un raisonnement analogue a été fait pour la flore acidogène (AIBA, 1968) qui serait, elle, inhibée par son produit, et pour laquelle l’équation de Monod se modifierait comme suit : µ = ^µ S . e–KiA Ks + S (où A est l’acidité du milieu). Etant donné la présence de nombreux ions tels que H+ – OH– – HCO3– – HS– – HPO4- – CO -- – NH + et CH .COO–, un système tampon complexe se forme (ZEHNDER, 3 4 3 1982). Le pouvoir tampon de ce système est maximum à pH 6,4 et nul à pH 8,3. Il est très faible à pH 5 et très élevé à pH 10. En pratique, il faut donc considérer aussi la réserve alcaline qui tamponne un digesteur (bicarbonate ammonique), et qu’on détermine par un TAC arrêté à pH 6*. Tant que cette réserve est supérieure aux AGV, il n’y a pas de danger. Les mesures habituelles pour remédier à la panne par excès d’acidité sont : n la neutralisation par NaHCO3, NaOH, Ca(OH)2, … ce dernier, moins coûteux, produit toutefois des boues ; quant aux alcalis, ils réagissent avec le CO2 et risquent de créer un vide sur le digesteur, avec aspiration d’air toxique ;

Si l’on compare les deux réactions productrices de CH4 (§ 1.2.2) on voit que la première implique le transfert de 8 électrons, et la seconde d’un électron seulement : on calcule que l’énergie libérée par la seconde est quatre fois plus élevée que la première. Or, les essais avec C14 montrent que les 3/4 du méthane proviennent d’acide acétique, et que le 1/4 restant, provenant d’H2, livre à lui seul plus d’énergie que le reste. On en déduit, et l’expérience le confirme, que les bactéries utilisant H2 seront plus nombreuses que celles utilisant CH3 – COOH (SMITH et MAH, 1966).

1.5. Conditions générales et conduite Les relations énergétiques et écosystémologiques décrites plus haut imposent au processus certaines contraintes. La grande sensibilité des ferments méthaniques aux agents inhibiteurs et toxiques en impose d’autres. La présente section rassemble et précise les conditions dans lesquelles un digesteur est susceptible de fonctionner correctement, conditions établies à partir d’expérimentations sérieuses. Le simple énon-

* On a également proposé (DILALLO, 1961) de mesurer le TAC jusqu’à pH 4, puis de chauffer pour chasser le CO2, et ensuite de titrer en retour jusqu’à pH 7 par NaOH. Le dernier résultat est l’équivalent des AGV, et l’alcalinité bicarbonatée est la différence des deux. On obtient ainsi les deux valeurs en une seule opération très simple.

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C6H12O6 → 3 CO2 + 3 CH4 2 C6H5OH + 8 H2O → 5 CO2 + 7 CH4 4 CH3OH → CO2 + 3 CH4 + 2 H2O

n la diminution de la charge (qui réduit momentanément la formation d’AGV) ; n la dilution du contenu du digesteur. Un excès d’ammoniaque (au-delà de 3 g/l) exerce un effet toxique et fait chuter la production de gaz, mais une acclimatation est possible.

soit un biogaz à 50 % de CH4 soit un biogaz à 58,3 % de CH4 soit un biogaz à 75 % de biogaz.

En fait, ce calcul est approché car il ne tient pas compte de ce qu’une fraction du substrat est assimilée, de ce que le CO2 est partiellement dissous dans la phase aqueuse, et de ce que les bioconversions peuvent ne pas être complètes. Ces corrections demeurent cependant limitées, et la méthode reste un guide acceptable. D’autre part, le CO2 et le CH4 étant des gaz contenant un atome de carbone et occupant 22,4 l par mole, on peut prédire absolument que la gazéification de 1 g de C organique donnera exactement 1,868 Nl de biogaz, quelle que soit sa composition. De même, on peut énergétiquement prévoir que l’élimination de 1 g de DCO donnera au maximum 350 Nml de CH4. Dans la pratique, on produira généralement moins de CH4 que le ∆ DCO ne le laisse prévoir, et un biogaz plus riche en CH4 que la composition du substrat ne l’indique. En fait, la composition théorique du gaz est directement liée au niveau d’oxydation du carbone dans le substrat, donc au γ de celui-ci (cf. chap. 1, p. 19). On peut construire le graphique suivant, modification de celui de ZEHNDER (1982), ou appliquer simplement l’équation % CH4 = 12,5 γ.

1.5.2. Détergents Les détergents anioniques, même « biodégradables », se dégradent peu ou pas en milieu anaérobie. Or, ils se concentrent aux interfaces et sont en grande partie soustraits à l’épuration biologique aérobie lors de la décantation primaire. Ils s’accumulent peu à peu dans le digesteur, et deviennent inhibiteurs dès que leur ocncentration atteint et dépasse 2 % sur le poids sec des boues en digestion. Pour supprimer l’inhibition, on peut employer un composé cationique, l’amine stéarique, qui aux doses convenables forme un dérivé non ionique avec ces détergents. La nouvelle molécule formée reste réfractaire à la dégradation, mais l’inhibition est supprimée.

1.5.3. Inhibitions et toxicités diverses La digestion passe pour très sensible à la toxicité, et est souvent évitée pour cette raison. SPEECE et PARKIN (1983) contestent cette vue et montrent qu’il s’agit le plus souvent d’effets bactériostatiques, donc réversibles, plutôt que de toxicités entraînant la perte de la biomasse. C’est évidemment sur les méthanigènes que s’exercent la plus souvent ces effets, mais une absence de production de gaz pendant 20 j ne signifie pas une biomasse morte. La résistance et l’adaptation sont d’autant meilleures que le θc est élevé. Par exemple, une adaptation est possible à 5 g/l N-NH4+, et un blocage par 10 g/l et plus (RÜCKAUF et al., 1992) de N-NH4+ reste rapidement réversible. Il en va de même pour le sulfure, inhibiteur dès 35 à 50 mg/l, mais auquel on peut s’adapter jusqu’à 400 mg/l, et dont l’effet est réversible jusqu’à 2 g/l. Le Cu, l’O2, le CN–, le CHCl3 ont aussi un effet réversible, mais bien entendu, il n’est pas question d’adaptation à O2. Quant aux cyanures, ils peuvent être neutralisés par des antidotes tels que la cystéine, le thiosulfate, l’hydroxylamine, le dithionite, … Nous avons d’autre part pu adapter, avec prudence, un digesteur traitant des eaux phénolées de cokerie à 335 mg/l de sulfocyanures.

1.5.4. Valeur des substrats pour la conversion en gaz Connaissant la structure chimique d’un substrat, il est possible de prévoir la composition du biogaz qu’il fournira. Pour cela, on écrira une équation où les produits seront CO2 et CH4 uniquement, et on obtiendra l’équilibre en faisant intervenir exclusivement des molécules d’eau. Voici trois exemples :

Fig. 7.4 – Composition du biogaz pour divers substrats. (1 = méthanol ; 2 = graisses ; 3 = algues et bactéries ; 4 = protéines ; 5 = hydrates de carbone, ac. acétique ; 6 = ac. oxalique)

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1.5.5. Potentiel rédox Le milieu d’un digesteur est fortement anaérobie, et son potentiel se situe généralement vers – 290 mV. On a vu que le rédox du F420 était de – 373 mV, et par ailleurs la réduction du CO2 en CH4 intervient à – 400 mV (LE GALL, voir aussi tableau p. 42). Il faut donc prendre toutes précautions pour éviter les rentrées d’air dans l’appareil. La boue ou l’eau brute à traiter en contiennent cependant de faibles quantités, ainsi que d’autres substances réductibles telles que NO3– ou SO4––, mais les bactéries fermentatives les consomment rapidement.

1.5.6. Sulfates En présence de sulfates, la méthanisation est impossible, car la sulfato-réduction (par Desulfovibrio) détourne l’hydrogène pour former l’ion HS–. De même, les sulfatoréducteurs l’emportent sur les méthanigènes dans l’utilisation de HA–c, qui est pour tous deux un substrat énergétique. En cas d’excès de sulfates, on se débarrasse du sulfure en le combinant à une masse de fer placée dans le circuit gazeux : H2S est ainsi déplacé vers la phase gazeuse, où il est éliminé. On traite en détail de la sulfato-réduction au chapitre 9.

1.5.7. Activité de la biomasse Fig. 7.5 – Une activité supérieure à 30 µM TF.g –1.h–1 garantit une faible teneur en AGV.

L’activité d’une boue anaérobie n’est pas aussi facile à mesurer que celle d’une boue activée aérobie, où la respirométrie fournit un test commode et précis. On a suggéré plusieurs techniques, dont la plupart sont inapplicables pratiquement. Par exemple, le dosage du F420 ou de l’ATP, qui sont à écarter pour leur coût, la difficulté du dosage, et le manque de netteté des conclusions. Deux tests seulement nous paraissent pouvoir être recommandés : n l’activité déshydrogénasique : elle permet de suivre la maturation d’un réacteur sans problèmes analytiques exagérés, mais le chiffre obtenu ne permet aucune interprétation numérique et n’est pas spécifique des méthanigènes. Une boue active peut atteindre des valeurs de 40 à 70 µM TF/g MSV.h. Il semble y avoir une relation inverse entre cette activité et la teneur en AGV du milieu (v. fig.7.5, Cebedeau 1985). n la vitesse de résorption de l’acétate : elle se mesure assez facilement par la technique des « serum-bottles » (GOODIN et HALL, 1986). Elle varie de 0,1 mg A–c/mg. MVS.j pour une boue non granulée et faiblement active, à 0,9 mg A–c/mg MSV.j pour une boue granulée très active.

Fig. 7.6 – L’activité spécifique (rapportée au poids de matière volatile en suspension) s’est élevée lentement de 1,7 à 3,4 au cours des 4 premiers mois de fonctionnement d’un digesteur traitant des ordures ménagères.

1.5.8. Oligoéléments

Cependant, un excès de ces métaux, comme des autres métaux lourds, est très dangereux. Ils inactivent les groupes SH des enzymes (et en particulier du coenzyme M) en formant des mercaptides (MOSEY, 1971). Comme presque tous ont des sulfures très insolubles, il est possible de s’en débarrasser par une addition modérée (50 à

On a montré que des traces des métaux suivants sont indispensables au développement de la biomasse (SPEECE) : Fe – Co – Zn – Cu – Mn – Mo – Ni 192

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100 mg/l) de SO4-- (MASSELLI). Ce sulfate est rapidement réduit (en fournissant de l’alcalinité) et la teneur résiduelle en les divers métaux toxiques est inférieure à 1 µg/l. Le seul métal toxique échappant à ce traitement est le chrome. Un excès de S-- est cependant toxique lui aussi (dès 70 mg/l).

On a alors (toutes communautés confondues) : dS = – K [avec K1 = f(T)] 1S dt d’où il vient ln S1 = ln S0 – K1t qui permet de tracer un graphique linéaire pour la valeur de S1 en fonction du temps de séjour. Cette équation est directement valable pour un réacteur du type piston (où la biomasse serait fixée et parcourue par un substrat soluble), ou pour une digestion quelconque en cuvée. Pour ce dernier cas, voir ci-après § 2.5. Cette approche est également valable pour un lit fluidisé, où le recyclage est rapide et ne concerne que la fraction liquide et non la biomasse. On y observe un ∆S entre le pied et le sommet du lit, mais elle est faible et on peut valablement considérer que la valeur de S y est la même partout : l’échelle de temps du recyclage est de loin plus courte que celle de la métabolisation et le réacteur (sauf s’il est très haut) peut être considéré comme homogène. Lorsque le réacteur est infiniment mélangé, on obtient comme pour les boues activées (cf. chap. 5.4) l’équation : S0 S1 = 1+ K1θ d’où on peut tirer K1. La fig. 7.7 suivante donne un exemple d’application de ce modèle à un lit fluidisé anaérobie sur charbon actif traitant des condensats de fabrique de pâte de cellulose Kraft.

2. Cinétique de l’épuration anaérobie 2.1. Difficultés de la modélisation La modélisation des réacteurs anaérobies est délicate pour plusieurs raisons : a. plusieurs communautés interviennent, avec des constantes biologiques différentes ; b. le rendement énergétique étant faible, la production de biomasse est faible aussi, et sa mesure précise difficile ; c. la biomasse ne peut être mesurée directement, et ne peut être abordée qu’à travers les matières volatiles, dont elles ne représentent que 20 à 50 % bien souvent ; d. de nombreux équilibres physicochimiques interviennent : partage entre phases gazeuse et aqueuse, dissociation de H2CO3, d’HA–c, de NH3, etc. Plus un modèle est sophistiqué, plus il exige, pour être utilisé, la connaissance de paramètres nombreux. Il reste exceptionnel qu’on en dispose, surtout dans les digesteurs qui traitent des boues plutôt que des substrats dissous. On présente ci-après une sélection de quelques appoches, de plus en plus complexes. On pourra également se reporter à deux bonnes synthèses récemment publiées : celle de RIPLEY et BOYLE (1983) et celle de DESJARDINS et LESSARD (1992). Les modèles publiés choisissent parfois de traiter globalement la digestion comme un processus d’ordre 1, mais dans la voie d’une élaboration de plus en plus fine on verra intervenir l’équation de Monod, puis une subdivision en processus successifs qui seront, selon les besoins de la cause, tout ou partie des étapes suivantes : n hydrolyse des matières en suspension ; n fermentation acide ; n acétogénèse (inhibée potentiellement par un excès de H2) ; n méthanogénèse autotrophe ; n méthanogénèse hétérotrophe (inhibée potentiellement par le pH) ; n les divers équilibres chimiques et physiques. Les inhibitions mentionnées ne sont que les deux principales parmi les nombreuses possibles, mais elles ne sont pas du même type : celle par H2 est non-compétitive, et celle par HA–c est a-compétitive.

2.2. Modèle d’ordre un Il est souvent tout à fait suffisant d’utiliser un modèle d’ordre 1, pour un réacteur infiniment mélangé sans recyclage.

Fig. 7.7 – Application du modèle d’ordre 1 à une fabrique de cellulose (Cebedeau).

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Un modèle de ce type revient à considérer qu’il existe une étape limitante dans l’ensemble de la séquence, et que cette étape est d’ordre 1. Elle peut être, selon le cas, l’hydrolyse des matières en suspension, ou la conversion des AGV en CH4. Malgré leur simplicité, ou peut-être grâce à elle, ces modèles rendent de bons services, notamment pour la conception d’algorithmes permettant le pilotage direct des digesteurs (RENARD et al., 1988 ; VAN BREUSEGEM, 1990).

quement dans le réacteur. Il faut toutefois connaître par ailleurs les valeurs des constantes, qui diffèrent évidemment de celles valables pour les boues activées. A 35 °C, les auteurs semblent d’accord sur les valeurs suivantes (sur acides gras volatils, comme substrat des méthanigènes) : Y = 0,04 – 0,05 b = 0,02 – 0,05 j–1 k = 6 – 10 g/g.j. kd = 0,02 j–1 µ^ = 0,32 j–1 Malheureusement, les valeurs avancées pour Ks divergent considérablement, et vont de 150 à 2 000 mg/l pour la gazéification de l’acide acétique. Les études théoriques et de laboratoire montrent que le temps de séjour des boues (θc) doit être au moins de 3 j pour qu’une digestion correcte ait lieu. En pratique cependant, on est contraint d’adopter des θc de 10 à 30 j, ce qui démontre que la technologie de la digestion a encore des progrès importants à réaliser, probablement dans le domaine de la mise en contact efficace du substrat et de la biomasse. D’autre part, ces coefficients ne concernent que l’étape limitante, celle de la gazéification. La phase d’acidification produit également une biomasse, de sorte que les paramètres globaux sont plutôt : Y = 0,07 – 0,50 b = 0,01 – 0,10 j–1 k = 0,3 – 1 g/g.j avec pour Ks des divergences plus larges encore.

2.3. Modèle global pour digesteur continu avec recyclage L’amélioration par rapport au cas précédent consite à faire intervenir l’équation de Monod. L’approche de LAWRENCE (1971) est à la fois simple, biologiquement saine et technologiquement efficace. Elle est la réplique exacte du modèle déjà proposé pour les boues activées aérobies. En toute rigueur, chaque communauté microbienne devrait être envisagée séparément, et il faudrait tenir compte du fait que le métabolite (les AGV pour la première, et le CH4 pour la seconde) constitue une proportion très élevée du substrat et n’a pas encore été oxydé complètement. La variation de substrat serait ainsi la somme de 3 termes (GOMA, 1975) : dS = dB + mB + dM dt YGdt YMdt où, en sus des symboles déjà explicités, YG désigne le rendement de croissance (G = growth) ; YM désigne le rendement en métabolite ; M désigne la concentration en métabolite (CH4 et CO2) ; m désigne le coefficient de maintenance.

2.4. Modèle à deux compartiments pour digesteur continu (GHOSH et POHLAND)

On admet cependant pour simplifier que les méthanigènes sont le chaînon le plus lent, donc règlent la vitesse de l’ensemble. On adopte d’autre part la même approche que pour les boues activées aérobies, en appliquant divers bilans massiques à un digesteur continu à l’équilibre. En adoptant le même sens pour les symboles (v. chap. 6, p. 148) on aboutit à la même équation : P = 1 = YU – b B θc Rappelons que 1/θc est le taux de croissance global de la biomasse, mortalité et pertes déduites. Cette théorie a été présentée par LAWRENCE, SHERRARD, SCHROEDER, MCCARTY, HERBERT, etc. On la retrouve, identique mais sous des formulations différentes, chez GHOSH et POHLAND (1974). Après avoir considéré l’évolution des boues, on peut examiner comment se comporte le substrat, métabolisé avec une vitesse donnée par l’équation de Monod, toujours comme pour les boues activées. En jouant avec ces équations, il est possible de calculer un digesteur en prenant comme unique paramètre son θc. Ce dernier a le grand avantage de pouvoir être réglé sans connaître exactement la proportion de solides réellement active biologi-

Il est possible de raffiner l’approche précédente, en n’assimilant plus le phénomène global à son étape la plus lente, mais en faisant intervenir explicitement deux biomasses. La formulation est exactement identique à celle de 2.3, mais le produit de la première phase est le substrat de la seconde. Pour obtenir séparément, par des essais, les constantes relatives à la première biomasse, il suffit de travailler avec un temps de séjour suffisamment faible (θl < 14 h) pour que les ferments méthaniques soient lessivés. Un développement technologique intéressant est suggéré par ceci : on peut réaliser la digestion dans deux réacteurs successifs, le premier à faible temps de séjour (donc acidifiant), le second à temps de séjour élevé (donc gazéifiant). Les biomasses des deux compartiments doivent bien entendu rester séparées, soit par des décanteurs intermédiaires, soit par des membranes dialysantes. Ce système est connu sous le nom de split-phase ou twee trap. Pour les calculs selon ce modèle, on peut en théorie appliquer d’abord les équations de la première phase et on en déduit la quantité de substrat dégradée par unité de

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volume et de temps, donc aussi la quantité d’AGV formée. La deuxième phase doit alors être calculée de façon à utiliser cette même quantité d’AGV, et on en déduira la concentration à laquelle s’équilibreront les AGV. Les auteurs ont trouvé les valeurs suivantes pour les constantes biochimiques sur substrats solubles, comparées à celles d’une épuration aérobie (tableau 7.I). Ces valeurs sont plus favorables que celles de la pratique courante, car il s’agit de substrats purs et solubles.

G + kB0 où k est une constante. k Pendant la phase de croissance exponentielle, on peut donc écrire du gaz ce que l’on écrit de la biomasse : ln (G + kB0) ≅ ln G = ^µ t + ln kB0 valable si G >> kB0 ce qui est le cas normal pour une digestion discontinue. La fig. 7.8 montre une telle courbe en G = f (t), dont la pente fournit très simplement ^µ. Les figures suivantes (d’après BASU) montrent l’évolution des principaux paramètres lors de la digestion discontinue de vinasses de distillerie. On peut en tirer par exemple les rendements de conversion en gaz et en biomasse. B=

Tableau 7.I épuration anaérobie acidogénèse méthanogénèse ^µ h–1 Ks mg/l Y global d’assimilation Y en produits g/g ac. acétique ac. propionique ac. butyrique ac. gras longs hydrates de carbone graisses protéines Y en gaz ml/g∆DCO b h–1

épuration aérobie

1,25 22,5 0,173

0,14 600 (0,040)

1,40 60 0,840

– 0,12 0,20 0,23 0,16 0,24 0,06 27 0,044

0,04 0,06 0,09 0,17 0,06 0,18 0,07 200 à ± 700 –

– – – – – – – – –

(d’après GHOSH et POHLAND, complété par MOSEY). Rappelons que le premier étage produira un mélange d’acides, parmi lesquels inévitablement de l’ac. propionique : le second étage doit donc abriter une population active de ROP.

2.5. Modèle pour digesteur discontinu (MALY) La digestion discontinue (par cuvées) n’est appliquée qu’exceptionnellement de façon industrielle. Certains auteurs la préconisent cependant pour les essais de laboratoire, afin de dégager notamment la valeur de ^µ. Le démarrage d’un digesteur discontinu obéit en effet à une loi de croissance exponentielle, pendant laquelle ^µ est constamment atteint. Il n’est pas nécessaire de mesurer la biomasse pour calculer µ, car à tout gramme de biomasse synthétisée correspond un volume constant de gaz dégagé : il suffit donc d’enregistrer la courbe cumulée du gaz produit G = f(t) et on aura toujours G = k(B – B0) d’où :

Fig. 7.8 – Digestion de vinasses de distillerie (BASU · Cebedeau).

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Fig. 7.9 – Digestion de vinasses de distillerie (BASU · Cebedeau).

Fig. 7.10 – Digestion de vinasses de distillerie (Basu · Cebedeau).

2.6. Modèles à inhibition nous bornerons à indiquer ici les méthodes adoptées pour y parvenir. L’apport le plus élégant est sans doute celui de MOSEY, tenant compte du développement de senseurs (importés du domaine médical) capables de mesurer la concentration en H2 du biogaz. Le Ks pour H2 utilisé comme substrat pour les hydrogénotrophes serait de 6,0 µM, soit 8 000 ppm dans le biogaz, de sorte qu’un digesteur efficace doit travailler à des concentrations nettement inférieures : par exemple,

Les modèles plus complexes, qui essaient d’inclure les diverses communautés microbiennes, ne peuvent tirer plein avantage de leur complexité que s’ils se donnent les moyens de modéliser aussi leurs inhibitions, i.e. l’action de [H2] sur les acétogènes, et l’action du pH ou de [AGV] sur les acétoclastes. De nombreux auteurs s’y sont employés, avec des succès divers (MOSEY, 1983 ; HILL, 1982 ; ROZZI, 1985 ; COSTELLO, 1991 ; pour ne citer que les principaux). Nous 200

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50 < H2 < 120 ppm et θ ≥ 10 j. Si on ne prend que la réoxydation des NAD+ en considération, sa vitesse est divisée par deux lorsque [H2] = 670 ppm dans le gaz (en volume). MOSEY, après calcul, montre que la fraction réoxydée NAD+ (utile) par rapport au NADH (inutile) est proportionnelle à une « fonction régulatrice » : 1 1 + 0,0015 [H] L’équation de Monod, pour l’évacuation des ac. propionique et butyrique par acétogénèse, devient alors dS = kBS dt (Ks + S) (1 + 0,0015 [H]) mais la fonction régulatrice a peu d’effet sauf en cas de surcharge. Toute la théorie repose sur la possibilité d’une mesure, et cependant la validité de celle-ci a été contestée sur l’argument qu’on ne mesure pas vraiment la teneur en H2 au sein même des bioflocs ou des biofilms… L’inhibition acide des acétoclastes peut être prise en compte par une fonction très empirique de pH, comme chez ROZZI ou COSTELLO. Elle peut également, sur une base plus théorique, être incorporée dans une équation de Haldane (inhibition acompétitive), où l’ac. acétique non dissocié provoque une inhibition par excès de substrat. C’est la solution D’ANDREWS (1968) qui donne pour ce cas Ks = 1,06 mg/l. L’acide acétique est un acide faible, et une telle concentration est atteinte pour des concentrations totales (forme dissociée + forme non dissociée) extrêmement variables en fonction du pH : depuis 140 mg/l à pH 6,8 jusqu’à 2 300 mg/l à pH 8,0. Or, effectivement, les digesteurs de ferme, rendus très alcalins par leur teneur en ammoniaque, supportent de hautes teneurs en AGV. ANDREWS utilise une constante d’inhibition Ki = 40 mg/l, mais MOSEY conteste cette approche, parce que, selon lui, l’excès d’ac. acétique agit par son acidité et sa salinité, et non par sa toxicité.

Si l’on continue à augmenter la charge, µ ne pourra cependant croître indéfiniment. Dès que ^µ sera atteint, il y aura lessivage irrémédiable de la biomasse, c-à-d état de surcharge, et effondrement brusque du système. Ceci est visible nettement aux figures 7.11 et 7.12 (d’après BASU). L’efficacité E de l’appareil, mesurée en kg de DCO éliminés par m3 de digesteur et par jour, suit une loi représentée à la fig. 7.12 (Cebedeau, digestion de lisiers). La courbe E = f (D) passe nécessairement par un maximum (MALY) car on a : E = D(S0 – S1) = D (S0 –

KD ) ^µ – D

(S1 est remplacé par sa valeur dans l’équation de Monod, en tenant compte de ce que µ = D). On observe que le rendement épuratoire reste constant aux faibles charges, puis fléchit et tombe brusquement. Le maximum d’efficacité ne correspond pas au maximum de rendement.

2.7. Equilibre d’un digesteur continu Lorsqu’un digesteur est à l’équilibre, sa biomasse ne varie pas : dB = µB – BD = 0 dt d’où : µ =D avec D(j–1) = taux de dilution ou inverse du temps de séjour (pour les appareils sans recyclage). La biomasse est synthétisée (µB) à la même vitesse qu’elle est éliminée par l’effluent (µD). Si, à un tel appareil en équilibre, on impose un léger accroissement de charge, D augmentera et dB/dt deviendra < 0. Le digesteur perdra sa biomasse, en même temps qu’il recevra davantage de substrat : la concentration de ce dernier augmentera donc. Conformément à l’équation de Monod, cette augmentation de S entraînera une augmentation de µ, qui redeviendra égal à D. Un nouvel équilibre sera donc atteint, et l’appareil est autostabilisant.

Fig. 7.11 – Digestion de vinasses de distillerie (Basu · Cebedeau).

2.8. Modèles incluant les équilibres physicochimiques Ces modèles peuvent tenir compte de cinq équilibres différents, chacun déplacé en fonction de la température : n celui du CO2 qui se partage entre eau et gaz selon la loi de Henry, et qui s’ionise dans l’eau comme un acide faible ; n celui du NH3 qui s’équilibre exactement de la même façon (rappelons d’ailleurs que le (NH4)HCO3 est le principal système tampon d’un digesteur) ; n celui de H2 qui est censé se partager entre eau et gaz selon la loi de Henry, mais que malheureusement les mesures récentes (SAMSON et GUIOT, 1990) prouvent n’être pas en équilibre, et plutôt fortement sursaturé du côté eau ;

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n n n n n

arrêt de charge (pratiquement inutilisable), ajout d’une base, dilution, apport d’une biomasse active d’origine extérieure, fixation du CO2 dans le biogaz et recyclage du gaz ainsi purifié pour relever le pH.

ANDREWS a étudié deux systèmes de contrôle, par simulation et non sur un digesteur réel. Le premier système consiste à choisir le pH comme paramètre de contrôle et à lui donner une valeur de consigne (p. ex. 6,95). L’action de contrôle consistera alors à ajouter 500 M d’alcali par m3 et par jour pour chaque unité de ∆pH. Cette liaison linéaire au pH est discutable, puisque le digesteur possède des systèmes tampon, mais la stratégie se révèle efficace pour corriger rapidement le sûrissement. Elle est bien entendu sans effet en cas de problèmes de toxicité. La seconde stratégie consiste à adopter comme paramètre de contrôle QCH = Qgaz * 4 [CH4]. L’action correctrice sera l’apport d’une boue active exotique, selon une régulation par bande : si la production de CH4 est < 3,75 l/lR.j, on enclenche l’apport de biomasse et on le cesse dès que la production de CH4 est > 4,15. Cette stratégie sera efficace contre une intoxication, mais exige qu’on dispose à volonté de la biomasse nécessaire.

Fig. 7.12 – Digestion de lisiers animaux (Cebedeau).

Dans ce chapitre des stratégies de contrôle, mentionnons les résultats obtenus par l’équipe de Louvain (BASTIN, RENARD, SINÉCHAL, …) qui parviennent à maintenir un digesteur en régulation malgré des surcharges délibérées. La méthode consiste à mesurer automatiquement des paramètres de contrôle soigneusement sélectionnés (température, pH) et à réagir en ligne par processeur, sur les paramètres en question.

n celui des acides gras volatils, ionisables en tant qu’acides faibles, chacun avec sa constante de dissociation ; n le pH et la réserve alcaline, qui se déduisent des équilibres précédents. Un modèle complet de ce type exige la connaissance de nombreuses constantes, et sa manipulation devient excessivement lourde. Actuellement, cette approche est réservée à la recherche, bien que GRAEF et ANDREWS (1974), ou HILL et BARTH (1977) en aient proposé des formulations précises, comportant une quinzaine d’équations simultanées.

3. Technologie de la digestion anaérobie 3.1. Quelques relations quantitatives 3.1.1. Réductions des matières organiques

2.9. Stratégies de contrôle

Les divers substrats se comportent différemment en digestion : ils fournissent plus ou moins de gaz, et celui-ci est plus ou moins riche en CH4. Le tableau II donne une idée de ceci. La réduction des matières organiques peut donc en principe être estimée à partir d’une analyse de la liqueur à digérer : lipides (L), glucides (G) et protides (P) déterminés en g/g. L’équation de BLITZ, qui adopte des coefficients volontairement pessimistes si on les compare au tableau 7.II, donne alors : R = 100 (0,92 L + 0,62 G + 0,34 P) où R est la réduction en % des matières organiques. R peut valoir 53 % pour des boues secondaires, et 44 % pour un mélange de boues primaire et secondaire.

On ne dispose guère de moyens de contrôle aussi efficaces pour piloter un digesteur anaérobie qu’une boue activée. Une approche pragmatique du problème a été fournie par ANDREWS (1974), qui relève que l’opérateur a 5 paramètres de contrôle à sa disposition: [AGV], pH, TAC à pH 6,5, Qgaz et [CH4]. Ces paramètres peuvent utilement se grouper pour en diminuer le nombre et en augmenter la signification : [AGV]/TAC et Qgaz*[CH4]. Quant aux actions de contrôle utilisables pour ramener les paramètres à leur valeur de consigne, elles sont : 204

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3.1.2. Production de gaz

3.1.3. Production de boues – Surnageant

La fourniture de gaz elle aussi peut être estimée approximativement, par l’équation de ROEDIGER. Si on a déterminé Gmax, quantité de gaz maximum pour une digestion de durée infinie, soit par des essais en cuvée (v. p. ex. fig. 7.13), soit à partir des données du tableau II, on peut admettre que la quantité de gaz réellement produite sera : G = Gmax(1 – 10–kθ) où θ est la durée de digestion en jours, et k une constante valant 0,05 à 0,15j–1. En pratique, on prendra k = 0,10 et, par prudence, on affectera Gmax d’un coefficient de 0,65 (surévaluer G est dangereux, car cela revient à sous-évaluer les besoins en fuel pour chauffer le digesteur). Dans le cas de boues urbaines, les résultats sont assez stables : 1 g de carbone organique gazéifié donne 1,868 Nl gaz ; 1 g de boue sèche produit ± 500 Nml gaz ; 1 g de matière organique détruite donne 1,25 g ou 800 à 1200 Nml de gaz ; 1 g de DCO détruite donne 350 Nml de CH4.

La production de boues des méthanigènes est environ 10 fois moindre qu’en épuration aérobie (Y = 0,04). Toutefois, les acidogènes ont un rendement de l’ordre de 0,17 de sorte que la production de boue est plus souvent de l’ordre de 10 %. Le rapport S/B, pour être correct, doit être compris entre 0,25 et 0,33. Au démarrage, la charge biologique est élevée et la biomasse croît vite. Lorsque la charge est inférieure à 0,25, les toxines peuvent s’accumuler et la biomasse disparaît lentement (TABASARAN).

Tableau 7.II – Digestion anaérobie. Traitabilité de quelques substances par voie anaérobie. Conversion Richesse du Gaz total Nature en gaz gaz en CH4 produit % % m3/kg Hydrates de carbone (amidon) Acides gras Graisses (triglycérides) Protéines Lignine et fibres (cellulose) Carbone organique (théorique)

100 80-90 65-85 31-52

50 62-72 62-72 73

0,83 1 1 0,5-0,6

0-40

45-50

0,65

100

65-75

1,868

Fig. 7.13 – Richesse en gaz et teneur en AGV (acides gras volatils). GOEPPNER et HASSELMANN (1974).

(D’après PÖPEL & DIETRICH) La boue digérée urbaine, ainsi que certaines boues industrielles, ont de bonnes propriétés agricoles (horticulture, cultures maraîchères). On a constaté (KOLATTUKUDY et PURDY, 1973) que jusqu’à 28 % de la boue digérée urbaine peut consister en cutine, un polyhydroxyalkane particulièrement résistant, constituant la couche externe de tous les végétaux et abondant dans les aliments qui en dérivent. Le liquide surnageant constitue un autre produit de la digestion. Il est généralement mal débarrassé de ses matières en suspension, malodorant, et très chargé en DBO5

Ce gaz urbain contient 65 à 75 % de CH4, et peut être comparé à d’autres sources de calories par le tableau III suivant. Plus la charge est élevée, plus le gaz est pauvre en CH4. La production de gaz est souvent supérieure (jusqu’à + 15 %) en régime thermophile, ce qui suffit normalement à couvrir le besoin supplémentaire de calories. Les fig. 7.13 et 7.14 donnent des indications supplémentaires sur le dégagement gazeux. 206

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(de l’ordre de 700 à 2 000 mg O2/l). Ce liquide est le plus souvent renvoyé en tête du circuit d’épuration biologique aérobie. Une modalité intéressante est son utilisation dans la variante des boues activées connue sous le nom de procédé KRAUS (v. p. 162). La plupart des autres solutions pour le traitement du surnageant sont soit trop coûteuses, soit franchement inefficaces. On a aussi recommandé de retenir le surnageant et de ne le renvoyer à l’épuration aérobie que pendant le WE, afin de compenser le manque de substrat pendant cette période.

Tableau 7.III – Pouvoir calorifique de divers combustibles (d’après PÖPEL). Combustible

Pouvoir calorifique

Consommation d’air

Gaz de digestion (65 à 70 % CH4) Gaz de ville Mazout Charbon Coke Electricité

5 600 à 6 000 kcal/Nm3 3 800 à 4 200 kcal/Nm3 10 700 kcal/kg 6 500 à 7 600 kcal/kg 7 000 kcal/kg 860 kcal/kWh

6,2 à 6,7 Nm3/Nm3 5,2 Nm3/Nm3 10,9 Nm3/kg

}

7,5 à 9 Nm3/kg

3.2. Aspects constructifs généraux

0

3.2.1. En épuration urbaine, on traite le mélange des boues primaires et secondaires. On distingue les domaines de charge suivants : Tableau 7.IV kg MV/m3.j Charge normale

0,7

Forte charge

1,4-3

θ1(j) 100 30 10-15

Remarques à froid à chaud toujours chauffé et mélangé

La digestion de liqueurs ou suspensions industrielles est souvent plus rapide, car les matières organiques y sont généralement plus solubles et plus fraîches (v. tableau V). Au point de vue de sa confituration, le digesteur de boues n’est ni continu, ni discontinu mais plutôt semi-continu : il est alimenté par les soutirages périodiques de boues du décanteur primaire. Si ces soutirages sont massifs et espacés, ils risquent d’amorcer une fermentation acide incontrôlable : on a donc intérêt à fournir la boue par petits volumes et à intervalles rapprochés (au moins deux fois par jour pour les petites stations, et davantage pour les grandes où l’équipement le permet). Il est presque impossible de distinguer la biomasse des matières en suspension. La croissance étant lente, on a intérêt à conserver la biomasse par un recyclage, par l’intermédiaire d’un séparateur anaérobie (décanteur couvert). Pour des raisons économiques, on n’appliquera pas la digestion à des liqueurs tenant moins de 1 % en matières organiques (BUSWELL). La concentration en matières en suspension peut monter sans inconvénient jusqu’à 10 %, et n’est guère limitée que par la difficulté d’assurer un brassage suffisant. Par temps de pluie, ou lorsque le soutirage des boues dans les décanteurs est commandé par une minuterie, il arrive que la boue envoyée au digesteur soit trop diluée, ou trop pauvre en matière organique. Il s’ensuit une chute dans la production de gaz, d’où encore un défaut de chauffage. On aura toujours intérêt à envisager une préconcentration de la boue avant digestion (MIGNONE, 1975), soit par un épaississeur, soit par un flottateur à l’air dissous.

Fig. 7.14 – Plafonnement de la production de gaz. 208

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pour les taluter. La boue brute peut être pasteurisée avant admission (de sorte que les calories ainsi dépensées ne soient pas perdues), ou lors du rejet final après épuration (afin de protéger l’emploi agricole de la boue). Si un digesteur de laboratoire peut être aisément chauffé à 0,1 °C près et être homogène, il n’en va guère de même pour un appareil industriel, surtout si la zone de chauffage est séparée de l’appareil. D’importants écarts de température – souvent plusieurs degrés – peuvent alors être enregistrés, et ils sont nuisibles dans les deux sens. S’il existe des zones plus froides que la température de consigne, la cinétique de digestion ralentit et reste suboptimale. Si, au contraire, pour maintenir à tout prix la valeur de consigne, on force le transfert de chaleur aux échangeurs, ceux-ci peuvent se tranformer en pasteurisateurs de boues. Nous avons observé un cas de ce genre, où la température des boues à la sortie de l’échangeur atteignait 42 °C. On a donc tout intérêt à soigner à la fois le système de chauffage et le système de mélange. Nous ne parlerons pas ici de la digestion thermophile qui reste peu employée. Il est exact qu’elle fournit souvent un peu plus de gaz, et en un temps plus bref. Cependant, le ∆T par rapport à l’ambiance est pratiquement doublé et, du même coup, les déperditions calorifiques. Des isolations particulièrement soignées doivent être mises en place. Ces appareils ne se trouvent guère que sous des climats chauds. Citons cependant le projet français du CIRSEE dans lequel les boues sont digérées en deux phases : la première selon une fermentation acide thermophile, et la seconde selon une méthanisation mésophile. L’attrait de la digestion repose sur la possibilité de recueillir un excès de biogaz. Le bilan thermique sera excédentaire si l’énergie du biogaz produit excède les besoins de chauffage : seront donc avantagés les digesteurs recevant une eau chaude au départ (cokerie, distillerie, condensats divers, …), ou pouvant être chauffés par des « basses calories » autrement perdues. La figure ci-après peut servir de guide pour évaluer ce bilan.

Tableau 7.V – Conditions de traitement pour quelques industries agricoles. DBO5 (***) mg O2/l Sucraterie Vinasses mélasse & levure grain vin Laiterie Abattoir (2 étages) Tannerie (discontinu) Lisier (porc ou bœuf) Amidon de gluten Amidon de maïs Distillerie de whisky Brasserie Vinification Levurerie Mélasses Conserverie de viande Conserverie de fruits

3 400 30 000 10 000 16 000 11 000 3 300 1 500 5 500 (**) 20 000 14 000 (**) 6 280 (*) 25 000 (*) 3 900 (*) 23 400 (**) 11 900 (**) 32 800 (**) 2 000 (*) 1 380 (*) 800 (*)

(*) En DCO (**) En matière volatile (***) Après dilution adéquate

Charge kgDBO5/ m3.j 2,0 (**) 3,0 1,5 2,2 1,4 – 1,4 5,5 (**) 3

Séjour Rendement j %

9 10 10 14,4 10 6 0,5 50 10 3,8 3,3 6,2 2,3 2,0 2,0 3,8 1,3 0,5 0,18

62 80 80 90 99,5 99,5 95 71,2 90 80 88 95 96 85 65 69 95 91 50-70

Gaz

Source

m3/kg MV 0,52 0,35 0,3 0,7 1,5 – – 0,4 0,54

C B

D D D C C K&S » » » » » » » » »

Sources : D : DIETRICH C : Cebedeau B : BASU K & S : KIRSH & SYKES.

3.2.2. Le chauffage peut être réalisé par divers moyens : n serpentin intérieur relevable par le haut (peu à peu abandonné car il se couvre d’incrustations difficiles à enlever et nuisant au transfert de calories) ; n circulation externe de la boue dans un échangeur (les échangeurs à cylindres coaxiaux, pouvant être ouverts aux deux extrémités pour le nettoyage, sont très pratiques) ; n injection de vapeur vive (très simple, la dilution provoquée est insignifiante, mais risque de détruire partiellement la biomasse). Le digesteur doit évidemment être isolé thermiquement, ce qui est d’autant plus coûteux qu’on désire travailler à haute température. Même les digesteurs non chauffés sont isolés sommairement en les enterrant en partie, et en utilisant la terre excavée

Fig. 7.15 – Bilan calorifique d’un digesteur (WEBB, 1983).

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3.2.3. L’agitation est elle aussi assurée par des moyens variés. Elle met en contact

gène). La chute de DBO dans l’eau ne dépasse pas ce que l’on peut attendre d’une mauvaise décantation (± 25 %). Le système conserve cependant tout son intérêt dans les régions à habitat clairsemé, où il a l’avantage de ne pas appauvrir les nappes et d’éviter le court-circuit écologique que constitue le réseau d’égouttage.

le substrat et la biomasse, empêche la formation d’une croûte de matière flottantes (« chapeau ») et favorise la sortie des bulles de gaz. On utilise les moyens suivants : n propulseur à hélice disposé dans un tube vertical, se terminant par un cône vers le bas, et assurant un mouvement de bas en haut ; n injection de vapeur, combinant chauffage et agitation ; n pompage de la liqueur en un point et réinjection en un autre point ; n brassage mécanique simple, par pales tournantes ; n recirculation du gaz produit, réinjecté à la base de l’appareil dans une couronne perforée : procédé vigoureux, mais n’entraînant aucun risque d’endommager mécaniquement la biomasse. Les digesteurs de boues sont des réacteurs à mélange complet, même si ce mélange laisse très souvent à désirer. La nécessité de mettre en contact le substrat et la biomasse en milieu concentré, le dégagement des bulles de gaz, ainsi que l’obligation d’empêcher la formation d’une croûte flottante, interdisent d’envisager dans ce cas des digesteurs du type tubulaire. Plusieurs conceptions s’affrontent quant aux besoins d’agitation. Au nom d’arguments biologiques, tels que la nécessité de protéger l’association syntrophique de bactéries productrices et consommatrices d’hydrogène, on a soutenu que le mélange devait être « doux », et même, selon certains, intermittent. D’autres cependant (SAMSON, 1991) ont procédé à de nombreuses mesures de temps de séjour par traceur, et ont montré que les zones mortes dans un digesteur urbain pouvaient atteindre 70 %. Lors d’un tel essai, nous avons nous-même mesuré 43 %, ce qui réduit considérablement le temps de séjour réel des solides, et mène invariablement au sûrissement de l’appareil ou (si on prévoit la chose) à son grossier surdimensionnement.

Fig. 7.16 – Fosse septique suivie d’un lit bactérien (d’après ROUHART). Le tableau 7.VI donne la composition moyenne d’un effluent de fosse septique. Parfois, la fosse septique est suivie d’un lit bactérien noyé à remplissage de coke ou de fagots, qui améliore ses performances. Il se forme généralement une croûte flottante, dont le rôle est plutôt bénéfique puisqu’elle abrite le milieu de l’air atmosphérique. Il ne faut donc pas l’enlever systématiquement. L’accumulation de boue (± 100 l/hab.an) nécessite une vidange régulière, dont la périodicité sera très variable, en fonction du mode de vie des usagers. On veillera à ne pas vidanger complètement et à laisser subsister environ 15 % de la boue. Pour une monographie détaillée sur ce système, v. ROUHART (1986).

3.2.4. La purification du gaz peut se révéler nécessaire. Sans entrer dans les détails, il s’agira d’éliminer la vapeur d’eau (par un condenseur) ainsi que l’H2S et éventuellement le CO2, pour enrichir le gaz en vue de sa compression. Si l’on a recours à une agitation par recirculation du biogaz, il devient particulièrement élégant d’en profiter pour stripper H2S. Le gaz recirculé sera au préalable passé sur une masse d’oxyde de fer hydraté et granulé (8 à 20 mm) qui réagit selon : Fe2O3 . 3 H2O + 3 H2S → Fe2S3 + 6 H2O. Peu à peu, la masse se charge et il faut la régénérer en l’exposant à l’air selon : Fe2S3 + 3/2 O2 + 3 H2O → Fe2O3 . 3 H2O + 3 S ↓ Après un certain nombre de cycles, la masse est trop chargée en soufre élémentaire (± 60 %) et ne peut plus être régénérée.

Tableau 7.VI – Composition-type d’un effluent de fosse septique (Cebedeau). Fosse simple Fosse de décansimple tation (2 étages) Matières en suspension 105° mg/l 600° mg/l DCO mg/l pH – acides gras volatils mg/l détergents anioniques mg/l N-Kjeldahl mg/l

3.3. Configurations La mise en œuvre de la digestion anaérobie se fait selon plusieurs configurations, dont la plus fruste est la fosse septique (fig. 7.16), où une digestion à froid est combinée avec une décantation. La fosse septique est un mauvais décanteur (traversé par les bulles de gaz) combiné à un mauvais digesteur (non brassé, non protégé de l’oxy-

60-260 10-50 200-1600 7,5-8,9

110-650

70 10 300 7,1 80 6 400

Fosse suivie d’un lit bactérien

50-275 20-190 175-365 6,8-8,4

250-350

Dans la Fosse Imhoff (fig. 7.17), ces deux opérations, toujours à froid, se déroulent dans des compartiments distincts. Le digesteur chauffé (fig. 7.18) mais non mélangé

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entrée eaux usées fraîches

sorties effluent

améliore certes les performances du procédé, mais demeure peu favorable en volume, parce qu’il est le siège d’une stratification et que seule une des couches formées est réellement active. Seul mérite réellement le nom de réacteur le digesteur à forte charge, avec chauffage et agitation, suivi d’un compartiment décanteur. On verra sur la fig. 7.19 un tel digesteur à deux étages, et à la fig. 7.20 un système spécialement conçu pour l’industrie sucrière. Le digesteur infiniment mélangé n’est plus le seul réacteur employé en digestion anaérobie. La technologie a considérablement évolué, dans le but d’obvier à l’inconvénient majeur du procédé :

la lenteur de la croissance de sa biomasse. Il s’agissait donc d’imaginer divers moyens de retenir cette biomasse, qui se sont rangés en deux classes : a. ceux où la biomasse est invitée à se fixer sur un support inerte (surfaces diverses) ou actif (grains de charbon actif) ; b. ceux où on recherche l’agrégation des bactéries en bioflocs semblables aux boues activées, ou mieux encore en granules denses, séparés alors par sédimentation ou par filtration.

Fig. 7.17 – Schéma de fonctionnement de la fosse Imhoff. 1. compartiment de décantation. 2. compartiment de digestion (Document « Société de l’Industrie Minérale », Saint-Etienne).

Fig. 7.19 – Schéma de digestion à deux étages à brassage par le gaz (Memento technique de l’eau, Degrémont). 1. Arrivée des boues fraîches. 2. Digesteur primaire. 3. Digesteur secondaire. 4. Compresseur de gaz. 5. Pots de purge.

6. Torchère. 7. Gazomètre. 8. Vers chaufferie et surpresseurs. 9. Pompe de circulation des boues. 10. Echangeur de chaleur.

11. Pompe à eau chaude. 12. Chaudière. 13. Vers traitement terminal. 14. Vers lagunage. 15. Trop-plein.

Bâche de recueil Tendeurs

Cloche métallique Remblai Gaz ⇐ Affluent Effluent ⇐

⇐

Fig. 7.18 – Digesteur unique à moyenne charge (Document Degrémont, RueilMalmaison). 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

Pompe de circulation de boue pour réchauffage. Pompe de circulation de boue pour brise-chapeau. Chaudière à eau chaude. Echangeur de chaleur. Vase d’expansion. Brise-chapeau. Limiteur de pression et antivide.

8. 9. 10. 11. 12. 13. 14.

Départ de gaz. Evacuation du chapeau. Prises d’échantillons. Thermomètre. Evacuation des boues digérées. Pompe de circulation d’eau chaude. Arrivée boues fraîches.

Hélice

Fig. 7.20 – Digesteur de type Iris.

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La fig. 7.21 donne une idée schématique de ces diverses variantes qui s’expliquent d’elles-mêmes. On retiendra que les procédés A, B et G conviennent pour les boues (boues urbaines, ordures, lisiers, fumiers, …) alors que les autres visent surtout des substrats dissous ou colloïdaux, avec peu de matières en suspension.

E Lit de boues ascensionnel (= UASB) biomasse en bioflocs ou en granules. La formation des granules, homogènes et denses, est très souhaitable mais n’est guère maîtrisable.

Fig. 7.21 – Les configurations des réacteurs anaérobies. A = affluent ; E = effluent ; G = gaz ; R = recyclage ; P = purge. A Digesteur infiniment mélangé à simple passage, continu, discontinu ou en cuvée.

F Lit fluidisé, à biomasse fixée sur support granulaire (sable, charbon actif, hydroanthracite, …). La tour de fluidisation peut avoir jusqu’à 25 m de haut. Le système admet des charges extrêmement élevées parfois supérieures à 10 kg DCO/m 3 .j, d’eaux riches en substrat dégradable et soluble.

B Digesteur à écoulement piston agité manuellement de façon discontinue. Convient pour de petites installations agricoles.

C Lit bactérien anaérobie, à écoulement ascensionnel, recyclage facultatif, biomasse fixée sur support en vrac ou en modules.

G Digesteur à percolation, premier étage à arrosage en cuvée, second étage en digestion. Système proposé pour les fumiers ou lisiers pailleux.

D Boues activées anaérobies avec séparation et recyclage de la biomasse. Pour éviter le dégagement de gaz dans le décanteur, on refroidit la liqueur mixte dans un échangeur, et les calories ainsi récupérées servent à réchauffer A ou R.

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H Digesteur à séparation de phases, premier étage pour hydrolyse et acidification rapide, second étage : méthanisation. Le volume total est inférieur à celui du digesteur unique correspondant.

drainer vers le bas et s’évaporer vers le haut. Le processus peut être accéléré en couvrant le lit, ou en ajoutant un polyélectrolyte à la boue. Une fois sèche, la boue se craquèle et ne retient plus l’eau même s’il pleut dessus : c’est une des grandes différences avec une boue non digérée. Elle est également devenue pratiquement inodore. Son emploi en agriculture est hautement souhaitable, mais doit rester soumis à des analyses rigoureuses, notamment pour y contrôler les métaux lourds. Le tableau 7.VII ci-après donne des normes précises de chargement des lits de séchage, telle qu’élaborées par VANDEVENNE (1986). Tableau 7.VII – Normes de chargement pour lits de séchage (selon VANDEVENNE, 1986).

La digestion anaérobie des ordures ménagères fraîches est techniquement délicate mais possible, de même que celle des lixiviats frais de décharges d’immondices. Pour les ordures, on parle de digestion semi-solide, et le réacteur est généralement une variante ou une combinaison des systèmes D et H. Parmi les procédés déjà industrialisés, citons le VALORGA (France), le FAL (Allemagne) et le DRANCO (Belgique).

Lits

Siccité recherchée %

kg MS/m2.an

EH/m2

C NC NC

≥ 40 ≤ 25 (*) ≤ 25

100 125 190

5 7 10

(*) pelletable C = couvert NC = non couverts base : 1 EH = 50 g MS/j Ne jamais dépasser 20 kg MS/m2 par charge.

Tableau 7.VIII – Avantages et inconvénients de la digestion.

Fig. 7.21 – Fermenteur Degrémont (Tribune de l’Eau).

3.4. Les lits de séchage La boue digérée a une concentration de ± 5 %, et il est le plus souvent nécessaire de la sécher. Plusieurs techniques sont disponibles, et parmi elles le filtre à bandes presseuses tend à se généraliser, parfois même sous forme d’unités mobiles pouvant traiter les boues de plusieurs stations de petite taille. La solution traditionnelle était le lit de séchage, réalisé sous forme de parcelles rectangulaires bordées de murets, et dont le sol est drainant. Un grand soin doit être apporté à ce sol, constitué de briques ou de dallettes posées à joint ouvert sur des couches de gravier convenablement calibré. A chaque cycle, une mince couche de sable frais est étendue sur le fond pour en renouveler les joints. La boue digérée est « coulée » dans le lit de séchage en couche de 20 à 25 cm, et l’eau peut alors se

Avantages

Inconvénients

± 2/3 de la charge totale en DBO traités sans frais d’aération Accepte boues hydrophiles à faible concentration Boue digérée plus filtrable que toute autre rH faible empêche corrosion Des corps aérobiquement réfractaires sont dégradés Le méthane est récupérable Faible production de boues

Appareils plus coûteux à l’achat que l’aération Mauvaise odeur (H2S et autres métabolites) Difficile à contrôler (pH, charge, N & P, T°, sels) H2S oxydé par l’air très corrosif Démarrage délicat La graisse se concentre en écume O2 toxique Liqueur surnageante très polluante

(d’après CLEAN WATER, Optimizing lipid biostabilization, US Dept., Int., 1970.

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3.5. Discussion générale du procédé

4. Références

Les arguments pour et contre le procédé anaérobie sont donnés au tableau 7.VIII. Une discussion économique est en outre esquissée dans le tableau 7.IX, en comparaison avec les procédés aérobies

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Tableau 7.IX

Bases microbiologiques Système microbiologique Sensibilité aux inhibitions Exigence en nutriments (N & P) Température °C Fourniture d’énergie externe Danger de gonflement

Anaérobie

Aérobie

Biocénose complexe, 2 étages Très sensible, surtout aux métaux lourds

Biocénose unique, 1 étage Relativement résistante, analogue aux boues activées Stricte

Faible 30-35 Le gaz de digestion couvre les besoins Inexistant

10-15 Nécessité d’aérer et d’agiter Sérieux en présence de sucres

Simples bassins ouverts

Installation Conduite Personnel (à tps partiel) Combinaison avec pasteurisation

Unités multiples et différentes Compliquée Contrôle nécessaire Un peu plus élevé Economique grâce à l’excès de gaz

Coût Investissements Frais de fonctionnement

Prépondérants Négligeables

± les 2/3 ± 1/3

Réalisation technique Bâtiments

Très simple Surveillance simple Réduit Nécessité de carburant supplémentaire

(D’après HELMER-Gas-Wasser-Abwasser 54 (1974), n° 1, 14-23, complété).

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CHAPITRE 8

Dénitrificateurs hétérotrophes

1. Microbiologie De très nombreux et très répandus microorganismes hétérotrophes sont capables d’utiliser les ions nitrite et nitrate comme accepteur final de leurs électrons, à la place de l’oxygène et seulement lorsque celui-ci est absent. Ce transfert intervient à la fin de la chaîne respiratoire et il faut pour l’opérer disposer de cytochromes déterminés. Les bactéries en question, parmi lesquelles on trouve au premier rang les Pseudomonas, sont donc aérobies facultatives. DAWSON et MURPHY (1972) estiment que 25 à 40 % de la biomasse d’une boue activée sont capables de dénitrifier. La dénomination « facultative » recouvre notamment le fait que les nitrate – et nitrite – réductases nécessaires sont des enzymes inductifs. Ils ne se forment qu’en présence de NO2– et NO3–, et leur formation est réprimée par O2. Cependant, une fois formées, elles restent présentes même s’il y a un peu d’oxygène. On peut donc avoir nitrification à l’extérieur d’un floc ou d’un film, et dénitrification à l’intérieur. La chaîne de transport d’électrons se trouve un peu modifiée, en ce sens qu’au lieu d’avoir l’intervention successive habituelle des cytochromes b, c et a comme dans le métabolisme avec oxygène, le cytochrome a est court-circuité et un ATP est perdu. Le cytochrome b réduit le nitrate en nitrite, et le cytochrome c réduit le nitrite. GRADY et LIM (1988) donnent un tableau très clair faisant apparaître le rendement exceptionnel de la respiration aérobie sur le glucose : Tableau 8.I

Fermentation Respiration aérobie (sur O2) anaérobie (sur NO3–)

MATP/M Glu

∆G’0

∆G’0/MATP

2

54

27

38 26

686 686

18 26,4

Les résultats pratiques ne sont pas toujours aussi clairs. Les uns affirment (MC CLINTOCK et al, 1988) que les vitesses d’élimination du substrat sont sensible224

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ment les mêmes, mais que la production de biomasse est réduite jusqu’à 40 %. Pour d’autres (BÖHNKE, 1989) la vitesse d’élimination du substrat n’est plus que 75 % de ce qu’elle est en présence d’O2… Un excès de nitrite ne gène pas, et une boue activée peut tolérer 4 800 mgN–NO3–/l (TAYLOR, 1956).

n Dénitrification exogène, c.à.d. usage d’un substrat externe qui peut être – un nouvel apport d’eau usée (= Dénitrification combinée) ; – une addition d’un substrat soluble de synthèse (par ex. CH3OH) n Dénitrification endogène, c.à.d. recours aux réserves cellulaires comme substrat interne (ce dernier système ne produit pas de biomasse mais est plus lent). Dans le cas d’un substrat exogène comme le méthanol, certaines relations stoechiométriques peuvent être dégagées : 6 NO3– + 5 CH3OH → 3 N2 ↑ + 5 CO2 + 7 H2O + 6 OH– montrant qu’il faut théoriquement 1,90 g de méthanol pour réduire 1 g d’N nitrique. En fait, il en faut 2,50, car une partie sert à la synthèse cellulaire. L’influence du pH est surtout notable dans sa liaison avec l’inhibition par l’oxygène : en milieu acide, la flore dénitrifiante supporte de faibles teneurs d’oxygène, alors qu’en milieu neutre ou alcalin, une anoxie totale est nécessaire. Le processus lui-même libère des ions OH–, et l’alcalinité ainsi provoquée représente la moitié de l’acidité produite par la nitrification, comme on peut le vérifier en comparant les deux équations globales. L’optimum d’action paraît se situer dans la plage, assez large, de 6 à 8.

Le schéma 1 du chap. 10 montre que les produits de la réduction sont, non pas l’ammoniaque, mais des formes gazeuses peu solubles et sans nocivité pour l’environnement : essentiellement l’azote élémentaire N2 qui se dégage sous forme de bulles. On voit immédiatement l’avantage du procédé, qui élimine très proprement le contaminant indésiré. L’azote ainsi libéré rentre dans le cycle général, et peut être refixé par les végétaux, mais certains auteurs émettent des réserves sur l’attitude qui consiste à « perdre » en quelque sorte un nutriment soluble, alors que par ailleurs, dans des pratiques culturales, on est obligé de synthétiser l’ammoniaque pour fertiliser les champs. Si la dénitrification a lieu de façon incontrôlée dans un décanteur secondaire, elle provoque des remontées de boues indésirables (« rising sludges »). La composition du gaz ainsi formé a donné, selon les expérimentations de FROST (1976) : : 90,2 % N2 CH4 : 7,3 % CO2 : 2,4 % : 0,1 % O2 Selon CLAYFIELD (1974), il ne faut qu’une minute pour rendre le milieu anaérobie, et environ 3 h pour produire une quantité d’azote suffisante pour provoquer la flottation de la boue : l’implication sur le séjour des boues dans les décanteurs secondaires est évidente. Les boues flottantes sont rares en hiver, et ne se produisent pas si l’effluent contient moins de ± 16 mg/l de nitrate. La réaction (E’0 = 0,816 V) 1/2 O2 + 2 H+ + 2 e → H2O est remplacée par (E’0 = 0,40 V) NO3– + 2 H+ + 2 e → NO2– + H2O ou par (E’0 = 0,84 V) NO3– + 6 H+ + 5 e → 1/2 N2 ↑ + 3 H2O

Ajoutons que CH3OH n’est plus l’unique donneur d’électrons employé, en particulier pour le traitement des eaux potables où sa toxicité fait problème. On a essayé également CH3-COOH, CH3-CH2OH, et même H2. L’action de la température sur la flore dénitrifiante est la même que sur la flore hétérotrophe respirant l’oxygène. Ceci est assez normal, surtout si l’on considère qu’un substrat donné livre à peine moins d’énergie dans le premier cas que dans le second (WUHRMANN et GUJER, 1976) : Substrat

→ O2

→ NO3

Glucose Lactate Méthanol

– 686 – 314 – 164

– 637 – 298 – 155

( G° à pH7 en k cal/mol.)

2. Cinétique

On voit (selon CAMPBELL, 1973) que le potentiel de la dernière est fort proche de celui de la première, et que les énergies libérées doivent être comparables. Ce ne serait pas le cas si la réduction s’arrêtait au stade nitrite (2e réaction), or il semble que le nitrite soit formé, au moins comme intermédiaire. Les germes dénitrifiants sont hétérotrophes, et ceci pose certains problèmes, car on verra (chap. 10) que l’azote oxydé n’est produit qu’après biodégradation des matières organiques ternaires et quaternaires. L’effluent de réacteurs nitrifiants contient donc normalement peu ou pas de substrat énergétique, et comme tel ne peut pas supporter une flore dénitrifiante. Trois solutions sont possibles à cette situation :

Si l’inhibition intervient à de très faibles concentrations d’O2, l’activation ne requiert elle aussi que de très faibles concentrations d’azote nitrique (± 0,1 mg/l). Comme un effluent nitrifié contient de l’ordre de 20 mg N-NO3–/l et qu’après dénitrification il en contient encore ± 1 mg/l, la dénitrification fonctionne pratiquement toujours à sa vitesse maximale, et le processus sera d’ordre zéro par rapport à la concentration en azote. On peut exprimer le rendement d’assimilation bactérienne par rapport à l’azote dénitrifié (sur méthanol), et on trouve sensiblement 0,6 g MSV synthétisée/ g NNO3– réduit.

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Par ailleurs, puisque NO3– ne fait que remplacer O2, et pratiquement sans perte d’énergie, la vitesse de dénitrification sera proportionnelle à la vitesse de respiration, or cette dernière est fonction de la nature et de la concentration du substrat : on doit donc s’attendre à de fortes différences de vitesse entre la dénitrification exogène et l’endogène. Selon WUHRMANN, on peut compter (à 15° C) sur : – 0,5 à 1,50 mg N/g B. h en régime endogène, – 2,7 mg N/g B. h en régime exogène. Le taux de proportionnalité entre respiration endogène et dénitrification est sensiblement égal à 0,275 mg N/g B. h pour 1 mg O2/g B. h (CULP et SCHLECHTA, 1966). Les données de CLAYFIELD (1974) avec un substrat exogène conduisent à un facteur de 0,18 et 0,14 sur substrat endogène. On peut comparer ces chiffres au rapport théorique, calculable si on considère comme équivalentes les quantités d’oxygène et d’azote nitrique acceptant le même nombre d’électrons : soit 2,5 O pour 1 N, ou 14 = 0,35 2,5 × 16 En d’autres termes, il faut assurer un rapport DBO 5/N-NO 3– au moins égal à 1/0,35 = 2,86.

Le réacteur de dénitrification est une cuve brassée mais non aérée, qu’il n’est pas nécessaire de couvrir, l’azote des bulles le protégeant des rentrées d’oxygène. Sur un lit bactérien, on adopte généralement le lit noyé traversé de bas en haut, garni d’un matériau assez fin (gravier 1 ou 1/2 pouce, sphères plastiques creuses de 22 mm). Le recyclage de boue et le décanteur tertiaire ne sont pas indispensables, car la synthèse de biomasse est faible, le substrat étant maintenu au minimum. On a dans ce cas un réacteur plus ou moins tubulaire, et la teneur en azote de l’effluent peut descendre à 0,5 mg N/l. La charge hydraulique à appliquer est de 0,2 j–1 maximum. L’excellent contact et la haute surface active par unité de volume permettent des temps de séjours plus brefs qu’en boues activées. Pour améliorer encore ces caractères, on a étudié (JERIS, 1974) des réacteurs à lit de sable fluidisé, pouvant travailler à des vitesses ascensionnelles aussi élevées que 36 m/h. KOOPMAN et al. (1990) ont utilisé un lit de sable fluidisé (hauteur 5,5 m) dans un appareillage particulièrement bien conçu. La dénitrification complète, avec méthanol, d’une eau contenant 22 mg N/l a été obtenue sous des charges atteignant 2,7 kg N/m3.j. Les biodisques permettent eux aussi la dénitrification exogène, à condition cette fois d’enclore la batterie, sinon les disques se rechargeraient en oxygène pendant la partie émergée de leur parcours. Avec des temps de séjour de 20 min, on atteint une dénitrification de 6,25 kg N-NO3/m2. j (DAVIES et PRETORIUS, 1975), vitesse qui paraît supérieure à ce qu’on a trouvé sur des colonnes à remplissage plastique (± 4 kg N-NO3/m2.j à 20 °C pour divers résultats compilés par DE RENZO, 1978).

3. Technologie La technologie connaît les trois modalités de principe déjà exposées (exogène, endogène et combinée), que l’on applique aux lits bactériens, biodisques, et boues activées. Deux avantages sont à attendre : l’élimination de l’azote et une substantielle économie d’énergie (jusqu’à 25 % et plus).

3.2. Dénitrification combinée Il s’agit à nouveau d’une dénitrification basée sur un substrat exogène, mais celui-ci est le moins cher qu’on puisse imaginer : c’est l’eau d’égout elle-même. Les vitesses sont sensiblement réduites, et en outre le processus ne peut être qu’incomplet : en effet l’eau d’égout apporte, en même temps que du substrat carboné, de l’azote ammoniacal qui restera évidemment sous cette forme. De nombreuses variantes, souvent ingénieuses, ont été proposées. LUDZACK et ETTINGER (1962) ont suggéré un système dit « semi-aérobie » où deux zones d’aération ou bassins aérateurs sont prévus. La nitrification a lieu dans le second, abondamment alimenté en oxygène, alors que le premier reçoit une aération réduite dans la zone où pénètre l’eau brute. On recycle dans cette même zone la liqueur mixte du second étage, riche en azote oxydé. On renforce ainsi les pertes d’azote dans cette zone à forte charge, et l’aération subséquente chasse l’azote gazeux formé. Le risque de boues flottantes est éliminé. Le système peut être appliqué comme modification à une station déjà construite. En Angleterre, on tend à recloisonner ainsi, généralement en 4 cellules, d’anciennes installations conventionnelles. On y introduit une circulation cyclique de cellule en cellule, l’une d’entre elles étant anoxique : l’ensemble se rapproche alors du fossé d’oxydation tel que décrit plus loin.

3.1. Dénitrification exogène Le substrat exogène doit être bon marché, facile à dégrader et à manipuler. Aux EU, on donne la préférence au méthanol, bien que les mélasses et la poudre de lait aient p.ex. été aussi utilisées. La dose à ajouter est très critique, car un excès provoquerait une repollution de l’effluent, alors qu’un manque ralentirait le processus et produirait un effluent incomplètement dénitrifié. En fait, le substrat doit permettre, outre la dénitrification des nitrates, celle des nitrites et la consommation de tout oxygène dissous qui resterait dans l’eau à dénitrifier. On a donc les formules de MCCARTY, devenues classiques : [CH3OH] = 2,47 [N – NO3–] + 1,53 [N – NO2–] + 0,87 [O2] [∆B] = 0,53 [N – NO3–] + 0,32 [N – NO2–] + 0,19 [O2] (la seconde formule donne l’augmentation de biomasse résultant des trois composantes, exprimée en matière volatile). Sur boues activées, les quelques stations déjà réalisées donnent à 20 °C une vitesse de dénitrification d’environ 0,2 kg N/kg MSV. j, avec un effluent ne contenant plus que 1,8 mg d’N total. Temps de séjour : 1 à 2 h. 228

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De telles filières dites « à une boue » peuvent être conçues selon deux variantes (BECCARI, 1983) : a. anoxique → aérobie → anoxique, c.à.d. avec post-dénitrification finale ; b. anoxique → aérobie, c.à.d. sans post-dénitrification. Quoique plus chère, la filière (a) présente les avantages suivants : – sensibilité moindre aux variations de [N] dans la source, grâce à un θc élevé ; – possibilité d’accélérer la dénitrification par un ajout de CH3OH dans le 3e réacteur en cas de surcharge ; – sensibilité moindre à une élévation de [O2] dans le 2e réacteur, grâce au recyclage moindre. Le fossé d’oxydation peut être conduit de façon discontinue, selon une variante proposée par PASVEER (1971) sous le nom d’OXYDENITRO. La première phase mène à une nitrification complète, ensuite on sédimente la boue activée et soutire 10 % de l’eau clarifiée, que l’on remplace par un volume équivalent d’eau d’égout. La troisième phase reprend l’aération, mais celle-ci est insuffisante étant donné la forte demande de l’eau brute : il en résulte la dénitrification du mélange. L’azote de l’eau brute est en partie assimilé puis, à mesure que la charge diminue dans cette sorte de traitement en cuvée, l’aération redevient suffisante et le reste de l’azote est nitrifié. Le procédé est difficile à appliquer dans un réseau mixte recevant des eaux pluviales. En fait, dans un fossé d’oxydation classique, la fourniture d’oxygène est localisée, et le profil longitudinal de l’oxygène dissous est en dents de scie. L’aérateur qui suit immédiatement le point d’injection de l’eau brute a à faire face à un besoin maximum d’oxygène, et propulsera par ailleurs une liqueur mixte totalement nitrifiée au cours de son parcours dans toute la longueur du fossé. En prévoyant la prochaine réaréation à une distance telle qu’une zone anoxique apparaisse, on peut provoquer la dénitrification. Les aérateurs à brosse ont comme double fonction de propulser et d’aérer la liqueur mixte, et ne présentent guère de souplesse de ce point de vue : pour empêcher le dépôt de la boue, on peut être amené à remplacer la seconde brosse par un propulseur immergé. Diverses autres combinaisons, toujours basées sur une déficience calculée de l’aération, ont été proposées. Toutes ont l’avantage de récupérer l’oxygène dépensé pour nitrifier (évalué à 5 kWh par an et par EH). Enfin BALAKRISHNAN et ECKENFELDER (1970) ont suggéré une combinaison particulièrement ingénieuse basée sur le procédé contact-stabilisation, et illustrée à la fig. 8.1.

Le lit bactérien sert ici à nitrifier l’effluent de la phase de contact. Le liquide nitrifié est introduit par le fond dans le bassin de stabilisation. Le rendement d’élimination sur l’azote atteint 85 % : une valeur supérieure est impossible étant donné l’existence d’un circuit direct. Décrivons enfin le procédé Bio-Dénitro, qui est d’application générale au Danemark (HARREMOËS et al, 1991). Il consiste en deux bassins complètement mélangés de taille égale pouvant être raccordés dans l’ordre AB ou BA. On réalise alors automatiquement la séquence de quatre phases indiquée à la fig. 8.2. En conditions normales, la teneur résiduelle en N ammoniacal est < 1mg/l, et celle en N nitrique < 5mg/l.

Fig. 8.2 – Le procédé danois Bio-Denitro.

3.3. Dénitrification endogène Appliquée par WUHRMANN (1961) à la station expérimentale de TÜFFENWIES, cette méthode mène à une dénitrification totale de l’effluent sans aucun apport de substrat, mais à une vitesse réduite. Un autre avantage de la méthode est la réduction de biomasse (par respiration des réserves cellulaires), par opposition aux autres systèmes qui accroissent au contraire la production de boue. La vitesse de dénitrification observée varie de 0,02 à 0,04 kg N/kg MSV. j avec un effluent contenant 2 ou 3 mg N/l. Une forme de dénitrification endogène non désirée se produit parfois par temps chaud dans les décanteurs secondaires où le temps de séjour des boues est trop long : les amas de biofilms ou de bioflocs respirent rapidement l’O2 et le substrat résiduel puis dénitrifient NO3– et il naît en leur sein des bulles de N2 qui les font flotter. Un pare-écume est indispensable pour éviter de charger l’effluent. Il suffit de remuer ces « rising sludges » pour qu’elles se désagrègent et retombent. Pour les éviter, le mieux est à la fois de réduire le temps de séjour dans le décanteur, et d’allonger le séjour dans l’aérateur, ce qui mène à une réduction plus poussée du substrat et donc une dénitrification plus lente (THOMAZEAU, 1982).

Fig. 8.1 – Procédé Balakrishnan et Eckenfelder. 230

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A ces remarques s’ajoutent les recommandations de GUJER (1986), selon qui la solubilité de N2 en fonction de la pression joue un rôle : une aération peu profonde diminue la concentration en N2, alors qu’un décanteur très profond ne devient sursaturé en N2 (avec production de bulles et flottation des boues) qu’après une dénitrification prolongée. Cette dénitrification elle-même sera d’autant plus lente que l’âge de la boue sera élevé.

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3.4. Cas des eaux potables L’approvisionnement en eau potable se fait de plus en plus à partir d’eaux riches en nitrates, résultat d’une agriculture intensive. Ce type de réacteur biologique est de plus en plus employé, notamment en France, pour dénitrifier ces eaux à potabiliser, et les amener à des teneurs inférieures à 11,3 mg N-NO3–/l, maximum admis par la CEE. Les eaux potabilisables ne contenant évidemment pas de carbone organique à dégrader, il faut en apporter et ici le méthanol, toxique, est un mauvais choix : l’éthanol lui est préféré, notamment en France (procédés BIODENIT et NITRAZUR) cependant que les Allemands font des essais avec l’hydrogène, le carbone venant du CO2 dissous (RAVARINI et al., 1988). Une autre variante utilisée aux Pays-Bas et en France consiste à retenir les nitrates sur une résine d’échange, et à dénitrifier biologiquement les saumures de régénération : dans ce cas, les concentrations sont plus élevées et le problème de la toxicité de la source de carbone ne se pose plus. Il existe également des méthodes autotrophes de dénitrification biologique, qui seront vues au chap. 11.

4. Références BALAKRISHNAN S., ECKENFELDER W.W. (1969), Nitrogen relationships in biological treatment processes III. Denitrification in the modified activated sludge process. W. Research, 3, 177-188. BALAKRISHNAN S., ECKENFELDER W.W. (1970), Nitrogen removal by modified activated sludge process. J. San. Eng. Div. (A.S.C.E.), 96, 501-512. BECCARI M. et al. (1983), Le système intégré anoxie-aérobie pour le traitement des eaux résiduaires industrielles à haute concentration d’azote. Trib. Cebedeau, 36, 527-532. BECCARI M. et al. (1984), Projet de systèmes intégrés pour le traitement d’eaux résiduaires à haute teneur en ammoniaque. Trib. Cebedeau, 37, 387-394. BOAVENTURA, R.A., RODRIGUES, A.E. (1988), Consecutive reactions in fluidised-bed biological reactors : modeling and experimental study of waste water denitrification, Chem. Eng. Sci. 43, 2715-2728. CAMPBELL J.A. (1973), Ecochem. J. Chem. Education, 50, 498. CLAYFIELD G.W. (1974), Respiration and denitrification studies on laboratory and works activated sludges. W. Poll. Cont., 73, 51-76. 232

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CHAPITRE 9

Sulfatoréducteurs

La sulfatoréduction se rencontre dans deux circonstances : soit sous forme de perturbation d’une digestion anérobie normale, soit comme processus délibérément recherché.

1. Le métabolisme des sulfatoréducteurs Ces bactéries utilisent le même substrat que les méthanigènes, mais avec un accepteur d’électrons différent : l’ion sulfate. De ce fait l’énergie qu’elles dérivent de leur réaction énergétique est plus élevée, leur métabolisme est plus actif, et elles détournent ces substrats à leur profit, éliminant ou réduisant à l’inactivité les méthanigènes par des mécanismes non encore clairement compris. Par exemple la réaction des acétoclastes : CH3COO– + H2O → CH4 + HCO3– – 31 kJ/mol est remplacée par CH3COO– + SO4-- → HS– + 2 HCO3– – 71 kJ/mol alors que la réaction des hydrogénotrophes : 4 H2 + HCO3– + H+ → CH4 + 3 H2O – 135 kJ/mol est remplacée par 4 H2 + SO4-- + H+ → HS– + 4 H2O – 150 kJ/mol L’activité des sulfatoréducteurs est donc limitée par la dose de SO4-- disponible, mais aussi par la disponibilité de H 2 et d’une petite molécule organique comme CH3COOH. Parmi les sulfatoréducteurs, Desulfobacter postgatei a été bien étudié par INGVORSEN et al. (1984). Cultivé sur acétate, cet organisme manifeste un Ks moyen de 2,25 mg/l S-SO4-- et un taux maximum d’enlèvement de sulfate de 134 mg S-SO4--/l.gB. Cultivé sur sulfate, son Ks s’établit à 4,1 mg/l acétate, avec un taux maximum d’enlèvement d’acétate de 183 mg/l.gB. On constate que les taux d’enlèvement sont assez élevés et les systèmes vite saturés. Toute la production de méthane se trouve transformée en production d’H2S. Celuici, tout comme le CO2 est impliqué dans deux équilibres : H2S H+ + HS– 2 H+ + S-(H2S)g = H (H2S)aq avec H = constante de la loi de Henry. 234

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SULFATOREDUCTEURS

Le premier équilibre est celui de la dissociation des protons, et est donc fonction du pH selon le diagramme classique :

cessus industriel comme les divers procédés Kraft et en particulier le Kraft-sulfate. Dans ce cas, on observe que non seulement le H2S formé est toxique pour les méthanigènes, mais aussi le SO4– –de départ. Il est toutefois possible de neutraliser dans une certaine mesure ces effets, et de maintenir simultanément des méthanigènes et des sulfatoréducteurs. Nos essais ont montré que la production de gaz chutait brutalement lorsque la teneur de S--, à pH 6,5, atteignait la dose relativement élevée de 450 mg/l dans le liquide, et ce nonobstant l’élimination d’une masse supplémentaire de H2S strippé par le biogaz. Lorsque la dose toxique est atteinte, la production de gaz cesse également, ce strippage disparaît et l’intoxication s’aggrave. C’est pourquoi elle est si nette et brutale, quoique réversible dès qu’on a éliminé le H2S par une méthode appropriée. L’effet du sulfate est plus complexe. Dès son apparition, il occasionne une réduction correspondante du volume de gaz produit et de sa qualité. La sulfatoréduction plafonne, notamment en raison de la limitation en substrat organique, de sorte que le sulfate apparaît dans l’eau avec sa toxicité propre vis-à-vis des méthanigènes, et il les inhibe totalement lorsque sa concentration atteint 900 mgS/l.

3. La sulfatoréduction pour l’élimination des métaux

Fig. 9.1 – Domaine de stabilité des diverses formes du soufre.

La plupart des sulfures de métaux lourds, à l’exception du chrome, sont très insolubles, et ont des pK de l’ordre de 10–20 à 10–50. Comme les bactéries sulfatoréductrices réduisent le sulfate en sulfure, il est possible d’éliminer efficacement les métaux lourds par cette méthode biologique, qui a été étudiée notamment par MAREE et al. (1986) et par CRINE et al. (1989). La tolérance de pH est très large (4 à 10) de même que la tolérance de température (25 à 60 °C). CRINE et al. ont pu fixer leur biomasse sur de la mousse de polyuréthane réticulée, de sorte que le traitement peut se faire en 1/2 h. Une concentration de 60 mg/l d’un mélange de Cd, Cu, Zn et Fe a ainsi été ramenée à moins de 1 mg/l. De la matière organique doit évidemment être fournie (ici 500 mg COT/l), bien que la possibilité existe théoriquement de travailler avec de l’hydrogène.

Si on considère que la digestion se déroulera normalement entre les pH de 6,5 et 8,0, on voit que les deux seules formes possibles sont H2S et HS–, mais dans des proportions totalement variables. A pH 6,5 il y a 90 % de H2S, mais à pH 7,5 il n’en reste plus que 22 %. Seule la forme H2S peut entrer dans le second équilibre, qui est fortement affecté par la température.

2. Méthaniseurs affectés par les composés soufrés Non seulement les sulfatoréducteurs confisquent les substrats des méthanigènes, mais ils engendrent un produit qui est pour elle toxique : le H2S sous sa forme non dissociée. Deux attitudes sont alors possibles pour préserver la communauté méthanigène : n augmenter le pH de façon à réduire la fraction toxique ; n diminuer le pH de façon à permettre l’extraction de l’H2S par strippage. ENDO et TOHYA (1985) recommandent un pH de 6,5, et nous avons pu confirmer la faisabilité de cette solution au cours d’essais de longue durée sur des effluents de fabrique de cellulose. Les produits soufrés peuvent être présents dans la boue ou l’eau à traiter, sous la forme apparemment innocente du SO4– –. Mais ils peuvent aussi provenir d’un pro-

4. Références CRINE, M., SCHLITZ M., SALMON T. (1989), Elimination des métaux lourds par sulfatoréduction biologique. Journée Sart-Tilman (Liège). INGVORSEN K., ZEHNDER A., JORGENSEN B.B.,(1984), Kinetics of sulfate and acetate Uptake by Desulfobacter postgatei, Appl.& Env. Microbial. 47, 403-408. ENDO G., TOHYA Y., (1985), Anaerobic biological decomposition of malodorous compounds in kraft pulping wastewater, Wat. Sci. Techn. 17, 39-52.

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TROISIEME PARTIE

Les réacteurs autotrophes

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CHAPITRE 10

Nitrificateurs

1. Aspects théoriques 1.1. Origine et formes de l’azote Une eau d’égout urbaine contient environ 25 mg/l d’azote réduit total, dont 15 sous forme ammoniacale. Cet azote provient des déjections humaines, des consommations ménagères de produits azotés (l’ammoniaque, les ammoniums quaternaires...) et autres sources accessoires. L’équivalent azoté de la population, ou dose d’azote accompagnant l’activité d’un habitant, varie selon les estimations entre 9 et 12 g N/j. L’azote organique est évidemment surtout celui des protéines (azote peptidique), et dans une moindre mesure celui d’amines, d’amides, ou de bases organiques. L’urée est la forme principale d’excrétion pour l’homme, alors que le poisson rejette directement le NH3 et l’oiseau l’acide urique. L’urée s’hydrolyse rapidement en ammoniaque sous l’action de l’uréase : CO(NH2)2 + 2 H2O + H+ 2 NH+4 + HCO–3 (10.1) Parmi les eaux usées industrielles, les eaux des industries agro-alimentaires sont généralement très pauvres en azote. L’azote entre dans un cycle complexe où interviennent de nombreuses oxydoréductions, rendues possibles par l’existence pour cet atome de 6 niveaux d’oxydation. Ceci est rendu apparent dans le schéma de KLUYVER et VERHOEVEN (voir fig.10.1). Les réactions globales d’oxydation successives sont : (10.2) NH+4 + 1/2 O2 NH2OH + H+ (10.3) 2 NH2OH H2N2O2 + 4 H+ + 4e (10.4) H2N2O2 + 2 H2O 2 NO2– + 6 H+ + 4e – – (10.5) NO2 + H2O NO3 + 2 H+ + 2e

+ 4,7 kcal/mol

}

– 71,17 kcal/mol – 17,71 kcal/mol

Toutes ces réactions sont faciles à l’exception de la première qui est endothermique. Toujours déplacée vers la gauche, elle ne permet qu’à une très faible fraction de l’azote d’exister sous forme d’hydroxylamine. Celle-ci n’est donc jamais détectée dans les milieux autotrophes aérobies. Globalement, les trois premières réactions sont exothermiques (– 66,47 kcal/mol.), et la quatrième l’est également (– 17,71 kcal/mol.) [Valeurs selon Wuhrmann (1976)]. 241

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NITRIFICATEURS

1.2. Microbiologie 1.2.1. Biocénose L’oxydation de l’azote est réalisée, dans les systèmes naturels, surtout par deux espèces : Nitrosomonas et Nitrobacter. On connaît toutefois d’autres organismes capables d’oxyder l’ammoniaque. Ces deux organismes sont chimiolithotrophes : ils utilisent CO2 comme source de carbone, et l’azote réduit comme source d’énergie. Le premier réalise la transformation de NH4+ en NO2– et, le second celle de NO2– en NO3–. Une notable quantité d’oxygène est nécessaire pour ces oxydations : 3,43 g O2/g N et 1,14 g O2/g N respectivement , soit un besoin théorique total de 4,57 g O2/g N. En fait, ces organismes ont aussi besoin d’azote pour leurs synthèses organiques, et dérivent à cette fin une partie de l’azote disponible. Les besoins réels en O2 sont de ce fait légèrement inférieurs, et on a confirmé à diverses reprises (WEZERNAK et GANNON, 1969 ; EDELINE, 1978 ; MONTGOMERY et BORNE, 1966, etc.) les valeurs de 3,22 et 1,11 respectivement, soit un besoin total de 4,33 g O2/g N et un rendement global d’assimilation de 4,57 – 4,33 = 0,24 g de DCO cellulaire/gN. Les caractéristiques des deux espèces nitrifiantes sont raisonnablement bien connues et stables, et on peut les résumer dans le tableau 1 suivant, compilé d’après diverses sources :

Fig. 10.1 – Schéma de Kluyver et Verhoeven. Le domaine de stabilité des diverses formes minérales de l’azote est montré à la fig. 10.2 (les potentiels sont donnés par rapport à l’électrode d’hydrogène). On constate que la première transition a lieu vers 320 mV, et la seconde vers 400 mV. Une eau bien aérée a un potentiel ≥ 400 mV, de sorte que l’ensemble du processus ne fait pas problème.

Tableau 10.I – Caractéristiques de la flore nitrifiante.

Rendement Y ^µ à 20 °C Ks

(g B/g N) (j–1) (mg N/l)

pH optimum (*) (–) Teneurs minimum en O2 (mg O2/l)

Nitrosomonas

Nitrobacter

0,05 0,48 à 0,71 0,7 à 1,0 (en N – NH4+) 7,4 – 9,0 1,0

0,02 0,58 à 1 0,35 à 1,1 (en N – NO2–) 7,4 – 9,1 1,0

(*) Les pH diffèrent extrêmement selon les auteurs.

On voit d’après ce tableau que Nitrosomonas est plus lent que Nitrobacter. Il en résulte que la nitritation sera l’étape limitante du processus, qui devra être calculé par rapport à elle. De même, il ne faut pas s’attendre à observer une accumulation de nitrites dans le milieu en conditions normales. Les constantes de saturation sont basses par rapport aux concentrations rencontrées et aux résultats recherchés, de sorte que les biomasses nitrifiantes travaillent pratiquement toujours saturées, c’est-à-dire avec une cinétique d’ordre zéro.

Fig. 10.2 – Domaine de stabilité des diverses formes de l’azote. 242

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NITRIFICATEURS

pratique, sauf peut-être l’inhibition de Nitrobacter qui se produit dès 20 mg/l de NH3 et par conséquent peut intervenir dans le traitement d’eaux de cokeries riches en ammoniaque. La nitrification en rivière produit des déficits prononcés d’oxygène qui se stabilisent d’eux-mêmes à la concentration minimum permettant la nitritation (EDELINE, 1974), soit 0,8 mg O2/l. Tout récemment, HANAKI et al. (1990) ont réalisé des essais en contrôlant la teneur en O2 à 0,5 mg/l, et ont constaté que seul Nitrobacter était quasi totalement inhibé. Le nitrite s’accumulait dans le réacteur. Le graphique de la fig. 10.2 donne sans doute l’explication de ce fait : le redox est tombé en dessous de 350 mV et la nitratation ne peut plus se produire.

1.2.2. Toxicités et inhibitions La flore nitrifiante est très vulnérable à de nombreuses substances toxiques. On a compilé dans le tableau suivant les limites de toxicité établies par divers auteurs. De nombreuses molécules organiques sont inhibitrices. Parmi elles, on citera les toxiques respiratoires et le surnageant des digesteurs anaérobies (or, il faut se rappeler que ce dernier est généralement recyclé en tête de station…). Tableau 10.II. Inhibiteurs de la nitrification.

Toxique

Seuil de toxicité mg/l

CS2 35 thiourée 1.10–6 M allylthiourée 0,5 S-200 CN– 2 cyanures complexes 0,5-3,5 phénols 10 thioacétamide 0,14 méthylisothiocyanate 0,8 dithiocarbamates (fongicides) ±5 sulfures de thiurame (accélérateur dans l’industrie du caoutchouc) ± 30

Toxique

Seuil de toxicité mg/l

Cu Ni Cr Hg Zn Pb

0,1-0,4 0,1-0,25 0,25-0,9 2 10 0,5-1

Ag

0,25

1.2.3. Température L’influence de la température sur les nitrifiants est analogue à celle exercée sur les autres flores, bactérienne ou algale par exemple. Elle se caractérise par un Q10 de l’ordre de 2 ou même plus. Si on admet l’équation habituelle (10.2) µ T = µ 15 θ(T-15) la valeur de θ semble comprise entre 1,054 et 1,127 pour Nitrosomonas, ou entre 1,06 et 1,07 pour Nitrobacter. Selon Downing et Hopwood, on a (10.3) µ T = 0,47 . 1,103(T-15) En fait, l’activité diminue au-delà de 31 °C. Les variations rencontrées dans la littérature viennent sans doute de pH différents et de souches différentes. A chaque θ correspond évidemment une énergie d’activation et W ONG -C HONG et L OEHR (1975) ont montré qu’à pH 7,5 leur souche de Nitrosomonas présentait une énergie d’activation minimale, de 16,0 kcal/mol, alors qu’à pH 6,0 ou 8,5 elle remontait à 20 kcal/mol. On soulignera enfin le rendement extrêmement faible des réactions en cause (v. tableau I), qui rend très petits les taux de croissance, et très faibles les biomasses produites. Ceci apparaît dans la stœchiométrie formulée par HAUG et MCCARTY (1972) de même que l’importance des besoins d’oxygène et l’acidification : n Pour Nitrosomonas : 55 NH4+ + 5 CO2 + 76 O2 → C5H7NO2 + 54 NO2– + 52 H2O + 109 H+ n Pour Nitrobacter : 400 NO2– + 5 CO2 + NH4+ + 195 O2 + 2 H2O → C5H7NO2 + 400 NO3– + H+

Deux substances d’importance en génie sanitaire ont été récemment démontrées inhibitrices (WIRKUS et SEKOULOV, 1990) : les sulfates de fer et d’alumine, tous deux employés comme floculants, ou comme précipitants pour l’élimination des phosphates par voie chimique. Le second se révèle plus inhibiteur que le premier, mais tous deux ont un effet du type Haldane. La flore nitrifiante ne peut utiliser que l’azote minéralisé, et présente des taux de croissance faibles : ces deux raisons font qu’elle apparaît tardivement dans la chaîne des processus biologiques, que ce soit en station d’épuration (zone inférieure des lits bactériens) ou en rivière (report vers l’aval). On a prétendu qu’une flore hétérotrophe active avait sur elle un effet inhibiteur. Les essais de HOCKENBURY (1977) semblaient montrer qu’il n’en est rien, mais HANAKI et al. (1990) ont mis en évidence une augmentation de Ks de 1,0 à 7,2 mg N/l, alors que ^µ demeurait inchangé. On en déduit que l’entassement des cellules hétérotrophes gêne le transport de NH 4+ vers Nitrosomonas. Nitrobacter n’est pas affecté. L’inhibition des nitrifiants par leur substrat et par leur produit existe également, mais elle se produit à des concentrations supérieures à celles rencontrées usuellement en

1.3. Cinétique Des modèles cinétiques du type MCCARTY, ou KORNEGAY et ANDREWS, déjà vus à propos des boues activées (cf. chap. 6), ont été appliqués avec succès à la nitrification, pourvu qu’on adopte des valeurs adéquates pour les constantes (tableau I). Il est possible de considérer globalement la nitrification, ou au contraire de distinguer ses deux composantes. Cette dernière attitude est plus raffinée, mais mène à des équa-

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NITRIFICATEURS

tions compliquées, alors que la connaissance des concentrations de nitrite n’est pas tellement intéressante. La prise en considération du phénomène global mène déjà à des équations simultanées que l’on ne peut résoudre que par calcul numérique. Dans le cas d’un système à boues activées à mélange complet, on peut par exemple citer le système d’équations employé par WUHRMANN et GUJER (1976), et dont les résultats ont été confirmés par la pratique. Le modèle est appliqué avec un pas de 2 h, et les prévisions s’écartent de la réalité de moins de 1 mg N/l. A1 dA1 QA0 + rQAr – (1 + r) QA1 ^ n = –n. .B (10.4) dt V Ks + A1 dN1 QN0 + rQNr – (1 + r) QN1 ^ A1 n = –n. .B (10.5) dt V Ks + A1

avec : A = concentration d’azote ammoniacal (mg N/l) ; N = concentration d’azote nitrique (mg N/l) ; Q = débit traversier (m3/j) ; r = taux de recyclage (s.d.) ; B = concentration de biomasse totale (mg/l mat. sèche) ; ^n = taux maximum de nitrification (mg N/mg mat. sèche.j) ; V = volume du bassin d’aération (m3) ; Ks = constante de saturation (mg N/l). Il est intéressant de signaler que les auteurs ont dû, pour obtenir une simulation correcte, introduire un terme de retard dans le recyclage : les concentrations recyclées au temps t correspondent aux concentrations de l’aérateur au temps (t – tD) où tD est le temps de séjour dans le décanteur. Dans un système tubulaire ou quasi tubulaire, comme les boues activées à écoulement spiral (bassins longs et étroits parcourus longitudinalement), rivières, lits bactériens, flacons de DBO, …, la nitratation ne sera plus superposée à la nitritation mais bien postérieure à elle. Typiquement, on enregistre des courbes ayant l’allure montrée aux fig. 10.3a, b, c (CEBEDEAU, 1971). Sur ces courbes, on voit disparaître l’ammoniaque et apparaître le nitrate, alors que le nitrite n’apparaît que de façon fugitive et transitoire. Dès qu’il se forme, il stimule la nitratation, ce qui le fait disparaître. Pour cette raison, il revêt l’allure d’une courbe en cloche, et n’atteint jamais que des concentrations très faibles (en rivière comme dans les effluents de station, on trouve rarement plus de 500 µ g/l). L’élévation de température, qui agit différemment sur les deux espèces, peut contribuer à séparer les deux processus, et à permettre aux nitrites d’atteindre des concentrations élevées avant d’être consommés par Nitrobacter. Le cas des stations à boues activées homogènes est pour sa part strictement régi par le critère de rétention de DOWNING, exposé au chap. 6 (p. 138). Il revêt ici une signification particulière, du fait du taux de croissance faible des nitrifiants, qui impose un âge moyen des boues élevé si l’on veut retenir efficacement la flore. Cet âge moyen varie en outre avec la température, comme le montre le tableau 10.III.

Fig. 10.3a – Nitrification à 16,2 °C.

Tableau 10.III.

Fig. 10.3b. – Nitrification à 19,9 °C.

T °C

Age des boues (j)

Charge biologique (kg DBO5/kg B.j)

µ^ (j-1)

5 10 15 20 25

19 10 5,5 3 1,7

0,1 0,15 0,25 0,3 0,4

0,053 0,10 0,18 0,33 0,59

Fig. 10.3c – Nitrification à 29,6 °C.

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NITRIFICATEURS

Quant à la cinétique optimale de nitrification, celle que l’on peut observer à 20 °C et à pH 8,4, elle a été évaluée par WILD et al. (1971) à 0,185 g N-NH4+/g.j (biomasse exprimée en matière en suspension volatile). Un test permettant la mesure quantitative et rapide des deux composantes de la nitrification a été proposé par VÖLSCH et al. (1990). La séparation de la nitritation et de la nitratation est rendue possible par l’existence d’inhibiteurs spécifiques : l’ATU pour Nitrosomonas et le chlorate pour Nitrobacter.

2. Technologie 2.1. Le problème de l’alcalinité Une discussion complète de ce problème peut être trouvée dans TEICHGRÄBER (1991). L’azote ammoniacal à nitrifier peut être amené sous forme minérale, ou sous forme organique. Dans ce dernier cas, son ammonification engendre 1 OH- par NH4+ libéré, mais, dans le premier cas, il n’y a pas d’alcalinité correspondante. La nitritation va pour sa part libérer 2 protons, c.-à-d. consommer 2 OH-. La nitratation est neutre de ce point de vue, de sorte que 1 mg N-NH4+ complètement nitrifié aura consommé 7,14 mg TAC (en CaCO 3). Si le système comporte une dénitrification finale (v. chap. 8), chaque NO3– produira un nouvel OH–, de sorte que la filière complète est équilibrée si l’étage de dénitrification est disposé de telle sorte que cet OH– soit disponible pour la flore nitrifiante. L’eau d’égout provient d’eau de ville, et celle-ci dispose normalement d’un certain TAC, sauf dans certains réseaux, dont les steps seront de ce fait à surveiller. En effet, si on ne pratique que la nitrification, il peut arriver que le système tampon soit consommé entièrement, et que le pH descende dangereusement. Il est de toute façon probable qu’il descendra au fond des biofilms ou au centre des bioflocs bien avant qu’on s’en aperçoive au sein du liquide.

Charge organique (kg DBO5 /kg MSV.j) Fig. 10.4 – Relations entre la nitrification, l’âge des boues et la charge organique (divers auteurs). On voit qu’à 20 °C, la nitrification n’est possible que si la charge est 0,3. Elle débute avec le domaine de la stabilisation partielle des boues, et est complète dans les installations à minéralisation totale. Il importe donc dans ces cas de prévoir la couverture de besoins d’oxygène supplémentaires. La fig. 10.4, empruntée à ECKENFELDER (1976), montre que la pratique confirme ces prévisions. A 15 °C, le critère de rétention pourra se formuler : θc ≥ 1 = 1 = 2,13 j µ 15 0,47 Cette valeur est le strict minimum pour le maintien d’une biomasse active, mais BÖHNKE et al. (1989) font observer à juste titre que pour résister aux fluctuations, il faut appliquer trois fois cette valeur, soit 6,4 j.

Deux conséquences néfastes en découlent, si le pH descend au-dessous de 6 et devient instable par manque de tampon : le pH optimal pour la nitrification (7,5-8,5) n’est plus respecté, et les bioflocs eux-mêmes se déstructurent avec perte de biomasse dans l’effluent. La dénitrification est évidemment la meilleure réponse à ces problèmes, mais on peut toujours ajouter un complément bien calculé d’alcali, ou éliminer (p.ex. par strippage) un excès trop net d’azote réduit minéral. Deux cas courants d’une telle situation sont les eaux de cokerie et les lixiviats d’ordures ménagères.

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NITRIFICATEURS

une boue, à production de boue peu élevée, l’azote reste généralement en excès et peut être nitrifié. Le système à deux boues n’est donc guère avantageux. La nitrification, si elle n’est pas suivie d’une dénitrification volontaire (v. chap. 8) peut parfois entraîner de sérieux inconvénients. La liqueur mixte riche en nitrates séjourne dans le décanteur secondaire, où elle ne reçoit plus d’oxygène. Le dépôt de boue continue de respirer au fond du décanteur, et peut être alors le siège d’une dénitrification intense, l’ion nitrate remplaçant l’oxygène moléculaire comme accepteur d’électrons. Il en résulte la formation de bulles d’azote élémentaire au sein même des bioflocs, suivie de la flottation d’énormes amas de biomasse (« rising sludge »).

2.2. Configurations La nitrification a lieu dans n’importe quel type d’épurateur biologique aérobie, pourvu que la température, l’alcalinité et la teneur en O2 soient suffisamment élevées. Cette exigence en température peut causer des problèmes dans les pays froids, où il est nécessaire de nitrifier dans un appareil séparé, la dégradation de la DBO ayant lieu dans un appareil à forte charge.

2.2.1. Cas des boues activées Le choix qui s’offre est de travailler avec un réacteur unique, ou avec deux réacteurs successifs : système « à une boue », ou système « à deux boues », illustrés par les schémas 5 et 6 tirés de STAHL et SHERRARD (1974) :

2.2.2. Cas des lits bactériens N’importe quel lit bactérien peut nitrifier s’il est de hauteur suffisante et soumis à une charge suffisamment faible. Les germes nitrifiants seront évidemment confinés aux couches les plus profondes du lit (le dernier quart environ). Selon les directives de l’ATV, une nitrification complète est possible si la charge ne dépasse pas 2 g DBO5/m2 de support et par jour. Selon WILSON et RIDDELL (1974), la dynamique et la compétition entre nitrifiants et hétérotrophes n’est favorable aux premiers que lorsque la DBO5 a été ramenée déjà à 20-30 (DCO = 90)*. Ceci n’arrive qu’au pied d’une tour, au dernier étage d’une batterie, ou partout sur une tour à très fort recyclage. Selon une autre interprétation (WPRL, 1965), dans les couches supérieures, les nitrifiants sont noyés dans un film d’hétérotrophes qui les privent d’oxygène : si le gaz circulant est enrichi en oxygène, la nitrification reprend. Le dispositif connu sous le nom de filtration double alternée (v. chap. 5, p. 116) ne peut évidemment être le siège d’une nitrification. La nitrification d’eaux industrielles est également possible. Dans des essais sur vinasses de distilleries avec un lit à remplissage classique, Basu (1969) a obtenu une réduction de 67 % sur l’azote lorsque le lit était soumis à une charge faible permettant une réduction de 73,5 % de la DBO. Par contre, en augmentant la charge, le rendement sur la DBO tombant à 57 %, le rendement de nitrification s’est trouvé ramené à 17 %. Sur un lit à remplissage plastique, les rendements en azote ont été nettement inférieurs. Contrairement aux boues activées où c’est le tout-ou-rien qui est la règle, la nitrification dans les lits bactériens décroît linéairement avec la charge volumique, et tombe à zéro pour 0,5 à 0,6 kg DBO5/m3.j, soit 10 g/m2.j. (si σ = 60 m2/m3). Un lit bactérien noyé spécialement conçu pour nitrifier a été mis au point en laboratoire (HAUG et MCCARTY, 1972). La version de laboratoire est une simple colonne

Fig. 10.5 – Système à une boue.

Fig. 10.6 – Système à deux boues. Dans le premier système, la même boue, d’âge suffisant, dégrade la DBO et nitrifie l’azote. Dans le second, où le temps de séjour total est cependant égal, on empêche la nitrification de se produire dans le premier étage en maintenant θc au-dessous du seuil de ± 4 j., et on l’encourage au contraire dans le second étage, grâce à un θc élevé et à un recyclage séparé. On peut même supprimer les purges sur le deuxième étage, et laisser passer du premier vers le second juste assez de boue pour maintenir le θc voulu. On conserve ainsi intégralement les nitrifiants. Toutefois, la production de boues du second système est évidemment très supérieure (environ 1,5 fois), de sorte qu’une bonne partie de l’azote (et même la totalité en cas d’eaux pauvres en azote) est assimilée et non oxydée. Par contre, dans le système à

* Limites dans le cas des biodisques : DBO5 = 14 et DCO = 50 selon WENG et MOLOF (1974).

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NITRIFICATEURS

2.2.3. Cas des biodisques

de 1 m remplie en quartzite (2,5 à 4 cm de Ø), et parcourue de bas en haut par le liquide ammoniacal. Cette disposition, en fixant les microorganismes et en contrôlant étroitement le temps de contact, permet une nitrification active même par temps très froid : 90 % de nitrification sont obtenus en 30 min à 20 °C, et en 60 min à 10 °C. Le fonctionnement reste possible même à 1 °C. L’eau à traiter doit recevoir de l’oxygène, et en raison des besoins élevés, seul l’oxygène pur entre en ligne de compte. On peut soit l’appliquer sous forme de préaération du liquide, soit l’injecter directement en bulles au pied de la colonne. On calcule que 20 mg/l d’N-NH4+ produiront 3 mg/l de Nitrosomonas et 0,5 mg/l de Nitrobacter, tout en consommant 85 mg O2/l. L’accumulation de biomasse est donc faible, et peut être éliminée par un rinçage périodique. Les réactions en jeu ont un effet acidifiant, mais on a observé que la biomasse pouvait s’acclimater à un pH de 5,5 sans perte de rendement, bien que le pH optimum soit entre 7 et 8,5.

Selon les directives de l’ATV, il ne faut pas dépasser une charge de 4 g DBO5/m2.j pour obtenir une nitrification complète. Avec leur biomasse fixe, permettant des âges de boues considérables, les biodisques peuvent constituer des nitrificateurs puissants. En effet, de nombreux auteurs ont noté et étudié ce caractère (ELLIS et BANAGA, 1976 ; WENG et MOLOF, 1974 ; HING et al., 1976). L’effet est lié à la surface de biofilm, et n’est affecté ni par la concentration ni par le débit de l’eau usée, pourvu qu’un temps de contact minimum soit assuré (de l’ordre de 20 min par étage). On a même épuré avec succès des liquides très chargés en ammoniaque, comme un effluent de bassins de stockage de boues digérées (780 mg N – NH4+). La capacité maximum d’enlèvement varie évidemment fort avec la température, et était de 15 à 16 g N/m2.j. Avec de telles concentrations, des ajouts d’alcalinité sont nécessaires pour maintenir le pH vers 7,8 – 8,2 dans le premier des 4 étages. La fig. 10.6, extraite de LUE-HING et al. (1976) montre l’évolution du processus au fil des étages.

3. Références BENNEMANN H., FELDMANN M., HEMPEL D.C. (1991), Nitrifikation mit immobilisierten Bakterien, GWF, 132, 686-689. BÖHNKE B., PINNEKAMP J, (1989), Nitrifikation und denitrifikation in ein - und zweistufigen Belebungsanbagen, Korr. Abw. 36, 570-581. DOWNING A. (1966), in Advances in Water Quality improvement, T. I, GUJER W., KREJCI V.,FLECKSEDER H. (1983), Tropfkörper und Tauchtropfköper bei kleinem Abwasserreinigungsanlagen, G. W. Abw., 63, 330-341. EDELINE F. et LAMBERT G. (1974), A simple simulation method for river self-purification studies, W. Res., 8, 297-306. HANAKI K., WANTAWIN C., OHGAKI S. (1990), Nitrification at low levels of dissolved oxygen with and without organic loading in a suspended-growth reactor. W. Res., 24, 297-302. HING C.L., OBAYASHI A. W., ZENZ D.R. (1976), Biological nitrification of sludge supernatant by rotating disks. J.W.P.C.F., 48, 1, 25-46. H OCKENBURY R., D AIGGER G.T., G RADY C.P.L. (1977), Factors affecting Nitrification, J. Env. Eng. Div. (A.S.C.E.), 103, 9-19. HANAKI K., WANTAWIN C., OHGAKI S. (1990), Effects of the activity of heterotrophs on nitrification in a suspended-growth reactor, W. Res., 24, 289-296. KOOT A.C. (1974), Aërobe zuivering van afvalwater en haar beperkingen. H2O, 7, 325-332. LAWRENCE A.W., MCCARTY P.L. (1971), A unified basis for biological treatment design and operation. Discussion by Siddiqi. J. San. Eng. Div. (A.S.C.E.), 97, 127.

Fig. 10.7 – Progrès de la nitrification d’étage en étage sur une batterie de biodisques (d’après LUE-HING et al.). De nombreuses autres recherches ont depuis confirmé ces observations (NENOV et al., 1992, BENNEMANN et al. 1991, SHIN et al. 1989, …). Ils ont mis en application le fait bien connu que la biomasse nitrifiante se fixe facilement à des supports, et ont utilisé soit des mousses de polyuréthane, soit du sable maintenu en mouvement dans un réacteur à air-lift, soit encore des panneaux de matière synthétique immergés dans une eau aérée. 252

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NENOV V., DOBREVSKY I., TURMANOV S. (1992), Carriers with internally entrapped nitrifying biomass, Z. Wasser - Abwasser - Forsch. 25, 239-244. PASVEER A. (1968), Investigation on the control of filamentous bulking. 4th Conf. Int. Pergamon (Prague), II, 14. PODUSKA, R.A., ANDREWS J.F. (1975), Nitrification dynamics in the activated sludge process. J.W.P.C.F., 47, 2599-2619. SHIN H.K., POLPRASERT C. (1988), Ammonia Nitrogen Removal in Attached-growth Ponds, J. Env. Eng. 114, 846-863. SRINATH E.G., LOEHR R.C., PRAKASAM T.B.S. (1976), Nitrifying organism concentration and activity, JEED (A.S.C.E.) 102, 449-463. STALL T.R., SHERRARD S.H. (1974), One sludge or two sludge ? W. & W. Eng., 11, April, 41-46. STIFF M.J., GARDINER D.K. (1973), The hydrolysis of urea in rivers. W. Trt. Exam., 22, 259 sq. STRATTON F.E., MCCARTY P.L. (1967), The prediction of nitrification effects on the dissolved oxygen balance of stream. Env. Sci. Tech., 1, 405-410. VÖLSCH A., NADER W.F., GEISS H.K., SONNTAG H.G., BIRR C. (1990), Test zur bestimmung der Aktivität von nitrifizierenden bakterien im Belebtschlamm, GWF, 131, 301-306. WENG C., MOLOF A.H. (1974), Nitrification in the biological fixed-film rotating disks system. J.W.P.C.F., Juillet 74. WEZERNAK C.T., GANNON J.J. (1968), Evaluation of nitrification in streams. J. San. Eng. Div. (A.S.C.E.), 94, 883-895. WILD H.E., SAWYER C.N., MCMAHON T.C. (1971), Factors affecting nitrification kinetics. J.W.P.C.F., 43, 1845-1954. WILSON T.E., RIDDELL M.D. (1974), Nitrogen removal - Where do we stand ? W.&W. Eng., 11, 56-61. W IRKUS H., S EKOULOV I. (1990), Laboruntersuchungen zur Bestimmung des Einflusses der Fällmittel Fe SO4 und Al2 (SO4)3 auf die Nitrifikations rate in Festbettreaktoren, GWF, 130, 12 sq. WONG-CHONG G.M., LOEHR R.C. (1975), The kinetics of microbial nitrification, W. Res. 9, 1099-1106. WUHRMANN K. (1964), Nitrogen removal in sewage treatment processes. Ver. Inter. Verein. Limnol, XV, 580-596. WUHRMANN K., GUJER W. (1976), Bases microbiologiques et dynamiques des processus de nitrification et de dénitrification dans l’épuration biologique des eaux usées. IRCHA, Cours International (Vert-le-Petit).

CHAPITRE 11

Dénitrificateurs autotrophes

Ce procédé élégant mais délicat a été étudié puis mis en place par KRUITHOF et al. (1988) aux Pays-Bas. Il utilise le métabolisme de Thiobacillus denitrificans, selon l’équation énergétique globale : 5 S + 6 NO3– + 2 H2O 3 N2 + 5 SO4-- + 4 H+ (–129,7 kcal/mole S) à laquelle s’ajoute une réaction de synthèse requérant une source de carbone minéral, de l’azote réduit (qui sera prélevé sur l’azote nitrique) et du phosphore. Le réacteur sera un lit filtrant composé pour moitié de grains de soufre (2-6 mm) et pour moitié de grains de calcaire (« maerl » 2- 5 mm). Le lit est parcouru lentement (0,25 m/h) de bas en haut pour aider à la sortie d’éventuelles bulles d’azote. Toutefois ces bulles d’azote, comme le montre l’équation d’équilibre ci-dessus, indiquent une sursaturation en azote et tendront à faire rétrograder la réaction. C’est pourquoi le filtre est précédé d’une tour de désorption sous vide, qui élimine l’oxygène et l’azote et fait ainsi place à l’azote de dénitrification. La réaction libérant des protons, elle mettra en solution du CO2, et le système se tamponnera de luimême vers pH 6,4-6,8. Le biofilm s’établit autour des grains de soufre, et doit être périodiquement éliminé par lavage. Il ne semble pas jusqu’ici que d’autres produits soufrés que le sulfate aient été engendrés, mais l’apparition de sulfate elle-même limite l’applicabilité du procédé puisque la norme pour les eaux potables interdit de dépasser 150 mg SO4--/l, et que certaines eaux contiennent déjà du sulfate au départ.

Référence KRUITHOF J.C., VAN BENNEKOM C.A., DIERX H.A., HIJNEN W.A.M., VAN PAASSEN J.A.M., S CHIPPERS J.C. (1988), Nitrate removal from ground water by sulphur/limestone filtration. Wat. Supply, 6, 207-217 (Bruxelles).

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QUATRIEME PARTIE

Les réacteurs mixtes

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CHAPITRE 12

Réacteurs algo-bactériens (Etangs de stabilisation)

1. Théorie 1.1. Définition et classement Il s’agit d’un bassin ou d’un système de bassins, exposés à l’air libre, et destinés au traitement biologique des eaux usées. Ils simulent, en l’amplifiant, l’action autoépuratrice des étangs ou des lacs. La plus ancienne mention connue de ce système remonte à 1904, au Texas. Les étangs de stabilisation comprennent aussi ce qu’on appelle parfois (improprement) lagunes (d’après l’anglais « lagoon ») ou lagunage. On peut les classer en fonction de leur régime (aérobie ou non) ou en fonction de leur place dans la filière épuratoire. On aura donc des bassins de stabilisation : n anaérobies : sortes de prédigesteurs exposés à l’air ; n aérobies : fonctionnant grâce à une association typique d’algues et de bactéries, complétée éventuellement par une aération mécanique ; n facultatifs : où la zone supérieure est aérobie et la zone inférieure anaérobie. Selon l’autre classement, on distingue des bassins : n primaires : recevant des eaux brutes ; n secondaires : recevant des eaux prédécantées ; n de maturation : destinés à diminuer les pathogènes ; n à poissons : placés en épurateurs tertiaires. On adoptera les symboles suivants : An = bassin anaérobie ; F = bassin facultatif ; Fm= bassin de maturation ; P = bassin à poissons. Dans l’usage, on aura donc toujours un ordre immuable dans la succession des bassins, mais la série pourra être complète ou incomplète. → An → Fm → F → M → P → On étudiera surtout ici les types An et F. Il faut toutefois distinguer actuellement les étangs à microphytes, dont il sera exclusivement question plus loin, et les étangs à macrophytes. 259

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REACTEURS ALGO-BACTERIENS (Etangs de stabilisation)

Le présent ouvrage se concentrant sur l’épuration biologique par les unicellulaires, le lecteur intéressé par les étangs à macrophytes est renvoyé à la bibliographie : RADOUX, 1987 ; KIKUTH, 1977 ; BRIX, 1987 ; BUCKSTEEG et al., 1985 ; EBELING, 1985 ; ARBEITSBERICHT ATV, 1982 ; MARA, 1987. Enfin, on désigne sous le nom de « lagunage aéré » un procédé d’épuration qui se ramène à une boue activée sans recyclage : cette variante a été examinée au chapitre 6 (p. 175).

1.2. Aspects biologiques du fonctionnement 1.2.1. Le principe de base est d’obtenir une épuration bactérienne aérobie sans avoir à dépenser d’argent pour la fourniture d’oxygène. On utilise l’oxygène fourni par des algues, ce qui oblige à exposer l’eau au soleil sous faible profondeur et grande surface. Ce procédé est étudié pour être très bon marché : il ne comporte que de grands bassins de terre, et convient surtout pour les régions où l’insolation est élevée et le terrain abondant et bon marché. Le principe est illustré dans le schéma suivant (fig. 1). Il combine les processus aérobies des lits bactériens et boues activées, avec les processus anaérobies des digesteurs. Le développement équilibré des algues et des bactéries est essentiel au procédé et sera examiné au § 3. Fig. 12.2 –Réacteur Algo-bactérien (Doc. CEBEDEAU).

1.2.2. L’exposition à la lumière permet, outre le développement des algues, celui de thio-bactéries, disposant de pigments leur permettant de réaliser une sorte de photosynthèse où la photolyse de l’eau est remplacée par celle de l’H2S : CO2 + 2 H2S → [CH2O] + H2O + S2 ↓ Ceci ne peut avoir lieu dans les digesteurs ordinaires, qui sont à l’abri de la lumière. Le précipité de soufre peut être observé sur les rives. Dans la partie réductrice des

Fig. 12.1 – Etang de stabilisation.

Fig. 12.3 – Etangs de stabilisation (SYRACUSE, Doc. CEBEDEAU).

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REACTEURS ALGO-BACTERIENS (Etangs de stabilisation)

bassins, les sulfates sont réduits, et si leur concentration dépasse 500 mg/l cela peut mener à l’apparition de thiobactéries rouges qui peuvent parfois supplanter les algues en été et en automne. ex. : Thiopedia rosea, qui agit sur HS–.

d’oxygène et les surcharge simultanément d’un afflux de matière organique. Le mélange volontaire éloignera les algues de la surface, et empêchera leur autofloculation.

1.2.8. L’oxygène diffuse spontanément jusqu’à 1-1,7 m. Pour créer un bassin facul1.2.3. Certains algues, comme les Euglènes, sont mobiles. Les bassins sont souvent

tatif, possédant une zone anaérobie, on recommande donc une profondeur de 2 à 3 m.

verts le matin et gris le soir, parce que les algues fuient les zones trop illuminées et trop chaudes. Les Euglènes indiquent la santé d’un bassin, alors que Chlamydomonas domine plutôt dans les bassins où prévalent des conditions anaérobies (KOTT et INGERMAN, 1966). Les espèces d’algues dominantes dépendent aussi de la température : à 20 °C : Diatomées à 33 °C : Algues vertes à 40 °C : Algues bleu-vertes Ces dernières sont gênantes parce qu’elles tendent à s’auto-floculer en masse et à sédimenter (v. ci-après 1.2.7.).

1.2.9. Le procédé présente une grande souplesse thermique. A froid, un bassin peut fonctionner sous la glace, qui conserve la chaleur en hiver et laisse un peu passer la lumière. On peut encore admettre 250 EH/ha dans ce cas, mais il y a toujours des odeurs au dégel. A chaud, certaines algues vertes sont toutefois moins actives si on dépasse 35 °C. Il faut alors, paradoxalement, aérer mécaniquement pendant ces périodes.

1.3. Cinétique de l’épuration

1.2.4. Les dépôts de boues sont surtout actifs par temps chaud. Ils libèrent alors des 1.3.1. Les bassins facultatifs peuvent se calculer approximativement comme si

gaz (donc du carbone) mais aussi remettent en circuit des produits dégradables consommateurs d’oxygène, ce qui peut mener à une anaérobiose locale malgré la photosynthèse. Même dans les bassins facultatifs, la photosynthèse peut avoir lieu dans les 15 à 30 cm supérieurs, ce qui bloque les odeurs.

c’étaient des réacteurs à boues activées à mélange complet : S1 = S0 1 1 + kθ avec : S0 et S1 = DBO5 à l’entrée et à la sortie ; k = constante en j–1, fonction de la température (v. tableau 12.I) ; θ = temps de séjour, 7 à 40 j (exceptionnellement : 1 à 90 j).

1.2.5. Le cycle photosynthétique diurne entraîne de fortes variations de pH : celuici peut monter jusqu’à 9,8 de jour en été, du fait de la consommation du CO2 par les algues, et dépasser l’optimum des bactéries (pH~8). Dans ce cas il vaudra mieux ne pas mélanger le bassin, les bactéries restant au fond, abritées par un thermocline situé à ± 1 m de fond.

Tableau 12.I T (°C)

5

10

15

20

25

30

35

k (j–1)

0,10

0,12

0,24

0,35

0,53

0,80

1,20

1.2.6. La biodégradation est essentiellement le fait des bactéries et il n’y a pas de preuve que les algues y participent. En première phase, les protéines sont hydrolysées et les acides aminés sont libérés (ils peuvent atteindre 12 mé/l). Ensuite l’azote passe à la forme ammoniacale. Toute cette production d’NH4+ est incorporée par les algues, mais les algues semblent également capables d’assimiler directement les acides aminés libres, stimulant ainsi l’activité bactérienne (KOTT et INGERMAN, 1966). Comme la dégradation des matières azotées s’arrête au stade NH4+, un pH élevé correspondra à une forte proportion de NH3, donc à des odeurs. Les bassins de stabilisation ne sont pas utilisés pour dénitrifier, car il faudrait avoir au préalable nitrifié en milieu aérobie, et ce serait contraire à l’esprit d’économie du procédé. Toutefois un certain % de dénitrification peut être obtenu par recyclage (v. § 2.3).

Le calcul se base donc sur le rendement souhaité (S1/S0) et sur la température. Paradoxalement, il ne tient pas compte de l’insolation, ni de l’évolution anaérobie des sédiments. Malgré cela les prévisions sont acceptables pour les rendements en DBO5 inférieurs à 90 %. En fait, il existe d’autres équations de dimensionnement supposant le mélange complet (MC), de même que d’autres encore basées sur d’autres prémisses ou simplement empiriques. Une sélection est donnée au tableau II, et on voit que dans le contexte africain des essais relatés (Ouaga-Dougou), l’équation de VINCENT (1963) s’est montrée la meilleure. L’exposant empirique doit être déterminé par l’expérience : il vaudrait par exemple 4,8 pour le Zambie, et 1,6 à 2,6 pour le Burkina Faso. Le choix de la valeur de k reste toujours délicat, car elle dépend de nombreux facteurs. MARAIS (1970) suggère d’adopter les conditions les plus critiques pouvant être

1.2.7. La stratification thermique est parfois détruite par le vent, mais on peut être amené à la détruire mécaniquement car elle n’est pas toujours avantageuse. Ce sera le cas lorsque les algues concentrées, en eau chaude et stagnante, précipitent d’ellesmêmes par autofloculation. La mort des algues prive les bactéries de leur source 262

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REACTEURS ALGO-BACTERIENS (Etangs de stabilisation)

Tableau 12.II – Quelques équations essayées par TOURÉ à l’EIE (1991).

pour le calcul sera trouvée à partir d’un essai de traceur. Des abaques simplifient les calculs (BENEFIELD & RANDALL, 1980 : 343).

Auteur

1.3.3. On peut aussi utiliser des équations franchement empiriques, parmi les-

Principe

Equation

Coeff. de variation %

Asian Institute of Technology

–

S1 = a S0 + b

40

Gloyna-Tischler

–

S1 = a

S0 +b t

23

Schulze

EP

Marais et Shaw (1961)

MC

Eckenfelder

MC

Vincent et al. (1963)

MC

S1 = e –KT t S0 S1 = 1 S0 1 + KTt S1 = 1 S0 1 + (KT/S0 )t S1 = 1 S0 1 + KT[S1/S0]n t

Thirumurthi (1969)

Ect arbitr.

quelles on citera : V = 3,5.10–5 Nq S0.1,08535–Tm où : V = le volume du bassin en m3 ; N = le nombre d’habitants raccordés ; q = l’apport d’eau par habitant et par jour, en litres ; tm = température moyenne du mois le plus froid, en °C. Cette formule ne prévoit pas le rendement d’épuration.

28 27

1.4. Choix de la profondeur

33

Ayant calculé V, il reste à choisir la profondeur : 1 à 3 m. La profondeur sera d’autant plus grande que : n sera élevée la proportion de matières sédimentables ; n sera froide ou irrégulière la température. STENTIFORD (1983) estime que la profondeur idéale est 1,5 m. Si elle est trop élevée, on provoque trop d’anaérobiose et, si elle est < 0,8 m, on voit apparaître les plantes et les moustiques. En fait la véritable discussion porte sur la pénétration lumineuse, qui seule permet d’entretenir la photosynthèse et donc de garantir un milieu aérobie pour les bactéries. Or, la lumière incidente est d’abord réfléchie en surface (perte : environ 7 %) puis pénètre et subit une extinction en fonction de la profondeur, selon la loi de LambertBeer. L’extinction est provoquée par la turbidité de l’eau usée, mais aussi par les algues elles-mêmes (phénomène d’auto-ombrage). CURTIS (1992) a suggéré une approche rationnelle à ce calcul, en retenant pour cela le rayonnement photosynthétique le plus pénétrant (620 mm). Heureusement, les constantes d’extinction sont additives, et peuvent être calculées selon CURTIS par : Kd (620) = 3,73 + 0,0157 Chl. où Chl est la concentration en chlorophylle a (µg/l), et où 3,73 est la constante d’extinction normale d’une eau d’égout (en m–1). La zone où peut se dérouler une photosynthèse active est appelé zone euphotique, et descend jusqu’à la profondeur où il ne reste plus que 1 % de la lumière incidente. S’il n’y a pas de chlorophylle (absence d’algues), on trouve ainsi une profondeur euphotique de 1,25 m, qui doit être dépassée si on veut empêcher le développement d’une végétation de fond. Lorsque les algues sont présentes, on souhaite qu’elles présentent une photosynthèse nette, c’est-à-dire qu’elles soient exposées chaque jour à une quantité suffisante d’énergie lumineuse. En supposant le milieu complètement mélangé (au moins sur chaque verticale), cette exigence mène à une profondeur maximum critique Zc que l’on peut calculer à partir des travaux de TALLING (1957). Le calcul se complique ici,

5

S1 = 4 ae1/2d ? 2 a/2d S0 (1+a) e – (1–a)2 e–a/2d avec a = 1 + 4 Ktd d = DL/vL

NB : t = temps en jours. rencontrées, et plus précisément de retenir comme température la valeur minimum d’une moyenne mensuelle glissante effectuée sur les maximum diurnes.

1.3.2. En réalité, un bassin de stabilisation est toujours incomplètement mélangé sans être pour autant tubulaire. Dans ce type de réacteur, sur base de considérations hydrauliques et en admettant toujours l’ordre un, THIRUMURTHI (1979) propose l’équation modifiée suivante : 4 ae1/2d S =S 1

0

(1 + a)2 ea/2d – (1 – a)2 e–a/2d avec a = 1 + 4 kθd et d = Dθ/L2 (sans dimensions). Outre les symboles déjà connus, d est un indice de dispersion, caractérisant le type d’écoulement : il varie entre 0 pour l’écoulement piston et ∞ pour le mélange complet. La valeur maximum en pratique est toutefois plutôt 12. D est le coefficient de diffusion et L la longueur d’un chemin caractéristique suivi par un élément liquide typique du bassin. Les étangs de stabilisation, non aérés, ont des valeurs de d très faibles (0,0625 à 0,100), alors que les « lagunes aérées » ont des d variant de 1 à 4 et plus, selon l’intensité de l’aération. On emploiera les mêmes valeurs qu’en 1.3.1 pour k. Ce modèle est en fait une application du modèle de WEHNER et WILHELM conçu pour un écoulement « arbitraire » et une cinétique d’ordre 1. La valeur de d nécessaire 264

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n algues : NH3 + 7,6 CO2 + 2,5 H2O → C7,6H8,1NO2,5 + 7,6 O2 n bactéries : 8,55C6H12O6 + 35,32 O2 + 4 NH3 → 4 C5H7NO2 + 35,32 CO2 + 47,32 H2O Dans cette dernière équation, on a ajouté, par rapport à celle de HENDRICKS et POTE, la quantité d’hydrate de carbone à oxyder pour dégager l’énergie nécessaire à la formation de la biomasse bactérienne (soit 553 contre 520 kcal). Quant à la biomasse algale, on en propose une autre formule, et on adopte un Q.A de 1. Selon STUMM et MORGAN (1970), la biomole algale serait C6,6 H16,4NO6,9 … L’eau des étangs de stabilisation est une solution d’engrais (azoté et phosphoré) exposée largement à la lumière, et pouvant en outre recevoir du CO2 atmosphérique. Ce type de réacteur est donc très propice à un développement d’algues abondant, et non limité par le carbone. La richesse en algues est cependant dans une certaine mesure auto-stabilisante, grâce à l’auto-ombrage. En pratique, on observe des productions d’algues de 10 à 66 g/m2.j, alors qu’il suffirait de 0,3 pour assurer la fourniture d’O2 dans un bassin recevant une charge normale de 3 à 5 g DBO5 par m2 et par j.Il y a donc toujours un gros excès d’algues, de sorte que l’effluent est très « repollué ». Il y aurait intérêt à conduire le bassin primaire en anaérobiose franche (en le rendant plus profond) et à réserver les bassins secondaire et tertiaire pour la sédimentation des algues. Aux normes actuelles surdimensionnées, une station à boue activée produira 60 fois moins de boue qu’un bassin de stabilisation (HENDRICKS et POTE, 1974).

parce qu’il faut tenir compte de ce que la photosynthèse est saturée au-delà d’une certaine irradiance, ainsi que du rapport entre la consommation d’O2 pour la respiration des algues et la libération d’O2 par la photosynthèse. En l’absence de mesures plus précises, ce rapport peut être pris égal à 0,1. Quant à la lumière utile, elle vaudra 0,5 I0, valeur moyenne entre 0 et la valeur Is provoquant la saturation. Si on désigne par I0 l’irradiance mesurée juste sous la surface, la formule devient I0 n zc = ln 24 × Kd × 0,1 0,5 Is avec n = le nombres d’heures d’insolation par jour. En l’absence de mesures locales, on peut prendre Is = 55 W/m2 pour des cyanophycées (lac George, Ouganda) , ou 150 W/m2 (Haute Sambre, Belgique).

1.5. Production d’algues et d’oxygène Les bassins à algues ont en fait une production d’algues et d’oxygène liée à l’énergie lumineuse reçue, qu’on peut estimer grossièrement par O2 = 0,90 I A = 0,54 I avec A = kg d’algues/ha.j ; O2 = kg d’O2/ha. j ; I = insolation en cal/cm2.j. Il y a donc un rapport O2/A de ± 1,6 et il faut compter sur une production appréciable d’algues. La production de protéines algales n’est cependant pas encore une fin en soi. L’équilibre entre la fourniture d’oxygène et celle de CO2 doit être assuré. On connaît les réactions stoechiométriques globales : n Dégradation aérobie par les bactéries. 6 C6H12O6 + 16 O2 + 4 NH3 → 4 C5H7NO2 + 16 CO2 + 28 H2O ∆G = – 3 760 kcal. Energie libre de formation de la biomasse = – 520 kcal. n Photosynthèse par les algues.

2. Technologie 2.1. Performances et charges Les bassins de stabilisation sont généralement économiques si le terrain est bon marché. L’effluent est « passable » car, même s’il est bien épuré, il entraîne des algues. Le rendement en DBO5 atteint 70 à 85 % et souvent plus. La DBO5 de l’effluent varie de ± 10 en été à ± 50 en période de dégel. Les critères usuels de charge sont donnés par les tableaux 12.III et 12.IV. On retiendra : n kg DBO5/ha.j : 10 – 100 – 350 (soit ± 5 m2 /EH). n ts été : 15-20 j. ; hiver : 180 j. Norme allemande (considérée comme sévère) : 10 m2/EH. En Bavière, on adopte les valeurs suivantes pour des étangs aérés : 2,9 m3/EH – 25 g DBO5/m3.j – 2 kWh/EH.mois (WOLF et al., 1978). En Bavière toujours, où il existe 1 300 installations desservant des populations < 1 000 EH, on confirme les résultats satisfaisants obtenus (DBO 30 à 45) avec la séquence : – 1 bassin anaérobie de 0,5 m3/EH – 1 bassin de stabilisation de 5 m2/EH.

h_v

NH3 + 8 CO2 + 4,5 H2O → C8H12NO3 + 8,75 O2 ∆G = + 112 kcal/mole d’algues. Cette équation doit être multipliée par 1,83 pour boucler sur O2 : h_v

1,83 NH3 + 14,6 CO2 + 8,25 H2O → 1,83 C8H12NO3 + 16 O2 On constate donc que globalement un équilibre est possible, en assimilant tout le substrat à du glucose. Si l’équilibre exact en O2 est assuré, les bactéries fourniront légèrement plus de CO2 qu’il n’en faut aux algues. En termes globaux, on voit que 6 moles de glucose se trouveront finalement converties en bactéries et en algues, ces dernières intervenant pour au moins 1,83 moles. Ces calculs sont dus à HENDRICKS et POTE (1974) mais d’autres balances ont été publiées, par exemple celle de BUHR et MILLER (1983) : 266

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Si l’eau à traiter contient du purin et du jus de silo, il faut doubler la surface du second bassin. Au Brésil, MARA (1987) a obtenu une réduction de DBO5 de 240 à 17 en 5 bassins successifs totalisant 29 j de temps de séjour (séquence A - F - M1 - M2 - M3). Il estime à 350 kg/ha.j la charge optimale à 25 °C. Les surfaces recommandées ou obtenues par calcul sont toujours des surfaces à miprofondeur. Le traitement d’eaux industrielles répond évidemment à d’autres normes, spécifiques à chaque type d’eau. Nous l’illustrerons par les fig. 12.4a et 2b, qui donnent la décroissance de DCO enregistrée durant 6 mois sur des eaux de sucreries (lavage et transport des betteraves). La fig. 12.4a a trait à un bassin de 30 ares et 1,76 m de profondeur, la fig. 12.4b à un bassin de 60 ares et 0,60 de profondeur moyenne. Dans les deux cas, la décroissance ne commence vraiment qu’en été. Le second bassin est peuplé d’algues et le premier non, mais un bilan oxygéné montre que les processus anaérobies l’emportent dans les deux cas. Le premier bassin élimine 230 kg DBO/ha.j et le second 195.

Tableau 12.III – Caractéristiques des étangs de stabilisation. Type

Profon- Rétendeur tion m j

Charge

Charge hydraulique cm/j kg DBO∞ /j.ha

Aérobie Anaérobie

0,3-1,2 3-5 2,5-4,25 20-80

5-25 5-10

100-300 200-1000

Facultatif

1,5-2,5 40-150

0,6-2,5

20-90

Mélange organique

ρ DBO %

15-30 cm/sec Dégagement de gaz Mélange mécanique Vent seul

70 70 85-95

(d’après Gloyna).

Tableau 12.IV – Charge en DBO par unité de surface et par jour dans différentes conditions climatiques. Charge superficielle (kg DBO5/ ha.jour) (a)

Nombre d’habitants desservis par ha (b)

Moins de 10 Moins de 200

Durée de rétention (jours) (c)

Plus de 200

10-50

200-1000

200-100

50-150

1000-3000

100-33

150-350

3000-7000

33-17

Conditions extérieures

Zones glaciales, avec couverture de glace saisonnière, température de l’eau uniformément basse et ciel nuageux variable. Climat froid, avec couverture de glace saisonnière et températures estivales modérées pendant une courte saison. Climat tempéré à semi-tropical, couverture de glace occasionnelle, pas de couverture de nuages prolongée. Climat tropical, répartition uniforme de la température et de l’ensoleillement, pas de couverture de nuages saisonnière.

Fig. 12.4a et 12.4b. Epuration d’eaux usées de sucrerie (Cebedeau).

a. Ces estimations reposent sur l’hypothèse que le volume d’effluent est égal au volume des eaux brutes admises, c’est-à-dire que la somme des pertes par évaporation et infiltration n’excède pas l’apport des pluies. b. En supposant un apport de 50 g de DBO5 par personne et par jour, dans les régions en voie de développement. c. Pour un volume d’eaux usées de 100 litres par personne et par jour.

Les boues s’accumulent dans le premier bassin à raison de 10 cm/an environ (plus précisément : 0,34 l/hab.j). Dans les bassins anaérobies, il faut parfois retirer des boues (en Allemagne, on prévoit une vidange tous les 7 à 10 ans). L’élimination des pathogènes est excellente. Au moins 99,9 % des coliformes disparaissent, à cause des conditions aérobies et de l’effet des rayons UV solaires. Cet

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vent être débarrassées de toute végétation pour empêcher la pullutation des moustiques, et pourvues éventuellement d’écrans pour empêcher les rats d’y forer des galeries.

effet est comparable à celui d’un filtre à sable suivi d’une chloration. Par contre, les vers survivent et ne sont guère éliminés que par décantation. Les virus survivent aussi. Un effet de désodorisation semble accompli par les algues. La souplesse thermique du procédé est remarquable (de 0 à 35 °C).

Dans le bassin primaire, l’orifice d’amenée doit être situé au fond, et son jet amorti pour éviter les courts-circuits. Ce bassin doit être plus profond (p. ex. 3 m) que les autres (p. ex. 1,2 m) pour recevoir les boues. Il est utile de distribuer la charge par plusieurs orifices si on veut répartir les dépôts.

2.2. Conduite

Le tuyau de sortie doit être muni d’un pare-écumes.

Pour contrôler la bonne marche d’un bassin, on peut mesurer la répartition de la DCO dans l’effluent (en %) (voir tableau 12.V).

Le dégrillage et le dessablage préalable des eaux sont à recommander mais ne sont pas indispensables.

Tableau 12.V – Répartition de la DCO dans l’effluent (%). Normal Surcharge Algues Mat. susp. non-algales Dissous

51 13 36

20 42 38

Total

100

100

La recirculation est rarement pratiquée, bien qu’elle puisse ramener vers l’entrée des eaux riches en oxygène et/ou en nitrates, et de ce fait supprimer les odeurs (taux de recyclage recommandé : 15 %, ABBOTT). ETTER (1974) donne quelques conseils excellents pour remédier aux perturbations, notamment lorsque l’eau devient septique et grisâtre, le pH chute et les algues disparaissent. Il est alors utile de brancher un aérateur flottant pendant 24 h (sans se préoccuper de l’odeur temporaire qu’il causera), ou d’isoler le bassin en cause jusqu’à récupération (N.B. : les bassins doivent toujours former un réseau série-parallèle), ou encore d’ajouter à l’aide d’une barque un peu de NaNO3 pour stimuler les algues. Les mortalités d’algues ont surtout lieu au printemps et en automne : on veillera à descendre le niveau de l’eau aussi bas que possible en prévision de ces accidents, ce qui permettra, grâce aux haussettes du moine de sortie, de retenir plus longtemps les eaux mal épurées.

On voit que si la proportion de DCO dissoute ne change guère, la proportion algale par rapport à la non-algale se renverse. RACAULT (1992) fournit quelques conseils précieux pour la surveillance des étangs de stabilisation. Selon lui, les premiers signes visibles d’un mauvais fonctionnement sont le changement de couleur et l’apparition de bactéries du soufre, qui révèlent un apport de sulfures. Les sulfures proviennent d’une eau d’égout concentrée et septique, où ils peuvent atteindre 40 mg/l. Dans le bassin, les sulfures tuent rapidement les algues et provoquent l’anaérobiose dans le premier étang, à cause de leur forte consommation d’oxygène. Un indice intéressant sera donc le dosage des sulfures à proximité du fond. De même, il est utile de surveiller la bonne santé des algues et le bon équilibre de la biocénose par un indice pigmentaire. RACAULT suggère pour cela de réaliser un extrait acétonique des matières en suspension prélevées en surface, et d’en prendre le spectre. On distinguera ainsi facilement la chlorophylle a (active) de ses produits de dégradation (phæophytine) et des pigments des bactéries du soufre (roses). Les remèdes sont, dans l’ordre, la dilution, la réduction de profondeur (possible en jouant sur les moines), l’installation d’un prétraitement par dégraissage aéré, ou enfin l’attaque directe des sulfures dans le réseau (p.ex. par H2O2).

On peut prévoir une récolte des algues, pratiquée notamment en Afrique du Sud. La floculation est facile par 200 mg/l Al2 (SO4)3 ou 200 mg/l de Ca (OH)2, sans polyélectrolytes. On obtient à la fois un sédiment floculé et une écume flottante que l’on peut séparer dans un décanteur à vitesse ascensionnelle de 0,7 m/h. Selon l’origine de l’eau, on peut recommander divers agencements de bassins : a. Haute teneur en suspensions

An

F

(ex. vidanges + minimum d’eau)

An

F

M

b. Egout domestique à chasse d’eau

An

F

M

An

F

M

F

M

P

F

2.3. Construction

c. Egout domestique à chasse d’eau

An

+ eau industrielle

Ce sont de simples bassins de terre, où la terre retirée par excavation sert à lever les digues. Celles-ci doivent être corroyées, et leur pente est usuellement 1/2. Elles doi-

M

F

M

F Fm

270

F

F

M 271

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273

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CHAPITRE 13

Déphosphateurs biologiques

1. Apports de phosphore Les plus importants sont ceux des populations (50 à 70 % du total). Le métabolisme humain excrète ± 2 gP/EH, auxquels il faut ajouter 2 g pour les formulations détergentes, soit 4 g en tout. Les eaux urbaines contiennent 10 à 30 mg P/l, et 30 mg /l pour les industries agroalimentaires. Le rapport P/DCO y est toutefois respectivement de 3 % et de 1 % (carence bien connue de ces effluents industriels). Le phosphore est éliminé, dans les stations d’épuration, par la boue retirée du circuit. Le ∆P constaté sur les eaux représente 1 % du ∆DCO : on passe donc de 3 % à 2 %, et l’élimination de phosphore est de ± 30 % au mieux. Pour les effluents agro-alimentaires, l’élimination est forcément meilleure. La déphosphatation chimique est un investissement faible (10 à 20 % du coût de la STEP) mais son coût de fonctionnement atteint 30 % du coût total, c’est ce qui explique la recherche de procédés purement biologiques, avec succession de phases anaérobies et aérobies, qui peuvent multiplier jusqu’à 4 fois la rétention de P.

2. Biochimie du procédé La prise de phosphore par les êtres vivants est un processus naturel et nécessaire : il s’agit plutôt d’en étudier les modalités précises et d’en tirer parti au maximum. L’histoire de ces recherches est relativement récente puisqu’elle remonte seulement à 1959, où on observa des taux d’enlèvement du phosphore supérieurs à ce que laissait prévoir le métabolisme global et la sacro-sainte formule DCO : N : P. On hésita longtemps sur la nature biologique du procédé, les opposants prétendant qu’il s’agissait en réalité d’une précipitation chimique sous forme de sel calcique, rendue possible par une élévation locale de pH, elle-même causée par le strippage du CO2. Actuellement la cause est entendue, le processus est purement biologique, et on en connaît les principales modalités. La fig. 13.1 prise à BISCHOFSBERGER les montre à partir d’un réacteur où alternent une phase anaérobie et une phase aérobie. La phase anaérobie provoque le relargage massif du phosphate dans l’eau, et l’appa– rition de substances très dégradables, telles que HAc. Les bactéries facultatives ne – disposant pas d’un accepteur d’électrons tel que l’O2 ou le NO3–, l’oxydation de l’Ac est impossible et il est converti en PHB. Pour ce faire, la bactérie utilise ses réserves de polyphosphates (volutine) et libère de l’o-phosphate. 274

275

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DEPHOSPHATEURS BIOLOGIQUES

en P qu’une boue normale. La purge de boue élimine donc davantage de P, et le reste de la boue activée recommence le cycle. Les détails biochimiques du processus sont bien connus à présent, mais sortent du cadre de cet ouvrage. Disons simplement qu’au cours de la phase anaérobie l’acétate pénètre dans la cellule (sous forme d’acide acétique non ionisé), où se forme son ester phosphorique. Le radical acétyl est alors transféré au coenzyme A puis dimérisé, ce qui donne le radical ß hydroxybutyrate, qui va enfin se polymériser en pHB. On potentialise ainsi de l’énergie chimique et ce faisant on utilise la réserve de polyphosphate : chaque reste de butyrate demande 2 ATP pour sa synthèse, ATP créés à partir des polyphosphates, qui se dépolymérisent et font apparaître du H2PO4– dans la cellule. Finalement, il apparaît un gradient de phosphate qui force celui-ci à quitter la cellule. Au cours de la phase aérobie, non seulement la réserve de pHB est utilisée mais aussi le substrat externe. Le métabolisme s’intensifie, grâce à la présence de O2 comme accepteur d’électrons. La métabolisation complète des restes d’hydroxybutyrate libère suffisamment d’énergie pour créer bien plus des 2 ATP qu’il a coûtés à sa synthèse. La cellule a donc un besoin élevé de PO4--- , qu’elle puise dans le milieu extérieur et qui se retrouve polymérisé en grains de volutine à l’intérieur de la cellule. A la limite, il semble possible d’éliminer la phase anaérobie si l’eau brute contient de l’acétate, ce qu’on peut provoquer en la laissant fermenter dans l’égout (sic) ou en lui ajoutant le surnageant d’un digesteur acide (donc sûri). Les technologies modernes réalisent l’« exaltation » de la fixation du P en prévoyant une phase anaérobie dans la filière. Celle-ci produit en abondance les molécules aisément biodégradables dont on a besoin, l’acétate étant la principale mais le butyrate et même le propionate peuvent aussi être utilisés pour la formation des réserves polymérisées. Une des grosses difficultés du procédé est que la boue activée est recyclée, et que si elle contient des nitrates (formés au cours de la phase aérobie), il ne suffira pas de ne pas aérer pour obtenir une anaérobiose véritable : le NO3– fonctionnera comme substitut de O2, et il suffit effectivement de ± 3 mg NO3–/l pour empêcher le relargage du H2 PO4– sur quoi tout repose. On verra à la section 4 avec quelle ingéniosité on a résolu ce problème afin de rendre possible une élimination simultanée de N et de P.

Elimination biologique du P Phases :

La réserve de substrat se remplit

La réserve de substrat se vide

La réserve d’énergie se vide

La réserve d’énergie se remplit

–––

–––

élimination nette

on purge les boues à ce moment

Fig. 13.1 – Principe schématisé de la déphosphatation biologique (selon BISCHOFSBERGER, 1989). Principes – plus le relargage est intense, plus la fixation sera intense, donc aussi l’élimination nette ; – on intensifie le relargage par des S facilement dégradables tels les AGV obtenus en anaérobiose ; – NO3– et NO2– gênent évidemment la phase anaérobie ; or, ils risquent d’être présents dans la boue de retour ; – il se fait une sélection en faveur des organismes capables de synthétiser du pHB à partir d’AGV en utilisant leur poly-P, et en défaveur des aérobies obligés qui ne peuvent capter aucun S en l’absence d’O2 ; – en phase aérobie, les organismes utilisent à la fois le S externe et interne ; – au bout du compte, le P se trouve plus dans la boue purgée et moins dans l’eau ; la boue est agronomiquement plus riche, et l’eau moins eutrophisante ; – la synthèse de pHB demande 2 ATP par reste (en milieu anaérobie), mais son oxydation totale en milieu aérobie permet de former beaucoup plus que 2 ATP.

3. Aspects microbiologiques La séquence de réacteurs décrite plus haut crée une forte pression de sélection, qui tend à favoriser les organismes capables de synthétiser du pHB à partir d’acides gras volatils en utilisant leur polyphosphate : il faut donc en outre que ces organismes soient capables de créer des granules de volutine. On sélectionnera aussi les organismes facultatifs produisant l’acétate en milieu anaérobie, et exclura les aérobies obligés qui ne peuvent capter aucun substrat en l’absence d’O2. C’est Acinetobacter sp. qui représente le premier groupe, et Aeromonas sp. le second. Mais ce sont en fait des groupes complexes : on y trouve A. calcoaceticus,

En présence d’oxygène, pendant la phase finale, le pHB est oxydé et libère rapidement beaucoup d’énergie. L’excès d’ATP est alors polymérisé en granules de volutine (jusqu’à 25 % du poids sec !), et la biomasse ainsi formée est beaucoup plus riche 276

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DEPHOSPHATEURS BIOLOGIQUES

La fig. 13.2 montre le rhéogramme de ce procédé. La boue soutirée au décanteur secondaire, riche en P, est envoyée à un réacteur anaérobie appelé « strippeur de phosphate », où le phosphate est relargué, avec recyclage d’une partie de la boue. Le surnageant du digesteur est donc enrichi en phosphate, qui est alors précipité à la chaux. Le surnageant est recyclé via le décanteur primaire, comme dans une boue activée normale, mais ce décanteur intercepte en outre le phosphate de calcium. La boue activée appauvrie en P est recyclée vers le bassin d’aération, où elle captera un excès de P. C’est la boue du décanteur secondaire, riche en P, qui sera purgée. Dans une version ultérieure, on a proposé d’ajouter le circuit en pointillé, afin de permettre la dénitrification (au moins partielle) et de protéger le digesteur contre l’action des nitrates. Le nouveau bassin intercalé est évidemment anoxique.

A. eutrophus, pour Acinetobacter, et à côté d’Aeromonas on trouve aussi Pasteurella, Pseudomonas et Moraxella p. ex. Cette variété d’organismes explique le comportement souvent imprévisible de l’ensemble. En effet, il existe des Acinetobacter incapables de réduire le nitrate (et donc immunisés contre l’influence négative de la nitrification), d’autres capables de le réduire en nitrite (donc partiellement immunisés et provoquant une fixation de P plus lente), et d’autres enfin capables de le réduire totalement en N2 (donc totalement vulnérables à l’effet de la nitrification).

4. Technologie Un certain nombre de variantes ont été proposées, sous les noms de Phostrip, A/O, Bardenpho, UCT et MUCT (University of Cape Town), Biodenipho, RBS (réacteur biologique séquentiel), Phoredox, … Certains sont brevetés. Il n’y a pas lieu de les présenter tous en détail car ils sont en progrès les uns par rapport aux autres, et ont finalement permis de réaliser à la fois la dénitrification et la déphosphatation, ce que ne permettaient pas les premières solutions. Nous retiendrons trois systèmes : le Phostrip avec son procédé partiellement chimique, le MUCT que nous considérons comme la solution la plus évoluée disponible aujourd’hui, et enfin le Biodenipho à cause de sa grande simplicité. Tous ces procédés font usage d’une séquence particulière de bassins qualifiés d’aérobiques si on y injecte de l’oxygène ou si des nitrates y sont présents, d’anoxiques si l’oxygène y est absent mais les nitrates présents, et d’anaérobiques si ni l’un ni l’autre de ces accepteurs d’électrons n’y est disponible. Rappelons qu’en milieu anoxique, le métabolisme demeure aérobie.

4.2. MUCT ( = modified UCT) La séquence de réacteurs est assez complexe et comporte 4 bassins de fonction différente, et dont le dernier est lui-même compartimenté (v. fig. 13.3). Les trois premiers bassins ne sont pas aérés mais sont maintenus agités. Les trois derniers compartiments sont aérés normalement. Trois circuits de recyclage sont prévus, un pour la boue épaissie, et deux pour le recyclage interne de la liqueur mixte. Comme de règle, la boue épaissie du décanteur secondaire est celle qui est la plus riche en phosphate, et sur laquelle s’effectuera la purge. Mais, comme elle sort d’un ensemble de réacteurs aérobies, on ne peut éviter qu’elle contienne des nitrates. On règle ce problème par deux moyens. D’abord par un recyclage interne de 75 % de la liqueur mixte vers le bassin anoxique C pour assurer le gros de la dénitrification. Ensuite par l’insertion d’un autre bassin anoxique B par lequel transitent les boues recyclées avant d’être envoyées au bassin de tête A, anaérobie.

4.1. Phostrip r = 1,0

r = 0,75 Effluent Déc II

A

B

C

D1

D2

r = 1,0

D3 boue riche en phosphate

Fig. 13. 3 – Le procédé MUCT. Cette disposition est très ingénieuse et efficace, car en B la boue disposera abondamment du substrat externe aisé à dégrader dont elle a besoin pour assurer sa dénitrifi-

Fig. 13.2 – Le procédé Phostrip. 278

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DEPHOSPHATEURS BIOLOGIQUES

Les deux autres bassins sont de capacité égale et utilisés en alternance. Comme ils communiquent par l’intérieur, aucun recyclage n’est nécessaire, ce qui économise sensiblement l’énergie. L’un des deux bassins est toujours aéré, alors que l’autre est alternativement anoxique (pendant 2 h) et aérobique (pendant 0,5 h). Les trois phases du cycle sont explicitées sur la figure. Pour des raisons évidentes, ce procédé ne permet pas une déphosphatation totale, tout comme le Biodenitro ne permettait pas une dénitrification totale. Pour augmenter la déphosphatation il faut recourir à une précipitation chimique complémentaire.

cation totale. Le bassin A est ainsi protégé, et le relargage du phosphate peut s’y effectuer sans entrave. Le bassin B est aussi appelé « prédénitrificateur ». La dénitrification principale a lieu en C, cependant qu’en D1-D2-D3 se déroulent simultanément (a) la dégradation du substrat carboné, (b) la fixation excédentaire de P et (c) la nitrification de l’azote encore sous forme ammoniacale. L’ensemble des bassins D a un volume égal ou supérieur à l’ensemble des trois premiers. Le prédénitrificateur B est plus efficace que le post-dénitrificateur parfois proposé, tout simplement parce qu’en ce dernier cas il ne reste plus assez de substrat exogène pour assurer la dénitrification.

5. Références

4 .3. Biodenipho

BISCHOFSBERGER W. (1989), Stand der biologischen Phosphatelimination. Vysoké uceni Technickè, Fakulta Stavebni, X, Vèdecka konference, BRNO, 25.–28. Zari 1989. COMEAU Y (1990), La déphosphatation biologique. Procédés et conception, Sc. et techn. de l’eau, 23, 199-219. DUNCAN A., VASILIADIS G.E., BAYLY R.C., MAY J.W., RAPER W.G.C. (1988), Genospecies of Acinetobacter isolated from activated sludge showing enhanced removal of phosphate during pilot-scale treatment of sewage, Biotechnology Letters, 10, N° 11, 831-836. GERBER A., MOSTERT E.S., WINTER C.T. & DE VILLIERS R.H. (1986), The effect of acetate and other short-chain carbon compounds on the kinetics of biological nutrient removal, Water SA, 12, N° 1, 7-12. GHEKIERE S., BRUYNOOGHE H., VAN STEENBERGEN K, VRIENS L, VAN HAUTE A., VERACHTERT H. (1991), The effects of nitrates and carbon compounds on enhanced biological phosphorus removal from wastewaters, Eur. W. Poll. Cont., 1, 15-24. S TREICHAN M., S CHÖN G. (1991), Polyphosphatspeichernde Bakterien. Phosphataufnahme, Phosphatrücklösung und Energiestoffwechsel von Acinetobacter-Stämmen, Gwf Wasser Abwasser, 132, 301-308.

Il s’agit d’un système danois que l’on peut considérer comme une adaptation du Biodenitro séquentiel, dans le but de réaliser par des moyens simples et automatisables une déphosphatation et une dénitrification conjointes. La fig. 13.4 montre que le circuit est essentiellement le même que celui de la fig. 8.2 chap. 8, à l’exception d’un bassin anaérobie en tête.

Fig. 13.4 – Le procédé Biodenipho. 280

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CHAPITRE 14

Réacteurs à charbon actif

L’appellation de réacteur hybride n’est pas définie rigoureusement. Nous l’entendrons ici non comme deux processus se déroulant dans le même réacteur (car dans ce cas la combinaison biodégradation/nitrification en serait déjà un) ni comme un réacteur partagé en deux zones (ce qui serait le cas d’un lit fluidisé anaérobie surmonté d’un lit fixe anaérobie), mais comme une opération épuratoire faisait appel simultanément et sur le même site à deux processus différents. Le cas examiné sera celui des lits bactériens anaérobies fluidisés à support actif, ce support étant le charbon actif en grains.

1. Principe Une suspension de charbon granulaire maintenue en état de fluidisation peut servir d’amorce à la formation de bioflocs et en accroître notablement l’activité. Des DBO5 résiduelles de 3 mg O2/1, avec production pratiquement nulle de boue, et sous des charges volumiques très élevées (> 320 kg DBO5/m3.j) ont été atteintes en moins d’1/4 d’heure à l’échelle pilote. Des lits fluidisés anaérobies sont également possibles et ont même été appliqués avec succès au traitement d’eaux industrielles difficiles comme les effluents de cokerie ou de fabriques de cellulose (CEBEDEAU, 1982, fig. 14.1.). L’adsorption complète en effet très bien l’épuration biologique, puisqu’elle s’adresse surtout à des molécules d’un PM > 100, peu solubles et peu polaires, qui sont aussi peu biodégradables. Dans le schéma de la fig. 14.2. (PÖPEL et al. 1988), on note les diverses étapes de la diffusion d’une molécule vers son site final d’adsorption. La diffusion suit le gradient de concentration, et peut avoir lieu par reptation sur la surface (3). Beaucoup d’anfractuosités bien abritées sont disponibles pour les bactéries, mais elles ne peuvent évidemment pénétrer que dans les macropores et former un film qui ne dépasse pas une épaisseur de bactérie, et par conséquent n’oppose qu’un faible obstacle au passage des molécules. Au contraire, les bactéries régénèrent biologiquement le charbon en métabolisant celles des substances fixées qui sont dégradables et dont la concentration est localement augmentée. La biorégénération est le fait d’exoenzymes qui vont agir sur leur substrat à l’endroit ou il est absorbé, le décomposent, le rendent moins ou non adsorbable et le relibèrent (ceci suppose évidemment que l’adsorption est réversible). Il migre alors en sens inverse, selon le nouveau gradient, et est intercepté par le biofilm. Par ailleurs, le même char282

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REACTEURS A CHARBON ACTIF

bon fixe les toxiques en des sites où les bactéries ne peuvent pénétrer. Enfin, le charbon fixe également bien l’oxygène, et rend l’épuration possible dans un milieu pauvre en O2.

AA’ Circuit de chauffage B Lit fluidisé C Alimentation D Recirculation E Pompe F Rotamètre G Séparateur H Effluent I Gaz J Purge K Event

Fig. 14.2. – Etapes de la diffusion d’une molécule lors de son adsorption (d’après PÖPEL, 1988). Ce mécanisme a été élucidé par LI et DIGIANO (1983) et par KIM et al. (1986) entre autres. On n’adoptera pas cette technique pour des molécules qui sont à la fois dégradables et adsorbables et on choisira un charbon en poudre pour les réacteurs en cuve mélangée, ou en grains pour les lits fluidisés. Le charbon actif ne protège évidemment pas un réacteur biologique contre des ions toxiques non adsorbables tels que HS-, SCNou NH4+, mais il a été utilisé avec succès pour des substances telles que le chloroforme, le dichlorométhane et le chlorobenzène, toutes substances considérées naguère comme non biodégradables.

2. Applications en lit fluidisé Un cas particulièrement illustratif est celui des eaux de cokeries en réacteur anaérobie. La composition type de ces eaux est la suivante : phénol 66,7 résorcinol 6,7 catéchol 13,3 o - crésol 6,7

Fig. 14.1 – Lit fluidisé anaérobie pour l’épuration biologique des eaux phénolées, avec régénération biologique (CEBEDEAU). 284

285

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REACTEURS A CHARBON ACTIF

m - crésol p - crésol

devrait s’équilibrer, à la concentration de régime adoptée (250 mg/l), à 200 mg de phénols totaux par g de charbon. Or on n’en désorbe que 20,6 mg, soit 10,3 % de la quantité théorique. De plus on ne retrouve que du phénol, ce qui prouve bien que les crésols et autres composants ont bien été dégradés et non simplement accumulés sur le charbon. La biomasse présente sur le charbon va de 6 à 22 g/l de réacteur. La fig. 14.3 montre la proportionnalité entre le gaz formé et le phénol détruit. Le réacteur doit comporter une recirculation interne pour assurer la fluidisation (vitesse ascensionnelle ± 18 m/l) et en même temps un temps de séjour de ± 32 h. Une régulation de pH est indispensable (7,0 < pH < 7,5). On peut le compléter par un réacteur anaérobie à biomasse fixée et en configuration tubulaire, pour réduire les phénols résiduels. On obtiendra un biogaz à 71 % de CH4, à raison de 0,65 Nl/lR.j. Un tel réacteur peut-il fonctionner indéfiniment ? Après 7 mois, notre appareil ne traduisait aucun fléchissement ni notre charbon aucune saturation. Selon SUIDAN et al. (1983), il y a lieu toutefois de surveiller l’apparition des crésols dans l’effluent, signe d’une saturation du charbon. Bien plus réel est le phénomène d’attrition du charbon granulé, qui en réduit la dimension et contraint à des vitesses de fluidisation de plus en plus faibles. Dans une autre application, on a traité les condensats de cuisson d’une fabrique de cellulose. Ici aussi, malgré la présence du méthanol comme polluant dominant, et la facilité de sa conversion intégrale en biogaz, les autres polluants minoritaires (mercaptans, hydroxyméthylfurfural, etc.) ont rendu impossible un traitement convenable sur lit fluidisé de sable. Seul le réacteur hybride avec charbon actif a donné des résultats intéressants, mais cette fois avec des productions de gaz beaucoup plus élevées, avoisinant 6 Nl/ lR.j, en raison de l’absence de saturation inhibition.

3,3 3,3

phénols totaux 100 %, soit cyanures sulfocyanures azote ammoniacal (après strippage)

1500 à 3000 mg/l 1 à 5 mg/l 200 à 400 mg/l 100 à 750 mg/l

L’épuration de ces eaux complexes peut être menée à bien (CEBEDEAU, 1985) à condition de tenir compte d’un certain nombre de difficultés biologiques : (a) la biomasse est capable de métaboliser complètement le phénol, le résorcinol, le catéchol et les trois crésols (l’o - crésol étant le plus dégradable) à condition de ne pas dépasser leur seuil de toxicité et de situer, par des dilutions ou des recirculations appropriées, les concentrations à la valeur optimale des courbes de saturation inhibition (cf. chap. 3 p. 51) (b) le réacteur doit être progressivement acclimaté aux concentrations de N-NH4+ et de SCN-, qui seront tolérées mais ne seront pas dégradées. On démontre aisément la biorégénération en extrayant le charbon actif après plusieurs mois de fonctionnement. Selon l’isotherme d’adsorption le charbon employé

3. Applications en boue activée Le procédé PACT de Dupont de Nemours a été breveté en 1971 et a été appliqué surtout aux raffineries de pétrole. Les nombreux articles de GRIEVES (1980 p. ex.) donnent un aperçu de la technique, qui fait usage de charbon en poudre ajouté aux boues activées. On s’arrange par exemple pour maintenir 0,5 à 1 g de charbon /l, incorporé à 3 g/l de boue activée. Le charbon s’incorpore aux bioflocs, de sorte que le décanteur secondaire livre une boue que l’on ne peut purger telle quelle : on l’envoie à un séparateur, sorte d’épaississeur dont la surverse constituera la boue activée en excès à purger, et la sousverse un flux enrichi en charbon actif, dont une partie est recyclée directement et l’autre via un circuit de régénération. (PÖPEL et al., 1988). La teneur souhaitée en charbon actif ne peut être maintenue que grâce à un apport constant approprié mais qui ne devrait pas dépasser 2 % (CRAME, 1977). Pour rendre le procédé économiquement plus acceptable (bien que le charbon en poudre soit de toute façon moins coûteux que le charbon en grains), on cherche à réduire la dose de charbon et à augmenter l’âge des boues, qu’on peut porter à 50 et même 100 jours. De nombreux charbons sont disponibles, différant par leur prix et par leur surface spécifique : à côté des charbons courants à 500 m2/g, on trouve des

Fig. 14.3 – Conversion des phénols en biogaz. 286

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charbons spéciaux allant jusqu’à 2 500 m2/g. Dans ces conditions, un critère de charge approprié serait les mg de COT par m2 de surface. Selon les travaux de CRAME, cet indice pourrait se situer vers 0,25 mg/m2. Parmi les avantages avancés figurent : n une meilleure décoloration ; n une meilleure stabilité en présence d’à-coups de charge ; n une DBO résiduelle plus faible (généralement < 15) ; n la résistance aux toxiques ; n la suppression des mousses (les détergents sont bien adsorbés) ; n une meilleure nitrification ; n une amélioration de la sédimentabilité de la boue.

4. Références

CINQUIEME PARTIE

CRAME L.W. (1977), Activated sludge enhancement : a viable alternative to tertiary carbon adsorption, 2d EPA Forum on Management of petroleum rafinery Wastewater, Tulsa (USA) 27 PÖPEL H.J., SCHMIDT-BREGAS M., WAGNER M. (1988), Aktivkohlanwendung in der Abwasserreinigung, Korr. Abw 37, I : 247-255, II : 377- 379. GRIEVES C.G., CRAME L.W., VENARDOS D.G., YING W.C. (1980), Powdered versus granular carbon for oil refinery wastewater treatment, JWPCF, 52, 483-497. SUIDAN M.T., SIEKERKA G.L., KAO S.W., PFEFFER J.T. (1983), Anaerobic filters for the treatment of coal gasification wastewater Biotechn. Bioeng. 25, 1581-1596. SUIDAN M.T., STRUBLER C.E., KAO S.W., PFEFFER J.T. (1983), Treatment of coal gasification wastewater with anaerobic filter technology, JWPCF, 55, 12631270. KIM B.R., CHIAN E.S.K., CROSS W.H., CHENG S.S. (1986), Adsorption, desorption, and bioregeneration in an anaerobic, granular activated carbon reactor for the removal of phenol, JWPCF, 58, 35-40. LI A.Y.L., DIGIANO F.A. (1983), Availability of sorbed substrate for microbial degradation on granular activated carbon, JWPCF, 55, 392-399.

Appendice

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APPENDICE

Les domaines d’application

Devant la multiplicité des procédés d’épuration biologique, ainsi que devant leur souplesse souvent extrême d’application, l’ingénieur projeteur peut se trouver perplexe et hésiter entre plusieurs solutions. Des considérations étrangères au procédé détermineront souvent le choix : proximité des habitations, terrain plat ou en pente, mode d’évacuation des boues, etc. Pour aider à opérer une sélection judicieuse, on a rassemblé dans cet appendice quelques éléments, tableaux et graphiques.

1. Destin de la matière organique En synthèse, on peut préciser comme suit le destin de 1 kg de DCO subissant une épuration aérobie complète, d’après W.W. ECKENFELDER :

Fig. A.1 – Transformation de la matière organique.

291

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APPENDICE : LES DOMAINES D’APPLICATION

L’épuration aérobie, anaérobie, et par étang de stabilisation, donne des résultats très différents, que l’on peut comparer en partant par exemple de 1 kg de glucose (EDELINE, 1988, Tribune de l’Eau, vol. 41, n° 534, déc. 1988, 23-28). Fractions, données en g pour la dégradation de 1 kg glucose

Epuration aérobie avec réduction endogène de la biomasse

Epuration anaérobie

Etang de stabilisation aérobie sous climat belge

Production de biomasse Récupérable énergiquement Complètement oxydée NH3 à fournir O2 à fournir

239 0 762 33 787

166 208 572 45 0

2.541 0 762 230 0

Bilan énergétique

0

=0

3

15

40

Durée (en j)

L’épuration biologique s’insère évidemment dans le processus plus vaste de l’évolution des molécules carbonées sur la terre, tel que le présente par exemple le diagramme de VAN KREVELEN, auquel on a ajouté les boues d’épuration (source : EAWAG).

2. Domaines d’application des procédés La destruction des matières organiques se fait par diverses formes d’oxydation, entre lesquelles on pourra choisir, en fonction de la concentration et du débit à traiter, en s’aidant du diagramme suivant (GWA).

Fig. A.3 – Domaine d’utilisation des divers procédés d’épuration. En supposant que l’épuration biologique s’impose, il faudra sélectionner une des nombreuses variantes disponibles, ce pourquoi on s’aidera avantageusement du diagramme de Mosey (fig. A.4). Enfin, on pourra parfois hésiter entre les deux grands procédés aérobies : lits bactériens et boues activées. Quelques compilations intéressantes ont déjà été données aux chapitres correspondants (par ex. les tableaux de la section 3.1.6 au chap 5, et les tableaux 6.I à 6.III au chap. 6). Un grand nombre d’installations bavaroises, suivies de près, ont permis de dresser les fig. A.5 et A.6 , comparant les performances des lits bactériens et des boues activées sur base de leur charge. Les boues activées permettent bien évidemment (1) d’atteindre des DBO5 résiduelles plus basses, (2) de travailler à des charges volumiques plus élevées (N.B. : l’échelle des abscisses est linéaire pour les lits bactériens et exponentielle pour les boues activées) et enfin (3) la dispersion des valeurs est moindre dans ce procédé. Ces conclusions s’expriment de façon équivalente de la manière suivante :

Fig. A.2 – La turbification et la carbonisation dans le diagramme de Van Krevelen (rapports atomiques H/C contre O/C) : les boues d’épuration (boue digérée) sont comparables à la tourbe, et l’eau d’égout au glucose. 292

293

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APPENDICE : LES DOMAINES D’APPLICATION

Fig. A.5 – Performances des lits bactériens.

Fig. A.4 – Les domaines d’utilisation des procédés biologiques. D’après Mosey (WRC), Anaerobic filtration. W. Poll. Cont. (1978), 77, 370-8. Procédé

Pour garantir que 80 % des DBO5 relevées sur l’effluent ne dépassent pas (en mg O2/l)

et que leur la charge volumique moyenne (en kg DBO5/m3.j) vale doit rester inférieure à

Lit bactérien

30 35 45

15 20 25

0,35 0,50 0,65

Boue activée

25 35

15 20

0,80 1,60 Fig. A.6 – Performances des boues activées.

294

295

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Liste des notations et symboles utilisés A ou A α B B0 Ba Bi Bs Br b Cb

ou ou

ou

ou ou 296

= = = = = = = = = = =

concentration d’azote ammoniacal (mg N/l) section transversale d’un lit bactérien [L-2] constante (s.d.) concentration de biomasse totale (mg/l mat. sèche) biomasse à l’entrée d’un appareil (mg/l mat. sèche) biomasse active (mg/l mat. sèche) masse de solides inertes provenant de l’eau brute (mg/l mat. sèche) biomasse stabilisée par la respiration endogène (mg/l mat. sèche) biomasse recyclée (mg/l mat. sèche) pertes de biomasse par égestion et respiration endogène [T-1] charge biologique ou massique (ou charge des boues) (kg DBO5 appliqués par kg de biomasse et par jour) Ch = charge hydraulique (m/j ou m3/m2.j) Co = charge organique ou volumique (kg DBO5 appliqués par m3 d’aérateur et par jour) C = concentration en oxygène dissous (mg/l) D = coefficient de diffusion moléculaire de l’oxygène (cm2/s) D = taux de dilution (dilution rate) [T-1] d = épaisseur active d’un biofilm (µm) d = taux de mortalité (death rate) [T-1] E = concentration d’un enzyme (mg/l) F = flux massique [ML-2T-1] H = constante de la loi de Henry [atm-1] H = profondeur d’un lit bactérien (m) h = distance depuis le sommet d’un lit bactérien [L] I = concentration d’un inhibiteur (mg/l) K = constante cinétique d’une réaction (système népérien) [T–1] K = rapport des matières en suspension à la DBO5 de l’eau brute (s.d.) k = constante cinétique d’une réaction (système décimal) [T–1] K, k = constantes cinétiques, respectivement dans le système de base e et de base 10 [T–1] k1, k2, k3= constantes de vitesse KI = constante de dissociation d’un complexe enzyme inhibiteur KL = coefficient de transfert du substrat dans la phase liquide [LT–1] Ks = constante de saturation (mg/l) Ky = constante l = taux de lyse (avec remise en solution du contenu cellulaire) (s.d.) Mf = biomasse active d’un biofilm (kg) Ms = biomasse en suspension dans un réacteur (kg) M = biomasse totale (kg) m = coefficient de maintenance (= b/Y) [T–1] N = concentration d’azote nitrique (mg N/l) N = effectif d’une population microbienne N = nombre d’habitants raccordés 297

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n n^ O P Q q θ θc θl R ou R ou R ρ r ou r

= = = = = = = = = = = = = = =

exposant caractéristique d’un support pour lit bactérien taux maximum de nitrification (mg N/mg mat. sèche) besoin d’oxygène (kg O2/j) taux de production de boue (g/l.j) débit (m3/j) apport d’eau par habitant et par jour (litres) temps de séjour [T] temps de séjour des cellules dans une installation (ou “âge des boues”) (j) temps de séjour moyen total du liquide [T] constante des gaz parfaits (1,98 cal/°.mole) taux d’utilisation du substrat (g/l.j) vitesse de consommation d’oxygène (= respiration) poids spécifique d’un film [ML-3] taux de recyclage (s.d.) taux moyen de division cellulaire (binaire) ou nombre de duplications par unité de temps (r = R/ln 2) S = concentration en substrat dans la phase liquide (kg DCO/m3) S* = idem à l’interface liquide-biofilm S0 = concentration initiale de substrat (kg DBO5/m3) S1 = DBO5 à la sortie d’un réacteur Sr = concentration en substrat “éliminable” σ = surface spécifique d’un support (m2/m3) T = température en ° Kelvin (0 °K = –273,1 °C) t = température en ° Celsius [LT-1] ou t = temps tm = température moyenne du mois le plus froid °C u = vitesse moyenne de percolation [LT-1] V = volume d’un lit bactérien, d’un bassin d’aération, etc. (m3) v = vitesse d’une réaction enzymatique v^ = vitesse max. lorsque S est très élevé W = apport de charge (kg DBO5/j) x = profondeur depuis la surface du biofilm [L] Y = rendement de conversion de S en B (p. ex. sur base de l’équivalent O2) (s.d.) Y’ = taux global de conversion en boue (y compris les matières en suspension de l’effluent) (kg par kg de ∆DBO5) YG = rendement de croissance (G = growth) YM = rendement en métabolite y = consommation d’O2 après le temps t (= DBOt) (mg/l) µ = taux de croissance [T–1] µ f et Yf = taux de croissance et rendement d’un biofilm µ s et Ys = taux de croissance et rendement de la biomasse en suspension ∆E = énergie d’activation d’une réaction (kcal ou kJ/mol) ∆M = quantité de biomasse évacuée pendant le temps ∆t (purge discontinue) [MT-1] p = fraction inerte dans la matière en suspension de l’eau brute (s.d.)

Notes

298

299

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Concept & réalisation Agence de prépresse QUADRATO communication Achevé d’imprimer en septembre 1997 sur les presses de l’imprimerie Chauveheid à Stavelot

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