Informe II Corazón

UNIVERSIDAD CENTRAL DE VENEZUELA FACULTAD DE CIENCIAS ESCUELA DE BIOLOGIA LABORATORIO DE FISIOLOGIA ANIMAL

De Mendonca Pestana, Elizabeth C.I. 18.010.047 Guerra, Almary C.I. 19.827.000 Mayor, María de los Ángeles C.I. 17.983.106 Caracas, Noviembre 2009 INTRODUCCIÓN El transporte de nutrientes, gases (O2, CO2), anticuerpos, hormonas, entre otros, por  difusión en los serves vivos puede ser muy ineficiente debido a la lentitud de este proceso, ya que estos compuestos deben pasar de célula en célula, a través de las membranas hasta recorrer recorrer todo el cuerpo del animal, animal, esto último último es prácticamente prácticamente imposible, imposible, a menos que existan pocas células de forma que se puedan satisfacer sus requerimientos en un tiempo razonablemente corto. En animales grandes el transporte por difusión sería aún más lento e ineficient ineficiente. e. En estos animales, animales, el sistema sistema circulatorio circulatorio ha evolucionado evolucionado de forma forma que el

transporte de estos materiales es más eficiente y puede llegar a todas las células del cuerpo (Randall, 1999). Los sistemas circulatorios están constituídos en su mayoría por las siguientes partes  básicas: Una bomba que impulsa la sangre por todo el cuerpo (corazón). Arterias que distribuyen la sangre oxigenada y actúan como reservorio de presión. • Venas que actúan como reservorio de sangre, recogiendo la sangre con CO2, retornándola al corazón. Capilares en donde se da el intercambio de gases, nutrientes, etc. entre la sangre y las células. Existen diferentes tipos de sistemas circulatorios (SC): el SC abierto y el SC cerrado. El abierto está presente en la mayoría de los organismos invertebrados; en éste la sangre o hemolinfa es bombeada por el corazón, viaja a través de las arterias y baña directamente a los tejidos. En el cerrado, la sangre fluye desde las arterias, pasando por los capilares hasta llegar a las venas (Randall, 1999). •

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Independientemente del tipo de sistema circulatorio que tenga el organismo (SC abierto o cerrado), la sangre es impulsada por el corazón. El corazón está conformado por diferentes cámaras musculares: aurículas y ventrículos y, dependiendo del grupo taxonómico, el número de aurículas y ventrículos cambia, por ejemplo: los mamíferos y aves presentan 2 aurículas y 2 ventrículos; los anfibios 2 aurículas, 1 seno venoso y 1 ventrículo (Fig. 1); los peces tienen 1  bulbo arterial, 1 aurícula, 1 ventrículo y 1 seno venoso; los reptiles 2 aurículas y 2 ventrículos (con un tabique incompleto permitiendo la mezcla de sangre).

Fig 1. Esquema del sistema circulatorio de anfibio

El corazón presenta varios tipos de células, entre las cuales están las células marcapasos que son células especializadas, capaces de mantener una actividad espontánea; estas células pueden ser neuronales, como es el caso de corazones neurogénicos, donde la excitación ocurre en el sistema nervioso, o musculares en el caso de corazones miogénicos, donde la orden de excitación proviene de las células marcapasos. El potencial de reposo de las células marcapasos del corazón miogénico, se vuelve más positivo con el tiempo debido a una disminución en la conductancia del ión K +, hasta alcanzar el potencial umbral, a partir del cual se dispara el  potencial de acción debido a la apertura de los canales de Na+ dependientes de voltaje. Las

células cardíacas están unidas por medio de uniones brechas y desmosomas de punto, de forma que cuando en la célula marcapasos se produce el potencial de acción, esta despolarización se transmite a las células que están inmediatamente a su alrededor, y así sucesivamente generando la contracción de todas las células del corazón. El tiempo que tarda la célula marcapasos en alcanzar el potencial umbral, es lo que determina la frecuencia cardíaca. En el caso del corazón de los anfibios, hay 3 células marcapasos: una en el seno venoso, otra auriculo-ventricular y por último, una ventricular. La frecuencia cardíaca está determinada por el marcapasos del seno venoso el cual alcanza el potencial umbral en menor tiempo que las otras dos células marcapasos. El potencial de acción de una célula cardíaca, comienza con un aumento rápido de la conductancia para el Na+ provocando una rápida despolarización de la membrana, luego de esta fase de despolarización, hay una fase de meseta la cual se da por el mantenimiento de una alta +2 conductancia para el Ca y un retraso en el aumento de la conductancia del K+ . La repolarización de la membrana se da por la activación de los canales rectificadores de K + (Fig. 2).

Fig 2. Potencial de acción de células cardíacas.

La frecuencia cardíaca  puede ser modificada por algunos neurotransmisores, como por ejemplo la acetilcolina, que es liberada por los nervios del sistema parasimpático y que une a los receptores muscarínicos presentes en las membranas de las células cardíacas, activa una proteína G, la cual a su vez activa los canales de K +, aumentando su conductividad, y por ende manteniendo el potencial de membrana cerca del potencial de equilibro para este ión, de esta forma se retrasa el siguiente PA y la frecuencia cardíaca disminuye. Otro neurotransmisor con efectos importantes sobre la frecuencia cardíaca es la acetilcolina, liberada por las células postganglionares del sistema simpático, que al unirse a los βadrenorreceptores que se encuentran en la superficie de las células cardíacas, estimula la liberación de calcio (de forma que la fuerza de la contracción aumenta); y se activa la vía de segundo mensajero del AMPc lo cual disminuye la probabilidad de apertura de los canales de K+, causando una rápida despolarización de la membrana y por lo tanto aumentando la frecuencia cardíaca. El objetivo principal de esta experiencia, es estudiar el efecto de hormonas (adrenalina), neurotransmisores (acetilcolina) y temperatura en la frecuencia cardíaca de un

corazón de anfibio. Otro de los objetivos de esta práctica es demostrar la ubicación de los marcapasos en dicho corazón.

MATERIALES Y MÉTODOS MATERIALES Organismo vivo

Soluciones

Instrumentos

Equipos

Sapo Bufo marinus

Ringer fría y caliente y a temperatura ambiente

Aguja de disección

Kimógrafo

Tabla de disección Alfileres Pinza con dientes Tijeras de disección Tijeras barrilito Pinza especial para corazón Hilo Soporte para el sapo

Instrumentos Papel con carbón (ahumado) Pilas Electrodos

Disección del sapo Bufo marinus: •

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Se introdujo una aguja de disección por el foramen magnum del sapo, destruyendo el sistema nervioso central. Se fijó el sapo a una tabla de disección sobre su espalda utilizando alfileres.

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Se tomó la piel abdominal cerca del extremo caudal, con una pinza dentada y se realizó un corte con las tijeras barrilito. Se separó la piel del tejido muscular introduciendo la tijera cerrada por el orifico abierto anteriormente y luego se abrió la tijera dentro d el cuerpo. Cortamos la piel por la línea media, en dirección cefálica, hasta la región de la garganta y desgarramos el tejido muscular y conectivo con el uso de las pinzas sin dientes. Se separó el esternón de la musculatura y se cortó al igual que las clavículas. Se rompió el pericarpio del corazón, dejándolo expuesto.

Montaje de la preparación •

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El sapo fue colocado en una tabla con un soporte que permitía el movimiento vertical. Se sujetó el corazón por el extremo apical del ventrículo con una pinza de corazón, la cual tenía atado un hilo. Se amarró el hilo de la pinza a la pajuela del kimógrafo, de forma tal que el corazón quedara guindado por el ventrículo.

Nota: Durante toda la práctica se mantuvo humedecido con solución ringer. Experimento 1. Componentes del latido cardíaco • • •

Se colocó la pajuela del kimógrafo en posición perpendicular al tambor. Se encendió el kimógrafo y se quitó el embrague para comenzar el registro. Luego de un tiempo se colocó el embregue del kimógrafo nuevamente

Experimento 2, 3, 4 y 5 Para la realización de los experimentos con acetilcolina, adrenalina, atropina + acetilcolina y temperatura se procedió de la siguiente manera: El material de estudio fue un sapo ( Bufo marinus) ya que, estos anfibios son fáciles de manipular, presentan una respiración combinada pulmonar-cutánea, y se puede separar el corazón mediante un corte en el esternón sin afectar su respiración.

Al finalizar estos experimentos se fijó el registro del kimógrafo con laca, dichos registros se trataron de la siguiente manera: Se dividió el registro en ventanas de 20 segundos a partir del momento en que se aplicó cada sustancia. Se calculó la frecuencia cardíaca en cada ventana y se graficó con respecto al tiempo. •

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Experimento 6. Estimulación eléctrica

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Se contaron las contracciones del corazón en un tiempo de 30 seg. Con una pila se aplicaron 33 estímulos en un tiempo de 30 segundos y se contaron cuántas contracciones realizó el corazón.

Experimento 7. Ubicación de células marcapasos. •

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Se contaron las contracciones de las cámaras del corazón (seno venoso, aurículas y ventrículo). Se amarró un hilo humedecido con ringer al final del seno venoso y luego se contaron nuevamente las contracciones. De la misma manera se amarró un hilo entre las aurículas y el ventrículo para luego contar las contracciones nuevamente.

RESULTADOS Al calibrar el kimógrafo a la velocidad de 128 mm/min, se obtuvo que recorría 4,6 cm en 10 seg = 46mm en 0,1666min = 276,11 mm/min., es decir, la velocidad real del kimógrafo era de 276,11 mm/min. El corazón del  Bufo marinus, al principio de la práctica, presentó un infarto en el ventrículo y en las 2 aurículas, por lo que las contracciones observadas correspondían sólo al seno venoso, de tal forma que no se observaron todos componentes del latido cardíaco.

Fig. 3 Efecto de la adrenalina sobre la frecuencia cardiaca en un corazón de  Bufo marinus.

Acetilcolina

Ringer

En el momento en que se agregó la acetilcolina, hubo un aumento de la frecuencia cardíaca, el cual se mantuvo por 40 segundos; en los 360 segundos siguientes se observó una disminución de la frecuencia y, luego empezó a aumentar gradualmente hasta acercarse a la frecuencia cardíaca control (Fig. 3). El corazón del sapo presentó arritmias en los últimos 100seg.   (    P   u l     s   a  c  i     o n  e   s   /    m i    n   )   

Luego de dejar descansar al corazón antes del experimento con atropina, se observó que comenzó a latir todo el corazón, tanto ventrículo como aurículas. Al agregar atropina al corazón, la tendencia de la frecuencia cardíaca fue mantenerse constante hasta que se agregó acetilcolina, en donde disminuyó dicha frecuencia (Fig. 4).

Atropina Acetilcolina Fig. 4 Efecto  (    de P   u l     s   a  c  i     o n  e   s   /    m i    n   )   

la atropina sob re la frecuencia cardíaca en un corazón de  Bufo marinus.

El efecto de la adrenalina durante los primeros 200 segundos fue aumentar la frecuencia cardíaca; posterior a este evento, la frecuencia disminuyó hasta los 320 segundos. Luego aumentó paulatinamente hasta que se agregó solución ringer y a partir de

este momento, incrementó aún más y luego disminuyó (Fig. 5). A partir de los 200seg, el corazón presentó arritmias intermitentes.

Adrenalina Ringer Fig. 5 Efecto de la adrenalina sobre la frecuencia cardiaca en un corazón de  Bufo marinus

  (    P   u l     s   a  c  i     o n  e   s   /    m i    n   )   

Al agregar solución ringer fría, se observó una marcada disminución en la frecuencia cardíaca, hasta que se agregó la solución ringer a temperatura ambiente, a partir  de la cual la frecuencia volvió a aumentar (Fig. 6a). El efecto contrario se dió con la solución ringer caliente, en donde la frecuencia cardíaca aumentó, y luego disminuyó cuando se agregó solución a temperatura ambiente (Fig. 6b). Ringer frío temperatura ambiente a)

Ringer Ringercaliente temperatura ambiental b)

Fig. 6 Efecto de la temperatura sobre la frecuencia cardíaca en un corazón de Bufo marinus: a) Solución ringer fría b) Solución ringer caliente. Se observó que la frecuencia cardíaca control del sapo era 52pul/min. Luego se estimuló el corazón 66 veces por minuto, con una pila, y se observaron 64pul/min.; es decir, el número de contracciones era menor a la cantidad de veces que se estimuló el corazón. Se observaron un total de 46pul/min en el ventrículo, 50pul/min en las aurículas y 48pul/min en el seno venoso; se puede observar que las aurículas tenían el mayor número de contracciones mientras que el ventrículo presentó el menor número de contracciones por  minuto, es decir, el corazón presentó arritmias. Cuando se ató entre el seno venoso y las aurículas, el ventrículo se contrajo 36 veces por minuto, mientras que las aurículas se contrajeron 46 veces por minuto y el seno venoso no se contrajo; luego, al atar entre las aurículas y el ventrículo, este último sólo se contrajo 2 veces en un minuto, y las aurículas tuvieron una frecuencia de 36pul/min.

DISCUSIONES El efecto provocado por la acetilcolina (Ach) fue disminuir la frecuencia cardíaca. Esto se debe, a que la Ach es un neurotransmisor que se une a los receptores muscarínicos  presentes en las membranas de las células cardíacas, con lo que se activa la proteína G, cuya sub unidad α se une a los canales de K + aumentando su probabilidad de apertura. Por  esta razón, el potencial de membrana se mantiene cercano al potencial de equilibrio del K + durante más tiempo, reduciendo de este modo la despolarización de las células marcapasos, y por ende retrasando la próxima contracción. Luego, el efecto de la Ach disminuye debido a su hidrólisis por la enzima acetilcolinesterasa presente en el tejido, por lo que se observa el aumento en la frecuencia cardíaca del sapo hasta acercarse a la frecuencia cardíaca control (Torres L, 2001). Al ser la atropina un antagonista competitivo de la acetilcolina, la primera se une a los receptores muscarínicos al agregarla al corazón, sin activar la proteína G; de forma que al agregar la acetilcolina, ésta ya no se puede unir a los receptores y por lo tanto no varía la frecuencia cardíaca (Randall, 1998). Sin embargo, en nuestro experimento se observó una leve disminución en la frecuencia cardíaca al agregar Ach, ya que la atropina es un antagonista competitivo por lo que al aumentar la concentración de Ach, ésta se pudo unir  sólo a unos pocos receptores muscarínicos, causand o dicha disminución. El tiempo en que tardó en notarse una diferencia en la frecuencia cardíaca después de agregar la adrenalina, fue el tiempo en que ésta tardó en difundirse por el tejido cardíaco. Después de 2 minutos, se observó un aumento de la frecuencia cardíaca debido a que la adrenalina se une a los receptores β-adrenérgicos, activando el sistema de segundo mensajero de la adenilato ciclasa, de esta forma aumenta la producción de AMPc y como consecuencia se tiene la disminución de la conductividad del K +, ya que disminuye la   probabilidad de apertura de los canales que permiten su paso, así el tiempo entre los  potenciales de acción de la célula marcapasos es menor, y por lo tanto las contracciones son más frecuentes. Luego de agregar ringer frío, la frecuencia cardíaca disminuyó debido a que el movimiento de las moléculas e iones presentes en el tejido, disminuyen la velocidad con que se mueven y por ende, disminuye la velocidad de difusión a través de la membrana. Después de bañar el corazón con solución ringer a temperatura ambiente, se revierte el efecto anterior, es decir, aumenta la velocidad de difusión de los iones a través de la membrana. Al bañar el corazón con solución ringer caliente, se aumenta la velocidad de difusión de los iones a través de las membranas, debido a que el movimiento de éstos es más rápido; de forma que se aumenta la frecuencia cardíaca. Y al agregar la solución ringer  a temperatura ambiente, el corazón retorna gradualmente a su temperatura normal, causando una disminución en la frecuencia cardíaca, hasta llegar a su frecuencia control.

Durante la experiencia de la estimulación del corazón con una pila, se comprobó que la orden de la contracción vino dada por el voltaje aplicado al corazón, y que la conducción de esta orden se da desde el punto en donde se aplica la diferencia de potencial hasta el resto del corazón; en este caso la frecuencia con que se estimulaba el corazón, era la frecuencia que determinaba las contracciones, es decir, era el marcapasos. La diferencia entre el número de veces que se estimuló el corazón y el número de contracciones observadas, se debió a que posiblemente algunos de los estímulos coincidieron con el  período refractario, por lo que estos estímulos no producían contracciones. Después de estimular el corazón con la pila, se volvió a tomar un control de todos los componentes del latido cardíaco, encontrándose que las aurículas se contraían más que el ventrículo y el seno venoso, esto indica que el marcapasos que gobernaba las contracciones del corazón era el perteneciente a la zona aurículo-ventricular, es decir, que el marcapasos del seno venoso debía estar infartado; este hecho se confirmó cuando se ató entre las aurículas y el seno venoso, y se observó que este último no siguió contrayéndose. Las pocas contracciones observadas en el ventrículo durante los primeros segundos después de amarrar el hilo entre las aurículas y el ventrículo, se debió a que el hilo  probablemente no estaba bien amarrado, por lo que aún podían despolarizarse las células del ventrículo al ritmo del marcapasos de las aurículas; ya que cuando se amarró más fuerte el nudo, el ventrículo dejó de contraerse, lo que indica que la célula marcapasos éste estaba infartada.

CONCLUSIONES •

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Se comprobó la existencia de células marcapasos en las aurículas, mientras que los marcapasos del seno venoso y del ventrículo no fueron observados debido a infartos en estas zonas. El marcapasos de las aurículas era el que gobernaba la contracción del corazón usado en la práctica. Comprobamos que: ○ La Adrenalina aumenta la frecuencia cardíaca. ○ La Acetilcolina disminuye la frecuencia cardíaca. ○ La Atropina atenúa el efecto de la acetilcolina. ○ En presencia de bajas temperatura, la frecuencia cardíaca disminuye; y en temperaturas elevadas aumenta la frecuencia cardíaca. La orden de las contracciones del corazón es eléctrica.

BIBLIOGRAFÍA

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Randall, D. Burggren, W. y French, K. 1998. Eckert Fisiología Animal. Cuarta Edición. McGraw Hill Interamericana. Madrid, España. Torres, M. L. M. 2001. Tratado de anestesia y reanimación. Volumen 1. Arán Ediciones. España.