Guia Movilizacion

GUÍA PRÁCTICA DE MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS DE CÉLULAS PROGENITORAS HEMATOPOYÉTICAS

Coordinadores: Dr. Gregorio Ángel Martín Henao. Banc de Sang i Teixits. Barcelona. Dra. Anna Sureda Balari. Institut Català d´Oncologia. Hospital Duran i Reynals. Barcelona.

ISBN: 978-84-606-6878-7

ÍNDICE

PRÓLOGO. Dr. Jordi Sierra Gil. Hospital Santa Creu i Sant Pau. Barcelona. Universidad Autónoma de Barcelona.

PERSPECTIVA HISTÓRICA DE LA MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS. Dr. Joan García López. XCELIA. División de Terapias Avanzadas. Banc de Sang i Teixits. Barcelona.

NICHO HEMATOPOYÉTICO Y MOVILIZACIÓN DE CÉLULAS MADRE HEMATOPOYÉTICAS. Dr. José Antonio Cancelas Pérez. Instituto de Enfermedades de la Sangre y Cáncer. Cincinnati Children’s Hospital Medical Center. Cincinnati, OH, EEUU.

AGENTES MOVILIZADORES. 

Movilización con factores de crecimiento. Dr. Pedro J. Marín Fernández. Servicio de Hematología y de Hemostasia. Centro de Diagnóstico Biomédico. Hospital Clínic. Barcelona.

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Movilización con quimioterapia y factores de crecimiento hematopoyéticos. Dr. Rodrigo Martino Bofarull y Dra. Irene García Cadenas. Servicio de Hematología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Barcelona.

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Movilización con nuevos agentes. Dr. Rafael F. Duarte Palomino. Servicio de Hematología. Hospital Universitario Puerta de Hierro-Majadahonda, Madrid.

ESTRATEGIAS DE MOVILIZACIÓN PARA TRASPLANTE AUTÓLOGO Y ALOGÉNICO. 

Movilización en mieloma múltiple (MM). Dra. María Victoria Mateos Manteca. Servicio de Hematología. Complejo Asistencial Universitario de Salamanca/IBSAL.

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Movilización de progenitores hematopoyéticos en pacientes con síndromes linfoproliferativos. Dra. Anna Sureda Balari. Servicio de Hematología Clínica. Institut Català d´Oncologia. Hospital Duran i Reynals. Barcelona.

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Movilización en leucemias agudas. Dr. David Valcárcel y Dr. Pere Barba. Servicio de Hematología. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona.

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Movilización en neoplasias sólidas. Dr. Julián Sevilla Navarro y Dr. Miguel Ángel Díaz Pérez. Servicio de Hemato-Oncología Pediátrica, Transfusión y Trasplante Hematopoyético. Hospital Infantil Universitario Niño Jesús. Madrid.

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Movilización en donantes sanos. Dr. Javier de la Rubia Comos. Servicio de Hematología. Hospital Universitario Doctor Peset, Valencia. Facultad de Medicina “San Vicente Mártir”, Universidad Católica de Valencia.

MONITORIZACIÓN DE LA MOVILIZACIÓN, AFÉRESIS, CRIOPRESERVACIÓN Y CONTROLES DE CALIDAD. 

Dinteles mínimos de células CD34+ circulantes que garantizan una adecuada recogida de progenitores hematopoyéticos para un trasplante autólogo. Dra. Anna Sureda Balari. Servicio de Hematología Clínica. Institut Català d´Oncologia. Hospital Duran i Reynals. Barcelona.

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Optimización de las aféresis. Dr. Joan Ramón Grífols Ronda. Banc de Sang i Teixits. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona.



Controles de calidad de las aféresis y de la criopreservación. Dr. Sergi Querol Giner y Dra. Carmen Azqueta Molluna. Área Procesamiento Celular. Banc de Sang i Teixits. Barcelona.

PRÓLOGO Dr. Jordi Sierra Gil. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau, Barcelona. Universidad Autónoma de Barcelona.

El Dr. Gregorio Martín Henao, buen hematólogo y amigo, me pidió hace un tiempo que prologara una obra que iba a promover sobre movilización de progenitores hematopoyéticos para trasplante. Inmediatamente le dije que lo haría con mucho gusto. Nunca hubiera pensado que estas líneas supondrían además un sentido y afectuoso homenaje a su persona y a su valía profesional, dado su prematuro fallecimiento. En ese momento me sentí por un lado honrado y satisfecho, al ser una oportunidad de retornar, aunque mínimamente, lo mucho que él hacía por el Servicio de Hematología de Sant Pau. Y es que cada miércoles Gregorio acudía puntualmente a nuestra sesión de trasplante para darnos soporte, riguroso y profesional, como interlocutor del Banc de Sang i Teixits de Catalunya, en aspectos como la programación y realización de aféresis, el procesado y eventual tratamiento “ex vivo” de la celularidad obtenida, las infusiones de progenitores y la logística de los trasplantes de donante no emparentado. Mi encuentro con Gregorio cada semana era también una ocasión para charlar distendidamente de diversos temas profesionales y personales; aunque casi siempre acabábamos hablando de sus dos hijas, su verdadera pasión, de cómo crecían, de cómo progresaban en sus estudios y de sus actividades extraescolares. Gregorio era un auténtico “padrazo” cuya seriedad aparente no ocultaba una profunda ternura y una gran amabilidad. Fue un mazazo para mí y para todos los que le apreciábamos saber de su repentino fallecimiento. En mi caso, sólo unos días antes había comido con él, mano a mano en el nuevo edificio del Banc de Sang i Teixits, organización de la que en esas fechas yo era Director de Investigación. Hablamos de este libro, de este prólogo y me pidió que no me retrasara. Lamentablemente lo que sucedió unos días después hizo que no sólo mi parte, sino toda la obra se demorara. Afortunadamente, la Dra. Anna Sureda, que trabajó durante más de 20 años en Sant Pau, en el hospital de la Universidad de Cambridge y recientemente nombrada Jefe de Servicio de Hematología del Hospital Duran Reynals, recogió rápidamente el testigo de Gregorio y dio un nuevo y definitivo impulso a esta obra que ahora aparece. Quisiera resaltar que esta guía de movilización y aféresis de células progenitoras hematopoyéticas, por calificarse a sí misma de “práctica” no pierde profundidad conceptual ni contenido básico. En ese sentido, en su primer capítulo se hace un repaso histórico del tema y el que le sigue a continuación trata un aspecto de reciente descubrimiento y gran actualidad, la importancia del nicho hematopoyético, de sus componentes y las características de su funcionalidad e interacciones. Los apartados siguientes revisan de forma pormenorizada las distintas pautas de movilización para trasplante autólogo y alogénico, así como las particularidades de este proceso en

distintas enfermedades. Es en esta parte donde la obra, por su utilidad, puede considerarse una guía o manual de trabajo práctico. Es importante disponer de guías que ayuden en el quehacer diario en el campo del trasplante hematopoyético, al tratarse de un procedimiento que se lleva a cabo en un número creciente de enfermos. Así, según una reciente revisión en la revista JAMA, anualmente se realizan más de 50.000 en todo el mundo, de ellos más de 21.000 alogénicos y 29.000 autólogos; en España en 2012 las cifras fueron 999 (37%) y 1.700 (63%), respectivamente. Por tanto, acceder a una información actual y sistematizada como la contenida en esta obra es fundamental para estandarizar la técnica del trasplante y obtener los mejores resultados terapéuticos. Sin duda la guía resultará de gran utilidad para el lector, por lo que le auguro un gran éxito y futuras ediciones.

Jordi Sierra Catedrático de Medicina Jefe de Servicio de Hematología Hospital de la Santa Creu i Sant Pau Universidad Autónoma de Barcelona

GUÍA PRÁCTICA DE MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS DE CÉLULAS PROGENITORAS HEMATOPOYÉTICAS

PERSPECTIVA HISTÓRICA DE LA MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS.

PERSPECTIVA HISTÓRICA DE LA MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS Dr. Joan García López. XCELIA. División de Terapias Avanzadas. Banc de Sang i Teixits, Barcelona.

Introducción Hace ya dos años mi compañero, el malogrado Gregorio Martín, apareció en mi despacho, se sentó y, con el laconismo extremeño que le caracterizaba, me dijo: “oye Juan, estoy coordinando un manual de movilización y aféresis, ya sabes..…..y he pensado que como ya eres un poco mayor (aquí endulzo sus palabras) y has visto y participado en su desarrollo, podrías hacer una introducción histórica…” Como es de suponer, y por muchos motivos su propuesta me produjo un sentimiento ambivalente, pero me sentí honrado y acepté. El destino hizo que no pudiéramos volver a tratar el tema. No obstante, he respetado la que creo que fue la esencia de su propuesta: volcar en unas pocas páginas la historia vivida de una de las transformaciones clave del trasplante de progenitores hemopoyéticos. Por supuesto, admito el posible sesgo de una interpretación demasiado personal pero espero haber cumplido el encargo. Los trasplantes hemopoyéticos son la primera forma de terapia celular plenamente establecida que, evolucionando y transformándose a través del tiempo, se ha convertido en un instrumento terapéutico fundamental en el tratamiento de gran parte de las hemopatías graves o malignas. Parte de su extensa implantación se debe a la investigación y desarrollo de tecnologías y procedimientos como los de movilización, obtención y manipulación de progenitores hemopoyéticos de sangre periférica que constituyen el núcleo del presente manual. Sin embargo, sería injusto no tomar en consideración la existencia de lo que se puede llamar “el prólogo” o las primeras piedras de este desarrollo científico y tecnológico. Este camino iniciático comienza con la introducción, a final de los 70, de las técnicas de aféresis, tanto para la obtención de granulocitos1-3 como plaquetas4 y sus derivadas posteriores que entroncaron con las primeras experiencias en la obtención de progenitores circulantes en sangre periférica, comentadas más adelante. Cabe añadir que la transfusión de granulocitos podría también considerarse como un antecesor de la terapia celular. Durante algunos años estuvo fuertemente implantada en las unidades de hematología intensiva para ser inexorablemente desplazada por la evolución de las medidas de soporte y la terapia antibiótica. Hoy en día aún se utiliza, pero solo en algunas indicaciones muy específicas y poco frecuentes.5-6 A partir de un cierto momento, que se podría situar en el final de los 80 y principio de los 90, la implantación de los procedimientos de obtención de progenitores hemopoyéticos de sangre periférica (PHSP) experimentó una fuerte evolución técnica

y un crecimiento exponencial de su implantación que ha culminado en forma de procedimientos seguros, eficaces y reproducibles. En este capítulo, de carácter esencialmente histórico deseamos resaltar los elementos y los hitos que han marcado esta evolución y que han convertido esta actividad en una herramienta asistencial de primer orden.

Obtención de PHSP en situación basal John Goldman, en 1978, probablemente fue un uno de los primeros en abordar la obtención de progenitores hemopoyéticos de sangre periférica (PHSP), en este caso en una aplicación pionera para la época: la obtención y criopreservación de dichos progenitores de pacientes afectos de leucemia mieloide crónica7; precisamente en la fase crónica, para ser parte del tratamiento, mediante su autotrasplante, en la fase acelerada o blástica de la enfermedad. Este programa, que exigía largos periodos de seguimiento de los pacientes hasta su eventual trasplante, se extendió hasta principios de los años 90 con resultados interesantes para la época. 8,9 Dicho sea de paso, esta experiencia fue uno de los desencadenantes, conjuntamente con la de algunos grupos franceses y americanos, de los primeros pasos del trasplante autólogo..…pero esa es otra historia. De la misma época destaca la experiencia del grupo de Nebraska que, apoyándose en la reciente evidencia, en aquel entonces, de la circulación permanente de los progenitores hemopoyéticos en sangre periférica, demostró que era posible realizar trasplantes autólogos o autogénicos mediante productos obtenidos en situación basal. Estos trasplantes conducían a recuperaciones hematológicas similares a los autotrasplantes de médula ósea. Abrían así una nueva área conceptual y posibilitaban el acceso a las terapias mieloablativas a pacientes en que no estaba indicada la obtención de médula ósea. No obstante, el coste de ello era la necesidad de realizar de 8 a 12 aféresis para reunir la cantidad de progenitores necesaria.10,11. A partir de estos resultados se puso en evidencia que, si bien era posible realizar trasplantes de PHSP con éxito, las aproximaciones distaban mucho de ser eficaces y eficientes en la medida deseada. Con toda seguridad debían explorarse otras indicaciones clínicas, métodos de obtención de progenitores y monitorización a tiempo real, hasta aquellos momentos inexistentes. Las siguientes décadas se encargaron de demostrar que era posible.

Las aféresis, la criopreservación y la monitorización de los PHSP En la práctica, los procesos de movilización, aféresis de PHSP, su criopreservación y monitorización están íntimamente ligados, siendo difícil que una modificación de alguno de ellos no afecte a otro elemento del conjunto. En realidad, su evolución

también ha tenido lugar de manera paralela, se podría decir que apoyándose uno en el otro. Las aféresis Las máquinas de aféresis, inicialmente voluminosas y de manejo estrictamente manual, han experimentado una evolución tecnológica similar independientemente del fabricante y su diseño. En primer lugar, se ha obtenido una marcada automatización que ha permitido obtener procesos altamente reproducibles, seguros y, en gran medida independientes de la destreza del operador; y en segundo lugar, han evolucionado hacia una minimización del volumen extracorpóreo y de las cámaras de separación12 (siempre integradas en kits desechables), que han hecho posible una mejor tolerancia clínica, el acceso a pacientes de peso reducido 13 y, finalmente, una pureza mayor del producto final en cuanto a la reducción de hematíes y granulocitos. Otra evolución de gran impacto en la práctica ha tenido lugar en relación a la búsqueda de la eficiencia de cada aféresis con el objetivo de procesar cada vez mayor volumen de sangre periférica en cada procedimiento. Se ha aumentado progresivamente, desde lo que eran unos volúmenes estándar de dos a tres volemias, hasta seis, ocho e, incluso 12 volemias por proceso. La conclusión que se puede extraer de este progreso es que “más es mejor” pero hasta un cierto límite que podría estar por debajo de las 8 volemias, por encima de las cuales no aumenta el rendimiento del sistema.14-17 El procesamiento cada vez mas frecuente de estas grandes volemias conllevó la necesidad de criopreservar mayores volúmenes totales de los productos de aféresis y, por consiguiente mayor número de bolsas si no se deseaba superar la concentración de 1x108 células/ml aceptada clásicamente en la criopreservación de médula ósea. Diversos trabajos realizados hace mas de una década pusieron en evidencia que la criopreservación a concentraciones de hasta tres veces superiores (alrededor de 300x108 células/ml), disminuía en cierta medida la viabilidad global del producto, probablemente a expensas de las células maduras. Ello, sin embargo, no se traducía en una pérdida substancial de progenitores ni afectaba a la recuperación hematológica de los pacientes trasplantados permitiendo así extraer el máximo beneficio a la práctica de aféresis de gran volumen.18 Por el contrario, los métodos de criopreservación en sí mismos, se han mantenido relativamente invariables desde su incorporación. En síntesis, han perdurado dos tendencias: la primera basada en procesos automatizados, realizados en congeladores programados que utilizan nitrógeno líquido y que generan descensos térmicos controlados y, la segunda, en procesos no automatizados mediante la introducción de los productos en congeladores mecánicos. Las diferencias de rendimiento entre una u otra tendencia son pequeñas a favor de los procedimientos automatizados. Pero estos aportan, pese a su mayor coste, un plus de reproducibilidad y trazabilidad que aseguran mejor la calidad del producto final.19,20 Las soluciones de criopreservación siguen estando basadas en la presencia del DMSO en proporciones del 5-10% con la adición, en ocasiones, de crioprotectores no penetrantes.21,22

La monitorización Un elemento crítico en la cadena de valor de la obtención de los PHSP es la monitorización global del proceso. Ello incluye el seguimiento del proceso de movilización de dichos progenitores a sangre periférica y su cuantificación a fin de determinar el número de aféresis a realizar. Durante los primeros años del trasplante de PHSP la monitorzación del proceso era, como mínimo, incierta, basada en la recolección de células mononucleadas y confirmada en ocasiones mediante cultivos clonogénicos; éstos tenían una excesiva variabilidad para ser una guía fidedigna impidiendo, además, una evaluación a tiempo real.23,24 Se puede afirmar que existe un antes y un después de la descripción de los antígenos específicos de progenitores hemopoyéticos. De entre ellos, el más reconocido y utilizado, tanto en monitorizaciones como en caracterizaciones o procesos de selección celular, es el antígeno de membrana CD34. Fue descrito a mitad de los años 80 por C. Civin25 habiéndose definido diferentes epítopos, todos ellos característicos de los progenitores hemopoyéticos trasplantables (aquí deberían introducirse matices que escapan al objetivo de este apartado). La producción masiva de diversos anticuerpos monoclonales dirigidos contra estos epítopos ha permitido que, durante más de dos décadas, la mayoría de los procesos de movilización y aféresis se basen en la cuantificación de los progenitores que exhiben este marcador. En este contexto, también es justo añadir que dos actores más han añadido valor a este proceso: en primer lugar los diseñadores y fabricantes de citómetros que han sabido adaptarse a las nuevas necesidades desarrollando aparatos cada vez más compactos, con mayores prestaciones y software más preciso y amigable 26-27 y, en segundo lugar, las sociedades científicas impulsando la estandarización y homologación tecnológica entre los diferentes centros. Los que tienen cierta trayectoria en este ámbito, fácilmente recordarán el “Protocolo ISHAGE”28 y la aportación de las acreditaciones “FACT” y “JACIE” al fomento de la calidad de estos procedimientos. Tomando en su conjunto el potencial de los procesos de aféresis y monitorización se pone en evidencia que se ha alcanzado un nivel de desarrollo que permite, prácticamente, predecir el comportamiento de cada paciente en función de las variables críticas del proceso.17, 29-31 Una de las ventajas de esta posibilidad es la capacidad de discriminar los pacientes que presentaran dificultades en la movilización y que necesitarán recursos adicionales, comentados ampliamente en los capítulos siguientes de este manual, para obtener el resultado esperado. La movilización de PHSP Se puede afirmar que la implantación definitiva del trasplante de PHSP se debe mayoritariamente al desarrollo de las técnicas de movilización de los progenitores hemopoyéticos a sangre periférica.

Sus primeros pasos se remontan a final de los años 80, cuando, a través de los cultivos celulares y las técnicas incipientes de citometría se observó que la quimioterapia intensiva producía un paso transitorio de progenitores a sangre periférica. Este hecho fisiológico fue aprovechado por diversos investigadores para realizar las primeras series de estos trasplantes de PHSP en que demostraron la posibilidad de reclutar, durante el pico de la circulación periférica de los progenitores, suficiente cantidad de éstos para reconstituir la hemopoyesis de pacientes sometidos a tratamientos mieloablativos. Una de las consecuencias prácticas de esta aproximación fue la reducción del número de aféresis necesaria, en comparación a la aproximación inicial del grupo de Kessinger.32-33 Muy poco después, fruto de la investigación básica sobre la regulación íntima de hemopoyesis se describió la acción de los factores de crecimiento y su papel en los procesos de migración entre médula ósea y sangre periférica. Progresivamente se demostró que éstos, administrados sistémicamente, son capaces de mimetizar con ventaja e incluso sinergizar con el estímulo de la quimioterapia. El primero fue, al menos en Europa, el GM-CSF34,35 aunque su vida práctica fue efímera en beneficio de un recién llegado, el G-CSF que, independientemente de las estrategias comerciales, rápidamente conquistó el mercado por su mayor eficacia y su práctica inocuidad.36-38 Aquí, cabe destacar el impulso que representó la aplicación del trasplante de PHSP en el tratamiento de tumores sólidos, mayoritariamente los carcinomas de mama. Fue una indicación también efímera, es cierto, pero durante los escasos años en que estuvo implantada, millares de pacientes fueron tratadas con protocolos extremadamente estandarizados que se tradujeron en un salto cualitativo de éste área de la hematología. Durante los últimos años hemos asistido a la consolidación del G-CSF, como el “gold standard” de los fármacos movilizadores. Se ha asociado a diferentes regímenes quimioterápicos y a otros factores de crecimiento siempre con resultados positivos.39,40 Nuevamente, ya en el siglo XXI, estamos viviendo un nuevo salto cualitativo, la aparición de factores que tienen como diana las moléculas que regulan la interacción de los PHSP con el microambiente medular. Un ejemplo son los antagonistas de las moléculas de adhesión como el Plerixafor que generan un efecto movilizador basado en una diana específica, la molécula CXCR4, que regula la unión de los progenitores al estroma medular.41-47 Estas estrategias abren ante la comunidad científica un nuevo mundo de posibilidades. Ya estamos en pleno siglo XXI y creo que aquí se acaba lo que es historia, para dejar paso a los siguientes capítulos que recogen la situación actual, y probablemente futura, de esta parcela de la ciencia médica. No obstante, a modo de conclusión y conexión con el núcleo de este manual, me gustaría añadir que la movilización y obtención de PHSP es el fruto de un largo proceso de investigación y aprendizaje de más de 30 años. En él han convergido los esfuerzos de la academia, la investigación clínica y la inversión de las empresas privadas en diferentes áreas del conocimiento: hematología, oncología, inmunología, biología celular, ingeniería, criobiología, biología molecular, estadística, y un largo etc.

A veces, es preciso recordar que detrás de un acto que hoy en día es tan rutinario como la indicación de un proceso de obtención de PHSP (sobre todo para los “recién llegados” (por favor, no me lo tomen a mal), existe un bagaje científico y tecnológico de una magnitud difícilmente mesurable.

Referencias 1. Graw RG Jr, Herzig GP, Eisel RJ, et al. Leukocyte and platelet collection from normal donors with the continuous flow blood cell separator. Transfusion. 1971 MarApr;11(2):94-101. 2. Graw RG Jr, Herzig G, Perry S, et al. Normal granulocyte transfusion therapy: treatment of septicemia due to gram-negative bacteria. N Engl J Med. 1972 Aug 24;287(8):36771. 3. Grañena A, Aranalde JM, Feliu E. et al The effectiveness of granulocyte transfusions in the treatment of severe injections in granulocytopenic patients. A controlled trial. Sangre (Barc). 1978;23(3):291-7. 4. Kurtz SR, McMican A, Carciero R, et al. Plateletpheresis experience with the Haemonetics Blood Processor 30, the IBM Blood Processor 2997, and the Fenwal CS3000 Blood Processor. Vox Sang. 1981;1(4):212-8. 5. Marfin AA, Price TH. Granulocyte Transfusion Therapy. J Intensive Care Med. 2015 Feb;30(2):79-88. 6. Oztürkmen S, Altuntaş F, Olcay L. Granulocyte transfusion therapy in paediatric patients with severe neutropenic infection. Transfus Apher Sci. 2013 Jun;48(3):381-5. 7. Goldman JM, Th'ng KH, Park DS, et al. Collection, cryopreservation and subsequent viability of haemopoietic stem cells intended for treatment of chronic granulocytic leukaemia in blast-cell transformation. Br J Haematol. 1978 Oct;40(2):185-95. 8. Goldman JM, Deisseroth AB. Use of autotransplants in chronic myeloid leukaemia.Bone Marrow Transplant. 1992;10 Suppl 1:74-6. 9. Hoyle C, Goldman J. Peripheral blood stem cell autografts in CML. Leuk Lymphoma. 1993;11 Suppl 1:271-5. 10. Kessinger A. Autologous transplantation with peripheral blood stem cells: a review of clinical results. J Clin Apher. 1990;5(2):97-9. 11. Kessinger A, Armitage JO, Landmark JD, et al. Reconstitution of human hematopoietic function with autologous cryopreserved circulating stem cells. Exp Hematol. 1986 Mar;14(3):192-6. 12. Wu FY, Heng KK, Salleh RB, et al.Comparing peripheral blood stem cell collection using the COBE Spectra, Haemonetics MCS+, and Baxter Amicus.Transfus Apher Sci. 2012 Dec;47(3):345-50. 13. Marson P, Petris MG, Messina C, et al. Peripheral blood stem cell collection in pediatric oncohematology. Experience with patients weighing less than 15 kg. Minerva Pediatr. 2000 Mar;52(3):129-35. 14. Bojanic I, Dubravcic K, Batinic D. Large volume leukapheresis: Efficacy and safety of processing patient's total blood volume six times. Transfus Apher Sci. 2011 Apr;44(2):139-47. 15. Majado MJ, Minguela A, González-García C, et al . Large-volume-apheresis facilitates autologous transplantation of hematopoietic progenitors in poor mobilizer patients. J Clin Apher. 2009;24(1):12-7. 16. Zubair AC, Rymer R, Young J, et al. Multiple myeloma patients receiving large volume leukapheresis efficiently yield enough CD34+ cells to allow double transplants. J Clin Apher. 2009;24(1):6-11.

17. Carral A, de la Rubia J, Martín G, et al. Factors influencing the collection of peripheral blood stem cells in patients with acute myeloblastic leukemia and non-myeloid malignancies. Leuk Res. 2003 Jan;27(1):5-12. 18. Cabezudo E, Dalmases C, Ruz M, et al. Leukapheresis components may be cryopreserved at high cell concentrations without additional loss of HPC function. Transfusion. 2000 Oct;40(10):1223-7. 19. Takaue Y, Abe T, Kawano Y, et al. Comparative analysis of engraftment after cryopreservation of peripheral blood stem cell autografts by controlled- versus uncontrolled-rate methods. Bone Marrow Transplant. 1994 Jun;13(6):801-4. 20. Sputtek A, Jetter S, Hummel K, et al. Cryopreservation of peripheral blood progenitor cells: characteristics of suitable techniques. Beitr Infusionsther Transfusionsmed. 1997;34:79-83. 21. Clapisson G, Salinas C, Malacher P, et al. Cryopreservation with hydroxyethylstarch (HES) + dimethylsulfoxide (DMSO) gives better results than DMSO alone. Bull Cancer. 2004 Apr;91(4):E97-102. 22. Rowley SD, Feng Z, Chen L, et al . A randomized phase III clinical trial of autologous blood stem cell transplantation comparing cryopreservation using dimethylsulfoxide vs dimethylsulfoxide with hydroxyethylstarch. Bone Marrow Transplant. 2003 Jun;31(11):1043-51. 23. Verbik DJ, Jackson JD, Pirruccello SJ, et al. Functional and phenotypic characterization of human peripheral blood stem cell harvests: a comparative analysis of cells from consecutive collections. Blood. 1995 Apr 1;85(7):1964-70. 24. Shimazaki C, Oku N, Ashihara E, et al. Collection of peripheral blood stem cells mobilized by high-dose Ara-C plus VP-16 or aclarubicin followed by recombinant human granulocyte-colony stimulating factor. Bone Marrow Transplant. 1992 Oct;10(4):341-6. 25. Civin CI, Gore SD. Antigenic analysis of hematopoiesis: a review. J Hematother. 1993 Summer;2(2):137-44. 26. Ngoma A, Saito S, Ohto H, et al. CD34+ cell enumeration by flow cytometry: a comparison of systems and methodologies. Arch Pathol Lab Med. 2011 Jul;135(7):90914. 27. Sutherland DR, Nayyar R, Acton E, et al. Comparison of two single-platform ISHAGEbased CD34 enumeration protocols on BD FACSCalibur and FACSCanto flow cytometers. Cytotherapy. 2009;11(5):595-605 28. Gratama JW, Kraan J, Keeney M, et al. Validation of the single-platform ISHAGE method for CD34(+) hematopoietic stem and progenitor cell enumeration in an international multicenter study. Cytotherapy. 2003;5(1):55-65. 29. Martino M, Callea I, Condemi A, et al. Predictive factors that affect the mobilization of CD34(+) cells in healthy donors treated with recombinant granulocyte colonystimulating factor (G-CSF). J Clin Apher. 2006 Oct;21(3):169-75. 30. Namba N, Matsuo K, Kubonishi S, et al .Prediction of number of apheresis procedures necessary in healthy donors to attain minimally required peripheral blood CD34+ cells. Transfusion. 2009 Nov;49(11):2384-9. 31. Yang SM, Chen H, Chen YH, et al. Dynamics of monocyte count: a good predictor for timing of peripheral blood stem cell collection. J Clin Apher. 2012;27(4):193-9. 32. Haas R, Hohaus S, Goldschmidt H, et al. Hematopoietic growth factors for the mobilization of peripheral blood stem cells. J Hematother. 1993 Fall;2(3):357-9. 33. Myers SE, Williams SF, Geller RB. Cyclophosphamide mobilization of peripheral blood stem cells for use in autologous transplantation after high-dose chemotherapy: clinical results in patients with contaminated or hypocellular bone marrow. J Hematother. 1992 Spring;1(1):27-33. 34. Sohn SK, Kim JG, Seo KW, et al. GM-CSF-based mobilization effect in normal healthy donors for allogeneic peripheral blood stem cell transplantation. Bone Marrow Transplant. 2002 Jul;30(2):81-6.

35. Boiron JM, Marit G, Fabéres C, et al. Collection of peripheral blood stem cells in multiple myeloma following single high-dose cyclophosphamide with and without recombinant human granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (rhGM-CSF). Bone Marrow Transplant. 1993 Jul;12(1):49-55. 36. Majolino I, Aversa F, Bacigalupo A, et al. Allogeneic transplants of rhG-CSF-mobilized peripheral blood stem cells (PBSC) from normal donors. GITMO. Gruppo Italiano Trapianto di Midollo Osseo. Haematologica. 1995 Jan-Feb;80(1):40-3. 37. Majolino I, Scimé R, Vasta S, et al. Mobilization and collection of PBSC in healthy donors: comparison between two schemes of rhG-CSF administration. Eur J Haematol. 1996 Sep;57(3):214-21. 38. Philpott NJ, Prue RL, Marsh JC, et al. G-CSF-mobilized CD34 peripheral blood stem cells are significantly less apoptotic than unstimulated peripheral blood CD34 cells: role of G-CSF as survival factor. Br J Haematol. 1997 Apr;97(1):146-52. 39. Bensinger W, DiPersio JF, McCarty JM. Improving stem cell mobilization strategies: future directions. Bone Marrow Transplant. 2009 Feb;43(3):181-95. 40. Ozcelik T, Topcuoglu P, Beksac M, et al. Mobilization of PBSCs with chemotherapy and recombinant human G-CSF: a randomized evaluation of early vs. late administration of recombinant human G-CSF. Bone Marrow Transplant. 2009 Dec;44(12):779-83. 41. Greinix HT, Worel N. New agents for mobilizing peripheral blood stem cells. Transfus Apher Sci. 2009 Aug;41(1):67-71. 42. Attolico I, Pavone V, Ostuni A, et al. Plerixafor added to chemotherapy plus G-CSF is safe and allows adequate PBSC collection in predicted poor mobilizer patients with multiple myeloma or lymphoma. Biol Blood Marrow Transplant. 2012 Feb;18(2):241-9. 43. Lemoli RM. New strategies for stem cell mobilization.Mediterr J Hematol Infect Dis. 2012;4(1):e2012066. 44. Lanza F, Lemoli RM, Olivieri A, et al. Factors affecting successful mobilization with plerixafor: an Italian prospective survey in 215 patients with multiple myeloma and lymphoma. Transfusion. 2013 Jun 19.

GUÍA PRÁCTICA DE MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS DE CÉLULAS PROGENITORAS HEMATOPOYÉTICAS

NICHO HEMATOPOYÉTICO Y MOVILIZACIÓN DE CÉLULAS MADRE HEMATOPOYÉTICAS.

EL NICHO HEMATOPOYÉTICO Y MOVILIZACIÓN DE CÉLULAS MADRES HEMATOPOYÉTICAS Dr. José A. Cancelas Pérez. Director Asociado, Banco de Sangre Hoxworth. Universidad de Cincinnati. Líder del Programa de Células Progenitoras. Instituto de Enfermedades de la Sangre y Cáncer. Cincinnati Children’s Hospital Medical Center. Cincinnati, OH, EEUU.

Introducción La médula ósea (MO) contiene un microambiente o nicho donde las células hematopoyéticas y no hematopoyéticas están en constante cooperación para mantener el proceso homeostático más activo de los seres vivos; la hematopoyesis. Las células hematopoyéticas de la MO contienen poblaciones celulares con capacidad de autorenovación (células progenitoras hematopoyéticas, las CPH) y progenitores hematopoyéticos comprometidos a una línea celular (las CPH/P). El microambiente de la MO de los mamíferos está constituido por varios tipos de células, las células del estroma y progenitores mesenquimales, osteoblastos y osteoprogenitores perivasculares, células endoteliales, fibroblastos, adipocitos rodeados por una matriz extracelular compleja. En condiciones basales, un pequeño número de las CPH policlonales abandonan la MO, entran en los tejidos y posteriormente regresan a la MO y a otros nichos hematopoyéticos a través de la sangre y la linfa.1 El tráfico de las CPH se asocia con patrones de actividad circadianos. La circulación de las CPH/P se da en nichos específicos de la MO que favorecen la supervivencia, la auto-renovación y diferenciación, y sólo el anidamiento de las CPH en estos nichos de la MO es capaz de mantener la hematopoyesis a largo plazo. Mientras que la función de esta circulación está siendo objeto de debate, el movimiento de las CPH y de los progenitores hematopoyéticos (las CPH/P) hacia y desde su nicho de la MO a la periferia ha sido utilizada con éxito en el trasplante de las CPH en casos de insuficiencia medular o la terapia celular para la remodelación del corazón después de un infarto de miocardio. El uso de células madre de sangre periférica movilizadas ha sustituido en gran medida el uso de la MO como fuente de células madre para trasplante alogénico y autólogo. G-CSF con o sin quimioterapia ha sido el régimen más comúnmente utilizado para la movilización de células madre. Sin embargo, existen algunos donantes o pacientes que no logran movilizar suficientes CPH/P con capacidad de lograr la reconstitución en el huésped. La hematopoyesis después del trasplante es un proceso de múltiples pasos, pero en algunos casos, la eficacia está limitada por un insuficiente número de CPH o por la incapacidad de las mismas para anidar en nichos de la MO, resultando en una baja eficiencia del injerto hematopoyético. La migración de las CPH/P de la MO a la sangre y su regreso a la MO se guía por una compleja interacción de varios mecanismos moleculares y celulares. Inicialmente, la interrupción de los mecanismos de anclaje entre las CPH/P y el microambiente que las rodea permite a las CPH/P dejar su nicho, mientras que el aumento del gradiente de concentraciones de sustancias quimiotácticas (por ejemplo, lípidos y quimoquinas) fuera del nicho de la MO proporciona un estímulo migratorio.2,3 Sin embargo, otros mecanismos, con reducido coste metabólico y actividad local, también parece que están implicados en este

proceso: la transmisión de señales neuronales 4 o depósito local de las sustancias mensajeras por las plaquetas y micropartículas.5 Como resultado de todo ello, varias líneas de investigación han proporcionado información crucial sobre las señales extrínsecas necesarias para la migración de las CPH y su anidamiento. Este capítulo no intenta proporcionar una visión completa de los mecanismos de movilización de CPH dependientes del nicho hematopoyético sino más bien un resumen de las señales más relevantes y estudiadas que ocurren en el nicho hematopoyético durante la movilización, y tienen relevancia clínica para explicar su uso en movilización de progenitores hematopoyéticos hoy en día y los posibles métodos alternativos que pueden ser aprobados en el futuro para el uso clínico en la movilización de progenitores y células madre hematopoyéticas.

El nicho hematopoyético en 2015 En 1978, Schofield propuso una hipótesis en la que las células madre se encuentran en asociación con otras células que determinan su comportamiento, el llamado ''nicho de células madre”.6 Esta hipótesis ha sido probada en varios modelos in vivo demostrando la evidencia. El nicho de células madre representa un sistema complejo compuesto de las propias células madre, así como de diversos componentes "matriz" celulares y arquitectónicos que proporcionan un microambiente que regula la entrada y el comportamiento de células madre. El mantenimiento celular, la supervivencia, la autorenovación y la iniciación de la diferenciación dependen de la relación íntima entre las células madre, su nicho y otros factores ambientales sistémicos necesarios para la regulación homeostática de la diferenciación de las células de la sangre (revisado en 7,8,9). La microanatomía de la la MO es compleja. La MO es un tejido reticular que contiene una red densa de senos medulares, células sanguíneas y sus precursores, dentro de los espacios perivasculares entre los capilares sinusoidales. Durante el desarrollo, la migración de las CPH hace que lleguen hasta los microambientes de la MO donde entran gradualmente en reposo10 y resisten a la apoptosis11. Esta migración no es estática, sino dinámica y las CPH permanecen en circulación dentro y fuera del hueso pasando intervalos cortos de tiempo en la circulación sistémica. El tiempo de permanencia de las CPH en la circulación es muy corto, tan sólo unos pocos segundos, como se ha demostrado en ratones parabioticos12 y la mayoría de las CPH transmigran diariamente en ciclos circadianos13 controlados por señales inflamatorias mediadas por neutrófilos.14 La identificación de las células de nicho en la médula ósea ha sido complicada debido a su ubicación dentro del tejido óseo, la dificultad para identificar marcadores específicos que identifican subconjuntos de células del estroma y el cambio frecuente de marcadores genéticos de linajes mesenquimales. Debido a estos problemas, ha habido informes contradictorios sobre la identidad de las células que forman el nicho hematopoyético. Clásicamente, se han descrito dos tipos de nichos. El primero, llamado endostal, se encuentra en la región endostal del hueso, justo dentro de la capa de osteoblastos que forma el endostio. Se ha postulado que éste es un nicho que mantiene las CPH en estado quiescente.15-17 Un segundo nicho llamado nicho vascular, también se ha descrito, y es donde la mayor parte de las CPH se encuentran en contacto o cerca de los vasos

sanguíneos.18-20 La diferencia entre estos dos nichos es probablemente difícil de establecer microanatómicamente, ya que la región endostal es rica en vasos.21, 22 La identidad de las células que componen el nicho hematopoyético se ha estudiado a través de la expresión de marcadores específicos o a través de los componentes activos que influyen en la actividad de las CPH. Usando marcadores más o menos específicos, los componentes de las células del nicho incluyen osteoblastos15,23 y osteoprogenitores24, células progenitoras mesenquimales (CPM) que expresan nestina25, células de Schwann26, células perivasculares21 y células endoteliales.19 La expresión de quimoquinas o citoquinas en el nicho de células progenitoras ha demostrado la relación de los tipos de células mencionados anteriormente con la expresión de CXCL12 13,25,27-29, del factor SCF19,20,30,31, del factor de crecimiento transformante TGF- 26,32, que son importantes reguladores de la migración de las CPH, su quiescencia y/o capacidad de auto-renovación. Se han identificado diferentes poblaciones específicas de células que expresan CXCL12 o SCF19,33. Las células reticulares presentan una alta expresión de CXCL12 (células CAR) y han demostrado ser células perivasculares en gran medida, mientras que las células endoteliales y osteoblastos de hueso expresan niveles más bajos de CXCL12 34. La ablación de las células CAR conduce a una reducción en la frecuencia de las CPH, así como de progenitores linfoides y eritroides35. La supresión de CXCL12 en los osteoblastos murinos no conduce a ninguna alteración en la calidad o frecuencia de las CPH, o en el número de células progenitoras mieloides o eritroides 34,35. Sin embargo, estos ratones muestran niveles significativamente más bajos de células T y de la reconstitución de células B y un menor número de progenitores linfoides en la médula ósea, lo que indica que los progenitores linfoides inmaduros se acumulan en la zona adyacente al endostio34. No obstante, la supresión condicional de CXCL12 en osteoprogenitores conduce a la movilización de progenitores hematopoyéticos de sangre periférica y bazo 34, lo que sugiere papeles diferenciales de CXCL12 en diferentes ambientes de la MO. La supresión de CXCL12 en osteoprogenitores, pero no en los osteoblastos maduros, reduce el número de células progenitoras linfoides B, que es consistente con los resultados después de la eliminación de las células CAR31 y es compatible con la función de los osteoprogenitores en el compromiso B linfoide. La eliminación de células endoteliales que expresan CXCL12 ha revelado que las células endoteliales sintetizan una cantidad relativamente modesta de CXCL12 en comparación con otras células del estroma. En consecuencia, solo se encontraron defectos mínimos en la actividad de las CPH en estos ratones 20,30 lo que sugiere una contribución restringida de las células endoteliales, derivadas de su expresión y secreción de CXCL12. Utilizando enfoques similares, el factor SCF es expresado principalmente por las células endoteliales y perivasculares del nicho hematopoyético con capacidad de expresar el receptor de leptina.19 Dado que la mayor parte del efecto de SCF se asocia a la expresión de su forma no soluble de SCF, anclada a la membrana,36, 37 estos datos sugieren que el SCF endotelial/perivascular puede mediar la actividad dependiente de célula a célula de contacto en el nicho vascular. En resumen, los modelos de células específicas de supresión de genes para CXCL12 y SCF han demostrado que es más probable que el nicho endosteal sea necesario para la actividad progenitora linfoide pero no para las CPH, mientras que el espacio perivascular ha planteado la hipótesis de ser un sitio donde se encuentran las CPH y los progenitores mieloides.

Movilizar o no movilizar: una cuestión de la integración de las señales intracelulares. El tráfico de las CPH entre la MO y los compartimentos de sangre implican que las CPH/P que emigran han de polarizarse, adherirse y migrar a través de la matriz circundante. De esta forma, dejando los nichos de médula ósea, siguiendo un gradiente de quimoquinas, gradientes invertidos u otros estímulos, vuelven a la MO, transmigran a través del endotelio y vuelven a adherirse a sus nichos de la MO. Una similar activación/interrupción de las adhesiones focales y reordenamientos del citoesqueleto son necesarios para la adhesión celular, la migración transendotelial activa y la entrada a la circulación o el tejido en la MO. Una multitud de señales de activación e inhibición se integran, durante el procesamiento intracelular de estímulos, con el fin de proporcionar una respuesta celular orquestada.38-40 El acoplamiento de quimoquinas, citoquinas, proteínas de la matriz extracelular del estroma y ligandos de la membrana celular, con sus integrinas afines como señalización de moléculas de adhesión, acoplados a la proteína G y los receptores de tirosina quinasa, conduce a la activación de múltiples vías de señalización. A continuación, repasamos las mejores vías conocidas de las CPH/P de señalización responsables de las decisiones migratorias o anclaje secundarias al uso clínico de agentes movilizadores de CPH.

La movilización por G-CSF (filgastrim) y AMD3100 (plerixafor) y sus mecanismos de acción en el nicho hematopoyético En humanos, una serie de citoquinas hematopoyéticas han sido asociadas con la proliferación de células inmaduras y diferenciación a células maduras que pueden facilitar la salida por destruir la integridad ósea de forma enzimática. Aquí se incluyen algunas moléculas de retención del estroma (principalmente de G-CSF, pero también GM-CSF y SCF). Una intervención directa en CXCR4 se ha traducido con éxito en la clínica. Factores de crecimiento hematopoyético, tales como G-CSF, han sido amplia y clínicamente utilizados para movilizar las CPH en sangre periférica.41 Después de 4-5 días de estimulación con G-CSF, la celularidad de la MO se incrementa notablemente incluyendo la liberación de células maduras, precursores, progenitores y CPH a la sangre periférica. La MO tratada con G-CSF está parcialmente destruida por proteasas de origen granulocítico. El endostio osteoblástico esta atenuado y empobrecido en células mesenquimales. Los vasos sanguíneos muestran una elevada permeabilidad y hay un gran incremento de células muertas en la MO.42-45 Se ha postulado que el G-CSF induce movilización de las CPH mediante degradación de CXCL12 a través de la estimulación de las actividades proteasa (por ejemplo, neutrófilos serina proteasas, catepsinas, elastasa, metaloproteinasas de matriz (MMP), y CD26).44,46,47 G-CSF también parece regular la movilización de las CPH a través de acciones sobre el remodelado óseo. Un estudio reciente mostró que el G-CSF escinde CXCL12 en la médula ósea mediante la mejora de la expresión de MMP9 y la catepsina K en los osteoclastos.48 También se demostró que el G-CSF reduce los niveles de CXCL12 en la médula ósea mediante la inhibición directa de la actividad osteoblástica.49 Aunque la clásica visión de movilización de CPH depende de la liberación de proteasas,

diferentes estudios han demostrado que la ausencia de proteasas no elimina la movilización hematopoyética y por tanto, es dispensable para la movilización de CPH.50 Estudios del grupo de Paul Frenette han sugerido un papel del sistema nervioso simpático en la liberación de CPH de la MO a la circulación en situación basal y tras tratamiento con G-CSF29, mostrando que la simpatectomía o inhibición farmacológica o genética de la producción de noradrenalina o el bloqueo de los receptores β-adrenérgicos reducen la movilización espontánea, mientras que la estimulación de estas vías aumenta la movilización.29,51 De acuerdo con estos estudios, las terminaciones nerviosas simpáticas abundan en la MO, con un impacto directo en los recuentos de CPH en la circulación. Una hipótesis alternativa posible es que las señales de β-adrenérgicos mantienen la integridad del nicho celular y que su perturbación por lo tanto conduce indirectamente a frenar la salida celular. Más recientemente, se propuso la hipótesis de que el G-CSF afecta a la movilización al actuar como un potente inhibidor de la recaptación de noradrenalina. Los datos mostraron un aumento moderado de G-CSF, mediado por la movilización, en ratones en tratamiento prolongado con un clásico tricíclico antidepresivo no selectivo que actúa como inhibidor de la recaptación de noradrenalina,51 llegando a proponerse el uso de compuestos con actividad adrenérgica en donantes humanos para aumentar la movilización de las respuestas clínicas a G-CSF.52 Como se ha mencionado antes, una de las moléculas mejor estudiadas que participan en el anidamiento de las CPH es la quimoquina CXCL12, que se expresa por varios tipos de células en la médula ósea.53 CXCL12 (también conocida como SDF-1α) se aisló primero a partir de sobrenadantes de cultivo de células del estroma y es el ligando específico para el receptor acoplado a la proteína G, CXCR4, que se expresa en las CPH, progenitores de células B y los linfocitos de sangre periférica.54-57 Se cree que la unión de CXCL12 con CXCR4, juega un papel importante en la regulación de recalada, retención, adhesión, y supervivencia de las CPH a través de vías principales, incluyendo PI3K/Akt, MAPK-ERK, y JAK/STAT.57-60 CXCL12 activa MAPK, especialmente ERK1 y ERK2, en la CPH.61,62 AMD3100 (plerixafor),63 un antagonista de CXCR4, induce la movilización de las CPH normales en ratones y seres humanos, y ejerce un efecto sinérgico cuando se administra en la movilización con G-CSF.64,65 Además, se ha sugerido que AMD3100 puede tener también un efecto de movilización de la célula leucémica.66 Además, la evidencia sugiere que el sistema nervioso central participa en la movilización de las CPH desde el nicho osteoblástico a través del eje CXCL12/CXCR4. La adhesión de las integrinas puede desencadenar señales de vuelta a la célula que expresa la integrina a través de una variedad de cascadas de señalización, denominados colectivamente como “de fuera a dentro”. Las integrinas pueden activar ERK, tanto por la vía quinasa de adhesión focal (FAK) dependiente de los mecanismos, como por la FAKindependiente.

Efectos de otros agentes movilizadores, no usados en la clínica, sobre el nicho hematopoyético Efectos sobre las integrinas celulares. Los receptores de integrinas son proteínas transmembrana formadas por heterodímeros enlazados no covalentemente de cadenas  y . Hasta la fecha, se conocen en mamíferos 18 cadenas  y 8 cadenas . Todos son glicoproteínas transmembrana de tipo I con una cola citoplasmática generalmente corta, una hélice que atraviesa la membrana y una gran fracción extracelular con múltiples dominios. Las subunidades de integrina se pueden combinar para formar al menos 24 heterodímeros funcionales, cada uno de los cuales se une a una matriz específica de las proteínas ECM, o moléculas de adhesión celular (CAM) que por lo tanto pueden actuar como contra-receptores. El perfil de expresión de las integrinas de las CPH/P es complejo y heterogéneo con diferencias de expresión en subpoblaciones de CPH/P. La integrina 1 se expresa en altos niveles en las CPH, media en su adhesión a los nichos hematopoyéticos y se ha asociado al mantenimiento de la quiescencia de las CPH.67 Por otro lado, las 3-integrinas están también altamente expresadas en la población de CPH/P y su expresión se correlaciona con su nivel de quiescencia.68 Además, las CPH, dotadas de una alta capacidad para inducir la hematopoyesis a largo plazo, se caracterizan por la sobreexpresión de la subunidad de la integrina 2.69 Los principales determinantes de la adhesión de las integrinas de CPH/P al nicho hematopoyético son 4/ 1 y 5/ 1, cuyos contrarreceptores son fibronectina o el ligando de superficie de la célula VCAM-1. De hecho, la integrina 4 parece ser crucial para la adhesión y su expresión es distinta en las CPH de MO en comparación con las CPH/P circulantes. El papel de las integrinas α4 y su ligando VCAM-1 en la retención de las CPH se ha evaluado en ratones deficientes en integrinas α4 o VCAM-1 demostrando que la deficiencia de este eje da lugar a la movilización de CPH/P.70 Resultados similares se observaron en ratones en los que VCAM-1 fue eliminado en células endoteliales.71 El uso de anticuerpos contra la integrina α4, el anticuerpo monoclonal natalizumab, moviliza las células CD34+ progenitoras hematopoyéticas en pacientes que sufren esclerosis múltiple.72 Recientemente, la proteína p62 del osteoblasto, también llamada Sequestosoma 1 (SQSTM1), que es una proteína de andamiaje que funciona como regulador del tráfico del flujo de señalización celular, ha sido relacionada con el papel del microambiente en la movilización de CPH/P en colaboración con macrófagos especializados denominados “osteomacs”.73 Las consecuencias entre la integrina y la biología del hueso, los osteoblastos y la diferenciación en particular, no se ha estudiado ampliamente pero los autores podrían revelar que la pérdida de p62 en osteoblastos modula la señalización dependiente de unión célula-a-célula de macrófagos con osteoblastos afectando a una vía de señalización que conectaría la kinasa de adhesión focal FAK del osteoblasto con la translocación de NFkappa B e inducen una reducida expresión de CCl4 y la liberación concomitante de CPH/P del nicho osteoblástico en la MO.

El óxido nítrico y la guanosina monofosfato cíclica (GMPc) El óxido nítrico (NO) es un radical altamente reactivo y multifuncional y está implicado en la señalización de la inmunidad, la angiogénesis, la neurotransmisión, agregación plaquetaria y también promueve la transmisión sináptica y acciones citostáticas/citotóxicas de los macrófagos. El NO tiene una función importante en el microambiente de las células madre de la MO como mediador molecular en el control del nicho hematopoyético. En el pez cebra y en ratones, el NO desempeña un papel fundamental en la formación de CPH.74,75 La enzima NO sintasa, NOS, cataliza la oxidación de la L-arginina a L-citrulina y NO, con tetrahidrobioterina y NADPH como cofactores esenciales. Se han identificado tres isoformas de NOS y se han nombrado según el tipo de célula o las condiciones en que fueron descritas por primera vez: NOS endotelial (eNOS), NOS neuronal (nNOS) y NOS inducible o inflamatoria (iNOS). Las tres isoformas de NOS han mostrado expresión en las células hematopoyéticas de MO de humanos y ratones.75 El NO se genera y extiende por las células de músculo liso y pericitos perivasculares del nicho hematopoyético. A continuación, se une al hierro dentro del grupo hemo de la guanilil ciclasa (GC) y produce un cambio conformacional que conduce a la activación de dicho enzima. El posterior aumento del nivel de GMPc es responsable de la mayoría de los efectos fisiológicos del NO. El uso de donantes de NO resulta en una disminución de la adhesión de células activadas por el receptor acoplado a la proteína G76 y en movilización de CPH. La señalización inducida por el NO induce movilización de CPH/P, que es críticamente dependiente de la unión de la integrina 4 a su ligando VCAM-1.72,78,79. Trifosfatasas de guanosina (GTPasas) Rho Las GTPasas Rho son miembros de la superfamilia de Ras y actúan como interruptores moleculares para el control de múltiples procesos celulares, tales como la migración, fagocitosis, la progresión del ciclo celular y la apoptosis. El uso de genes de ratones transgénicos y una variedad de métodos de cultivo de MO especializados confirman las funciones esenciales de GTPasas Rho en las funciones de células sanguíneas, particularmente en respuesta a integrinas y a la activación de receptores de citoquinas y quimoquinas. La señalización por debajo de las GTPasas Rho Rac1 y Rac2 regula el citoesqueleto y la motilidad celular y son esenciales para la retención de CPH en la MO.80 Rac1 y Rac2 integran señales de integrinas β1-y c-kit en las CPH/P.81 Aunque Rac1 y Rac2 son altamente homólogas, tienen funciones en las CPH/P muy distintas. Rac1 es necesaria para el anidamiento de CPH/P en el espacio endosteal de la MO. La deficiencia de Rac2 disminuye la retención de CPH/P en la MO resultando en una movilización que duplica el número de CPH/P en circulación. La doble deficiencia de Rac1 y Rac2 induce la movilización de CPH/P de la MO a la sangre periférica debido a la disminución de la adhesión al microambiente medular.79 Otra GTPasa Rho es Cdc42. La deleción genética de Cdc42 y del activador del nucleótido de guanosina Cdc42 (Cdc42 GAP), que funciona como un regulador negativo de Cdc42, da lugar a la movilización de CPH/P, reducción de la retención de CPH/P en la MO y el bazo, que se correlaciona con deficiencia de polimerización de actina, reducción de la adhesión, migración y el injerto hematopoyético de CPH.82,83

Otra GTPasa Rho llamada RhoH tiene una función inhibidora en la que juega un papel opuesto al de GTPasas Rac en el tráfico de CPH/P. Mediante la activación de Rac1, la deficiencia de RhoH en CPH/P resulta en un incremento en la capacidad migratoria hacia CXCL12 y la sobreexpresión de RhoH inhibe la polimerización de la actina F y reduce las respuestas quimiotácticas para CXCL12.84 Es interesante resaltar el efecto de angiotensina sobre la movilización de progenitores y células madre hematopoyéticas a través de la señalización de Rho GTPasas. La angiotensina-II (Ang-II) señaliza, a través de los receptores de Ang-II (receptor de tipo 1; AT1R y receptor de tipo 2; AT2R), células endoteliales en la médula ósea y CPH/P para controlar su tráfico en condiciones patológicas. En un estudio reciente, a través de la utilización de ratones con enfermedad de células falciformes y muestras de pacientes con anemia falciforme,85 los autores confirman que hiperangiotensinemias agudas y crónicas resultan en un aumento circulatorio de CPH/P, que puede ser revertido farmacológicamente o genéticamente por la deficiencia microambiental de función del receptor AT2R, resultando en perdida de adherencia de CPH/P a las células endoteliales de la MO a través de distintos cambios en el equilibrio de las Rho GTPasas, Rho y Rac, y en reordenamientos del citoesqueleto en ambas las células endoteliales y los progenitores hematopoyéticos y células madre.

El transporte de iones y el tráfico de CPH Se han detectado múltiples corrientes de los canales de iones funcionales en diferentes tipos de células madre. El flujo de calcio y potasio son los más importantes debido a sus múltiples efectos intracelulares. En las células que se movilizan, el calcio tiene un papel multifuncional en la detección de la dirección, la redistribución del citoesqueleto, la generación de fuerza de tracción, y la reubicación de las adhesiones focales con el microambiente hematopoyético de los nichos medulares. La concentración de calcio intracelular sirve como un regulador de la distribución espacial de las CPH controlando la coordinación de la migración mediante la retracción de la parte trasera y la protrusión hacia delante. El contenido mineral iónico del nicho contribuye a la localización preferencial de las CPH. Las CPH expresan el receptor de detección de Ca2+ (CaR) que los ancla al endostio rico en pirofosfato cálcico (hidroxiapatita).86 Ratones prenatales deficientes en el CaR tienen un mayor número de CPH/P en circulación y hematopoyesis extramedular en el bazo, pero hipocelularidad en MO. Las CPH en el hígado fetal de los ratones deficientes en CaR son capaces de anidar en la MO pero son incapaces de localizarse específicamente en el endostio.86 La estimulación farmacológica utilizando el agonista de CaR, cinacalcet, incrementa el anidamiento de las CPH en el nicho endosteal in vivo e induce un aumento en la adhesión in vitro de moléculas de la matriz extracelular tales como colágeno I y fibronectina, y un incremento en la migración hacia el estímulo quimiotáctico, CXCL12.87 En pacientes hipertensos, los fármacos que bloquean los canales de calcio inducen la liberación a sangre periférica de varias poblaciones de células CD34+ independientemente del nivel de atenuación de la presión arterial.88

Cada vez hay más pruebas que indican que, en la membrana, los canales de potasio iónicos son críticos para la supervivencia y la regulación de la proliferación celular, la diferenciación y la apoptosis de las células. Aún más importante, cuando se inhiben los canales de potasio, la migración de CPH se ve afectada. Los canales de potasio son una familia heterogénea de proteínas de membrana que median la salida de potasio, lo que resulta en un aumento de las concentraciones de potasio extracelular local. Esto se ha propuesto como un mecanismo que estimula o guía la migración celular.89 La señal eléctrica generada por la activación de canales de potasio (es decir, la hiperpolarización) o la inhibición (es decir, la despolarización) se traduce en una modulación de la relación de las PtdIns (4,5) P2 (PIP2) a PtdIns (3,4,5) P3 (PIP3). La importancia potencial de esta actividad radica en el hecho de que PIP2 y PIP3 son reguladores clave de la dinámica de la actina90 y de la quimiotaxis91,92 respectivamente. Los canales de potasio interactúan directamente con las proteínas que son cruciales para la migración celular, tales como integrinas 89 y la FAK (kinasa de adhesión focal).93 Se cree que la activación de canales potasio para modular la función celular se realiza a través de diferentes mecanismos. Al cambiar el potencial de membrana (Vm), los canales de potasio alteran la fuerza motriz para otros iones, y especialmente la del calcio, que controla la migración a varios niveles.94 El canal de voltaje Kv1.3 interactúa físicamente con las integrinas 1 y modula la adhesión celular y la migración mientras que el canal de potasio Kv11.1 parece expresarse diferencialmente en las células CD34+/CD38-/CD123++ de leucemias mieloides agudas pero no en células normales CD34+/CD38- (Li H 2008) de la MO.95

Perspectivas de futuro en la movilización de CPH en relación con su nicho medular La gran pregunta que queda aún por responder es: ¿por qué tenemos CPH circulando en la sangre y cuál es su función? Si tenemos respuesta a esta pregunta, podremos preguntarnos en una segunda fase si nuestros conocimientos sobre los mecanismos y procesos de movilización podrían tener una utilidad superior en el contexto de su recolección y uso para trasplante hematopoyético. El estudio detallado de los aspectos microanatómicos y funcionales del nicho de las CPH en la MO nos ha permitido establecer algunos de los mecanismos responsables de la circulación de CPH en condiciones basales y tras tratamiento con agentes movilizadores. Las aplicaciones clínicas de la movilización de CPH han llegado más deprisa que nuestro conocimiento de los mecanismos de acción en los humanos o en modelos animales. Este capítulo no es más que la introducción a todo un complejo mundo de interacciones celulares y moleculares, cuyo estudio y análisis son necesarios para su aplicación a la medicina molecular de nuestro siglo XXI.

Referencias 1. Massberg S, Schaerli P, Knezevic-Maramica I, Kollnberger M, Tubo N, Moseman EA, et al. Immunosurveillance by hematopoietic progenitor cells trafficking through blood, lymph, and peripheral tissues. Cell. 2007; 131(5): 994-1008. 2. Heissig B, Hattori K, Dias S, Friedrich M, Ferris B, Hackett NR, et al. Recruitment of stem and progenitor cells from the bone marrow niche requires MMP-9 mediated release of kit-ligand. Cell. 2002; 109(5): 625-37. 3. Ceradini DJ, Kulkarni AR, Callaghan MJ, Tepper OM, Bastidas N, Kleinman ME, et al. Progenitor cell trafficking is regulated by hypoxic gradients through HIF-1 induction of SDF-1. Nature medicine. 2004; 10(8): 858-64. 4. Broome CS, Whetton AD, Miyan JA. Neuropeptide control of bone marrow neutrophil production is mediated by both direct and indirect effects on CFU-GM. British journal of haematology. 2000; 108(1): 140-50. 5. Stellos K, Langer H, Daub K, Schoenberger T, Gauss A, Geisler T, et al. Plateletderived stromal cell-derived factor-1 regulates adhesion and promotes differentiation of human CD34+ cells to endothelial progenitor cells. Circulation. 2008; 117(2): 20615. 6. Schofield R. The relationship between the spleen colony-forming cell and the haemopoietic stem cell. Blood cells. 1978; 4(1-2): 7-25. 7. Park D, Sykes DB, Scadden DT. The hematopoietic stem cell niche. Front Biosci. 2012; 17: 30-9. 8. Frenette PS, Pinho S, Lucas D, Scheiermann C. Mesenchymal stem cell: keystone of the hematopoietic stem cell niche and a stepping-stone for regenerative medicine. Annual review of immunology. 2013; 31: 285-316. 9. Hanoun M, Frenette PS. This niche is a maze; an amazing niche. Cell stem cell. 2013; 12(4): 391-2. 10. Wilson A, Trumpp A. Bone-marrow haematopoietic-stem-cell niches. Nature reviews Immunology. 2006; 6(2): 93-106. 11. Arai F, Suda T. Regulation of hematopoietic stem cells in the osteoblastic niche. Advances in experimental medicine and biology. 2007; 602: 61-7. 12. Wright DE, Wagers AJ, Gulati AP, Johnson FL, Weissman IL. Physiological migration of hematopoietic stem and progenitor cells. Science. 2001; 294(5548): 1933-6. 13. Mendez-Ferrer S, Lucas D, Battista M, Frenette PS. Haematopoietic stem cell release is regulated by circadian oscillations. Nature. 2008; 452(7186): 442-7. 14. Casanova-Acebes M, Pitaval C, Weiss LA, Nombela-Arrieta C, Chevre R, N AG, et al. Rhythmic Modulation of the Hematopoietic Niche through Neutrophil Clearance. Cell. 2013; 153(5): 1025-35. 15. Calvi LM, Adams GB, Weibrecht KW, Weber JM, Olson DP, Knight MC, et al. Osteoblastic cells regulate the haematopoietic stem cell niche. Nature. 2003; 425(6960): 841-6. 16. Li L, Clevers H. Coexistence of quiescent and active adult stem cells in mammals. Science. 2010; 327(5965): 542-5. 17. Sugimura R, He XC, Venkatraman A, Arai F, Box A, Semerad C, et al. Noncanonical Wnt signaling maintains hematopoietic stem cells in the niche. Cell. 2012; 150(2): 351-65. 18. Kiel MJ, Morrison SJ. Uncertainty in the niches that maintain haematopoietic stem cells. Nature reviews Immunology. 2008; 8(4): 290-301.

19. Ding L, Saunders TL, Enikolopov G, Morrison SJ. Endothelial and perivascular cells maintain haematopoietic stem cells. Nature. 2012; 481(7382): 457-62. 20. Ding L, Morrison SJ. Haematopoietic stem cells and early lymphoid progenitors occupy distinct bone marrow niches. Nature. 2013; 495(7440): 231-5. 21. Lichtman MA. The ultrastructure of the hemopoietic environment of the marrow: a review. Experimental hematology. 1981; 9(4): 391-410. 22. Nilsson SK, Johnston HM, Coverdale JA. Spatial localization of transplanted hemopoietic stem cells: inferences for the localization of stem cell niches. Blood. 2001; 97(8): 2293-9. 23. Zhang J, Niu C, Ye L, Huang H, He X, Tong WG, et al. Identification of the haematopoietic stem cell niche and control of the niche size. Nature. 2003; 425(6960): 836-41. 24. Xie Y, Yin T, Wiegraebe W, He XC, Miller D, Stark D, et al. Detection of functional haematopoietic stem cell niche using real-time imaging. Nature. 2009; 457(7225): 97101. 25. Mendez-Ferrer S, Michurina TV, Ferraro F, Mazloom AR, Macarthur BD, Lira SA, et al. Mesenchymal and haematopoietic stem cells form a unique bone marrow niche. Nature. 2010; 466(7308): 829-34. 26. Yamazaki S, Ema H, Karlsson G, Yamaguchi T, Miyoshi H, Shioda S, et al. Nonmyelinating Schwann cells maintain hematopoietic stem cell hibernation in the bone marrow niche. Cell. 2011; 147(5): 1146-58. 27. Nagasawa T, Hirota S, Tachibana K, Takakura N, Nishikawa S, Kitamura Y, et al. Defects of B-cell lymphopoiesis and bone-marrow myelopoiesis in mice lacking the CXC chemokine PBSF/SDF-1. Nature. 1996; 382(6592): 635-8. 28. Nagasawa T, Nakajima T, Tachibana K, Iizasa H, Bleul CC, Yoshie O, et al. Molecular cloning and characterization of a murine pre-B-cell growth-stimulating factor/stromal cell-derived factor 1 receptor, a murine homolog of the human immunodeficiency virus 1 entry coreceptor fusin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1996; 93(25): 14726-9. 29. Katayama Y, Battista M, Kao WM, Hidalgo A, Peired AJ, Thomas SA, et al. Signals from the sympathetic nervous system regulate hematopoietic stem cell egress from bone marrow. Cell. 2006; 124(2): 407-21. 30. Greenbaum A, Hsu YM, Day RB, Schuettpelz LG, Christopher MJ, Borgerding JN, et al. CXCL12 in early mesenchymal progenitors is required for haematopoietic stemcell maintenance. Nature. 2013; 495(7440): 227-30. 31. Omatsu Y, Sugiyama T, Kohara H, Kondoh G, Fujii N, Kohno K, et al. The essential functions of adipo-osteogenic progenitors as the hematopoietic stem and progenitor cell niche. Immunity. 2010; 33(3): 387-99. 32. Yamazaki S, Iwama A, Morita Y, Eto K, Ema H, Nakauchi H. Cytokine signaling, lipid raft clustering, and HSC hibernation. Annals of the New York Academy of Sciences. 2007; 1106: 54-63. 33. Tzeng YS, Li H, Kang YL, Chen WC, Cheng WC, Lai DM. Loss of Cxcl12/Sdf-1 in adult mice decreases the quiescent state of hematopoietic stem/progenitor cells and alters the pattern of hematopoietic regeneration after myelosuppression. Blood. 2011; 117(2): 429-39. 34. Ara T, Tokoyoda K, Sugiyama T, Egawa T, Kawabata K, Nagasawa T. Long-term hematopoietic stem cells require stromal cell-derived factor-1 for colonizing bone marrow during ontogeny. Immunity. 2003; 19(2): 257-67.

35. Nagasawa T, Omatsu Y, Sugiyama T. Control of hematopoietic stem cells by the bone marrow stromal niche: the role of reticular cells. Trends in immunology. 2011; 32(7): 315-20. 36. Williams DA, Majumdar MK. Analysis of steel factor (stem cell factor) isoforms in the hematopoietic microenvironment. Stem Cells. 1994; 12 Suppl 1: 67-74; discussion 57. 37. Zsebo KM, Williams DA, Geissler EN, Broudy VC, Martin FH, Atkins HL, et al. Stem cell factor is encoded at the Sl locus of the mouse and is the ligand for the c-kit tyrosine kinase receptor. Cell. 1990; 63(1): 213-24. 38. Dutt P, Wang JF, Groopman JE. Stromal cell-derived factor-1 alpha and stem cell factor/kit ligand share signaling pathways in hemopoietic progenitors: a potential mechanism for cooperative induction of chemotaxis. J Immunol. 1998; 161(7): 36528. 39. Croker BA, Metcalf D, Robb L, Wei W, Mifsud S, DiRago L, et al. SOCS3 is a critical physiological negative regulator of G-CSF signaling and emergency granulopoiesis. Immunity. 2004; 20(2): 153-65. 40. Weiger MC, Ahmed S, Welf ES, Haugh JM. Directional persistence of cell migration coincides with stability of asymmetric intracellular signaling. Biophysical journal. 2010; 98(1): 67-75. 41. Petit I, Szyper-Kravitz M, Nagler A, Lahav M, Peled A, Habler L, et al. G-CSF induces stem cell mobilization by decreasing bone marrow SDF-1 and up-regulating CXCR4. Nature immunology. 2002; 3(7): 687-94. 42. Greenbaum AM, Link DC. Mechanisms of G-CSF-mediated hematopoietic stem and progenitor mobilization. Leukemia. 2011; 25(2): 211-7. 43. Levesque JP, Winkler IG. Mobilization of hematopoietic stem cells: state of the art. Current opinion in organ transplantation. 2008; 13(1): 53-8. 44. Levesque JP, Hendy J, Takamatsu Y, Simmons PJ, Bendall LJ. Disruption of the CXCR4/CXCL12 chemotactic interaction during hematopoietic stem cell mobilization induced by GCSF or cyclophosphamide. The Journal of clinical investigation. 2003; 111(2): 187-96. 45. Lapidot T, Petit I. Current understanding of stem cell mobilization: the roles of chemokines, proteolytic enzymes, adhesion molecules, cytokines, and stromal cells. Experimental hematology. 2002; 30(9): 973-81. 46. Cashen AF, Link D, Devine S, DiPersio J. Cytokines and stem cell mobilization for autologous and allogeneic transplantation. Current hematology reports. 2004; 3(6): 406-12. 47. Pelus LM, Bian H, King AG, Fukuda S. Neutrophil-derived MMP-9 mediates synergistic mobilization of hematopoietic stem and progenitor cells by the combination of G-CSF and the chemokines GRObeta/CXCL2 and GRObetaT/CXCL2delta4. Blood. 2004; 103(1): 110-9. 48. Kollet O, Dar A, Shivtiel S, Kalinkovich A, Lapid K, Sztainberg Y, et al. Osteoclasts degrade endosteal components and promote mobilization of hematopoietic progenitor cells. Nature medicine. 2006; 12(6): 657-64. 49. Christopher MJ, Liu F, Hilton MJ, Long F, Link DC. Suppression of CXCL12 production by bone marrow osteoblasts is a common and critical pathway for cytokine-induced mobilization. Blood. 2009; 114(7): 1331-9.

50. Levesque JP, Liu F, Simmons PJ, Betsuyaku T, Senior RM, Pham C, et al. Characterization of hematopoietic progenitor mobilization in protease-deficient mice. Blood. 2004; 104(1): 65-72. 51. Lucas D, Bruns I, Battista M, Mendez-Ferrer S, Magnon C, Kunisaki Y, et al. Norepinephrine reuptake inhibition promotes mobilization in mice: potential impact to rescue low stem cell yields. Blood. 2012; 119(17): 3962-5. 52. Cancelas JA, Williams DA. Stem cell mobilization by beta2-agonists. Nature medicine. 2006; 12(3): 278-9. 53. Taichman RS. Blood and bone: two tissues whose fates are intertwined to create the hematopoietic stem-cell niche. Blood. 2005; 105(7): 2631-9. 54. Bleul CC, Fuhlbrigge RC, Casasnovas JM, Aiuti A, Springer TA. A highly efficacious lymphocyte chemoattractant, stromal cell-derived factor 1 (SDF-1). The Journal of experimental medicine. 1996; 184(3): 1101-9. 55. Deichmann M, Kronenwett R, Haas R. Expression of the human immunodeficiency virus type-1 coreceptors CXCR-4 (fusin, LESTR) and CKR-5 in CD34+ hematopoietic progenitor cells. Blood. 1997; 89(10): 3522-8. 56. Brenner S, Whiting-Theobald N, Kawai T, Linton GF, Rudikoff AG, Choi U, et al. CXCR4-transgene expression significantly improves marrow engraftment of cultured hematopoietic stem cells. Stem Cells. 2004; 22(7): 1128-33. 57. D'Apuzzo M, Rolink A, Loetscher M, Hoxie JA, Clark-Lewis I, Melchers F, et al. The chemokine SDF-1, stromal cell-derived factor 1, attracts early stage B cell precursors via the chemokine receptor CXCR4. European journal of immunology. 1997; 27(7): 1788-93. 58. Broxmeyer HE. Chemokines in hematopoiesis. Current opinion in hematology. 2008; 15(1): 49-58. 59. Peled A, Petit I, Kollet O, Magid M, Ponomaryov T, Byk T, et al. Dependence of human stem cell engraftment and repopulation of NOD/SCID mice on CXCR4. Science. 1999; 283(5403): 845-8. 60. Kucia M, Reca R, Miekus K, Wanzeck J, Wojakowski W, Janowska-Wieczorek A, et al. Trafficking of normal stem cells and metastasis of cancer stem cells involve similar mechanisms: pivotal role of the SDF-1-CXCR4 axis. Stem Cells. 2005; 23(7): 879-94. 61. Sotsios Y, Whittaker GC, Westwick J, Ward SG. The CXC chemokine stromal cellderived factor activates a Gi-coupled phosphoinositide 3-kinase in T lymphocytes. J Immunol. 1999; 163(11): 5954-63. 62. Wang JF, Park IW, Groopman JE. Stromal cell-derived factor-1alpha stimulates tyrosine phosphorylation of multiple focal adhesion proteins and induces migration of hematopoietic progenitor cells: roles of phosphoinositide-3 kinase and protein kinase C. Blood. 2000; 95(8): 2505-13. 63. De Clercq E. The AMD3100 story: the path to the discovery of a stem cell mobilizer (Mozobil). Biochemical pharmacology. 2009; 77(11): 1655-64. 64. Broxmeyer HE, Orschell CM, Clapp DW, Hangoc G, Cooper S, Plett PA, et al. Rapid mobilization of murine and human hematopoietic stem and progenitor cells with AMD3100, a CXCR4 antagonist. The Journal of experimental medicine. 2005; 201(8): 1307-18. 65. Devine SM, Vij R, Rettig M, Todt L, McGlauchlen K, Fisher N, et al. Rapid mobilization of functional donor hematopoietic cells without G-CSF using AMD3100, an antagonist of the CXCR4/SDF-1 interaction. Blood. 2008; 112(4): 990-8.

66. Nervi B, Ramirez P, Rettig MP, Uy GL, Holt MS, Ritchey JK, et al. Chemosensitization of acute myeloid leukemia (AML) following mobilization by the CXCR4 antagonist AMD3100. Blood. 2009; 113(24): 6206-14. 67. Arai F, Hirao A, Ohmura M, Sato H, Matsuoka S, Takubo K, et al. Tie2/angiopoietin-1 signaling regulates hematopoietic stem cell quiescence in the bone marrow niche. Cell. 2004; 118(2): 149-61. 68. Umemoto T, Yamato M, Shiratsuchi Y, Terasawa M, Yang J, Nishida K, et al. Expression of Integrin beta3 is correlated to the properties of quiescent hemopoietic stem cells possessing the side population phenotype. J Immunol. 2006; 177(11): 7733-9. 69. Wagers AJ, Weissman IL. Differential expression of alpha2 integrin separates longterm and short-term reconstituting Lin-/loThy1.1(lo)c-kit+ Sca-1+ hematopoietic stem cells. Stem Cells. 2006; 24(4): 1087-94. 70. Scott LM, Priestley GV, Papayannopoulou T. Deletion of alpha4 integrins from adult hematopoietic cells reveals roles in homeostasis, regeneration, and homing. Molecular and cellular biology. 2003; 23(24): 9349-60. 71. Ulyanova T, Scott LM, Priestley GV, Jiang Y, Nakamoto B, Koni PA, et al. VCAM-1 expression in adult hematopoietic and nonhematopoietic cells is controlled by tissueinductive signals and reflects their developmental origin. Blood. 2005; 106(1): 86-94. 72. Bonig H, Wundes A, Chang KH, Lucas S, Papayannopoulou T. Increased numbers of circulating hematopoietic stem/progenitor cells are chronically maintained in patients treated with the CD49d blocking antibody natalizumab. Blood. 2008; 111(7): 3439-41. 73. Chang KH, Nayak RC, Roy S, et al. Vasculopathy-associated hyperangiotensinemia mobilizes haematopoietic stem cells/progenitors through endothelial AT(2)R and cytoskeletal dysregulation. Nature communications 2015; 6: 5914. 74. North TE, Goessling W, Peeters M, Li P, Ceol C, Lord AM, et al. Hematopoietic stem cell development is dependent on blood flow. Cell. 2009; 137(4): 736-48. 75. Wang L, Zhang P, Wei Y, Gao Y, Patient R, Liu F. A blood flow-dependent klf2a-NO signaling cascade is required for stabilization of hematopoietic stem cell programming in zebrafish embryos. Blood. 2011; 118(15): 4102-10. 76. Forstermann U, Boissel JP, Kleinert H. Expressional control of the 'constitutive' isoforms of nitric oxide synthase (NOS I and NOS III). FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 1998; 12(10): 773-90. 77. Chigaev A, Smagley Y, Sklar LA. Nitric oxide/cGMP pathway signaling actively downregulates alpha4beta1-integrin affinity: an unexpected mechanism for inducing cell de-adhesion. BMC immunology. 2011; 12: 28. 78. Papayannopoulou T, Nakamoto B. Peripheralization of hemopoietic progenitors in primates treated with anti-VLA4 integrin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1993; 90(20): 9374-8. 79. Ramirez P, Rettig MP, Uy GL, Deych E, Holt MS, Ritchey JK, et al. BIO5192, a small molecule inhibitor of VLA-4, mobilizes hematopoietic stem and progenitor cells. Blood. 2009; 114(7): 1340-3. 80. Cancelas JA, Lee AW, Prabhakar R, Stringer KF, Zheng Y, Williams DA. Rac GTPases differentially integrate signals regulating hematopoietic stem cell localization. Nature medicine. 2005; 11(8): 886-91.

81. Gu Y, Filippi MD, Cancelas JA, Siefring JE, Williams EP, Jasti AC, et al. Hematopoietic cell regulation by Rac1 and Rac2 guanosine triphosphatases. Science. New York, NY. 2003; 302(5644): 445-9. 82. Yang L, Wang L, Geiger H, Cancelas JA, Mo J, Zheng Y. Rho GTPase Cdc42 coordinates hematopoietic stem cell quiescence and niche interaction in the bone marrow. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2007; 104(12): 5091-6. 83. Wang L, Yang L, Filippi MD, Williams DA, Zheng Y. Genetic deletion of Cdc42GAP reveals a role of Cdc42 in erythropoiesis and hematopoietic stem/progenitor cell survival, adhesion, and engraftment. Blood. 2006; 107(1): 98-105. 84. Chang KH, Sengupta A, Nayak RC, et al. p62 is required for stem cell/progenitor retention through inhibition of IKK/NF-kappaB/Ccl4 signaling at the bone marrow macrophage-osteoblast niche. Cell reports 2014; 9(6): 2084-97. 85. Li X, Bu X, Lu B, Avraham H, Flavell RA, Lim B. The hematopoiesis-specific GTPbinding protein RhoH is GTPase deficient and modulates activities of other Rho GTPases by an inhibitory function. Molecular and cellular biology. 2002; 22(4): 115871. 86. Adams GB, Chabner KT, Alley IR, Olson DP, Szczepiorkowski ZM, Poznansky MC, et al. Stem cell engraftment at the endosteal niche is specified by the calciumsensing receptor. Nature. 2006; 439(7076): 599-603. 87. Lam BS, Cunningham C, Adams GB. Pharmacologic modulation of the calciumsensing receptor enhances hematopoietic stem cell lodgment in the adult bone marrow. Blood. 2011; 117(4): 1167-75. 88. Benndorf RA, Gehling UM, Appel D, Maas R, Schwedhelm E, Schlagner K, et al. Mobilization of putative high-proliferative-potential endothelial colony-forming cells during antihypertensive treatment in patients with essential hypertension. Stem cells and development. 2007; 16(2): 329-38. 89. Levite M, Cahalon L, Peretz A, Hershkoviz R, Sobko A, Ariel A, et al. Extracellular K(+) and opening of voltage-gated potassium channels activate T cell integrin function: physical and functional association between Kv1.3 channels and beta1 integrins. The Journal of experimental medicine. 2000; 191(7): 1167-76. 90. Wen PJ, Osborne SL, Zanin M, Low PC, Wang HT, Schoenwaelder SM, et al. Phosphatidylinositol(4,5)bisphosphate coordinates actin-mediated mobilization and translocation of secretory vesicles to the plasma membrane of chromaffin cells. Nature communications. 2011; 2: 491. 91. Cachero TG, Morielli AD, Peralta EG. The small GTP-binding protein RhoA regulates a delayed rectifier potassium channel. Cell. 1998; 93(6): 1077-85. 92. Tang L, Franca-Koh J, Xiong Y, Chen MY, Long Y, Bickford RM, et al. tsunami, the Dictyostelium homolog of the Fused kinase, is required for polarization and chemotaxis. Genes & development. 2008; 22(16): 2278-90. 93. Hu X, Wei L, Taylor TM, Wei J, Zhou X, Wang JA, et al. Hypoxic preconditioning enhances bone marrow mesenchymal stem cell migration via Kv2.1 channel and FAK activation. American journal of physiology Cell physiology. 2011; 301(2): C36272. 94. Schwab A, Hanley P, Fabian A, Stock C. Potassium channels keep mobile cells on the go. Physiology (Bethesda). 2008; 23: 212-20.

95. Li H, Liu L, Guo L, Zhang J, Du W, Li X, et al. HERG K+ channel expression in CD34+/CD38-/CD123(high) cells and primary leukemia cells and analysis of its regulation in leukemia cells. International journal of hematology. 2008; 87(4): 387-92. 96. Ferraro F, Lymperi S, Mendez-Ferrer S, Saez B, Spencer JA, Yeap BY, et al. Diabetes impairs hematopoietic stem cell mobilization by altering niche function. Science translational medicine. 2011; 3(104): 104ra1. 97. Lucas D, Scheiermann C, Chow A, Kunisaki Y, Bruns I, Barrick C, et al. Chemotherapy-induced bone marrow nerve injury impairs hematopoietic regeneration. Nature medicine. 2013; 19(6): 695-703.

GUÍA PRÁCTICA DE MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS DE CÉLULAS PROGENITORAS HEMATOPOYÉTICAS

AGENTES MOVILIZADORES.

MOVILIZACIÓN CON FACTORES DE CRECIMIENTO Dr. Pedro Marín Fernández. Servicio de Hemoterapia y de Hemostasia. Centro de Diagnóstico Biomédico. Hospital Clínic de Barcelona.

La médula ósea es un tejido que se renueva y se adapta a las necesidades mediante un control regulado, entre otros elementos, por citoquinas. Estas citoquinas son factores de crecimiento celular con una estructura química de glicoproteínas y son conocidas como factores de crecimiento hematopoyético o factores estimulantes de colonias. Los factores de crecimiento hematopoyético estimulan la proliferación y el desarrollo de poblaciones precursoras celulares. Existe un numeroso grupo de citoquinas identificadas y sintetizadas para su uso en el laboratorio pero, solo algunas de ellas han superado los ensayos para su utilización clínica debido a su eficacia contrastada, a su imposibilidad de actuar sobre diversos tipos celulares, normales o neoplásicos, no implicados en la hemopoyesis, y a sus aceptables efectos adversos. La administración de dosis farmacológicas de recombinantes de estos factores de crecimiento hematopoyético naturales han mostrado tener un claro beneficio terapéutico en el tratamiento de anemias y en el acortamiento de la duración de la neutropenia provocada por algunos tratamientos quimioterápicos y, en base a estas observaciones, algunos de ellos han podido utilizarse, eficientemente, en la movilización de progenitores hematopoyéticos en el grupo de tratamientos de movilización lenta. Todos estos medicamentos recombinantes son medicamentos biológicos y así están definidos por la Agencia Europea del Medicamento (EMA) al contener principios activos fabricados o derivados de organismos vivos. El sistema de producción implica que variaciones durante el proceso de fabricación, como puede ser la glicosilación o la purificación de la proteína, pueden afectar a la actividad del producto y a su capacidad de generar anticuerpos contra la citoquina natural. Los medicamentos recombinantes de los factores de crecimiento hematopoyético actualmente autorizados para su uso en la movilización de progenitores hematopoyéticos para su donación autóloga o alogénica son los siguientes:

Análogos del factor de crecimiento de colonias granulocitarias 1-3 Identificados como r-metHuG-CSF. En este grupo se encuentran el Lenograstim y el Filgrastim junto con los productos genéricos y la variante Pegfilgrastim de este último. Todos ellos son análogos del factor de crecimiento de colonias granulocitarias humano y que fueron clonados, a finales de los años 80, mediante tecnología DNA recombinante por la inserción del gen humano en diferentes tipos celulares. El G-CSF natural es una glicoproteína de 18,6 kDa formada por una cadena polipeptídica de 174 aminoácidos. En su forma endógena, la citoquina se libera a partir de los fibroblastos,

células macrofágicas y células endoteliales durante las respuestas inflamatorias. Es el ligando del receptor de G-CSF que se expresa en los progenitores hematopoyéticos diferenciados y en algunas células hemáticas maduras, pero también se ha descrito su presencia en otras células no hematopoyéticas como cardiomiocitos, precursores neuronales, células del endotelio vascular y células placentarias. Las moléculas innovadoras se comercializan con las denominaciones de Filgrastim (Amgen Inc.) y Lenograstim (Chugai Pharmaceutical Co). Los dos productos difieren en sus estructuras químicas y en sus propiedades fisicoquímicas. Las diferencias entre un producto y el otro radica en el tipo de célula insertada por el vector (Escherichia Coli en Filgrastim y célula ovárica de hámster chino en Lenograstim), en el número de aminoácidos (174 en Lenograstim y 175 en Filgrastim), así como en la formulación glicosilada (Lenograstim), y en su presentación liofilizada (Lenograstim) o diluida y almacenada a 4ºC (Filgrastim). Filgrastim se diferencia del G-CSF endógeno en que se le adicionó una metionina en el extremo amino-terminal, necesaria para su expresión en la bacteria, y por no estar glicosilado. Estos productos se eliminan mediante combinación de aclaramiento renal (24 horas) y aclaramiento mediado por los neutrófilos. La vida media de eliminación en personas sanas es de 3,5 horas. Las patentes de los primeros medicamentos biotecnológicos caducaron en Europa entre los años 2004-2008 dando la posibilidad de generar biosimilares y es lo que ha sucedido con Filgrastim. La EMA define como medicamento biosimilar a aquél cuya sustancia activa es similar a la de un medicamento biológico que ya ha sido autorizado previamente (referente). Un biosimilar y un referente se usan a la misma dosis y para un mismo tipo de tratamiento. Los agentes biológicos utilizados como productos farmacéuticos pueden mostrar pequeñas diferencias con el producto referente que afectan a su actividad biológica o las propiedades inmunológicas e inmunogénicas. Los derechos comerciales hacen que sea difícil comparar las equivalencias entre el producto referente y el genérico. Por todas estas razones se han establecido algunas recomendaciones para su uso, sobre todo en donantes de progenitores hematopoyéticos voluntarios sanos. El comité de expertos en estandarización biológica de la OMS comunicó en el año 2009 que el efecto clínico de los medicamentos biológicos está influido por los métodos de fabricación y que se necesitan ensayos clínicos para comprobar la seguridad y la eficacia de los productos biosimilares. La asociación mundial de donantes de médula (WMDA) recomienda que los biosimilares de los análogos de G-CSF solo sean utilizados en donantes sanos si el donante participa en un estudio clínico dirigido a analizar la eficacia y seguridad de ese producto. (WMDA; Shaw et al, 2011). Por su parte, el Grupo Europeo de Trasplante (EBMT) no recomienda el uso de biosimilares de análogos de G-CSF para la movilización de donantes sanos mientras no se desarrollen estudios de bioseguridad en pacientes. Además, en España, estos productos pueden estár excluidos del intercambio terapéutico por parte del farmacéutico (Orden SCO/2874/2007 Ministerio de Sanidad y Consumo). Desde el año 2009 han aparecido algunas publicaciones sobre el uso de biosimilares en la movilización de pacientes para trasplante autólogo. Productos como Neutromax (en 414 pacientes sin grupo control (Biosidus, Buenos Aires), como Filgrastim XM02 asociado a plerixafor (Teva Pharmaceutical Industries Ltd), como Zarzio comparado

con una base histórica de G-CSF innovador (Sandoz International GmbH) o con Ratiograstim en la movilización con quimioterápia (Ratiopharm) sin que se detecten diferencias significativas con el producto referente en ausencia de un ensayo aleatorizado. Recientemente se ha publicado la experiencia del tratamiento con Filgrastrim XM02 en donantes sanos sin que se observen diferencias en la eficiencia y en la seguridad a corto plazo comparado con el producto de referencia. Las presentaciones farmacéuticas de estos biosimilares no incluyen la forma liofilizada. El r-metHuG-CSF pegilado se comercializa con el nombre de Pegfilgrastim (Amgen Inc.). Esta formulación difiere del Filgrastim clásico en la introducción de un fragmento de polietilenglicol de 20 kDa en el residuo metionina N-terminal de la proteína Filgrastim. Esta modificación tiene un efecto de duración sostenida respecto a Filgrastim como resultado de la disminución del aclaramiento renal de la molécula quedando, de esta forma, el aclaramiento del producto casi exclusivamente reservado al mecanismo mediado por los neutrófilos. Su presentación es, como Filgrastim, diluida y requiriendo un almacén a 4ºC. Mecanismo de movilización4-6 La movilización con análogos de G-CSF humano no es el resultado de un efecto directo del producto sobre la célula madre inmadura, ya que esta célula carece del receptor específico. El número de receptores de G-CSF aumenta de forma directa con el nivel de maduración de las células mieloides, siendo máximo en los granulocitos. La liberación del progenitor se realizaría básicamente por tres posibles mecanismos, relacionados entre sí o no: actuando el r-metHuG-CSF sobre el receptor de G-CSF y las respuestas intracelulares que este hecho desencadena, la acción de proteasas sobre las moléculas de adhesión de los progenitores en el nicho y, por último por disminución de la síntesis del factor derivado de estroma 1 (SDF-1) debilitando, así, la adhesión celular relacionada con el complejo SDF-1/CXCR4. La emigración a la circulación sanguínea se favorece debido a que r-metHuG-CSF tiene, además, la capacidad de activar la actina de los progenitores hematopoyéticos a través del receptor CD34 provocando los cambios de su citoesqueleto que le permitirán atravesar los capilares sanguíneos, mientras que activa, simultáneamente, la síntesis de enzimas proteolíticos granulocitarios (elastasa, captesina, metaloproteinas 2 y 9 entre otras) que, junto a otras proteasas (CD26), la activación del sistema del complemento (c3 y c5) y la activación de la vía de transformación del plasminógeno, degradarían la matriz extracelular e interrumpirían la unión del antígeno tardío 4 (VLA-4), expresado en la membrana de los progenitores hematopoyéticos, con la molécula de adhesión celular 1 (VCAM-1), expresada en las células endoteliales y estromales medulares, contribuyendo a su traslado a la circulación sanguínea. La importancia del efecto directo de G-CSF sobre SDF-1 parece ser menos importante que otros de los mecanismos participantes y podría ser consecuencia de la acción de una proteasa, la carboxipeptidasa M, que se expresa en la membrana de los progenitores hematopoyéticos y que se muestra activada tras la administración de GCSF. Los mecanismos moleculares de activación o inhibición del receptor de G-CSF y de SDF-1 están también regulados por la vía JAK/STAT.

Recientemente se han publicado otras dos observaciones que ayudan a entender este complejo mecanismo y que relacionan el efecto inhibidor del G-CSF sobre los macrófagos CD68+ y CD169+ del nicho celular, por una parte, y el papel que tendría el sistema simpático beta adenérgico y su efecto sobre el comportamiento circadiano de la hemopoyesis en humanos por otra. Los macrófagos del nicho hematopoyético se relacionarían con la formación ósea y el soporte a la expresión de SDF-1 y VCAM-1. El efecto circadiano es una nueva vía a explorar y que puede influir en el diseño de nuevas estrategias en la movilización ya que hay evidencias de que la eficiencia de la recolección en donantes sanos es superior cuando se comparan las que se realizan al mediodía con las que se hacen a primera hora de la mañana. Las zonas medulares en donde sucede con mayor intensidad la movilización son las mejor oxigenadas y próximas a los vasos sanguíneos. Cinética de la movilización La evaluación de la cinética de movilización con Filgrastim en voluntarios humanos, hecha tras la administración de dosis comprendidas entre 3, 5 y 10 µg/kg, muestra que la circulación máxima de células CD34+ sucede entre los días 4 y 6 de la administración mientras que la mayor capacidad de generación de colonias granulocítico macrofágicas (CFU-GM) sucede al 5º día. El pico más manifiesto sucede con dosis de 10 µg/kg. Con esta última dosis se puede obtener una cantidad de progenitores hematopoyéticos circulantes suficiente para realizar un trasplante autólogo o alogénico. La evaluación de la cinética de movilización con r-metHuG-CSF pegilado en voluntarios humanos tras la administración de dosis de 30, 60, 100, and 300 µg/kg permite la movilización de progenitores aunque el mayor efecto se consigue con 300 μg/kg en el cuarto día, observándose un progresivo descenso hasta el día 12 desde la administración. Sin embargo, la máxima capacidad proliferativa se obtiene con una dosis de 100 µg/kg. No hay beneficio si se incrementan estas dosis. A efectos prácticos una dosis de 6 mg parece suficiente para alcanzar la dosis celular deseada y una dosis de 12 mg mejora el rendimiento en la primera recolección. En el caso de r-metHuG-CSF glicosilado (Lenograstim) la máxima concentración plasmática se alcanza mejor, para una misma dosis, tras la administración endovenosa que tras la vía subcutánea pero, esta última vía, permite una vida media más prolongada con una respuesta leucocitaria mejor y más sostenida. En los ensayos fase I y II realizados en voluntarios sanos y en pacientes, la dosis de 5 µg/kg, que se corresponde a 150 µg/m2, es eficaz para la obtención de progenitores autólogos tras quimioterapia. La dosis recomendada para el resto de donaciones autólogas y alogénicas es de 10 µg/kg/día, recolectando entre el 5º y 7º día de tratamiento. La actividad biológica de Filgrastim y de Lenograstim derivada de la variable de la glicosilación ha sido definida por cada compañía farmacéutica. Los estudios de actividad in vitro muestran una mayor actividad biológica de Lenograstim sobre Filgrastim. Una medida estandarizada de actividad específica in vitro menciona un valor de 100.000UI/µl para Filgrastim y de 127.000UI/ µl para Lenograstim y esta diferencia del 27% en la actividad in vitro se ha querido trasladar al efecto terapéutico

sin que esto se haya podido confirmar, por el momento, en el metanálisis de las publicaciones realizadas comparando la eficacia movilizadora de los dos análogos en la donación de progenitores hematopoyéticos de sangre periférica de donantes sanos

Dosis y pautas de tratamiento7-13 Los análogos de G-CSF, solos o asociados a quimioterapia o a otras citoquinas, se usan de forma preferente en la movilización desde el inicio de esta tecnología de donación. Cuando se utilizan se forma aislada, la dosis recomendada es de 10 µg/kg/día con inicio de la recolección en el quinto día y continuada hasta que se alcanza la dosis celular adecuada o la respuesta movilizadora desaparece. Si se hacen recuentos hemoperiféricos de células CD34+ puede adelantarse la recolección al cuarto día si se cumple la cifra de corte acordada en base a los resultados obtenidos con la metodología de recuento de progenitores hematopoyéticos utilizada en cada laboratorio y su correlación con el rendimiento del protocolo de leucoaféresis. La dosis diaria puede repartirse cada doce horas o ser dosis única ya que, aunque hay evidencia de que la dosis fraccionada se acompaña de una mejor recolección, este dato no ha sido completamente reproducido. Por lo contrario, sí que está reconocida la mayor eficacia de dosis de 20 y de 30 µg/kg/día en donantes sanos y en pacientes sin que, con la dosis de 20 µg/kg/día, aumente la incidencia de efectos adversos en comparación a los observados con dosis de 5-10 µg/kg/día. La dosis de 20 µg/kg parece ser la adecuada para donaciones alogénicas que han de requerir una manipulación del inóculo.

En la donación autóloga, los análogos de G-CSF pueden asociarse a quimioterapia consiguiendo un mejor rendimiento de la recolección que cuando se utilizan de forma aislada. El día del inicio de la administración de G-CSF varía según el esquema utilizado pero suele coincidir con el final del tratamiento quimioterápico favoreciendo, de esta forma, un acortamiento del tiempo de aplasia si esta es esperable. La recolección o el recuento de células CD34+ circulantes no deben de hacerse antes de que la cifra de leucocitos totales supere 1 x 109/L. Si se utiliza el recuento de células CD34+ circulantes como referente pueden utilizarse valores superiores a 10 células/ul y preferiblemente de 20 células/u para decidir el inicio de la recolección. No se ha podido evidenciar que, tras quimioterapia, recibir dosis de 10 µg/kg/día sea más eficiente que dosis de 5 µg/kg/día. La vía preferente de administración es subcutánea, lo que favorece su uso ambulatorio. La administración endovenosa requiere de la dilución en suero glucosado al 5%, con una concentración final no inferior a 15 µg /ml, y su infusión durante 30 minutos. Si la concentración final fuera inferior a 15 µg /ml se puede utilizar albúmina 5% para su ajuste. Pueden utilizarse equipos de vidrio o de cualquier tipo de polímeros para su administración ya que no hay riesgo de adherencia a esos materiales. La dosis de Pegfilgrastim suele ser de 6 o 12 mg. En ensayos fase II en donantes sanos la dosis de 12 mg permite obtener productos mejores que los obtenidos con dosis de 6 mg pero no se han podido extraer conclusiones similares cuando se emplea quimioterapia en donaciones autólogas. La situación de Lenograstim es similar a la de Filgrastim independientemente de las observaciones sobre un mejor rendimiento cuando se utiliza el análogo glicosilado. Las experiencias publicadas con diferentes productos biosimilares utilizados en la donación autóloga y alogénica recomiendan las dosis y la forma de administración que ya han sido comentadas para el producto referente. Estos esquemas de movilización se acompañan de una incidencia de fracasos entre de 17-30% para la donación autóloga y de un 4% en la donación alogénica,

entendiendo por fracaso no alcanzar la dosis celular terapéutica adecuada. En una experiencia de nuestro centro con 80 donantes consecutivos, sanos y enfermos, movilizados con Filgrastim (12 µg/kg/día) comprobamos que la edad y el tipo de tratamiento quimioterápico previo (fludarabina, HyperCVAD) mantenían una correlación inversa con la respuesta a la movilización, así como la presencia de citopenias periféricas (plaquetas < 100 x 1012/L, leucocitos totales < 4 x 109/L, hemoglobina < 120 gr/L), y la detección de un valor bajo en el recuento de células CD34+ (< 0,7 células/µL) al inicio del tratamiento movilizador. De forma prospectiva, la valoración de estos parámetros nos ha permitido comprobar su valor predictivo de forma que la coexistencia de dos, de los cuatro, parámetros biológicos asegura el fracaso de la movilización de donantes autólogos con este esquema. (Datos no publicados). Efectos adversos14-17 Los efectos adversos agudos son frecuentes pero no limitantes y raramente necesitan intervención médica aguda y/o hospitalización. Con las dosis recomendadas por el fabricante, raramente se tiene que suspender el tratamiento. Entre un 3-6% interrumpen su trabajo por dolor o síndrome gripal. La administración de análogos GCSF puede producir reacciones cutáneas locales (3%). El efecto adverso más frecuente es el dolor óseo (85-100%) localizado, de forma preferente en la región lumbar y zona sacro-pélvica pero que también se expresa en articulaciones grandes. En un 20% de casos las molestias se reportan como síndrome gripal, un 10% de las personas refieren alteraciones del sueño y un 5% describen síntomas vegetativos como palpitaciones o mareos, si bien esta sintomatología debe de diferenciarse del componente de ansiedad que conlleva el acto de la donación. Estas molestias no se correlacionan con la intensidad de la respuesta a la movilización y desaparecen durante los 7 días siguientes a la finalización del tratamiento En el momento de la recolección puede detectarse una esplenomegalia, generalmente asintomática, en un 10% de los donantes. Está descrita la posibilidad de rotura esplénica en 1/5.000 – 1/10.000 donaciones y este hecho, aunque poco frecuente, debe de ser tenido en cuenta cuando se administra de forma ambulatoria. La cifra de leucocitos totales se quintuplica en el quinto día y la cifra de plaquetas desciende ligeramente sin que, estos hechos, tengan una correlación con el tamaño o presencia de esplenomegalia. Desde el punto de vista morfológico, la administración de G-CSF recombinante se acompaña de leucocitosis neutrofílica con incremento de la granulación citoplasmática densa y aparición de cuerpos de Döhle y, en general, signos de activación similares a los observados en infecciones bacterianas. También se acompaña de elevación progresiva y reversible de LDH, de fosfatasa alcalina y de ácido úrico en sangre. Los análogos de G-CSF provocan la activación a los granulocitos y se asocian a cambios de las células del endotelio vascular, a la activación del sistema del complemento y del sistema del plasminógeno, generando una situación procoagulante durante el período de tiempo del tratamiento. Esta alteración de la coagulación es transitoria y reversible. Además, La administración de r-metHuG-CSF activa la producción del Factor de Crecimiento del Endotelio Vascular (VEGF) y es

posible que esta situación pueda contribuir, junto con la presencia de un estado procoagulante, al riesgo de isquemia arterial. La activación del sistema del complemento y, en general, de diversas citoquinas, puede descompensar patologías autoinmunes estables, conocidas o no en el momento de la donación, si bien esta posibilidad es anecdótica en las series publicadas sobre la seguridad de la donación alogénica (2 x10 6 células CD34+/kg con plerixafor en pacientes con mieloma tratados con lenalidomida, aunque 20 de los 60 pacientes incluidos en este estudio recibieron el tratamiento en primera línea como parte del ensayo fase III o del programa de acceso expandido.44 Costa et al. también han demostrado que el uso anticipado de plerixafor moviliza suficientes progenitores hematopoyéticos independientemente de la exposición a lenalidomida, incluso pacientes que han recibido más de 4 ciclos previos.45 7. Plerixafor en donantes sanos: Hay varios casos clínicos y estudios de uso de plerixafor en donantes sanos para trasplante alogénico. Los datos muestran que plerixafor, sin necesidad de utilizar G-CSF, puede movilizar progenitores hematopoyéticos de manera segura, bien tolerada por el donante y muy rápida, con inicio de la aféresis sólo 4 horas después de administrar el fármaco, y con una sola aféresis tras una sola dosis del fármaco en dos tercios de los casos.46 La dosis y momento de administración óptima en donantes sanos no se conocen, aunque un estudio de escalada de dosis sugiere que dosis elevadas de hasta 0,48 mg/kg pudieran ser bien toleradas y posiblemente más efectivas que las dosis convencionales de donante autólogo. 47 Finalmente, varios casos clínicos y pequeñas series sugieren que plerixafor se puede utilizar en combinación con G-CSF de forma efectiva para rescatar donantes sanos.48-51

Seguridad y efectos secundarios Los ensayos de registro demostraron que plerixafor es un fármaco seguro en las condiciones de su aprobación.8,26,27 Los datos de seguridad de los ensayos se complementan con información adicional sobre su seguridad. 9 Aunque más del 95% de pacientes que se movilizan con G-CSF con o sin plerixafor experimentan algún efecto secundario, la mayoría de éstos son leves. Sólo tres pacientes en el brazo placebo y otros tres en plerixafor del estudio de linfoma no-Hodgkin, y dos pacientes de placebo y uno en el brazo de plerixafor del estudio de mieloma tuvieron que parar el tratamiento por efectos secundarios. El riesgo potencial de reacciones agudas graves con la administración es comparable al de las movilizaciones convencionales con G-

CSF. Las complicaciones de relevancia clínica más frecuentes en el grupo de plerixafor que en el de placebo fueron reacciones eritematosas en el sitio de inyección en un 20-30% de los casos, en ocasiones asociadas a prurito, y síntomas gastrointestinales como la diarrea, hasta en un 38% en los pacientes con linfoma, y las náuseas en un 15-20% de los casos. Otros síntomas como cefalea, dolor óseo, dolor abdominal, flatulencia o parestesias son menos frecuentes en ambos grupos.26,27 Junto a los efectos secundarios directamente asociados con el proceso de movilización, otro ámbito de seguridad del tratamiento con plerixafor reside en su potencial capacidad de liberar células tumorales al producto de la movilización.9 Plerixafor no está indicado para la movilización de pacientes con leucemia por el riesgo de movilización de células leucémicas y contaminación del producto de aféresis.9 Sin embargo, varios estudios han demostrado que no hay aumento de la movilización de células tumorales en pacientes con mieloma y linfoma como consecuencia de la asociación de plerixafor a la movilización con G-CSF.25,52,53 Muy recientemente, un estudio retrospectivo con 43 pacientes trasplantados con progenitores movilizados con G-CSF y plerixafor, tras uno o más fallos de movilización previo, ha reportado que 5 de ellos desarrollaron un síndrome mielodisplásico a una mediana de 29 meses desde el trasplante.54 Aunque éste es una complicación a largo plazo del trasplante autólogo bien conocida, sin duda es un tema que requerirá un análisis más detallado en series de pacientes más largas. Tras la aprobación de plerixafor por la EMA, Sanofi en colaboración con el EBMT está realizando varios estudios clínicos prospectivos con la intención de conseguir información adicional sobre los resultados comparativos a largo plazo de los trasplantes autólogos realizados con progenitores movilizados con plerixafor en pacientes con mieloma y linfoma (estudio CALM) y sobre los resultados del uso de plerixafor fuera de indicación que nos proporcionarán en breve evidencia adicional muy valiosa sobre estos ámbitos de seguridad del tratamiento con plerixafor.

De la evidencia a la eficiencia: Algoritmos de uso de Plerixafor y análisis de coste Junto a los ensayos de registro, los estudios de acceso expandido, de uso compasivo y la experiencia reportada por múltiples instituciones y grupos profesionales han proporcionado una amplia evidencia de la efectividad y seguridad del uso de plerixafor en situaciones de mala movilización en la vida real, como hemos revisado en un capítulo anterior. Esta evidencia, con información adicional para grupos de pacientes múltiples, ha permitido implementar el uso de plerixafor en algoritmos terapéuticos, dentro de la indicación y en línea con un uso eficiente de los recursos. El método o métodos más eficiente/s para incluir plerixafor en dichos algoritmos sigue siendo, no obstante, un tema debatido, entre otros motivos por la heterogeneidad de la práctica clínica de movilización y aféresis, y por el elevado coste de adquisición del fármaco. Por tanto, y aunque la discusión detallada de los protocolos de movilización en indicaciones concretas corresponde al grupo de capítulos siguiente, este último apartado del capítulo revisará algunos datos y conceptos de aplicación general relevantes para una implementación eficiente y coste-efectiva de plerixafor en protocolos terapéuticos.

La movilización y colección de progenitores hematopoyéticos para trasplante es un procedimiento de alto coste, que utiliza importantes recursos relacionados con el procedimiento en sí, y otros derivados del manejo de sus complicaciones potenciales así como de la posible necesidad de re-movilizaciones posteriores en caso de fracaso.55-57 Los análisis farmacoeconómicos, incluidos los relativos a la movilización con plerixafor, tienen limitaciones, comenzando con las asunciones y estimaciones necesarias para extrapolar los resultados de los ensayos clínicos a la población general, y las diferencias potenciales con los resultados clínicos en condiciones de vida real. Además, los resultados de coste no son necesariamente trasladables entre zonas geográficas, ni entre sistemas de salud con sus propios protocolos terapéuticos, sistemas de reembolso y unidades de coste. La fiabilidad de los distintos modelos de análisis farmacoeconómico depende de la fiabilidad de los datos sobre los que se basan, y con frecuencia su diseño e interpretación son complejos y controvertidos. El cálculo de años de vida ganados y ajustados por calidad de vida, por ejemplo, mediante estudios con un horizonte temporal a medio-largo plazo pierden sensibilidad en la valoración de algunos procedimientos, como es el caso de la movilización para trasplante autólogo. En esta evaluación, el impacto de la evolución de la enfermedad posterior al trasplante y de las múltiples potenciales líneas de tratamiento subsiguientes, que condicionan el resultado y el coste estimado, en muchos casos no se asocian con el procedimiento evaluado, con la movilización en sí. En tales casos, los estudios de impacto presupuestario tienen un mayor interés potencial de cara a la toma de decisiones tanto para los clínicos como para los administradores y financiadores. A pesar de las limitaciones, los análisis económicos son indispensables para posicionar e implementar nuevas terapias con alto coste de adquisición e impacto presupuestario. En el caso concreto de plerixafor, se recomienda una revisión de Shaughnessy et al. que revisa múltiples estudios de coste con varios diseños y desde distintas perspectivas de análisis, que en conjunto sugiere que el uso de plerixafor es coste-efectivo, en particular en estrategias de uso anticipado adaptadas al riesgo del paciente, y que su coste de adquisición se compensa con un uso reducido de otros recursos y una menor tasa de fallos de movilización que los protocolos de movilización alternativos.58 Hay factores clínicos descritos en múltiples estudios que se asocian con un riesgo potencial de mala movilización, tales como edad avanzada,59-61 estadio avanzado de enfermedad,60-62 líneas de quimioterapia previas,35,60-63 nuevos agentes como la fludarabina o la lenalidomida,63-65 radioterapia previa,60,61,66 y plaquetopenia,35,59,60 entre otros. Estos factores alertan sobre la posibilidad de fallo de movilización, pero su valor para predecir la necesidad de intervención con plerixafor de forma homogénea y extrapolable está limitado por la variabilidad de los resultados del peso de su asociación con el éxito de movilización en diferentes estudios y situaciones clínicas. El marcador más robusto para predecir la probabilidad de éxito del procedimiento es el contaje de células CD34+ en sangre periférica antes de la aféresis.61-63,67 Se han desarrollado una amplia variedad de algoritmos, algunos combinando los niveles circulantes de CD34 en sangre periférica con los niveles recogidos en la primera aféresis y/o con factores clínicos de riesgo, para estimar el riesgo de fallo de movilización e intervenir de manera temprana con plerixafor. 67-71 Si no es posible determinar niveles circulantes de CD34 en el día 4, algunos centros también han recurrido a determinarlos en el día 5 antes de la primera aféresis, o sencillamente a

calcular el contenido de progenitores obtenido en la primera aféresis para decidir sobre el uso de plerixafor.68-71 Aunque plerixafor consigue también rescatar de forma eficiente malos movilizadores en estudios de uso en el día 5, el inicio del tratamiento se retrasa respecto al pico de movilización de CD34 con G-CSF, y estudios comparativos muestran que la eficacia de uso, y por tanto la rentabilidad del fármaco empleado, es menor que cuando se utiliza en el día 4.72 En principio, el día óptimo para asociar plerixafor a una movilización con G-CSF sería la noche del día 4, ajustado al pico de cinética de movilización del G-CSF, y a la experiencia acumulada de uso en los ensayos de registro y el los programas de acceso expandido y uso compasivo. Varios grupos han propuesto algoritmos de monitorización de los niveles de CD34 con puntos de corte en el día 4 que predicen una movilización suficiente para proceder a trasplante.72-75 Se propone de forma habitual un nivel mínimo de 10 CD34+/μL en el día 4, por debajo del cual se recomendaría la intervención anticipada con plerixafor para asegurar la obtención de al menos 2 x10 6 CD34+/kg. Esta estrategia se ha validado como un modelo de uso anticipado de plerixafor en series independientes del grupo ECOSM,75 y coincide con el valor de CD34 en el día 4 recomendados en los algoritmos de Costa et al. y de Micallef et al. para obtener una diana similar de células CD34 por kilo.72,73 Aunque la estrategia es altamente reproducible y extrapolable entre distintos centros, la rentabilidad de colección de progenitores en las aféresis, por ejemplo en términos de volemias o de técnica, diferencias técnicas de determinación de CD34, o sencillamente el nivel de sensibilidad y especificidad deseadas para la predicción del éxito de movilización en base al punto de corte de niveles de CD34, puede requerir en entornos concretos pequeñas variaciones para la optimización de dichos niveles. Por ejemplo, Sancho et al. proponen un punto de corte óptimo de 13,8 células CD34+/μL en el día 5,62 y Chen et al. un punto de corte óptimo de 15 células CD34+/μL en el día 4.73 Por último, un trabajo muy reciente de varios centros de trasplante afiliados al Banco de Sangre y Tejidos de Cataluña ha confirmado que la administración de plerixafor es también efectiva para rescatar más del 60% de pacientes con niveles plasmáticos de progenitores hematopoyéticos muy bajos, por debajo de 2 y de 3,5 CD34+/μL, en el día 4 de movilización con G-CSF, y que dichos pacientes deben ser considerados para rescate con plerixafor.76 Igualmente, este estudio muestra que el uso anticipado en base a niveles de CD34 en el día 4 es no solo más efectivo, sino también más eficiente y requiere menor dosis de fármaco, que su uso posterior en un intento potencial de re-movilización tras un fallo previo.76 Sin duda, la monitorización de los niveles circulantes de CD34 es la manera más robusta y extrapolable de predecir un posible fallo de movilización, y de guiar el uso de plerixafor para rescatar el procedimiento de manera proactiva y eficiente. Este uso como un biomarcador objetivo del éxito o fracaso del procedimiento y del tratamiento con plerixafor, plantea también la posibilidad de utilizar estas estrategias como plataformas para posibles modelos de riesgo compartido desde los que optimizar el uso de este nuevo agente de alto coste teniendo en consideración el beneficio clínico añadido para los pacientes y la eficiencia en el uso de los recursos en relación con los estándares de tratamiento disponibles.

Referencias 1.

2. 3.

4. 5. 6. 7.

8.

9. 10.

11.

12.

13.

14.

15.

16.

17.

18.

Hendrix CW, Collier AC, Lederman MM, et al. Safety, pharmacokinetics and antiviral activity of AMD3100, a selective CXCR-4 chemokine receptor, in HIV-1 infection. J Acquir Immune Defic Syndr 2004; 37: 1253-1262. Cashen AF, Lazarus HM, Devine SM. Mobilizing stem cells from normal donors: is it possible to improve upon G-CSF? Bone Marrow Transplant 2007; 39: 577-588. Flomenber N, DiPersio J, Calandra G. Role of CXCR4 chemokine receptor blockade using AMD3100 for mobilization of autologous hematopoietic progenitor cells. Acta Haematol 2005; 114: 198-205. Hatse S, Princen K, Bridger G, et al. Chemokine receptor inhibition by AMD3100 is strictly confined to CXCR4. FEBS Lett 2002; 527: 255-262. Pusic I, DiPersio J. The use of growth factors in hematopoietic stem cell transplantation. Curr Pharm Des 2008; 14: 1950-1961. Liles WC, Broxmeyer HE, Rodger E, et al. Mobilization of hematopoietic progenitor cells in healthy volunteers by AMD3100, a CXCR4 antagonist. Blood 2003; 102: 2728-2730. Martin C, Bridger GJ, Rankin SM. Structural analogues of AMD3100 mobilise haematopoietic progenitor cells from bone marrow in vivo according to their availability to inhibit CXCL12 binding to CXCR4 in vitro. Br J Haematol 2006; 134: 326-329. European Medicines Agency. Mozobil (plerixafor) 20 mg/ml solution for injection: EU summary of product characteristics [online]. Available from URL: http://www.ema.europa.eu/docs/en_GB/document_library/EPAR__Summary_for_the_public/human/001030/WC500030687.pdf [Accessed 2013-05-10]. Genzyme Corporation. Mozobil (plerixafor injection): US prescribing information [online]. Available from URL: http://www.mozobil.com [Accessed 2013-05-10]. Devine SM, Flomenberg N, Vesole DH, et al. Rapid mobilization of CD34+ cells following administration of CXCR4 antagonist AMD3100 to patients with multiple myeloma and non-Hodgkin’s lymphoma. J Clin Oncol 2004; 22: 1095-1102. Lefrère F, Mauge L, Réa D, et al. A specific time course for mobilization of peripheral blood CD34+ cells after plerixafor injection in very poor mobilizer patients: impact on the timing of the apheresis procedure. Transfusion 2013; 53: 564-569. Krishnan AY, Wang S, Palmer JM, et al. A phase I study of intravenous plerixafor following cyclophosphamide mobilization in patients with multiple myeloma. Leuk Lymphoma 2014 Jan;55(1):201-3. Patiño B, Peralta T, Fort E, et al. Feasibility and safety of donor out-patient selfadministration of plerixafor for mobilization of peripheral blood stem cells [Abstract no. P1341]. Bone Marrow Transplant 2011; 48 Suppl. 2: S459. Fruehauf S, Seeger T, Maier P, et al. The CXCR4 antagonist AMD3100 releases a subset of G-CSF-primed peripheral blood progenitor cells with specific gene expression characteristics. Exp Hematol 2006; 34: 1052-1059. Donahue RD, Jin P, Bonifacio AC, et al. Plerixafor (AMD3100) and granulocyte colonystimulating factor (G-CSF) mobilize different CD34+ cell populations based on global gene and microRNA expression signatures. Blood 2009; 114: 2530-2541. Larochelle A, Krouse A, Metzger M, et al. AMD3100 mobilizes hematopoietic stem cells with long-term repopulating capacity in non-human primates. Blood 2006; 107: 37723778. Hess DA, Bonde J, Craft TC, et al. Human progenitor cells rapidly mobilized by AMD3100 repopulate NOD/SCID mice with increased frequency in comparison to cells from the same donor mobilize by granulocyte colony stimulating factor. Biol Blood Marrow Transplant 2007; 13: 398-411. Fruehauf S, Veldwijk MR, Seeger T, et al. A combination of granulocyte-colonystimulating factor (G-CSF) and plerixafor mobilizes more primitive peripheral blood

19.

20.

21.

22.

23.

24.

25.

26.

27.

28.

29.

30.

31.

32.

progenitor cells than G-CSF alone: results of a European phase II study. Cytotherapy 2009; 11: 992-1001. Gazitt Y, Freytes CO, Akay C, et al. Improved mobilization of peripheral blood CD34+ cells and dendritic cells by AMD3100 plus granulocyte-colony-stimulating factor in nonHodgkin’s lymphoma patients. Stem Cells Dev 2007; 16: 657-666. Holtan SG, Porrata LF, Micallef IN, et al. AMD3100 affects autograft lymphocyte collection and progression-free survival after autologous stem cell transplantation in nonHodgkin lymphoma. Clin Lymphoma Myeloma 2007; 7: 315-318. Cuzzola M, Spiniello E, Martino M, et al. Plerixafor (AMD3100) and granulocyte colonystimulating factor mobilize different cell populations based on immunophenotype and global gene expression signatures [abstract no. P1082]. Bone Marrow Transplant 2011; 46 Suppl. 1: S335. Gaugler B, Arbez J, Legouill S, et al. Characterization of peripheral blood stem cell grafts mobilized by granulocyte colony-stimulating factor and plerixafor compared with granulocyte colony-stimulating factor alone. Cytotherapy 2013; 15: 861-868. Cashen A, Lopez S, Gao F, et al. A phase II study of plerixafor (AMD3100) plus G-CSF for autologous hematopoietic progenitor cell mobilization in patients with Hodgkin’s lymphoma. Biol Blood Marrow Transplant 2008; 14: 1254-1261. MacFarland R, Hard ML, Scarborough R, et al. A pharmacokinetic study of plerixafor in subjects with varying degrees of renal impairment. Biol Blood Marrow Transplant 2010; 16: 95-101. Fruehauf S, Ehninger G, Hübel K, et al. Mobilization of peripheral blood stem cells for autologous transplant in non-Hodgkin’s lymphoma and multiple myeloma patients by plerixafor and G-CSF and detection of tumor cell mobilization by PCR in multiple myeloma patients. Bone Marrow Transplant 2010; 45: 269-275. DiPersio JF, Micallef IN, Stiff PJ, et al. Phase III prospective randomized double-blind placebo-controlled trial of plerixafor plus granulocyte colony-stimulating factor compared with placebo plus granulocyte colony-stimulating factor for autologous stem-cell mobilization and transplantation for patients with non-Hodgkin’s lymphoma. J Clin Oncol 2009; 27: 4767-4773. Di Persio JF, Stadmauer EA, Nademanee A, et al. Plerixafor and G-CSF versus placebo and G-CSF to mobilize hematopoietic stem cells for autologous stem cell transplantation in patients with multiple myeloma. Blood 2009; 113: 5720-5726. Micallef IN, Stiff PJ, DiPersio JF, et al. Successful stem cell remobilization using plerixafor (Mozobil) plus granulocyte colony-stimulating factor in patients with non-Hodgkin lymphoma: results from the plerixafor NHL phase 3 study rescue protocol. Biol Blood Marrow Transplant 2009; 15: 1578-1586. Calandra G, McCarty J, McGuirk J, et al. AMD3100 plus G-CSF can successfully mobilize CD34+ cells from non-Hodgkin’s lymphoma, Hodgkin’s disease and multiple myeloma patients previously failing mobilization with chemotherapy and/or cytokine treatment: compassionate use data. Bone Marrow Transplant 2008; 41: 331-338. Duarte RF, Shaw BE, Marín P, et al. Plerixafor plus granulocyte CSF can mobilize hematopoietic stem cells from multiple myeloma and lymphoma patients failing previous mobilization attempts: EU compassionate use program. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 52-58. Basak GW, Knopinska-Posluszny W, Matuszak M, et al. Hematopoietic stem cell mobilization with the reversible CXCR4 receptor inhibitor plerixafor (AMD3100): Polish compassionate use experience. Ann Hematol 2011; 90: 557-568. D'Addio A, Curti A, Worel N, et al. The addition of plerixafor is safe and allows adequate PBSC collection in multiple myeloma and lymphoma patients poor mobilizers after chemotherapy and G-CSF. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 356-363.

33. Hübel K, Fresen MM, Salwender H, et al. Plerixafor with and without chemotherapy in poor mobilizers: results from the German compassionate use program. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 1045-1052. 34. Worel N, Rosskopf K, Neumeister P, et al. Plerixafor and granulocyte-colony-stimulating factor (G-CSF) in patients with lymphoma and multiple myeloma previously failing mobilization with G-CSF with or without chemotherapy for autologous hematopoietic stem cell mobilization: the Austrian experience on a named patient program. Transfusion 2011; 51: 968-975. 35. Duarte RF, Apperley JF, Basak GW, et al. Patients and disease characteristics influencing the outcome of mobilization with plerixafor: large compassionate-use analysis by ECOSM (European Consortium for Stem Cell Mobilization) [Abstract no. O377]. Bone Marrow Transplant 2011; 46 Suppl. 1: S60. 36. Basak GW, Mikala G, Koristek Z, et al. Plerixafor to rescue failing chemotherapy-based stem cell mobilization: it's not too late. Leuk Lymphoma 2011; 52: 1711-1719. 37. Douglas KW, Parker AN, Hayden PJ, et al. Plerixafor for PBSC mobilisation in myeloma patients with advanced renal failure: safety and efficacy data in a series of 21 patients from Europe and the USA. Bone Marrow Transplant 2012; 47: 18-23. 38. Basak GW, Jaksic O, Koristek Z, et al. Hematopoietic stem cell mobilization with plerixafor and G-CSF in patients with multiple myeloma transplanted with autologous stem cells. Eur J Hematol 2011; 86: 488-495. 39. Worel N, Apperley JF, Basak GW, et al. European data on stem cell mobilization with plerixafor in patients with non-hematologic diseases: an analysis of the European consortium of stem cell mobilization. Transfusion 2012; 52: 2395-2400. 40. Horwitz ME, Long G, Holman P, et al. Efficacy and safety of hematopoietic stem cell mobilization with plerixafor+G-CSF in adult patients with germ cell tumors. Bone Marrow Transplant 2012; 47: 1283-1286. 41. Sevilla J, Schiavello E, Madero L, et al. Priming of hematopoietic progenitor cells by plerixafor and filgrastim in children with previous failure of mobilization with chemotherapy and/or cytokine treatment. J Pediatr Hematol Oncol 2012; 34: 146-150. 42. Son MH, Kang ES, Kim DH, et al. Efficacy and toxicity of plerixafor for peripheral blood stem cell mobilization in children with high-risk neuroblastoma. Pediatr Blood Cancer. 2013 Aug;60(8):E57-9. 43. Malard F, Kröger N, Gabriel IH, et al. Plerixafor for autologous peripheral blood stem cell mobilization in patients previously treated with fludarabine or lenalidomide. Biol Blood Marrow Transplant 2012; 18: 314-317. 44. Micallef IN, Ho AD, Klein LM, et al. Plerixafor (Mozobil) for stem cell mobilization in patients with multiple myeloma previously treated with lenalidomide. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 350-355. 45. Costa LJ, Abbas J, Hogan KR, et al. Growth factor plus preemptive (‘just in time’) plerixafor successfully mobilizes hematopoietic stem cells in multiple myeloma patients despite prior lenalidomide exposure. Bone Marrow Transplant 2012; 47: 1403-1408. 46. Devine SM, Vij R, Rettig M, et al. Rapid mobilization of functional donor hematopoietic cells without G-CSF using AMD3100, an antagonist of the CXCR4/SDF-1 interaction. Blood 2008; 112: 990-998. 47. Lemery SJ, Hsieh MM, Smith A, et al. A pilot study evaluating the safety and CD34+ cell mobilizing activity of escalating doses of plerixafor in healthy volunteers. Br J Haematol 2011; 153: 66-75. 48. Leotta S, Poidomani M, Mauro E, et al. AMD3100 for urgent PBSC mobilization and allogeneic transplantation from a normal donor after failed marrow harvest. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 314-316. 49. Neumann T, Krüger WH, Busemann C, et al. Successful mobilization of PBSCs in a healthy volunteer donor by plerixafor after failure of mobilization with G-CSF alone. Bone

Marrow Transplant 2011; 46: 762-763. 50. Schriber J, Fauble V, Sproat LO, et al. Plerixafor ‘just in time’ for stem cell mobilization in a normal donor. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 1026-1027. 51. Hauge AW, Haastrup EK, Sengeløv H, et al. Addition of plerixafor for CD34+ cell mobilization in six healthy stem cell donors ensured satisfactory grafts for transplantation. Transfusion. 2014 Apr;54(4):1055-8. 52. Tricot G, Cottler-Fox MH, Calandra G. Safety and efficacy assessment of plerixafor in patients with multiple myeloma proven or predicted to be poor mobilizers, including assessment of tumor cell mobilization. Bone Marrow Transplant 2010; 45: 63-68. 53. DiPersio JF, Bridger G, Calandra G. Effect of plerixafor (AMD3100) plus G-CSF on tumor cell mobilization among patients with lymphoma [abstract]. Biol Blood Marrow Transplant 2009; 15 Suppl. 2: 37. 54. Deol A, Abrams J, Masood A, et al. Long-term follow up of patients proceeding to transplant using plerixafor mobilized stem cells and incidence of secondary myelodysplastic syndrome/AML. Bone Marrow Transplant 2013; 48: 1112-1116. 55. Gertz MA, Wolf RC, Micallef IN, et al. Clinical impact and resource utilization after stem cell mobilization failure in patients with multiple myeloma and lymphoma. Bone Marrow Transplant 2010; 45: 1396-1403. 56. Jagasia MH, Savani BN, Neff A, et al. Outcome, toxicity profile and cost analysis of autologous stem cell mobilization. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 1084-1088. 57. Hosing C, Smith V, Rhodes B, et al. Assessing the charges associated with hematopoietic stem cell mobilization and remobilization in patients with lymphoma and multiple myeloma undergoing autologous hematopoietic peripheral blood stem cell transplantation. Transfusion 2011; 1300-1313. 58. Shaughnessy P, Chao N, Shapiro J, et al. Pharmacoeconomics of hematopoietic stem cell mobilization: an overview of current evidence and gaps in the literature. Biol Blood Marrow Transplant 2013; 19: 1301-1309. 59. Ozsan GH, Micallef IN, Dispenzieri A, et al. Hematopoietic recovery kinetics predicts for poor CD34+ cell mobilization after cyclophosphamide chemotherapy in multiple myeloma. Am J Hematol 2012; 87: 1-4. 60. Perseghin P, Terruzzi E, Dassi M, et al. Management of poor peripheral blood stem cell mobilization: incidence, predictive factors, alternative strategies and outcome. A retrospective analysis of 2177 patients from three major Italian institutions. Transfus Apher Sci 2009; 41: 33-37. 61. Olivieri A, Marchetti M, Lemoli R, et al. Proposed definition or ‘poor mobilizer’ in lymphoma a multiple myeloma: an analytic hierarchy process by ad hoc working group GITMO. Bone Marrow Transplant 2012, 47: 342-351. 62. Sancho JM, Morgades M, Grifols JR, et al. Predictive factors for poor peripheral blood stem cell mobilization and peak CD34+ cell count to guide preemptive or immediate rescue mobilization. Cytotherapy 2012; 14: 823-829. 63. Wuchter P, Ran D, Bruckner T, et al. Poor mobilization of hematopoietic stem cells – definitions, incidence, risk factors and impact on outcome of autologous transplantation. Biol Blood Marrow Transplant 2010; 16: 490-499. 64. Kumar S, Dispenzieri A, Lacy MQ, et al. Impact of lenalidomide therapy on stem cell mobilization and engraftment post-peripheral blood stem cell transplantation in patients with newly diagnosed myeloma. Leukemia 2007; 21: 2035-2042. 65. Waterman J, Rybicki L, Bolwell B, et al. Fludarabine as a risk factor for poor stem cell harvest, treatment-related MSD and AML in follicular lymphoma patients after autologous hematopoietic cell transplantation. Bone Marrow Transplant 2012; 47: 488-493. 66. Han X, Ma L, Zhao L, et al. Predictive factors for inadequate stem cell mobilization in Chinese patients with NHL and HL: 14-year experience of a single center study. J Clin Apher 2012; 27: 64-74.

67. Sinha S, Gestineau D, Micallef IN, et al. Predicting PBSC harvest failure using circulating CD34 levels: developing target-based cutoff points for early intervention. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 943-949. 68. Abhayankar S, DeJarnette S, Aljitawi O, et al. A risk-based approach to optimize autologous hematopoietic stem cell collection with the use of plerixafor. Bone Marrow Transplant 2012; 47: 483-487. 69. Li J, Hamilton E, Vaughn L, et al. Effectiveness and cost analysis of ‘just in time’ salvage plerixafor administration in autologous transplant patients with poor stem cell mobilization kinetics. Transfusion 2011; 51: 2175-2182. 70. Horwitz ME, Chute JP, Gasparetto C, et al. Preemptive dosing of plerixafor given to poor stem cell mobilizers on day 5 of G-CSF administration. Bone Marrow Transplant 2012; 47: 1051-1055. 71. Maziarz RT, Nademanee AP, Micallef IN, et al. Plerixafor plus granulocyte colonystimulating factor improves the mobilization of hematopoietic stem cell in patients with non-Hodgkin lymphoma and low circulating peripheral blood CD34+ cells. Biol Blood Marrow Transplant 2013; 19: 670-675. 72. Micallef IN, Sinha S, Gastineau DA, et al. Cost-effectiveness analysis of a risk-adapted algorithm of plerixafor use for autologous peripheral blood stem cell mobilization. Biol Blood Marrow Transplant 2013; 19: 87-93. 73. Costa LJ, Alexander ET, Hogan KR, et al. Development and validation of a decisionmaking algorithm to guide the use of plerixafor for autologous hematopoietic stem cell mobilization. Bone Marrow Transplant 2011; 46: 64-69. 74. Chen AI, Bains T, Murray S, et al. Clinical experience with a simple algorithm for plerixafor utilization in autologous stem cell mobilization. Bone Marrow Transplant 2012; 47: 1526-1529. 75. Duarte RF, Martín-Henao G, D’Addio A, et al. Predictability of stem cell mobilization following G-CSF +/- plerixafor based on day 4 peripheral blood CD34+ cell levels: basis for a preemptive model of plerixafor use in patients with lymphoma and myeloma who mobilize poorly. Bone Marrow Transplant 2010 [Abstract no. P1022]. Bone Marrow Transplant 2010; 45 Suppl. S2: S323. 76. Sánchez-Ortega I, Querol S, Encuentra M, et al. Plerixafor in patients with lymphoma and multiple mieloma: effectiveness in cases with very low circulating CD34+ cell levels and preemptive intervention versus remobilization. Bone Marrow Transplant 2015; 50: 34-9.

GUÍA PRÁCTICA DE MOVILIZACIÓN Y AFÉRESIS DE CÉLULAS PROGENITORAS HEMATOPOYÉTICAS

ESTRATEGIAS DE MOVILIZACIÓN PARA TRASPLANTE AUTÓLOGO Y ALOGÉNICO.

MOVILIZACIÓN EN MIELOMA MÚLTIPLE Dra. María Victoria Mateos. Servicio de Hematología. Complejo Asistencial Universitario de Salamanca/IBSAL.

Introducción El Mieloma Múltiple (MM) es la segunda neoplasia hematológica en orden de frecuencia después del Linfoma no Hodgkin. Afecta fundamentalmente a gente de edad avanzada y su incidencia es de aproximadamente 4 a 6 casos nuevos por cada 100.000 habitantes y año.1 Se caracteriza por la proliferación de células plasmáticas clonales en la médula ósea, que producen inmunoglobulinas completas o cadenas ligeras monoclonales que se detectan en estudios electroforéticos de las proteínas del suero y/u orina de los pacientes. Estos dos criterios, junto con la presencia de eventos que definen el MM, caracterizan el MM que antes se denominaba sintomático y ahora se considera sólo MM y significa que los pacientes requieren iniciar tratamiento sistémico. El Grupo de Trabajo Internacional de Mieloma (IMWG) ha revisado recientemente los criterios diagnósticos de la enfermedad y se requiere al menos 10% o más de células plasmáticas clonales en la médula ósea. Además, para que se considere necesario tratamiento se requiere la presencia de sintomatología clínica relacionada con la enfermedad, que se resume con el acrónimo inglés “CRAB”: Hipercalcemia (Calcium increase), insuficiencia renal (Renal impairment), anemia y lesiones óseas (Bone disease); o la presencia de uno o más de los siguientes biomarcadores que sirven para identificar pacientes con MM asintomático pero con un riesgo de progresar a MM del 80-90% a los 2 años desde el diagnóstico: infiltración en médula ósea por más del 60% de células plasmáticas, ratio de cadenas ligeras libres en suero afectada/no afectada igual o superior a 100, o presencia en la resonancia magnética nuclear de cuerpo entero o columna vertebral de dos o más lesiones focales.2

Tratamiento del Mieloma En el momento actual, sólo los pacientes con la definición de MM recientemente actualizada deben recibir tratamiento. No obstante, actualmente se sabe que existe un grupo de pacientes con MM asintomático con alto riesgo de progresar a MM sintomático que pueden ser susceptibles de recibir tratamiento en un futuro. Aunque se han descrito diferentes factores pronósticos en el MM que, teóricamente, podrían condicionar un tratamiento adaptado al riesgo, en el momento actual, la estratificación vigente es la edad para considerar a los pacientes candidatos o no a recibir altas dosis de quimioterapia seguida de trasplante autólogo de progenitores hematopoyéticos (TAPH).3

Teniendo en cuenta el tema del capítulo a revisar, nos centraremos en realizar una breve revisión del tratamiento de primera línea de los pacientes con MM candidatos a TAPH. La administración de altas dosis de quimioterapia seguida de TAPH es considerado un estándar de tratamiento de primera línea para pacientes con MM, consolidado por la realización de dos importantes estudios en los que el trasplante autólogo usando altas dosis de melfalán como acondicionamiento fue superior a la quimioterapia convencional en tasa de remisiones, lo que se tradujo en un aumento significativo de la supervivencia libre de progresión y de la supervivencia global.4,5 Aunque otros dos estudios, español y americano, no demostraron esta superioridad para el trasplante autólogo, su rama control era más intensa y los pacientes recibían ya una dosis acumulada de melfalán significativamente superior, que podría explicar la ausencia de diferencia e, indirectamente, aceptar el trasplante autólogo como estándar de tratamiento.6,7 Además, es un procedimiento bien tolerado y asociado con buena calidad de vida. Aunque la edad límite para la realización de trasplante autólogo es 65 años en los ensayos realizados dentro del Grupo Español de Mieloma, en la práctica se debe tener en cuenta la edad biológica para poder ofrecer la administración de altas dosis de quimioterapia a pacientes entre 65 y 70 años. Por lo tanto, el esquema de tratamiento incluye un esquema de inducción a la remisión, seguido de recogida de progenitores hematopoyéticos de sangre periférica (PHSP) y consolidación con quimioterapia a altas dosis utilizando rescate con PHSP (TAPH). Inducción a la remisión Existen diferentes opciones de tratamiento de inducción a la remisión, que siempre se han elegido pensando en su eficacia aunque también en que no comprometieran la recogida de PHSP. En el pasado, vincristina, adriamicina y dexametasona (VAD) fue el estándar de inducción por la mayoría de los grupos o la poliquimioterapia VBCMP/VBAD para el grupo español de MM. Sin embargo, en el momento actual, los nuevos fármacos, como los inhibidores de proteasomas o inmunomoduladores (IMiD’s), han demostrado en ensayos randomizados ser superiores a la quimioterapia convencional, VAD, VBMCP/VBAD o talidomida-dexametasona (TD), utilizada en el pasado como estándar en EEUU. En Europa, uno de los esquemas considerados estándar y más utilizados en la inducción es la combinación de bortezomib, talidomida y dexametasona (VTD), pues ha demostrado ser superior a TD en tres ensayos randomizados,8-10 tanto en tasa global de respuestas (ORR) como en tasa de remisiones completas (RCs) y supervivencia libre de progresión (SLP) (Tabla 1). Tras la inducción con VTD se consigue una tasa de RCs que oscila entre el 13% y 35%. No está bien definido el número de ciclos de inducción necesarios antes de proceder al TAPH y varía entre 3, 4 o 6. Cualquier opción es válida y no hay ninguna comparación directa para asegurar cuál es la óptima. En el Grupo Español de Mieloma Múltiple se ha considerado que el número de ciclos óptimos sería 6. Las razones son que la tasa de RC del 35% es la más alta reportada utilizando el esquema VTD como inducción y porque a lo largo de 6 ciclos, se pueden identificar a los pacientes primariamente refractarios que pueden

beneficiarse de estrategias más agresivas desde el momento del diagnóstico. La desventaja sería que el incremento del número de ciclos aumenta la toxicidad, fundamentalmente la tasa de neuropatía periférica. Existe posibilidad de utilizar otros esquemas como inducción previo al TAPH, como aparecen en la tabla 1. Todos ellos pueden ser potencialmente usados como inducción. Con respecto a la posibilidad de añadir un agente alquilante como cuarto fármaco a un esquema de inducción basado ya en la combinación de inhibidor de proteasoma e IMiD, un estudio randomizado ha demostrado recientemente que no añade beneficio significativo pudiendo potencialmente comprometer la recogida de PHSP y aumentar la toxicidad.

Altas dosis de quimioterapia seguida de TAPH El régimen de acondicionamiento estándar para los pacientes con MM es melfalán, a dosis de 200 mg/m 2, administrados en uno o dos días de forma previa a la infusión de progenitores hematopoyéticos. La realización del TAPH tras la inducción con combinaciones basadas en nuevos fármacos consigue aumentar la tasa global de respuestas y, especialmente, la tasa de RCs. En la tabla 1 se pueden observar estos resultados. En la experiencia del Grupo Español de Mieloma Múltiple, 200 mg/m2 de melfalán como acondicionamiento tras 6 ciclos de VTD, incrementa la tasa de RCs hasta el 46%, lo que se traduce en una mediana de SLP de 56 meses, con un 76% de pacientes vivos a 4 años.10

Estos resultados demuestran que, aunque actualmente la realización de TAPH en pacientes de nuevo diagnóstico está en debate, en el momento actual, la inducción con nuevos fármacos seguido de TAPH son estrategias complementarias y no alternativas. Además, el TAPH en primera línea es bien tolerado por los pacientes que, habitualmente tienen un estado general bueno y, no sabemos si tras exposiciones prolongadas a nuevos fármacos, la sensibilidad al agente alquilante en el momento de la recaída va a ser igual. El grupo Italiano ha publicado recientemente los resultados de un ensayo randomizado comparando TAPH frente a consolidación con melfalán, prednisona y lenalidomida tras inducción con lenalidomida y dexametasona y las altas dosis de melfalán seguido de TAPH fueron superiores tanto en SLP como en SG.11 Están, no obstante, pendientes los resultados del ensayo randomizado que comparará TAPH en primera línea frente a TAPH en recaída tras inducción con bortezomib, lenalidomida y dexametasona (VRD). Con respecto al número de TAPHs, aunque en el momento actual se realiza TAPH único debido a que los estudios que evaluaron la realización de doble TAPH en tándem no demostraron un beneficio significativo,12-14 hay que destacar que para pacientes que alcanzan RC tras el primero y dura al menos 2 años, una opción es realizar un segundo TAPH. Además, resultados de un estudio europeo integrando datos de los grupos cooperativos francés (IFM), italiano (GIMEMA), español (PETHEMA) y holandés-alemán (HOVON-GMM) han demostrado que la realización de doble TAPH en tándem es un factor pronóstico positivo con valor independiente tanto para la SLP como para la SG en pacientes con citogenética de alto riesgo (t(4;14) o del 17p) o de ultra alto riesgo (si tienen LDH elevada y estadio ISS 3 además de alguna de las alteraciones citogenéticas antes mencionadas).15 Tratamiento post-TAPH El Interferón utilizado en el pasado como tratamiento de mantenimiento fue abandonado debido a la toxicidad y, en el momento actual, existen estrategias postTAPH, de consolidación y/o de mantenimiento. La consolidación significa la administración de tres o cuatro ciclos iguales a la inducción tras el TAPH con el objetivo de mejorar la calidad de la respuesta obtenida. El mantenimiento, sin embargo, significa administración de tratamiento continuado hasta progresión de la enfermedad con el objetivo de mantener la respuesta obtenida previamente. Los resultados obtenidos por el grupo GIMEMA acerca de la consolidación con tres ciclos de VTD tras el TAPH son muy prometedores y la tasa de RC fue del 61%, por lo que es una estrategia post-TAPH que la mayoría de grupos está incorporando a sus ensayos y que incluso es factible aplicar en la práctica habitual.16 Resultados similares han sido reportados utilizando otros esquemas como VRD o carfilzomib, talidomida y dexametasona como consolidación. El mantenimiento, por el contrario, está menos consolidado como práctica en la clínica diaria. Los resultados con talidomida no son óptimos, fundamentalmente debido a la tolerancia y calidad de vida, aunque lenalidomida duplica la SLP con respecto al placebo en tres estudios, con beneficio en la SG en uno de ellos que se consolida al aumentar el seguimiento.17-19 Bortezomib también se puede usar como mantenimiento, con resultados prometedores. No obstante, la estrategia del mantenimiento todavía necesita consolidarse, necesitando

saber qué pacientes se pueden beneficiar y hasta cuándo y cómo monitorizar la eficacia, siendo necesarios estudios que individualicen el tratamiento de mantenimiento en función del grado de respuesta que se alcance.

Estado actual de la movilización La movilización en pacientes con MM se realiza principalmente, aunque no de manera exclusiva, con factor estimulante de colonias granulocíticas (G-CSF) sólo o ciclofosfamida más G-CSF. Es posible también movilizar con otros esquemas de quimioterapia, o incluso, con la administración de varios factores de crecimiento, aunque estas técnicas prácticamente no son utilizadas en la práctica clínica 20. Aunque existe un consenso ampliamente aceptado acerca del número mínimo de células CD34+ requerido para poder administrar altas dosis de quimioterapia (2 millones de células CD34+ por kilogramo de peso del paciente), existen algunas controversias con respecto a la recogida de células CD34+ en pacientes con MM. ¿Cuál es la dosis óptima de células CD34+ que debe infundirse tras la administración de altas dosis de quimioterapia? La administración de más de 3 millones de células CD34+/Kg se ha asociado con mejores resultados, fundamentalmente en recuperación hematopoyética, que es más rápida con menor incidencia de infecciones y complicaciones hemorrágicas.21-23 Sin embargo, estos resultados están basados en estudios retrospectivos o meta-análisis y sería necesario un estudio prospectivo para definir la dosis óptima. ¿Existe un número de células CD34+ óptimo para ser recogidas en el proceso de movilización? Como se ha indicado previamente, el número mínimo de células CD34+ para infundir es de 2 millones de células CD34/kg. Sin embargo, el Grupo de Trabajo Internacional de MM (IMWG), en un consenso publicado en 2008, acordó que idealmente deberían recogerse al menos 4 millones de células CD34/Kg y, si fuera posible, hasta 8-10 millones de células CD34+. Estas cifras permitirían que, en la mayoría de pacientes, se recogiera suficiente cantidad de células CD34+ para poder recibir al menos dos trasplantes autólogos, no siempre seguidos como parte de una misma línea de tratamiento, sino a lo largo de su enfermedad.20 Esto tiene especial valor en el momento actual en que la supervivencia de los pacientes con MM se está prolongando. ¿Hay un estándar para movilizar a los pacientes con MM? No existe ningún estudio randomizado y prospectivo que evalúe las distintas opciones de movilización de progenitores hematopoyéticos, y los resultados derivan de estudios retrospectivos en su mayoría. No obstante, las estrategias más comunes y clásicamente utilizadas han sido:

Factores de crecimiento: El factor estimulante de colonias granulocíticas (GCSF) (filgrastim o lenograstim) son los únicos agentes movilizadores aprobados en Europa para pacientes pediátricos y adultos. Es el más comunmente utilizado en todo el mundo (80-90%), solo o tras administración de quimioterapia. -

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G-CSF como agente único: La dosis aprobada es de 10 g/Kg/día vía subcutánea. Se inicia 4 días antes de la primera aféresis y se continúa su administración hasta el último día de aféresis. El pico de células CD34+ en sangre periférica se alcanza habitualmente en el día 5 de la administración de G-CSF. En los diferentes estudios, el número de células CD34+ recogidas oscila entre 2,5 y 5,8 x 106/Kg durante una mediana de dos a cinco a sesiones.24 La tolerancia es buena, y los efectos secundarios más comunes son dolor óseo, cefalea, anemia y trombopenia. La rotura esplénica es un efecto secundario raro que podría ocurrir e, igualmente, fenómenos trombóticos, a tener en consideración si existen antecedentes o factores de riesgo.25 La tasa de fallos de movilización con G-CSF como agente único es de, aproximadamente, un 23%. G-CSF pegilado (pegfilgrastim): Es una variante del filgrastim utilizada hasta el momento actual en el contexto de ensayos clínicos.26 Su vida media de 33 horas, a diferencia de las 3-4 horas del filgrastim, hacen que una dosis única sea suficiente para movilizar. El perfil de toxicidad es similar al G-CSF y la tasa de fracasos de movilización es similar al filgrastim como agente único.27 Factor estimulante de colonias granulocito-macrófago (GM-CSF): Su uso está restringido a EEUU y su uso es mucho menos frecuente que filgrastim, especialmente porque es menos eficaz con más acontecimientos adversos.28

Quimioterapia más factores de crecimiento: G-CSF es el factor de crecimiento habitualmente utilizado con quimioterapia para movilizar progenitores hematopoyéticos. La justificación del uso de quimioterapia para movilizar es que se recogerían mayor número de células CD34+ que con GCSF solo, requiriendo menor número de sesiones.29 En los pacientes con MM la quimioterapia más comúnmente administrada es ciclofosfamida a dosis de 2 o 3 g/m2 en dosis única con lo cual también podría añadirse un posible efecto antitumoral. No obstante, la tasa de fracasos de movilización es similar a filgrastim solo (alrededor de un 25%). Además, el beneficio de un mayor número de células progenitoras debe ser balanceado con una menor capacidad para predecir el momento óptimo de pico de progenitores en sangre periférica. Ello conlleva que sea necesario monitorizar al paciente durante varios días para decidir el momento de inicio de la aféresis. Existe además un aumento del riesgo de desarrollar infecciones, episodios de neutropenia febril, ingresos, transfusiones, toxicidad gastrointestinal, requerimiento de antibióticos, etc.30 En la tabla 2 aparecen las estrategias convencionales de movilización con sus ventajas e inconvenientes.

Factores que condicionan una movilización y recogida de progenitores adecuadas Como se ha mencionado anteriormente, tras el uso de los diferentes esquemas de movilización propuestos, hasta en un 25% de los pacientes la movilización y recogida de progenitores hematopoyéticos no es adecuada. Hay muy pocos estudios que de una manera prospectiva hayan evaluado los factores que pueden predecir el éxito o fracaso de la movilización de células CD34+ en pacientes con MM. De hecho, para considerar que un paciente es un “mal movilizador” se pueden utilizar diferentes criterios, como por ejemplo, el pico de células CD34+ en sangre periférica, o el incremento gradual de estas células circulantes, o las células CD34+ recogidas, o incluso el número de pacientes candidatos a trasplante que finalmente pueden someterse al procedimiento.

No obstante, existen una serie de parámetros que sí se deben tener en cuenta, que pueden aparecer basalmente o durante el curso de la movilización, y que nos indican una alta probabilidad de mala movilización y, por lo tanto, nos permite tener preparadas estrategias de rescate para poder realizar la recogida adecuadamente (Tabla 3).31 Algunos de los parámetros relacionados con la estrategia movilizadora planteada y que pueden predecir fracaso de la movilización son:    

Episodio de neutropenia febril tras la administración de quimioterapia como estrategia movilizadora. Liberación de citoquinas pro-inflamatorias tras la administración del factor estimulante. Requerir tratamiento de soporte, como antibióticos o soporte transfusional. Recuperación lenta de leucocitos y plaquetas, así como anemia tras movilización con quimioterapia, indicando que la reserva medular es pobre.

Otros factores, que pueden aparecer durante el curso de la movilización y que también pueden predecir fracaso en la movilización son:  

Retraso del momento previsto en que se planea la aféresis (debido a número insuficiente de células CD34+ circulantes en sangre periférica). Volumen no adecuado de procesamiento de sangre que puede traducirse en una recogida de progenitores escasa.

Además, existen otros parámetros relacionados con el paciente, estado de su enfermedad y tratamientos recibidos que también pueden ayudarnos a predecir si la movilización y recogida de progenitores hematopoyéticos va a poder realizarse o no:       

Edad superior a 60 años. Estadios avanzados de la enfermedad. Haber recibido más de dos líneas previas de tratamiento. Reserva medular pobre, con menos del 30% de celularidad hematopoyética. Tener una infiltración medular elevada por células plasmáticas. Haber recibido lenalidomida como tratamiento previo o bendamustina. Haber recibido radioterapia en zonas de alta actividad de médula ósea.31

Aunque los parámetros descritos anteriormente pueden anticiparnos que el paciente puede ser un “mal movilizador”, el parámetro objetivo más relevante que predice una mala movilización es el número de células CD34+ en sangre periférica pre-aféresis, y de hecho, está bien establecido por diferentes grupos que el número mínimo de células CD34+ en sangre pre-aféresis debe ser 10 por microlitro, para que la recogida sea adecuada. Junto con este parámetro, el haber recibido quimioterapia citotóxica previa, irradiación de zonas ricas en médula ósea, y fallo a una movilización previa son los criterios que podemos considerar “mayores” para predecir un fracaso en la movilización. En la tabla 3 aparece un listado de los diferentes parámetros que nos pueden ayudar a la identificación de “malos movilizadores”.32

Estrategias para optimizar la movilización y recogida de progenitores hematopoyéticos Como se ha expuesto previamente, el fracaso previo en una movilización anterior es uno de los criterios más importantes para predecir un nuevo fallo de movilización. Una estrategia en caso de fracaso de una primera movilización es administrar quimioterapia, fundamentalmente ciclofosfamida a dosis no superior a 4 g/m 2 seguida de G-CSF. No obstante esta estrategia va a ser capaz de rescatar a un número reducido de pacientes.32 En el momento actual, existe un nuevo factor de crecimiento, plerixafor (AMD3100), cuya característica fundamental es que es un inhibidor reversible selectivo del receptor de quimiocinas (motivo C-X-C) 4 (CXCR4) que bloquea la unión de su ligando, el factor 1a derivado de células estromales (SDF-1a) y aumenta la liberación de células CD34+ a la sangre periférica.24 Su uso está aprobado para potenciar la movilización de progenitores hematopoyéticos en pacientes con MM que no movilicen adecuadamente. Cuando se administra vía subcutánea, el pico de liberación de células progenitoras a la sangre periférica se detecta aproximadamente 10-12 horas tras la inyección, volviendo a sus niveles basales a las 24 horas. La rapidez en el proceso de movilización comparado con el G-CSF, tras el cual es necesario esperar cuatro días

para detectar el pico de células CD34+ en sangre e iniciar la colecta, es una de las principales ventajas de este nuevo agente movilizador.33 Además, esta rapidez y control sobre el pico de máxima liberación permite su administración “a demanda”, sin planificar el momento de administración por adelantado y sin ser necesario anular un programa de movilización porque ésta no resulte óptima. Los estudios iniciales realizados en pacientes con linfoma no Hodgkin y MM, así como diversos programas de uso compasivo del fármaco para rescatar a pacientes que habían fracasado a una primera movilización, demostraron que hasta un 71% de pacientes con MM eran capaces de ser rescatados.34-36 Posteriormente, estos resultados se han confirmado en dos estudios randomizados fase III realizados en pacientes con LNH y MM.37,38 En el estudio 3102, realizado en pacientes con MM, la variable principal fue la obtención de 6 x 106/Kg en 2 días de aféresis. La segunda variable analizada fue la obtención de 2 x 106/Kg en cuatro o menos días de aféresis y además, tener éxito en el injerto de neutrófilos y plaquetas. Un 71,6% de los pacientes con MM consiguieron recoger al menos 6 millones de células CD34/Kg en, como máximo, dos aféresis, mientras que sólo un 34,4% de los pacientes movilizados con G-CSF solo consiguieron este objetivo. Adicionalmente, el porcentaje de pacientes que consiguen este objetivo e injertan con éxito tras el TAPH, fue del 70,3% en los pacientes que recibieron G-CSF más plerixafor comparado con el 34,4% en el grupo que recibió G-CSF solo. Cuando se considera 2 x 106/Kg la cantidad mínima de CD34+ en 4 días o menos y que los pacientes injerten, el objetivo lo alcanzaron un 93,5% de los pacientes con G-CSF más plerixafor frente a un 88,3% en el grupo de GCSF solo. En resumen, el uso de plerixafor en combinación con G-CSF para pacientes que han fracasado a una primera movilización es prometedora con resultados positivos, aunque los resultados provienen de programas de uso compasivo del fármaco. Hay que destacar que los ensayos randomizados fueron realizados en primera movilización y, por lo tanto, cabe esperar que los resultados en fracasos a la primera movilización no sean tan positivos. No obstante, lo que es más importante es que plerixafor, de acuerdo a su indicación, puede rescatar a pacientes que no han conseguido movilizar progenitores hematopoyéticos, aprovechando el mismo proceso, sin ser necesario anular la programación de recogida. Subanálisis realizados en los estudios randomizados han mostrado que el uso de plerixafor puede optimizarse añadiéndose al G-CSF en la tarde-noche del día 4 en pacientes en los que el recuento de células CD34+ en sangre periférica es