Guia de Practicas Toxicologia Farmaceutica

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 1 de 47

1. Practica No 2 2. Unidad curricular 2 3. Tema: Relación dosis-efecto/respuesta dosis-efecto/respuesta (Igual tóxico diferente dosis) 4. Objetivo

  Observar la variedad de efectos/respuestas que produce una misma sustancia



administrada por la misma vía pero en diferente dosis 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la respuesta gradual de un individuo en función de la variación de la dosis, evidenciándose un incremento del efecto al aumentar la dosis, hasta llegar a una dosis Dm en que se alcanza un efecto máximo. Para calcular la relación dosis efecto es conveniente realizar la administración en varios individuos y como no todos los individuos experimental idéntico efecto se denomina respuesta a la relación porcentual de esa población que manifiesta el efecto requerido. Efecto: manifestación de la acción de un xenobiótico que modifica un mecanismo biológico o

función fisiológica que va ligado a dos variables: dosis y tiempo Respuesta: Puede utilizarse como sinónimo de efecto, pero se refiere a la relación porcentual de la población en que se manifiesta un efecto Dosis: Cantidad de materia administrada a un individuo indi viduo en relación a su p peso eso y volumen corporal ordinariamente en 24 horas. Latencia: Tiempo transcurrido durante desde la administración hasta la aparición del efecto Duración del efecto: Tiempo transcurrido desde la aplicación del efecto hasta que desaparece el efecto. 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas 1.  Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado 2.  Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, san gre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 3.  No tocar con las manos ni probar los reactivos químicos. 4.  El empleo de animales de laboratorio con fines experimentales y de diagnóstico impone al usuario la obligación moral de adoptar todas las medidas necesarias para evitar que aquéllos padezcan dolores o sufrimientos innecesarios. 6.2 Equipos, materiales y reactivos

 

 

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Reactivos

Materiales/Equipos

Biológicos: Ratones blancos (4 por grupo) Químicos: Cafeína conc. 8mg/ml

Jaulas Balanza Jeringuilla de insulina

Alcohol antiséptico 6.3 Procedimiento

1.  Pesar cada uno de los ratones y numerar del 1 al 4 2.  Administrar a cada uno de los l os ratones una dosis de cafeína como sigue a)  Ratón 1: 50 mg/Kg (dosis nula) b)  Ratón 2: 80 mg/kg (dosis terapéutica) c)  Ratón 3: 100 mg/kg (dosis toxica) d)  Ratón 4: 130 mg/Kg (dosis letal) 3.  Calcular el volumen exacto de solución de cafeína 8 mg/Kg de acuerdo al peso de cada ratón 4.  Utilizar como vía de administración la interperitoneal i nterperitoneal 5.  Observar los efectos biomarcadores RATON NO 

1 2 3 4

DOSIS

EFECTO

Nula Ningún efecto aparente Terapéutica Estimulación del SNC, incremento de frecuencia cardiaca y respiratoria Toxica Ansiedad, taquicardia, agitación, movimiento involuntarios y convulsiones Letal Muerte

6.  Medir los tiempos de latencia y de duración del efecto 7.  Obtener porcentajes con cada respuesta con datos acumulados de todos los grupos y hacer una representación gráfica. 7. Resultados   Cálculos: Peso del ratón Volumen de producto Porcentaje del efecto máximo: E/ Efecto máximo (Em) x 1000 

  Hacer una representación gráfica de la relación dosis efecto  –efecto determinados con



los datos acumulados (Em vs Dm)

 

 

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8. Discusiones Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y

proponer explicaciones. Evitar especulaciones. 9. Conclusiones No se deben repetir puntos de la discusión discusi ón o incluir material irrelevante.

Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario: NA 11. Bibliografía REPETO, M, Toxicología Fundamental, 3° edición Ediciones Díaz de Santos S.A, Madrid. 2009 OMS. Manual de bioseguridad. 3° edición. Ginebra. 2015 Chemblog, curiosidades de la química, 2005 http://chemblog.zoomblog.com/archivo/2005/12/31/cafeina.html 12. Anexos: NA

 

 

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1. Practica No 3 2. Unidad curricular 2 3. Tema: Determinación Determinación del potencial toxico (diferente toxico-igual dosis) 4. Objetivo

  Experimentar con diferentes sustancias estimulantes, administradas en una



población en estudio, por la misma vía en una misma dosis manifiesta una variedad de respuesta de acuerdo a su potencia   5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la experimentación con sustancias clasificadas dentro de una misma acción (estimulante del SNC), tiene un rango de dosis muy amplio, es decir, que mientras que con un dosis determina una sustancia añadida a un producto de consumo, produce el efecto deseado (no toxico), otras sustancias del mismo grupo pueden producir efectos diferentes, inclusive la muerte. Los estimulantes del SNC, producen un estado de alerta, resistencia al sueño, resistencia al cansancio, actúan sobre el centro del hambre y reducen las sensopercepciones s ensopercepciones olfativas, por lo que son utilizadas como anorexientes o reguladores del apetito. El efecto guarda relación con la dosis y el tipo de estimulante (cafeína, anfetaminas, efedrina) 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas 5.  Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado sensopercepciones olfativas

6.  Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 7.  No tocar con las manos ni probar los reactivos químicos. 8.  El empleo de animales de laboratorio con fines experimentales y de diagnóstico impone al usuario la obligación moral de adoptar todas las medidas necesarias para evitar que aquéllos padezcan dolores o sufrimientos innecesarios. 6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Biológicos: Ratones blancos (3 por grupo) Químicos: Cafeína 3mg/ml, cocaína 3mg/ml,

anfetamina 3mg/ml Alcohol antiséptico

Materiales/Equipos

Jaulas Balanza Jeringuilla de insulina

 

 

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Guantes quirúrgicos

6.3 Procedimiento

8.  Cada uno de los tres ratones debe debe recibir una dosis de 10mg/Kg de ca cada da uno de los diferentes estimulantes así: A.  Ratón 1: 10 mg/Kg Cafeína B.  Ratón 2: 10 mg/kg Cocaína C.  Ratón 3: 10 mg/kg Anfetamina Antes de la administración, calcular el volumen exacto de cada uno de los principios activos de acuerdo al peso de cada ratón. 2. Utilizar como vía de administración la l a interperitoneal 3. Observar los efectos RATON NO 

1 2 3

DOSIS

10 mg/Kg Cafeína 10 mg/kg Cocaína 10 mg/kg Anfetamina

EFECTO

Ningún efecto aparente Taquicardia, inquietud, confusión, euforia Confusión mental, desorientación, agitación, estatus epiléptico, palpitaciones Contracción de la mandíbula

cuenta los tiempos de: 4.  Tomar en cuenta

  Latencia   Duración del efecto

 

5. Obtener porcentajes de cada respuesta con los datos acumulados de todos los grupos del

curso 7. Resultados   Cálculos: Peso del ratón Volumen de producto Porcentaje del efecto máximo: E/ Efecto máximo (Em) x 1000 

  Modelo experimental   Respuestas producidas y tiempos

 

 

 

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  Hacer una representación gráfica de la relación de la dosis- respuesta con los datos



acumulados (respuesta vs log dosis) y determinar la mayor pendiente para deducir la sustancia con mayor potencial toxico 8. Discusiones Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones.

Evitar especulaciones. 9. Conclusiones No se deben repetir puntos de la discusión discusi ón o incluir material irrelevante.

Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

  ¿Cuál de las tres sustancias utilizadas de la considera de mayor cuidado y



porque?   ¿Calcular la DL50 de cada una de las sustancias utilizadas en el experimento?



11. Bibliografía   REPETO, M, Toxicología Fundamental, 3° edición Ediciones Díaz de Santos S.A, Madrid. 2009   OMS. Manual de bioseguridad. 3° edición. Ginebra. 2015   Gisbert Juan, Villanueva Enrique. Medicina legal y toxicología, Manson SA. España. 2005 https://books.google.com.ec/books/about/Medicina_legal_y_toxicolog%C3%ADa.html ?id=MfL2NT12iAQC&redir_esc=y 





12. Anexos: NA

 

 

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1. Practica No 5 2. Unidad curricular 5 3. Tema: TOXICIDAD SUBAGUDA EN 14 DIAS   4. Objetivo

  Inducir in vivo la la generación generación de efe efectos ctos colaterales colaterales producidos por ácido acetilsalicílico acetilsali cílico (ASA), por administraci adm inistración ón oral.



5. Fundamento y método de la práctica

La administración repetida de medicamentos puede dar origen a procesos fisiológi fisiológicos cos de origen tóxico, entre los que se describen como los productos sobre el aparato digestivo con irritación o causticación. Efecto hematológico, alteración de la funcionalidad. Efectos sobre el SNC, alteraciones del equilibrio ácido base. La dosis mínima administrador debe ser la terapéutica o la que produzca concentraciones sanguíneass semejante sanguínea s emejantess a las que origina ésta en humanos. La toxicidad por dosis dosis repetida o subcrónica se presenta luego de la administración administración de un período de tiempo inferior al 10% de vida media del animal em empleado pleado (general (generalmente mente se realizan ente 14 a 28 en ratones o 90 días en ratas) El ácido acetilsalicílico (ASA), químicamente es un éster del ácido salicílico (AS) este último tan irritante que solo se utiliza en forma externa local por su acción acció n queratolítica para el tratamiento de verrugas, callosidades, infeccione infeccioness micóticas, entre otras. El ASA es el medicamento analgésico, inflamatorio y terapéutico más prescrito y también involucrado en automedi automedicación cación constituyendo causa común de intoxicaciones en niños y adultos. Entre los efectos indeseables se destacan procesos fisiopatológicos de origen tóxico como: gastrointestinales, neurológicos,hepáticos, electrolíticos y del equilibrio ácido base cutáneos, hematológicos inmunológicos renales. ASA: Ácido acetilsalicílico, fármaco con carácter ácido. Causticación: alteración Irreversible de los componentes celulares que consiste la desnaturalización desnaturali zación de los lípidos y proteínas celulares. Equilibrio Ácido-Base: estado de concentraci concentración ón de hidrogeniones hidrogeniones de forma equilibrada de manera que el pH se mantiene casi constante gracias a la existencia de Mecanismos tampones y acciones reguladoras del aparato respiratorio y riñón. riñón . Apostosis: es una destrucción o muerte celular programada provocada por ella misma, con el fin de auto controlar su desarrollo y crecimiento, esta desencadenada desencadenada por señales celulares celular es controladas genéticamente.

 

 

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6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

Parámetros a observar: Biomarcadores. Biomarcadores.          

posibles cambios externos durante los 14 días de exposición. exposición. Variación de peso Signos de necropsia. Alteraciones hematológicas: hematológicas: formula leucocitaria, leucocitaria, tiempo de sangría. Alteraciones gástricas: intensidad de irritación irritación o he hemorragias morragias en lla a vía gastrointestinal gastrointesti nal úlceras gástricas, gastritis erosiva.   Observar diferencias diferencias entre el trastorno producido por el ASA Y ASA efervescente.

    



6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Biológicos: Biológi Biológicos: cos: (ratones

Materiales/Equipos

blancos 2

por grupo)  Químicos: Soluci Solución ón de ASA 2,5 mg /ml   Alimento 

Jaulas Balanza Cánula

Bebedores  Equipos de disección  Microscopio  Equipos de seguridad personal 6.3 Procedimiento

1. Pesar cad cada a uno de los los ratone ratoness y numerar. 2. Antes de lla a Administración Administración calcular calcular el volumen exacto exacto de la la solució solución n de ASA de acuerdo con el peso de cada rato. 3. Cada grup grupo o debe trabajar con con los dos ratones ratones blancos. 4. Utilizar la vía de administración administración oral mediante la cánula. 5. La dosis a ser administrada administrada es de 25 mg/kg ( ratón 1 ASA normal, normal, ratón 2 ASA ASA efervescente) 6. Realizar una toma de muestra de sangre sangre de la la cola del Ratón, para el frotis frotis hematológico inicial colocando una gota en la placa portaobjetos y hacer un estiramiento de la gota, para fórmula leucocitaria y formas de eritrocitos y leucocitos. 7. Medir el titiempo empo de sangría, reali realizando zando limpieza limpieza de la zona de punción punción con el algodón con el alcohol, medir el tiempo desde la punción hasta que deje de sangrar. 8. Administrar lla a dosis diaria vía oral durante 14 días. observar di diariamente ariamente las condiciones condicion es de salud de los animales. 9. Observar di diariamente ariamente las las condiciones condiciones de salud de los ani animales males

 

 

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10. Realizar Realizar control de peso y de condiciones generales a los 7 días. 11. Cumplido el tiempo de tratamiento 14 días se procederá a examinar los 12. animales. Pesar a los ratones que permitan evidenc evidenciar iar pérdida o ganancia de peso. 13. Extraer muestra de sangre para realizar un frotis hematológico final para la fórmula leucocitaria leucocitaria y formas de eritrocitos eritrocitos y leucocitos, para comparar comparar el frotis inicial y comparar posibles posibles efectos hematológicos. hematológicos. 14. Medir el tiempo de sangría y comparar con el inicial. 15. colorear las placas con colorante wrigth. 16. Realizar la necropsia a los animales realizando un examen externo e interno (tres cavidades: abdominal, torácica y craneal) a fin de evidenciar las alteraciones fisiopatológicas fisiopatol ógicas macroscópicas, externas o internas. 17. examinar el órgano blanco: cortar la zona de tejido de estómago posiblemente afectado, estirar lo más posible sobre un cubreobjetos y observar al microscopio la ulceración irritación gástrica. 18. Registrar los datos en la tarjeta de necropsia. necropsia. 7. Resultados   Cálculos: Peso del ratón Volumen de producto 

  hacer una representa representación ción gr gráfica áfica de lla a relación de la dosis rrespuesta espuesta con llos os datos acumulados en los grupos (respuesta vs log dosis)



8. Discusiones Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones.

Evitar especulaciones. 9. NoConclusiones se deben repetir puntos de la discusión discusi ón o incluir material irrelevante.

Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario: NA 11. Bibliografía REPETO, M, Toxicología Fundamental, 3° edición Ediciones Díaz de Santos S.A, Madrid. 2009 OMS. Manual de bioseguridad. 3° edición. Ginebra. 2015 Chemblog, curiosidades de la química, 2005 http://chemblog.zoomblog.com/archivo/2005/12/31/cafeina.html 12. Anexos: NA

 

 

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1. Practica No 6 2. Unidad curricular 2 3. Tema: Bloqueo en el suministro y transporte de O 2 (mecanismo de acción) 4. Objetivo

  Experimentar con diferentes sustancias estimulantes, administradas en una



población en estudio, por la misma vía en una misma dosis manifiesta una variedad de respuesta de acuerdo a su potencia   5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en el estudio de los diferentes mecanismos mediadores de las reacciones bioquímicas y fisiológicas que conducen a los efectos tóxicos en órganos blanco (toxico dinámica). En el proceso respiratorio son dos los mecanismos afectados Bloqueo en el suministro de oxígeno: Existen compuestos que bloquean los mecanismos en los cuales es indispensable la presencia de oxígeno, pues tiene la capacidad de unirse al Fe3+ de la citocromo oxidasa formando un compuesto estable con lo que se bloquea la cadena respiratoria intra mitocondrial impidiendo el suministro de oxígeno produciendo la asfixia celular Ej. Cianuros Bloqueo en el transporte de oxigeno: El CO, al ingresar por vía respiratoria se absorbe muy rápidamente rápidamente pasando al torrent torrentee sanguíneo en do donde nde se combina con la hemoglobina, al unirse con el Fe 2+ del HEM, para formar la coboxihemoglobina complejo tóxico estable que impide el transporte de O 2 Mecanismo de acción:  es la forma como el toxico actúa sobre el organismo vivo produciendo una lesión bioquímica inicial responsable de las perturbaciones fisiológic fisiológicas as

y/o anatomopatológicas. anatomopatológicas. Respiración celular: llamada también respiración interna es el conjunto de reacciones

internas por la cuales determinados compuestos orgánicos son degradados con producción de energía. Hemoglobina: pigmento rojo contenido en los hematíes de la sangre de los vertebrados

cuya función consiste en captar el oxígeno de los alveolos pulmonares y comunicarlo a los tejidos y en tomar el dióxido de carbono de estos y transportarlo de nuevo a los pulmones para expulsarlo. 6 Parte experimental

 

 

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6.1 Instrucciones previas 9.  Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 10.  Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, san gre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 11.  No tocar con las manos ni probar los reactivos químicos. 12.  El empleo de animales de laboratorio con fines experimentales y de diagnóstico impone al usuario la obligación moral de adoptar todas las medidas necesarias para evitar que aquéllos padezcan dolores o sufrimientos innecesarios. 6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Biológicos: Ratones blancos (2 por grupo) Químicos: 

Cianuro de sodio 0.5 mg/ml Formiato de sodio solido Ácido sulfúrico concentrado Alcohol antiséptico

Materiales/Equipos

Jaulas Balanza Jeringuilla de insulina Guantes quirúrgicos

6.3 Procedimiento

Pesar a cada ratón y numerar Administrar a cada ratón un toxico diferente   Ratón 1: administrar CO   Ratón 2: administrar CN 



 

Administración de CO por vía respiratoria:

1.  Realizar la generación de CO: en un Erlenmeyer colocar 0.5 g de formiato de sodio, añadir un goteo de 2 ml de ácido sulfúrico concentrado con lo que se produce la generación de CO que es conducido hacia la cámara a través de una tubuladora 2.  Colocar el ratón bajo la cámara a donde se conecta co necta el tubo de desprendimiento del generador de CO. 3.  Observar los cambios fisiológicos que sufre el ratón como: cambio en la frecuencia respiratoria, coloración rosado-roja carminado de la piel de las extremidades orejas y cola.

 

 

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4.  Determinar el tiempo de latencia, desde el inicio de la exposición hasta que el ratón que en inconsciencia 5.  Cuando el ratón entra en un estado de inconsciencia sacar al Raton de la cámara de CO, y reanimar al ratón mediante m ediante aireación 6.  Observar y determinar el tiempo de recuperación  

Administración de cianuro de sodio por vía IP:

1.  Pesar al ratón 2.  Calcular el volumen de administración que corresponde a la dosis de 3 mg/kg de peso de cianuro de sodio 3.  Administrar por vía IP la cantidad calculada. 4.  Observar los efectos: convulsiones, tiempo de latencia hasta su muerte.

8. Discusiones Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones.

Evitar especulaciones. 9. Conclusiones No se deben repetir puntos de la discusión discusi ón o incluir material irrelevante.

Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario 11. Bibliografía:

  REPETO, M, Toxicología Fundamental, 3° edición Ediciones Díaz de Santos S.A, Madrid.



2009

  OMS. Manual de bioseguridad. 3° edición. Ginebra. 2015



12. Anexos

N.A

 

 

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1. Practica No 7 2. Unidad curricular 2 3. Tema: Manejo de MICROMEDE MICROMEDEX X 4. Objetivo

  Conocer el manejo del programa micromedex y la aplicación de este en



instituciones de soporte toxicológicas a nivel del país.   5. Fundamento y método de la práctica

Micromedex se trata de un conjunto de bases de datos de información médica, farmacológica y toxicológica que conforman una suite de gestión del conocimiento. Lo componen más de 30 bases de datos. Es capaz de proporcionar información sobre cualquier fármaco a nivel mundial a través del aspecto del fármaco, o nombre comercial del medicamento del país de origen con su correspondencia en el mercado nacional. Evalúa posibles contraindicaciones, reacciones reacciones adv adversas ersas e incompatibilidades de forma inmediata y visual entre diferentes medicamentos y/o patologías. Informa sobre la posible intoxicación tanto farmacológica como de sustancias que puedan ser ingeridas, así como su tratamiento. Contiene bases de información toxicológica y farmacológica como: 1.  2.  3.  4.  5. 

 



DRUGDEX® System  DRUG INTERACTIONS  IV COMPATIBILITY  MARTINDALE  DRUG IDENTIFICATION 

Interfaz y uso de las herramientas 

 

 

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Caja de Búsqueda sencilla (flecha 4)

Simplemente escribimos cualquier término, frase o pregunta en el cuadro de búsqueda que está disponible en todas las páginas para llegar a la información que desea. Micromedex está diseñado para buscar y entregar resultados en una interfaz limpia y despejada. La búsqueda por defecto se realiza contra la base de d e datos Drugdex. Permite buscar por la marca comercial o el principio activo: Rasilez/ Aliskiren Ali skiren  Pantalla de Resultados

La pantalla deen resultados junto al vías nombre del medicamento grupos de medicamentos los cualesmuestra se clasifica y las de administración. Bajo (1) estalos presentación podemos escoger entre las pestañas de “Respuestas rápidas” o “Respuestas detalladas” según

la profundidad precisada. Tanto en un caso como en el otro, el cuerpo central proporciona la información del fármaco basada en evidencias. Los números entre corchetes enlazan con las referencias bibliográficas; pinchando en ellos se abrirá una ventana emergente para consultar el resumen o el texto completo a través t ravés de Pubmed 

 

 

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Desplegando los diferentes apartados de la información resumida en el menú de la izquierda, accedemos a la información sobre dosis (adultos, pediátricas, ajustes de dosis en casos concretos, etc.), sobre las contraindicaciones, alertas, precauciones (específicamente en el embarazo y en la lactancia), sobre las interacciones con otros fármacos o con comidas, indicando el nivel de gravedad y el nivel de documentación e evidencias que existen en cada caso. Descendiendo por ese menú aparece “Patient education”, un recurso clave para la educación del paciente, ya que el

profesional puede suministrarle esta información resumida al paciente, sobre consejos para tomar la medicación o posibles efectos secundarios, etc. Desde el menú de la derecha (2) podremos acceder a la base de datos Martindale. Pinchando en ese enlace (Martindale) se abre una ventana emergente en la que podremos escoger entre la información relativa a ese medicamento o del grupo de medicamentos en el que se encuadra. La primera información que ofrece no está recogida en Drugdex; son unos datos más administrativos, obtenidos de CAS Registry, pero muy útiles, que muestra los nombres de fármacos comerciales y laboratorios que los comercializan de todos los países  –  Opción “PROPIETARY NAMES” del menú de la derecha de la página resultante. En el cuerpo central nos aparecen las opciones de mostrar el documento

 

 

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completo e imprimir (enlaces arriba a la derecha). La opción Imprimir, nos permite seleccionar todo o alguna sección concreta del documento. Herramientas del menú horizontal (flecha 5)

En la barra horizontal superior, las distintas pestañas nos ofrecen interesantes herramientas: Interacciones de fármacos o Drug Interactions Nos permite comprobar las interacciones de los elementos de los medicamentos, medicamentoalimento, mediamento-etanol, medicamentotabaco, medicamento-prueba de laboratorio, medicamento-embarazo, medicamento-lactancia, duplicación de principio activo y alergia. La información sobre interacciones puede ser calculada calcu lada para un medicamento único o entre múltiples fármacos. Comparación de fármacos En esta pestaña podremos introducir hasta 20 medicamentos o principios activos para compararlos de dos en dos punto por punto: dosis recomendadas, efectos adversos o las advertencias de caja negra.

6. Bibliografía de   Andalucía, J. d. (15 de 05 de 2016). Biblioteca virtual del Sistema Sanitario Publico de



 Andalucia. Obtenido de https://www.bvsspa.es/prof h ttps://www.bvsspa.es/profesionales/bbdd-y-otrosesionales/bbdd-y-otros-

recursos/recursos/micromedex

  Couto, U. G. (21 de 11 de 2016). Guía de uso de Micromedex.  Obtenido de



https://bibliosaude.sergas.gal/DXerais/435/guia%20micromedex.pdf

 

 

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1. Practica No 8 2. Unidad curricular 2 3. Tema: CONCENTRACION LETAL 50 (CL 50) 4. Objetivo

  Determinar la concentración o dosis en que una sustancia química o fármaco



tiene la causar la muerte en el 50% de d e los individuos tratados (artemias salinas Artemia spp.) con un toxico a una concentración determinada (CL50)  5. Fundamento y método de la práctica

Para medir la toxicidad de una planta, p lanta, extracto, susta sustancia ncia química o fármaco, se recurre con frecuencia la prueba de (CL50) en Artemia salina, que no es sino un pequeño camarón del mar (crustáceo originario de la Bahía de San Francisco, cuyos nauplios larvas , son sensibles a una gran variedad de sustancias, es un organismo completo en cuanto a sistemas enzimáticos se refiere, se emplea para evaluar la toxicidad de un vegetal, también como método de comprobación de la actividad de plaguicidas, micotoxinas, toxinas de dinoflagelados y sustancias de acción farmacológica. Los huevos de la Artemia salina se venden como alimento para peces. La actividad observada en el test con artemia salina, se expresa como toxicidad a los camarones CL50, es decir la dosis que mata al 50% de los camarones, es un ensayo de toxicidad general. Se considera como citotoxico cuando la CL 50 es igual a 1000-2000 ppm en extractos crudos y es menor a 200 ppm en sustancias puras. Artemia salina:  Artemia spp. son camarones minúsculos de cuerpo blando, de color

carmelina y transparentes a la luz; lu z; pertenecen al Phylum Arthopoda, clase Crustaceae, subclase Branchiopoda. Se conocen generalmente por el nombre de artemia, también llamados “monos de mar” o “brine shrimp” en inglés.  CL50: Es la concentracon de una sustancia en el medio que se puede pronosticar causara

la muerte del 50% de una población determinada de individuos bajo condiciones experimentales DL50:  Es la dosis única derivada estadísticamente de una sustancia química, que se

puede pronosticar causara la muerte de un 50% de una población de individuos que la reciben bajo condiciones experimentales 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 18 de 47

13. Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 14. Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 15. No tocar con las manos ni probar los reactivos químicos. químicos. 16. El empleo de animales de laboratorio con fines experimentales y de diagnóstico impone al usuario la obligación moral de adoptar todas las medidas necesarias para evitar que aquéllos padezcan dolores o sufrimientos innecesarios. 6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Biológicos: Huevecillos de artemia salina Químicos:  

  Agua de mar natural

Si no dispone de agua de mar natural preparar agua de mar natural artificial ( se pesa 40 g de sal de mar, 0.006 g de levadura de cerveza, aforar a un litro de agua destilada, y ajustar el pH a 7,8   Glifosfato 480 g/l: 1 ml de producto en 100 ml ( 4,8mg/l) Diluciones: 1:5 (960 mg/ml), 1:40 (120 mg/l), 1:200 (24 mg/l) 1: 1000 (4,8 mg/l) 

Materiales/Equipos

Cubeta Oxigeno Lámpara de 100 watts Balanza Tubera Tubos de ensayo de 15 ml Lupa Pipetas Pasteur Balones aforados Caja petri

6.3 Procedimiento Incubación de A. salina

7.  Incubar 0,1 g de huevecillos de A. Salina n agua de mar previamente oxigenada colocar en un recipiente de plástico hasta las 2/3 partes dividida por una pared intermedia con un espacio en la pared baja de 2 mm; 8.  Mantener en condiciones de oscuridad y oxigenación 9.  Uno de los compartimie compartimientos ntos se mantiene iluminado a temperatura de 100 watts 10. Dejar de 24 a 48 horas de incubación bajo iluminación a temperatura temperatura de 22 a 29 0C, los nauplios al eclosionar son atraídos a la luz.

 

 

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11. Pasar los nauplios eclosionados a otro recipiente con la ayuda de una micropipeta y mantener en condiciones oxigenadas y temperatura de 22-29 0C, además preparar un blanco con 5 ml de agua de mar 12. Colocar 10 nauplios en cada tubo y completar con 6ml de agua de mar. Total 30 nauplios por cada dilución, el volumen de agua de mar que se toma con las larvas no debe exceder 0,05ml 13. Dejar en incubación durante de 24 a 48 horas a 25 0C en la oscuridad 14. Con la ayuda de una lupa contar los muertos y los vivos por observación del movimiento de los apéndices durante 10 seg. 15. Realizar los cálculos dela CL50, haciendo las correcciones respectivas con la fórmula de Abbot considerando muerto en el ensayo y muertos en el blanco 16. Determinar la DL50 del d el Glifosato, mediante interferencia matemática por el método Probbit 8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

Metodo probbit para el cálculo de la CL50 por inferencia a partir de la CL50 11. Bibliografía:

  Pino Pérez O, Jorge L, 2010, Rev. Protección Veg. Vol. 22 No. 1 (2010): 34-43 34 -43   Rodríguez Garza R, 2010, Tamizaje Fitoquímico y Actividad Biológica, Universidad

 

Autónoma de Nuevo León    Vinardell MP,2014, Alternativas a los animales de laboratorio en la docencia, Dep. Fisiologia, Facultad de Farmacia, F armacia, Universidad de Barcelona, Rev. Toxicología AETOX, Vol 31 N° 2 España.



12. Anexos

  Calculo mediante la fórmula de Abbot



 

 

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1. Practica No 9 2. Unidad curricular 2 3. Tema: PRUEBAS DE IDENTIFICACION PREELIMINAR DE DROGAS DE ABUSO 4. Objetivo

  Reconocer química y físicamente las diferentes drogas que causan



farmacodependencia mediante pruebas preliminares o de campo que orientan farmacodependencia el analisis de laboratorio en la aplicación de técnicas confirmativas 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la extracción del alcohol de la muestra de sangre mediante microdifusión para luego ser cuantificado por una reacción de óxido-reducción con dicromato potasio, el cual al reducirse el cromo cambia de color, del color amarillo original a verde, la intensidad de color es directamente proporcional proporcional a la concentrac concentración ión de alcohol presente en la muestra y que puede ser cuantificado espectrofotométricamente espectrofotomé tricamente frente a estándares de concentració concentración n conocida. Microdifusión:   Método de separación de tóxicos gaseosos y volátiles a partir de pequeñas cantidades de muestra biológica. Cámara de CONWAY:  dispositivo para realizar procedimientos de separación por Microdifusión. 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

17. Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 18. Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 19. No tocar con las manos sin guantes, ni probar los reactivos químicos. 20. La muestra de sangre con anticoagulante EDTA, deber ser tomada sin utilizar alcohol en la asepsia de la zona de punción 21. Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) 6.2 Equipos, materiales y reactivos

 

 

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Reactivos Químicos: 

Carbonato de potasio 20%  Agua destilada Estándar de Alcohol metílico de 0,2 g/l   Ácido sulfúrico 10%  Ácido sulfúrico conc. Ácido Cromotropico 0,5% Sulfito de sodio (Solución saturada) Dicromato de potasio-ácido: (3.7 g de dicromato de potasio en 150 ml de agua dest., añadir lentamente 280 ml de ác. sulfúrico conc., enfriar, añadir agua dest. hasta completar un volumen total de 650 ml). Permanganato de potasio-ácido (3 g de KMnO4, 15 cm3 de ác. Fosfórico y diluir a 100 cm3 con agua dest.

CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 22 de 47

Materiales/Equipos            

Tubos de ensayo de 15 ml Tubos tapa rosca de 15 ml Cámara CONWAY Pipetas volumétricas de 1ml Probeta de 10ml Espectrofotómetro Espectrofotóme tro VIS

6.3 Procedimiento   Extracción por microdifusión microdifusión Metanol 

Preparar la cámara de CONWAY, en el compartimiento central, colocar 2.2 cm3 de ác. sulfúrico al 10 %, en el compartimiento externo colocar 1 cm3 de solución de carbonato de potasio 20 % y 1 cm3  de muestra (sangre), cerrar la cámara inmediatamente, homogeneizar por rotación y dejar en reposo por dos do s horas a temperatura ambiente o por 20 min. a 37 °C. Etanol

Preparar la cámara de CONWAY: colocar 2 ml m l de solución de dicromato de potasio ácido en el compartimiento central. En el compartimiento externo colocar por goteo l ml de carbonato de potasio 20 % y 1 ml de muestra (sangre), cerrar la cámara inmediatamente y dejar en reposo por 2 horas a temperatura ambiente o por 20 min. a 40 ° C luego observar el cambio de color en el compartimiento central.

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 23 de 47

* Preparar un estándar de 2.0 g/litro y un blanco de reactivos

  Prueba cuantitativa:



Metanol

Oxidación : A 1,0 cm3 del compartimento central, oxidar con 1- 2 gotas de solución de permanganato de potasio, agitar, dejar en reposo por dos min y decolorar el exceso de permanganato añadiendo añadiendo gota a gota solución de sulfito de sodio. Desarrollo de color: a la solución oxidada añadir 0.2 cm3 de ác. cromotrópico, agitar, añadir por las paredes del tubo 2 cm3 de ác. sulfúrico conc. en caso positivo aparecerá aparecerá un anillo de color violeta en la interfase. En caso positivo, añadir a la reacción anterior 2 cm3 más de ác. sulfúrico conc. y mezclar, dejar en reposo por 20 min. y leer la D.O. a 570 nm. Preparar un estándar y un blanco en igual procedimiento que la muestra. Etanol

Tomar el contenido del compartimie compartimiento nto central y colocar en una probeta de 10 ml. lavar varias veces el compartimiento central con agua destilada y colocar todo en la probeta, hasta aforar a 10 ml. Leer la D.O. a 630 nm en un espectrofotómetro, encerando con el blanco de reactivos. 8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

Consultar que es metanol, etanol, bebida alcoholica 11. Bibliografía:

Sunshine, I, 1987, Methodology for Analitical Toxicology, 5ta. Impresión, Vol. I, Editorial CRCPress, USA, Florida Vallejo, M, Toxicología Analítica, Universidad Nacional de Bogotá

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 24 de 47

Ferrari, Luis, 2005, Maual de Técnicas Analíticas en el Laboratorio de Toxicología, La Plata – Argentina, Editores Leda Giannuzzi 12. Anexos

  Fórmula para el cálculo de la concentración de metanol y etanol en la muestra



de sangre

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 25 de 47

1. Practica No 10 2. Unidad curricular 2 3. Tema: DETERMINACION DE METANOL Y ETANOL EN SANGRE 4. Objetivo

  Determinar cuantitativamente cuantitativamente la presencia presencia de alc alcohol ohol etílico y metílico en



sangre para evaluar el efecto toxico producido por p or estas sustancias. 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la extracción del alcohol de la muestra de sangre mediante microdifusión para luego ser cuantificado por una reacción de óxido-reducción con dicromato potasio, el cual al reducirse el cromo cambia de color, del color amarillo original a verde, la intensidad de color es directamente d irectamente proporcional proporcional a la concentra concentración ción de alcohol presente en la muestra y que puede ser cuantificado espectrofotométricamente espectrofotomé tricamente frente a estándares d dee concentración conocida. Microdifusión:   Método de separación de tóxicos gaseosos y volátiles a partir de pequeñas cantidades de muestra biológica. Cámara de CONWAY:  dispositivo para realizar procedimientos de separación por Microdifusión. 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

22. Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 23. Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 24. No tocar con las manos sin guantes, ni probar los reactivos químicos. 25. La muestra de sangre con anticoagulante EDTA, deber ser tomada sin utilizar alcohol en la asepsia de la zona de punción 26. Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) 6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos

Materiales/Equipos

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 26 de 47

Químicos: 

Carbonato de potasio 20%  Agua destilada Estándar de Alcohol metílico de 0,2 g/l   Ácido sulfúrico 10%  Ácido sulfúrico conc. Ácido Cromotropico 0,5% Sulfito de sodio (Solución saturada) Dicromato de potasio-ácido: (3.7 g de dicromato de potasio en 150 ml de agua dest., añadir lentamente 280 ml de ác. sulfúrico conc., enfriar, añadir agua dest. hasta completar un volumen total de 650 ml). Permanganato de potasio-ácido (3 g de KMnO4, 15 cm3 de ác. Fosfórico y diluir a 100 cm3 con agua dest.

           

Tubos de ensayo de 15 ml Tubos tapa rosca de 15 ml Cámara CONWAY Pipetas volumétricas de 1ml Probeta de 10ml Espectrofotómetro Espectrofotóme tro VIS

6.3 Procedimiento   Extracción por microdifusión microdifusión Metanol 

Preparar la cámara de CONWAY, en el compartimiento central, colocar 2.2 cm3 de ác. sulfúrico al 10 %, en el compartimiento externo colocar 1 cm3 de solución de carbonato de potasio 20 % y 1 cm3  de muestra (sangre), cerrar la cámara inmediatamente, homogeneizar por rotación y dejar en reposo por dos do s horas a temperatura ambiente o por 20 min. a 37 °C. Etanol

Preparar la cámara de CONWAY: colocar 2 ml m l de solución de dicromato de potasio ácido en el compartimiento central. En el compartimiento externo colocar por goteo l ml de carbonato de potasio 20 % y 1 ml de muestra (sangre), cerrar la cámara inmediatamente y dejar en reposo por 2 horas a temperatura ambiente o por 20 min. a 40 ° C luego observar el cambio de color en el compartimiento central. * Preparar un estándar de 2.0 g/litro y un blanco de reactivos

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 27 de 47

  Prueba cuantitativa:



Metanol

Oxidación : A 1,0 cm3 del compartimento central, oxidar con 1- 2 gotas de solución de permanganato de potasio, agitar, dejar en reposo por dos min y decolorar el exceso de permanganato añadiendo añadiendo gota a gota solución de sulfito de sodio. Desarrollo de color: a la solución oxidada añadir 0.2 cm3 de ác. cromotrópico, agitar, añadir por las paredes del tubo 2 cm3 de ác. sulfúrico conc. en caso positivo aparecerá aparecerá un anillo de color violeta en la interfase. En caso positivo, añadir a la reacción anterior 2 cm3 más de ác. sulfúrico conc. y mezclar, dejar en reposo por 20 min. y leer la D.O. a 570 nm. Preparar un estándar y un blanco en igual procedimiento que la muestra. Etanol

Tomarveces el contenido del compartimie compartimiento ntocon central colocar eny colocar una probeta ml. lavar varias el compartimiento central aguaydestilada todode en10 la probeta, hasta aforar a 10 ml. Leer la D.O. a 630 nm en un espectrofotómetro, encerando con el blanco de reactivos. 8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

Consultar que es metanol, etanol, bebida alcoholica 11. Bibliografía:

Sunshine, I, 1987, Methodology for Analitical Toxicology, 5ta. Impresión, Vol. I, Editorial CRCPress, USA, Florida Vallejo, M, Toxicología Analítica, Universidad Nacional de Bogotá

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 28 de 47

Ferrari, Luis, 2005, Maual de Técnicas Analíticas en el Laboratorio de Toxicología, La Plata – Argentina, Editores Leda Giannuzzi 12. Anexos

  Fórmula para el cálculo de la concentración de metanol y etanol en la muestra



de sangre

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 29 de 47

1. Practica No 11 2. Unidad curricular 2 3. Tema: DETERMINACION DE ALCALOIDES 4. Objetivo

  Extraer los diferentes alcaloides de las muestras biológicas de personas



intoxicadas o farmacodependientes para su identificación. 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la extracción de principios activos de naturaleza alcalina, considerados químicamente como alcaloides, de muestras biológicas, la purificació p urificación n en medio ácido, extracción en medio alcalino y la identificación de cada uno de ellos mediante cromatografía de capa fina por comparación con estándares conocidos. Alcaloides:  Sustancia de origen natural, químicamente son aminas primarias, secundarias o terciarias, generalmente de acción tóxica. 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

27. Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 28. Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 29. No tocar con las manos sin guantes, ni probar los reactivos químicos. 30. Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) 6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Químicos: 

Ac. clorhídrico  Amoniaco Cloroformo Sulfato de sodio anh.  Reactivo de Dragendoff

Materiales/Equipos              

Embudo de separación Placas de porcelana excavadas Cámara cromatografía Nebulizador Lámpara de luz UV 254 y 396 nm Centrifuga Capilares

 

 

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Placas de silica silica gel G con aditivo F254 Sulfito de sodio (Solución saturada) Eluente: Acetato de etilo: 17 Metanol: 2 Amoniaco: 1

Permanganato de potasio-ácido (3 g de KMnO4, 15 cm3 de ác. Fosfórico y diluir a 100 cm3 con agua dest.

6.3 Procedimiento

1.  A 30 cm3 de orina, acidificar con 2 cm 3 de HCl 1%, 2.  Extractar con 15 cm3  de cloroformo, separar y descartar la fase orgánica (cloroformo) que contiene impurezas solubles en medio ácido. 3.  La fase acuosa, alcalinizar con amoníaco 4.  Extractar con 20 cm 3 de cloroformo, 5.  Separar la fase orgánica, 6.  Secar mediante filtración en sulfato de sodio anhidro, 7.  Evaporar a sequedad en B.M. 3

8. El residuo disolver en 1 cm  de metanol o en el solvente de extracción. 9.   Colocar unas gotas en la placa excavada y evaporar para reacciones de identificación preliminar y reservar el resto del extracto para la cromatografía. Pruebas de identificación preliminar

1.  Reacción de Dragendorff: Al extracto evaporado en la placa excavada, colocar unas gotas de R. Dragendorff, en presencia de alcaloides se producirá un precipitado de color rojo ladrillo. 2.  Reacción de Marquis : Al extracto evaporado en la placa excavada, colocar unas gotas de R. de Marquis, en presencia de alcaloides del opio aparecerá una coloración violeta. 3.  Reacción Scott: Al extracto evaporado en la placa excavada, colocar 5 gotas de R. de Scott, 2 gotas de HCL y 5 gotas de Cloroformo en presencia de cocaína aparecerá un color azul turquesa en la fase de cloroformo.

Cromatografía Cromatografí a en capa fina:

 

 

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1.  El extracto obtenido realizar la siembra en la placa cromatográfica con la ayuda de un capilar, conjuntamente con estándares conocidos, 2.  Controlar la intensidad de la siembre con la lámpara UV 3.  Colocar la placa en la cámara cromatográfica y correr la cromatografía en un frente de 10 cm. 4.  Secar al ambiente en forma horizontal, 5.  Observar bajo Luz U.V. marcar las manchas 6.  Revelar con reactivo de dragendorff, con lo que las manchas aparecen de color rojo ladrillo, calcular los Rfs e identificar por comparación con los RFs de los estándares. 8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

¿Consultar que es farmacodepe farmacodependencia? ndencia? 11. Bibliografía:

  NACIONES UNIDAS, 2008, Métodos Recomendados para la Detección y análisis



de drogas en especímenes biológicos, Manual para Uso de los Laboratorios Nacionales, Nueva York   Clarke, 1986, Insolation and Identification of Drugs, in Pharmaceuti Pharmaceutical cal Body Fluids and Post-morten Material, 2do Edition, London. http://www.calameo.com/read/000256586a5ab6c0efabc



12. Anexos

N.A

 

 

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1. Practica No 13 2. Unidad curricular 2 3. Tema: DETERMINACION DETERMINACION CANABINOLESEN ORINA 4. Objetivo

  Extraer e identificar los principios activos de la marihuana (cannabinoles) de una



muestra de orina de consumidores de marihuana. 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la hidrólisis alcalina de sus productos conjugados y extracción de los cannabinoles de la muestra de orina de consumidores de cannabis, con un disolvente orgánico y su identificación por métodos cromatográficos, por comparación con estándares conocidos. 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

31. Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 32. Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 33. No tocar con las manos sin guantes, ni probar los reactivos químicos. 34. Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) 35. Muestras Biológicas: a los remanentes de las muestras de orina colocar en recipiente que contenga solución de cloro 5:1000 recién preparada a partir de cloro 10%, dejar en contacto por 15 minutos y desechar al sifón. 36. La Orina recolectada debe estar bajo vigilancia del responsable del proceso 37. Desechos químicos: disolventes, eluentes, colocar el recipiente apropiado, rotulado como desecho para reciclar. 38. El Reactivo de Fast Blue se debe manejar con seguridad por ser una sustancia cancerígena 6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Químicos: 

Materiales/Equipos

 

 

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Éter de petróleo / hexano 

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   

KOH 10N  HCl conc 

 

Sulfato de sodio anh.  Placas de silica silica gel G con aditivo F254  P-dimetilaminobenzaldehido 10 % en etanol  Ácido sulfúrico conc

 

           

Embudo de separación Pipetas graduadas de 5 y 10 ml Erlenmeyer Vaso de evaporización Embudo de filtración Cámara cromatografic cromatograficaa Pulverizador Papel filtro Baño maría Placa de porcelana excavada

Eluente : Hexano - Dioxano (9:1) Vapores de NH3  -Revelador Fast Blue 1% en agua (preparado en fresco). -Fast Blue 10% en sulfato de sodio anhidro 6.3 Procedimiento Hidrólisis alcalina En un erlenmeyer de 250 ml colocar 20mL de muestra de

orina, añadir 2mL de KOH 10N, llevar a B.M. a 55 ° C por 30 min., enfriar en chorro de agua fría, acidificar con HCL conc. Extracción:  La muestra luego de la hidrólisis trasvasar a un embudo de

separación y añadir 20 ml de éter de petróleo, agitar por 1 min. separar (si es necesario con la ayuda de centrifugación) Purificación: filtrar el extracto por sulfato de sodio anh. El extracto obtenido separar en dos partes: la primera porción distribuir en dos pocillos de la placa excavada y la otra mitad concentrar y reservar para la cromatografía Pruebas de identificación preliminar:

1. Evaporar a sequedad el extracto contenido en la placa excavada y cuando esté frio añadir 10 gotas de reactivo p-dimetilaminobenzaldehido y 4 gotas de Ac. sulfúrico conc. en caso positivo se observa en el fondo un color rojo vino, el cual al añadir l ml de agua toma una coloración azulada en presencia de cannabinoles. 2. En otro pocillo a placa excavada colocar un pequeño trozo de papel filtro, evaporar a sequedad el extracto, luego añadir unos mgs. de reactivo Fast Blue al

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 34 de 47

10% en sulfato de sodio sobre el papel y luego unas gotas de agua. En caso positivo aparece una coloración rojo carmín en el papel. Cromatografía Cromatografí a de capa fina

Al extracto reservado para CCF concentrado hasta 0.5 ml, sembrar en una placa cromatográfica conjuntamente con estándares de cannabinoles, Realizar el corrimiento con un frente de 10 cm, secar la placa, revelar con reactivo Fast Blue 1% en agua y exponer a vapores de NH3, en presencia de cannabinoles aparecen manchas de color rosado - rojo carmín – púrpura Medir las distancias del corrimiento, calcular los RFs y comparar las manchas de la muestra con la de los estándares 8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

N.A 11. Bibliografía:

  NACIONES UNIDAS, Métodos Recomendados para el Ensayo de Sustancias



Sometidas a Fiscalización Internacional, Manual para Uso de los Laboratorios Nacionales de Estupefacientes, Nueva York   Clarke, Insolation and Identification of Drugs, in Pharmaceutical Body Fluids and Post-morten Material, London.



12. Anexos

Consultar los siguientes términos: Cannabinoles Alucinógenos

 

 

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1. Practica No 14  2. Unidad curricular 2 3. Tema: DETERMINACION DE ANFETAMINAS EN MUESTRAS BIOLOGICAS   4. Objetivo

  Extraer e identificar los principios activos de anfetaminicos en muestras



biológicas 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la extracción de grupos anfetaminicos o sus derivados y metabolitos a un p H alcalino con la utilización de solventes orgánicos, para luego identificar por métodos cromatográficos por comparación por estandare estandaress conocidos 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

1.  Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 2.  Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 3.  No tocar con las manos sin guantes, ni probar los reactivos químicos.   4.  Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) 5.  Muestras Biológicas: a los remanentes de las muestras de orina colocar en recipiente que contenga solución de cloro 5:1000 recién preparada a partir de cloro 10%, dejar d ejar en contacto por 15 minutos y desechar al sifón. 6.  La Orina recolectada debe estar bajo vigilancia del responsable del proceso 7.  Desechos químicos: disolventes, eluyentes, colocar el recipiente apropiado, rotulado como desecho para reciclar. 8.  Manipular con cuidado el reactivo de ninhidrina en la campana de extracción, con guantes y mascarilla (sustancia cance cancerígena) rígena) 6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Químicos: 

Cloroformo NaOH 1 N 

Materiales/Equipos 

 

Embudo de separación Pipetas graduadas de 5 y 10 ml

 

 

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Reactivo de Marquis  Sulfato de sodio anh.  Placas de silica gel G con aditivo F 254  Reactivo de Mandelin: 0,5 g de vanadato de amonio, disolver en 1,5 cm 3 de agua y diluir a 100 cm3 con ac. Sulfúrico conc  Estándares: Anfetamina, metilfenidato y mazindol 3mg/10ml Eluyente: Metanol-Amoniaco (10:0,15) Reactivo revelador ninhidrina: 0,5 g de Ninhidrina disolver en 40 ml de acetona preparar en fresco

               

Erlenmeyer Vaso de evaporización Embudo de filtración Cámara cromatográfic cromatográficaa Pulverizador Papel filtro Baño maría Placa de porcelana excavada Algodón

-Fast Blue 10% en sulfato de sodio anhidro

6.3 Procedimiento Extracción:  A 20 cm3  de orina alcaliniza alcalinizarr con hidróxid hidróxido o de sodio 1N ( p H 11)

extractar con 20 cm3  de diclorometano/cloroformo separar la capa orgánica y filtrar por sulfato de sodio anhídrido, evaporar a sequedad en B.M. el residuo disolver en 1 cm 3 de metanol o en el solvente de extracción. Colocar unas gotas en la placa excavada y evaporar para reacciones de identificación preliminar luego realizar una siembra en la placa cromatográfica. cromatográfica.  

Pruebas de identificación preliminar: 

1. Reacción de Mandelin.- Al residuo evaporado en la placa p laca excavada añadir unas gotas del reactivo de Mandelin, en la presencia de anfetaminas y derivados se produce coloración verdes de diferente tonalidad. Anfetamina: verde oliva Anfetaminas sustituidas: verde- gris Derivados de anfetaminas: verde limón 2. Reacción de Marquis.- Al residuo evaporado de la placa excavada añadir unas gotas del reactivo de Marquis, en presencia de anfetaminas se presenta varios colores.

 

 

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Anfetamina/ Metanfetamina: anaranjado Anfetaminas sustituidas: Morado-verde oliva-negro Derivados de anfetaminas: no cambia Cromatografía Cromatografí a de capa fina

Al extracto evaporado, redisolver en unas gotas del solvente extractor o metanol y aplicar en la placa cromatográfica conjuntamente con estándares conocidos. Realizar el corrimiento con un frente de 10 cm, secar la placa, revelar con reactivo Ninhidrina calentar brevemente a 110 0  C, aparecen manchas de color rosado- naranja  Medir las distancias del corrimiento, calcular los RFs y comparar las manchas de la muestra con la de los estándares 8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

N.A 11. Bibliografía:

  NACIONES UNIDAS, Métodos Recomendados para el Ensayo de Sustancias



Sometidas a Fiscalización Internacional, Manual para Uso de los Laboratorios Nacionales de Estupefacientes, Nueva York

  Clarke, Insolation and Identification of Drugs, in Pharmace Pharmaceutical utical Body Fluids



and Post-morten Material, London. 12. Anexos 

N.A

 

 

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1. Practica No 15  2. Unidad curricular 2 3. Tema: DETERMINACION DE SALICILATOS EN MUESTRAS BIOLOGICAS  4. Objetivo

  Determinar los niveles sanguíneos de salicilatos en una persona intoxicada o en



tratamiento con salicilitos, o la taza de eliminación en muestra de orina de 24 horas 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la identificación directa de las formas libres y sus metabolitos con sales férricas presentes en el reactivo de Tinder´s que reaccionan con el grupo OH en un medio acido para dar un complejo coloreado, cuya intensidad de color depende de la cantidad de salicilato presente, lo que puede ser aprovechado para cuantificar espectrofotométricamente, espectrofotomé tricamente, comparando con estándares de concentración conocida 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

1.  Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 2.  Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 3.  No tocar con las manos sin guantes, ni probar los reactivos químicos. 

4.  Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) 5.  Muestras Biológicas: a los remanentes de las muestras de orina colocar en recipiente que contenga solución de cloro 5:1000 recién preparada a partir de cloro 10%, dejar en contacto por 15 minutos y desechar al sifón. 6.  La Orina recolectada debe estar bajo vigilancia del responsable del proceso 7.  Desechos químicos: disolventes, eluyentes, colocar el recipiente apropiado, rotulado como desecho para reciclar. 8.  Tomar la muestra de sangre por punción venosa, a los 30 min. posteriores a la administración del fármaco de la medicación (fase de distribución), colocar en un tubo sin anticoagulante, separar el suero por centrifugació centrifugación. n. 9.  Recolectar muestraendefase muestra orina las dos horas luego de la administrac administración ión de la medicación,lafármaco de eliminación.

 

 

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6.2 Equipos, materiales y reactivos Reactivos Químicos: 

H2SO4 50 %  NaOH 1 N  HCl 0,1 N  FeCl3 10% Estándares de salicilato de sodio 10 mg/dl  

Materiales/Equipos  

Tubos de ensayo   Pipetas serológicas   Centrifuga   Espectrofotóme Espectrofotómetro tro VIS

R. Tinder´s:   Cloruro Mercúrico: Mercúrico: 4 g.   Agua: 85 ml   HCl 1N: 12 ml   Fe(NO)3. 9H2O   Agua: 100 ml 









6.3 Procedimiento Pruebas cualitativas: 1. Con cloruro férrico: Colocar en un tubo de ensayo 1ml de orina, añadir 3 gotas

de cloruro férrico al 10%. En caso de positivo p ositivo aparece un color violeta, que indica la presencia de salicilatos o sus derivados. Para evitar confusiones con las coloraciones observadas con las fenotiazinas, se añade una gota de ac. Sulfúrico 50% con lo que la coloración violeta de los salicilatos desaparece, mientras que con las fenotiazinas se intensifica.   2. R. Tinder´s: Colocar en un tubo de ensayo 2 cm3 de orina y 2 cm3 de HCl 0.1 N, calentar en B.M. por 10 min, filtrar filtra r y neutralizar el filtrado con NaOH 0,1 N, añadir 3 gotas de reactivo de Tinder´s. La aparición de un color violeta indica la presencia de salicilatos Pruebas cuantitativas

A 1 cm3 de plasma o suero sanguíneo, añadir 5 ml de reactivo de Tinder´s, agitar por 2min, centrifugar, extraer el líquido sobrenadante y leer en el espectrofotómetro espectrofotómet ro a 540nm.  Preparar un estándar de salicilato de sodio 10.0 mg/dl  

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 40 de 47

8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

N.A 11. Bibliografía:

  NACIONES UNIDAS, Métodos Recomendados para el Ensayo de Sustancias



Sometidas a Fiscalización Internacional, Manual para Uso de los Laboratorios Nacionales de Estupefacie Estupefacientes, ntes, Nueva York

  Clarke, Insolation and Identification of Drugs, in Pharmaceutical Body Fluids



and Post-morten Material, London. 12. Anexos 

N.A

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 41 de 47

1. Practica No 16  2. Unidad curricular 2 3. Tema: DETERMINACION DETERMINACION DE CARBOXIHEMOGLOBINA CARBOXIHEMOGLOBINA  4. Objetivo

  Determinar cuali-cuantitativamente el porcentaje de carboxihemoglobina en



relación con el porcentaje de hemoglobina, lo que permitirá establecer el nivel de exposición a monóxido de carbono. 5. Fundamento y método de la práctica

La determinación de Carboxihemoglobina (COHb) se realiza mediante la extracción a pH adecuado y medición espectrofotométrica espectrofotométrica en el rango visible debido a la coloración rojo carminado que presenta el pigmento hemático. Para su cuantificación se prepara un estándar al 100 % con una fracción de la muestra de sangre, por saturación con CO 6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

1.  Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 2.  Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. 3.  No tocar con las manos sin guantes, ni probar lo loss reactivos químicos.  4.  Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) 5.  Muestras Biológicas: a los remanentes de las muestras de orina colocar en recipiente que contenga solución de cloro 5:1000 recién preparada a partir de cloro 10%, dejar en contacto por 15 minutos y desechar al sifón. 6.  La Orina recolectada debe estar bajo vigilancia del responsable del proceso 7.  Desechos químicos: disolventes, eluyentes, colocar el recipiente apropiado, rotulado como desecho para reciclar. 8.  Muestra 5 ml de sangre obtenida por punción venosa, con asepsia previa, colocar en un tubo con anticoagulante anticoagulante (no utilizar EDTA EDTA)) en tubo lleno sin cáma cámara ra de aire 6.2 Equipos, materiales y reactivos

 

 

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Reactivos

CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 42 de 47

Materiales/Equipos

Químicos:  H2SO4 © grado tecnico  NaOH 10% 

Formiato de sodio

       

Solución aceto-acetica A+B (1:3) pH 5.05  a)  Acido acético glacial 30% v/v b)  Acetato de sodio trihidrato 40,8%

   

Generador de CO Baño maria Tubo de ensayo tapa rosca 15 ml Pipetas serológicas 1,5 y 10 ml Centrifuga Espectrofotómetro Espectrofotóme tro VIS

6.3 Procedimiento Pruebas cualitativas: 1. R. Haldane: Preparar soluciones sanguíneas al 1% v/v (sangre normal y problema) observar simultáneamente. simultáneamente. 

Color rojo amarillento: sangre normal Color rojo carminado: carminado: sangre que contiene contiene COHb 2. R. Alcalina: Preparar soluciones sanguíneas(sangre normal y problema) 3

gotas más agua destilada, añadir a cada tubo 2 ml de NaOH 10% y observar Color castaño inmediato: sangre normal n ormal Color carminado por por cierto tiem tiempo: po: sangre con C COHb OHb 3. R. al calor: Colocar 1ml de sangre (normal y problema) en un tubo de ensayo cada una, colocar en B.M hirviente por 10 min. 

Color café chocolate: sangre normal Color rojo ladrillo: sangre con COH COHb b

Pruebas cuantitativas

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 43 de 47

  Medir 2,5 ml de sangre (problema), colocar en un tubo de 15 ml o Erlenmeyer



con tapa,laagregar 7,5volumen ml de agua destilada y o,5 detubo solución antiespumante.   Separar mitad del obtenido (5ml) en ml otro o recipiente simila similarr      Saturara una de las fracciones con CO por 30 min (colocar aproximadamente 1g de formiato de sodio, en el recipiente generador, hacer gotear lentamente ácido sulfúrico y aplicar calor lentamente con lo que se produce CO)    Colocar 4 tubos de 15 ml con 4 ml de solución aceto-acetica cada uno    Preparar un blanco de reactivos    Agregar en dos de ellos 1 ml de Solución sanguínea (problema sin tratar con CO)     Mezclar, colocar en B.M a 550C por 5 min    Enfriar en chorro de agua por 5min   Centrifugar por 5min a 5000 rpm   Colocar en tubos de 5ml, 2 ml de cada sobrenadante, añadir 10ml de agua destilada en cada tubo y mezclar por inversión in versión   Realizar las lecturas utilizando cubetas diferentes: blanco, sangre problema y sangre tratada con CO   Determinar las absorbancias de cada uno a 570 nm y 630 nm, utilizando como el preparado de los reactivos.

 

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  

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CALCULOS: %   =

 57 − 63(   )  57 − 63(   )

100 

8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

Consultar:

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 44 de 47

Carboxihemoglobina: Ptequias: 11. Bibliografía:

  NACIONES UNIDAS, Métodos Recomendados para el Ensayo de Sustancias



Sometidas a Fiscalización Internacional, Manual para Uso de los Laboratorios Nacionales de Estupefacientes, Nueva York

  Clarke, Insolation and Identification of Drugs, in Pharmaceutical Body Fluids



and Post-morten Material, London.

  La Plata-Argentina. Editores Leda Giannuzzi, 4.1.19



12. Anexos 

N.A

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 45 de 47

1. Practica No 17  2. Unidad curricular 2 3. Tema: EXTRACCION E IDENTIFICACION DE PLAGUICIDAS 4. Objetivo

  Determinar la presencia de plaguicidas en muestras biológicas de personas



intoxicadas, por identificación del grupo de acuerdo a su clasificación química. 5. Fundamento y método de la práctica

Se fundamenta en la extracción de plaguicida en muestras biológicas con un solvente poco polar, para luego ser identificado mediante cromatografía de capa fina visualizando las manchas son reactivos específicos por reacción con átomos presentes en la estructura química del plaguicida, frente a estándares conocidos. Plaguicidas o pesticidas: son sustancias o mezclas químicamente orgánicas e

inorgánicas, de origen natural o sintético, utilizados para prevenir, destruir o controlar cualquier plaga en los campos: agrícola, sanitario y domestico 

6 Parte experimental 6.1 Instrucciones previas

1.  Se usarán en todo momento el mandil para el trabajo en el laboratorio y este debe estar bien abrochado. 2.  Se usarán guantes protectores apropiados para todos los procedimientos que 3. 

4.  5. 

6.  7. 

puedan entrañar contacto directo o accidental con sangre, líquidos corporales y otros materiales potencialmente infecciosos o animales infectados. No tocar con las manos sin guantes, ni probar los reactivos químicos.  Realizar la disposición final de desechos biológicos conforme al Procedimiento de clasificación y eliminación de desechos (PCED-LAB-01) Muestras Biológicas: a los remanentes de las muestras de orina colocar en recipiente que contenga solución de cloro 5:1000 recién preparada a partir de cloro 10%, dejar en contacto por 15 minutos y desechar al sifón. La Orina recolectada debe estar bajo vigilancia del responsable del proceso Desechos químicos: disolventes, eluyentes, colocar el recipiente apropiado, rotulado como desecho para reciclar.

8.  Muestra estomacal puede realizarse en muestras de sangre, orina sustancias: contenido sospechosas

 

 

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 46 de 47

6.2 Equipos, materiales y reactivos

Reactivos Químicos:  Éter etílico 

Materiales/Equipos    

Éter de petróleo

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Ac. Clorhídrico 1%

 

Sulfato de sodio anh.

 

Embudo de extracción Papel filtro Capilares para aplicación cromatográfica Baño maría Pulverizador

Placa cromatográfica con aditivo F 254  Eluente: Hexano- Acetona (4:1) Revelador: 1.- Para thiofosforicos: cloruro de paladio 0,5 % en HCl10% 2.- Para clorados: Nitrato de plata 1% 3.- Para carbamatos: Vainillina 1% en ac. Sulfúrico conc. 4) Para cumarinicos: Ac sulfúrico al 5% 6.3 Procedimiento

De 10 a 50 cm3 o gramos de muestra (contenido estomacal) acidificar con 0,5 cm 3  de HCl 1% añadir 20 cm3 de solvente extractor (éter etílico, éter de petróleo 1:1) en un recipiente extractor (embudo o recipiente con tapa) agitar perfectamente varias veces (10 min). Separar la capa etérea, filtrar por sulfato de sodio anh, evaporar a sequedad en B.M, enfriar, redisolver el residuo en 0,5 cm 3 de eter etílico y aplicar en la cámara cromatográfica, conjuntamente con estándares conocidos de los diferentes plaguicidas, colocar en la cámara cromatográfica con l eluyente, secar la placa, observar bajo la luz UV y luego revelar con el revelador correspondiente 

Revelado

Coloración

1.- Cloruro de paladio 0,5 % en HCl10%

manchas de color amarillo

2.- Soluci Solución ón acuosa de Nitrato de plata 1% 3.- a) Vainillina 1% en ac. Sulfúrico conc.

manchas de color gris

 

 

UCE- FAC.CCQQ LABORATORIO DE TOXICOLOIA b) calentar 4) a) Ac sulfúrico al 5% b) Calentar a 600C

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CÓDIGO: IRDER  –LAB-05 Versión: 02 Fecha de vigencia: 03/2018 Página 47 de 47 manchas de color rosado intenso

manchas de color café  

8. Discusiones

Se puede utilizar referencias para discutir los resultados, compararlos con estudios previos y proponer explicaciones. Evitar especulaciones. especulaciones. 9. Conclusiones

No se deben repetir puntos de la discusión o incluir material irrelevante. Las conclusiones deben basarse en los objetivos planteados en las pruebas presentadas. 10. Cuestionario

Consultar: Carboxihemoglobina: Ptequias: 11. Bibliografía:

  Vallejo, Maria. Toxicología analítica. Universidad Nacional de Bogotá 



  Flajaville. J. Toxicología clínica y analítica, Editorial JIMS, Barcelona



12. Anexos 

N.A