Informe 8 - Pigmentos Fotosinteticos PDF

FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES CARRERA DE INGENIERÍA AMBIENTAL BIOQUÍMICA AMBIENTAL

‘‘PIGMENTOS FOTOSINTETICOS ASOCIADOS A CAMBIOS AMBIENTALES”

Gonzales Briones, Sharon; Pariona Chavez, Stefany;Luque Hernandez,Alessandra; Fernàndez Dàvila, Christian & Rojas Castillo, Belèn

Vélez, Armando

2018

INTRODUCCIÓN Los pigmentos fotosintéticos son las bases de la vida sobre el planeta Tierra. Son las sustancias capaces de captar energía lumínica y de transformarla en energía química mediante la fotosíntesis. La clorofila se le conoce como el primer precursor en las plantas, lo cual en conjunto también está el ácido-aminolevulinico, este es un compuesto de cinco carbonos que proviene del ácido glutámico (Castelfranco y Beale, 2003). Los diferentes tipos de clorofilas, por ejemplo, que se dan en los distintos organismos fotosintéticos presentan pequeñas diferencias que marcaron ya desde su aparición su adaptabilidad para aprovechar la energía lumínica en ambientes muy diferenciados. La absorción de metales pesados por las plantas es generalmente el primer paso para la entrada de éstos en la cadena alimentaria. La absorción y posterior acumulación dependen en primera instancia del movimiento (movilidad de las especies) de los metales desde la solución en el suelo a la raíz de la planta. El efecto del plomo limita la síntesis clorofílica de las plantas. No obstante, las plantas pueden absorber del suelo altos niveles de plomo, hasta 500 ppm. Concentraciones más altas perjudican el crecimiento de las plantas. Mediante la absorción por parte de las plantas, el plomo se introduce en la cadena alimenticia (Rodriguez, 2005). En la actualidad, las diferentes partes de las plantas acumulan el plomo en diferentes grados. En general, las partes del fruto y de la flor acumulan las cantidades más pequeñas de plomo. Motto, et al. (1970) en un experimento de invernadero, notaron que las partes comestibles de zanahorias, tomates, lechugas y papas cultivadas en suelos que contenían 76 a 164 mg.Pb/kg tenían niveles de plomo de 1,3 (mazorca de maíz) a 16 mg/kg (zanahorias). Las concentraciones de plomo eran relativamente más altas en las hojas (más de 74 mg/kg en las hojas del tomate) que en otras partes de estas plantas. Debido a su alta densidad (11.3g.cm), su bajo punto de fusión (327ºC) y su alto punto de ebullición (1749ºC), es un elemento metálico blando, dúctil y maleable, de gran utilidad para el hombre (Scalon, 1999). Las principales fuentes contaminantes de plomo son los residuos y subproductos de la industria metalúrgica, química, farmacéutica y petroquímica (Swaran et al. 2006). Sin embargo, se puede encontrar naturalmente como galena (PbS), cerusita (PbCO3) y anglesita (PbSO) en los suelos agrícolas, 4-1 presentando niveles entre 2 a 300 mg.kg (Bradl, 2005) (Garzón, T. 2003). El objetivo de la investigación fue para determinar la clorofila a y b e identificar la clorofila total, la proporción de los pigmentos de estas diferentes muestras de la planta de tomate.

MATERIALES Y MÉTODOS ÁREA DE ESTUDIO El Biohuerto de la Universidad Científica del Sur (UCSUR), se encuentra ubicada en la Carretera Panamericana Sur Km 19, Villa EL Salvador (15067), Lima, Perú (12º13'21.49'' S y 76º60'37,99'' O). Se realizó la práctica propuesta por la Guía de Bioquímica Ambiental. Aquí es donde se le da las condiciones necesarias para una realización fructífera de la misma. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN Entre los meses de setiembre y noviembre del año 2018, en el biohuerto de la Universidad Científica del Sur, se realizaron plantaciones de tomate, las cuales fueron asignadas a este grupo 13 de todas ellas. Siendo separadas en dos grupos; en tratamientos con metales pesados y controles. El riego de ellas fue inter-diario; 50 ml a cada maceta de plantas de tomate. Tratando que no perderlas, ya que son de suma importancia para el análisis. Luego de 3 meses, estas plantas fueron trasladadas al Laboratorio de la Facultad de Ingeniería Ambiental, para la identificación de pigmentos fotosintéticos asociados a cambios ambientales. Experiencia N° 1 Preparación de la muestra Se lavó arena fina repetidas veces, hasta no observar burbujas, desinfectándolo con lejía al 10%, se colocó la arena limpia sobre una almaciguera agregándole 20 semillas de tomate cubriendo las bandejas con plástico negro hasta que emergieron a un 30% de las plántulas. Se retiró el plástico para separar el 50% de las muestras donde a partir de ese momento se regó, de manera Interdiaria, un grupo de plantas con solución hidropónica (control) y otro con solución hidropónica con plomo a diferentes soluciones 5mM, 10mM, 15mM y 20mM (tratamientos). Además, se midió semanalmente el crecimiento longitudinal de las plantas de tomate con el fin de ver el efecto del estrés. Experiencia N° 2 Extracción de pigmentos Colectar hojas frescas, eliminar las venas mayores y cortar en pedazos pequeños (Solarte, 2011). Se midió 0,1g de hoja proveniente de la muestra control utilizando una balanza analítica. Se usó acetona (80%) como solución extractora, y siguiendo la metodología propuesta por Melgarejo et al. (2010) se realizó el proceso de extracción del contenido de clorofila. Del

extracto, y utilizando un espectrofotómetro Uv-vis, se hicieron lecturas a una longitud de onda de 663nm y 645nm para luego hallar los contenidos de clorofilas y carotenoides; posteriormente, se emplearon las ecuaciones (figura N°1) propuestas por Lichtenthaler (1987) para obtener el contenido de pigmentos.

𝑚𝑔 𝐶𝑙𝑜𝑟𝑜𝑓𝑖𝑙𝑎 − 𝑎 (

[(22,9 𝑥 𝐴645) − (4,68 𝑥 𝐴663)]𝑥𝑚𝐿 𝑎𝑐𝑒𝑡𝑜𝑛𝑎 )

= 𝑔 ℎ𝑜𝑗𝑎

𝑚𝑔 𝐶𝑙𝑜𝑟𝑜𝑓𝑖𝑙𝑎 − 𝑏 (

𝑚𝑔 𝑑𝑒 ℎ𝑜𝑗𝑎

[(12,7 𝑥 𝐴663) − (2,6 𝑥 𝐴645)]𝑥𝑚𝐿 𝑎𝑐𝑒𝑡𝑜𝑛𝑎 )

= 𝑔 ℎ𝑜𝑗𝑎 𝑚𝑔 𝑑𝑒 ℎ𝑜𝑗𝑎 Figura N°1. Ecuación para la determinación de clorofila -a y clorofila-b. Para los análisis estadísticos los resultados se analizaron usando el paquete estadístico SPSS Versión 18. Los datos se promediaron y se analizaron estadísticamente utilizando análisis de varianza (ANOVA). La diferencia menos significativa a 0,05 se utilizó para comparar los medios indirectamente por las pruebas de rango múltiple de Duncan (1955) o directamente según Steel y Torrie (1980). RESULTADOS Con respecto al crecimiento longitudinal del tomate se apreció un mayor crecimiento de las plantas control, ya que en promedio se obtuvo un crecimiento de 26.08 cm en la semana 5, a diferencia de los tratamientos a medida que aumenta la concentración de NaCl han disminuido su crecimiento longitudinal ya que se observa en el tratamiento 4 en promedio su crecimiento longitudinal fue 23.46 en la semana 5 (tabla N 1). Crecimiento del tomate (cm) Concentración semana semana semana semana semana mM 1 2 3 4 5 CONTROL

0

15.68

18.22

21.96

25.06

26.08

T1

5

15.4

16.78

19.16

21.66

24.32

T2

10

15.82

18.32

21.28

23.1

24.24

T3

15

15.86

17.6

20.12

22.88

24.1

T4

20

15.64

17.72

20.82

23.2

23.46

Tabla N 1. Promedio de las medidas longitudinales de las plantas sometidas a estrés por plomo. El tamaño de raíces en los controles y tratamientos de las plantas de tomate fueron variables, se encontró una significancia de 0.04 entre el tratamiento 2 y el control. Además, existe varianza significativa específica en el tamaño de las raíces secundarias entre el control y los Tratamientos 4 y 5 siendo 0,005 y 0,002 respectivamente. La concentración de clorofila total evaluada con el clorofilómetro y método espectrofotométrico. Los datos obtenidos usando Anova fueron; la varianza entre el control y el tratamiento 1 tuvo una sig de 0,774 por lo que se acepta la hipótesis nula, la sig entre el control y el tratamientos 2 es 0,815 por lo que se acepta la hipótesis y se descarta que el plomo está afectando la fotosíntesis de las plantas del T2, por otro lado la sig entre el control y el tratamiento 3 fue 0,0416 entonces se rechaza la hipótesis y se afirma que la concentración de plomo en los tratamiento 3, afectar la clorofila-a y por ende la fotosíntesis de la planta, la significancia entre el control y el tratamiento 4 fue 0.0208 por lo que se rechaza la hipótesis nula. Las concentraciones de clorofila “a” de tratamiento, obtenidas mediante el clorofilómetro donde el tratamiento T4 siendo el mayor con 1,8676 mg/g y el menor T3 con 1,32006 mg/g, también en la Control 1 (1,34614 mg/g). La concentración de clorofila-a presenta 0,609 de significancia no presenta un incremento significativo, sin embargo, comparando son la concentración de clorofila b en el control tiene un 0,174 de significancia la cual se acepta la hipótesis en ambos casos. DISCUSIONES Se puede encontrar una inhibición del crecimiento de la planta, ya sea de las raíces como del resto de órganos. También tienen lugar un gran número de daños estructurales, puesto que la presencia de metales pesados en el interior de las células provoca la aparición de especies reactivas de oxígeno (ROS), produciendo estrés oxidativo. Esto, además, produce una inestabilidad de las membranas celulares (Cobbett, 2002). Los efectos sobre el crecimiento pueden deberse a diferentes causas. En primer lugar, pueden existir efectos sobre la división celular que se traduzcan en una posterior disminución del crecimiento y, por otra, puede haber efectos directos e indirectos sobre la tasa de elongación. Sin embargo, se considera que sólo una pequeña cantidad del contenido total del plomo está disponible para las plantas. Un estudio llevado a cabo en la Universidad de Guelp

(Ontario) mostró que el primer cultivo de pasto centeno removió sólo 0,004 a 0,017 kg Pb/ha de un suelo provisto con 1,5 a 116 kg Pb/ha a través de una aplicación de un fango residual (Bates et al., 1975). En British Columbia, la proporción de plomo entre la lechuga y el suelo que sostenía el cultivo era de 0,015; la concentración de plomo en la lechuga fue de 3 mg/kg, mientras en el suelo era de 200 mg/kg (Walsh et al., 1975). Wilson y Cline (1066) estimaban que solamente 0,003 a 0,005 del total de plomo en el suelo era tomado por las plantas de cebada. Ya que el plomo tiende a acumularse cerca de la superficie del suelo, los cultivos con raíces poco profundas están expuestos a concentraciones relativamente más altas que los cultivos con raíces más profundas (Walsh et al., 1975). La toxicidad del plomo en las plantas difiere con las especies de plantas. Los porotos cultivados en suelos que contenían 820 mg Pb/kg (peso seco) mostraron un pobre crecimiento y una decoloración manchada, mientras que los manís no fueron afectados (Berg, 1970). Una diferencia significativa en la producción de avenas y trébol rojo cultivadas en maceteros ocurrió en concentración de suelo con plomo sobre 50 mg/kg (Hodenberg y Finck, 1975); sin embargo, John y Laerhoven (1972) informaron que no hubo efectos en la producción de avenas en respuesta a un agregado de 1000 mg Pb/kg como Pb (NO3)2, PbCl2, o PbCO3. Las concentraciones de cloruro de plomo de ≥ 125 mg Pb/kg han sido informadas que decrecen el consumo de Ca, Mg, K y P en las plantas de maíz y reducen su cultivo en experimentos de invernadero (Walker et al., 1977).

Hasta el momento, existen estudios tanto sobre la reducción de la longitud radicular como de la parte aérea a altas concentraciones de Pb (50 mM y 1000 mM) en Oryza sativa L. realizadas por Verma y Dubey (2003) aunque en este caso se ha encontrado reducción significativa de la longitud radicular de Zea mays L. a una menor concentración, en concreto 20 mM. Los datos obtenidos; con respecto al crecimiento de la raíz, se hallan a medio camino entre los observados por diversos autores trabajando en diferentes especies. Así, coinciden plenamente con los obtenidos por Obrucheva et al. (1998), quienes observaron una disminución de la longitud radicular de la raíz primaria de plantas de Zea mays tratadas con bajas concentraciones de Pb en el medio que no se tradujo en una disminución del peso seco del sistema radicular en conjunto. En este sentido, Eun et al. (2000) han propuesto como hipótesis que la inhibición del crecimiento radicular bajo toxicidad por plomo puede ser resultado de la inhibición de la división celular de las puntas de raíz. En este sentido, las observaciones realizadas mediante la técnica de tinción vital

muestran un claro efecto de la exposición al Pb sobre la morfología del ápice radicular. En ellas es posible observar un marcado efecto del metal sobre la integridad de la membrana de las raíces expuestas al Pb, pero en el tratamiento +Pb-EDTA se observa un acusado efecto sobre la morfología del ápice que engloba a la región meristemática, la cual es más estrecha que en las puntas del resto de tratamientos (García, 2006). En los resultados afirma la reducción de tanto de la raíz y en los órganos vegetales donde (Parra, 2012) en el artículo realizado de crecimiento de plantas y rendimiento de tomate en diversas relaciones nitrato/amonio y concentraciones de bicarbonato tiene como resultados

que en plantas jóvenes de tomate la relación porcentual 70/30 de

nitrato/amonio en la solución nutritiva disminuyó el peso seco de raíz y el volumen radical, mientras que la concentración de 5 mol HCO3- m-3 en la solución nutritiva redujo el diámetro de tallo, el peso seco de hojas, el volumen radical y la relación vástago/raíz. La relación nitrato/amonio afectó en forma inversamente proporcional la concentración de calcio en hojas y tallos de plantas jóvenes y plantas adultas. En contraste, dicha relación afectó en forma directamente proporcional la concentración de fósforo en hojas y tallos de plantas jóvenes y plantas adultas. La variación no significativa de la clorofila total en ambos grupos de evaluación a excepción del tratamiento 3, puede deberse a que el xenobiótico usado (plomo) que retarda el flujo de electrones en las mitocondrias y cloroplastos lo que puede ocasionar efectos deletéreos sobre la respiración y la fotosíntesis (Rand, 1984). Similares resultados se obtuvieron al no obtener diferencias significativas con microalgas unicelulares denominadas Ankistrodesmus falcatus sometidas a plomo (Martínez, 1996). De igual manera, Illanes (2014) expuso que plantas de zea mays L. a 10mM de concentración no presentó evidencias de un aumento o disminución de plomo significativo entre las concentraciones de clorofila del control y tratamiento. Por otro lado, Baker (1981) experimentó con la planta H. psittacorum donde mostró una mayor producción de clorofila en los tratamientos sin superar a las plantas control, notándose en dicha respuesta fisiológica que la especie hizo un máximo esfuerzo para sobrevivir ante las condiciones de estrés a la cual fue sometida. Además, existen mecanismos considerados como respuestas adaptativas de las plantas para evitar la toxicidad del plomo donde distintos trabajos han enfatizado la importancia de la síntesis de compuestos del metal tales como aminoácidos afines a la prolina para evitar la toxicidad de metales pesados (Alia y Saradhi, 1991).

Los resultados obtenidos en el presente informe demuestran que no existe un una diferencia total de clorofila-a entre el control y el tratamiento de plomo, estos resultados se contrastan con lo obtenido por Shikhova y Lisitsyn (2016) donde encontraron que el contenido de clorofila a en hojas de cebada de algunas variedades, usadas en la agricultura de Rusia, no eran afectadas por la concentración de plomo utilizada (500uM) y en algunos casos, las variedades como Novichok presentaban más producción en este pigmento esto debido a que estas variedades de cereales reaccionaban reorganizando la síntesis de estos pigmentos fotosintéticos. Además, se ha observado que la clorofila-b en el tratamiento sí tiene una diferencia significativa respecto al control. Scalon, J. (1999). Encontró que la clorofila-b fue mayor que la clorofila a indicando que esto es debido a que las variedades de L. pumila que prefieren estar bajo sombra, a diferencia de nuestro trabajo donde se observó que las relaciones entre clorofila a y b dieron como resultado una mayor clorofila-a. El contenido de clorofila y la absorción de nitrógeno se han correlacionado con las unidades SPAD en diversas condiciones ambientales como la intensidad luminosa, temperatura, humedad relativa, plagas, densidad de población, fuente de nitrógeno, etc. (Hiderman et al., 1992; Piekielek y Fox, 1992). La medición de clorofila total

tanto por el método de Arnon (1949) como por el

clorofilómetro SPAD 502 nos dio como resultado que no hubo diferencia significativa en los datos del control y la muestra a pesar de no encontrar una correlación; una relación similar fue encontrada por Shakya et al (2008) donde se observó que al comparar los resultados de la medición por el método destructivo de la clorofila y la medición de unidades SPAD de las 3 variedades de L. pumila siguieron la misma tendencia. Actualmente se conocen poco los mecanismos específicos de absorción de metales pesados por las membranas vegetales. No obstante, se sabe que por difusión, flujo en masa e intercambio catiónico, el plomo alcanza fácilmente la raíz para seguir la ruta apoplástica o la ruta simplástica. Sin embargo, el SPAD provee sólo un índice simple del contenido de pigmentos de la hoja y la determinación de la composición de pigmentos requiere de valores de calibración con mediciones reales de pigmentos usando métodos destructivos (Mielke et ál. 2010). Las relaciones matemáticas entre los valores SPAD y el contenido de pigmentos varía entre especies (Marenko et ál. 2009) o entre variaciones ambientales como la luz. Mielke et ál. (2010) encontraron que los ambientes de luz afectan significativamente los valores SPAD de Eugenia uniflora así como el contenido de

Clorofila-a (Chl a), clorofila-b (Chl b) y clorofila total (Chl a+b). La raíz constituye la entrada principal del plomo en plantas superiores, la cual posee cargas negativas que se unen a cationes en el espacio de la rizosfera formando una interfase en equilibrio, los cuales entran por la pared celular hidrofílica facilitando el transporte e intercambio de iones. Sin embargo, en las zonas apicales jóvenes la banda de caspari no se ha formado, pasando todo el metal apoplásticamente hasta la zona vascular, en las raíces adultas, la diferenciación de tejidos y formación de endodermis ye exodermis obliga a abandonar la vía apoplástica y utilizar la simplástica (Barceló et al., 2005). La textura del suelo es importante ya que influye como factor de fertilidad, retención de agua, aireación, drenaje, contenido de materia orgánica, entre otras propiedades. Por lo que fue importante obtener la textura lo cual indica que su contenido óptimo permite la absorción de Pb por las plantas es regulada por el tamaño de las partículas, capacidad de intercambio del suelo, exudación de la raíz y entre otros parámetros fisicoquímicos del suelo (Lokeshwari y Chandrappa, 2006). A pesar de ello, la solución más factible que se ha dado en áreas contaminadas con plomo han sido aquellos donde han sido excavados y estabilizados con cemento (Salt et al., 1995). RECOMENDACIONES En la actualidad, se desarrollan estudios con el objetivo de resolver la contaminación originada por metales pesados en suelos mediante infinitas estrategias, una de estas estrategias está basada en el uso de plantas que tienen la propiedad de acumular metales pesados; proceso denominado “fitorremediación” que consiste en la transferencia, remoción, degradación y neutralización de compuestos orgánicos e inorgánicos que resultan tóxicos en suelos y agua. Como ejemplo, Rodríguez-Ortiz et al., (2006) estudiaron la extracción de Cd y Pb en plantas de tabaco encontrando potencial en dicha planta para este fin. La fitorremediación tiene muchas ventajas con respecto a los métodos convencionales de tratamientos en lugares contaminados ya que la tecnología es de bajo costo con un impacto regenerativo y su capacidad extractiva se mantiene debido al crecimiento vegetal). El impacto ambiental es mínimo a comparación de otras técnicas que traen consigo efectos secundarios adversos e invasivos (Harvey et al., 2002). Por el lado aplicativo no se considera sencillo ya que para volverse económicamente viable y técnicamente eficiente se deben superar algunas limitaciones. Por ejemplo, sus mecanismos tanto moleculares, bioquímicos y fisiológicos, son pocos conocidos e

insuficientemente entendidos; sin embargo, a pesar de esto, un gran número de plantas definidas como hiperacumuladoras, todavía pueden darse a conocer e identificarse. Además, las enmiendas orgánicas forman parte también, de estrategias para la remediación de suelos toxificados por metales pesados. La materia orgánica unida a los metales pesados forma moléculas complejas de gran estabilidad que pueden disminuir la capacidad de fitoextracción, al igual la fitotoxicidad y permite que se pueda reestablecer la vegetación de sitios contaminados (Robinson et al., 1997). En forma general se recomienda; primero, regar a las plantas con las soluciones respectivas, con las cantidades exactas en los días programados para no tener errores en la práctica. Segundo, Tener la misma cantidad de suelo para todas las plantas de tomate puesto que la variación de este puede generar errores en los resultados de las prácticas. Tercero, regar adecuadamente y con responsabilidad, las plantas para no generar diversos tipos de estrés. Por último, se debe tener cuidado a la preparación de soluciones para no variar sus concentraciones y de esta manera no obtener resultados muy contradictorios a muchos estudios realizados. CUESTIONARIO 1.

¿Cuál es la importancia del ciclo de Calvin en las plantas?

En algas y en plantas superiores existe un único mecanismo primario de carboxilación que resulta en una síntesis de compuestos de carbono: El Ciclo de Calvin o vía de las pentosas fosfato. Su importancia biológica radica en que es la única ruta para los organismos autótrofos, ya sean foto sintetizadores o quimio sintetizadores, permitiendo la incorporación de materia inorgánica en los seres vivos (Alberts et al., 2004). Los productos del ciclo de Calvin son de vital importancia para la biosfera ya que las uniones covalentes de los hidratos de carbono representan la energía total que surge a partir de la obtención de luz por los organismos fotosintéticos. Estos organismos denominados autótrofos liberan la mayor parte de dicha energía mediante el glucólisis y la respiración celular, energía que emplean para mantener su propio desarrollo, crecimiento y reproducción. Una gran cantidad de materia vegetal termina siendo consumida por los heterótrofos, que no pueden sintetizar y dependen de los autótrofos para obtener materias primas y fuentes de energía. El glucólisis y la respiración celular en las células de los heterótrofos liberan energía libre de los alimentos para su uso en estos organismos (Gerald, 2009).

La glucosa, un azúcar fundamental en las células vivas, se produce indirectamente a partir de dos moléculas de gliceraldehído 3 fosfatos (G3P) formadas en el ciclo de Calvin que une azúcares de tres carbonos simples (G3P), también conocida como 3 fosfogliceraldehído (PGAL) utilizando ATPy NADPH procedentes de las reacciones luminosas y del CO2 presentes en el aire. Estas moléculas de G3P se utilizan para producir bloques de construcción de moléculas de seis carbonos incluidas la fructosa y la glucosa (seis carbonos cada uno) que pueden luego combinarse para producir la sacarosa (compuesta por doce carbonos) que es el principal azúcar utilizado en la transposición de carbohidratos desde las hojas hasta otra parte del vegetal (Freeman, 2008). 2.

Explique el metabolismo de las porfirinas.

La primera etapa de la biosíntesis de la porfirinas en mamíferos consiste en la condensación de la glicina y el succinil-CoA para formar -aminolevulinato. Esta reacción catalizada por la aminolevulinato sintasa, un enzima que contiene PLP y que se encuentra en las mitocondrias (Fig.5). Dos moléculas de -aminolevulinato se condensan para formar el siguiente intermediario conocido como porfobilinógeno. Posteriormente, cuatro moléculas de porfobilinógeno se condensan cabeza con cola para formar un tetrapirrol de cadena abierta, en una reacción catalizada por la porfobilinógeno desaminasa. A continuación, el tetrapirrol de cadena abierta unido al enzima se cierra para formar un anillo de uroporfirinógeno III, en el cual las cadenas laterales se disponen de forma asimétrica. Cuando solo está presente la sintasa se forma uroporfirinógeno I, el isómero simétrico sin función fisiológica. El uroporfirinógeno III también es un intermediario clave durante la síntesis bacteriana de vitamina B12 y para la síntesis de clorofila en bacterias y plantas (Stryer et al., 2013). 3.

¿Cuál es la importancia de la clorofila en el proceso fotosintético?

La captación de la energía de la luz es la clave de la fotosíntesis. El primer paso es la absorción de la luz por una molécula fotoreceptora. El principal fotoreceptor en los cloroplastos de la mayoría de las plantas verdes es la molécula del pigmento de clorofila a, un tetrapirrol sustituido. Las clorofilas son unos fotorreceptores muy eficaces porque contienen una red alternante de enlaces dobles y simples. Estos compuestos se denominan polienos. En los polienos, los electrones no están localizados en un núcleo atómico particular y, consecuentemente, absorben la energía solar más rápidamente (Stryer et al., 2013).

4.

¿Qué función cumple el magnesio en las moléculas de clorofila?

Uno de los papeles más importantes del Magnesio se encuentra en el proceso de la fotosíntesis ya que es un componente básico de la clorofila, la molécula que provee a las plantas de su color verde. La deficiencia de Magnesio, por lo tanto, se transforma en un factor importante que limita la producción de cultivos (Jeffrey, 1976). Por otro lado, Cakmak y Yazici (1994) demostraron que la acumulación de carbohidratos, elevadas cantidades de almidón y azúcares reductores son fenómenos comunes en plantas deficientes en Magnesio, de igual manera, indican que dichas plantas mostraron una pronunciada inhibición del crecimiento de la raíz. BIBLIOGRAFIA Alia, P. y Saradhi, P. 1991. Proline accumulation under heavy metal stress. Alberts, J. et al. 2004. Materia orgánica en los seres vivos. Alloway, B. 1994. Heavy Metals in Soils. Springer; 2a ed., Estados Unidos. Alberts B., Johnson A., Lewis J., Raff M., Roberts K; Walter P. 2004. Biología Molecular de la Célula. Ediciones Omega, 4a ed. Barcelona. Arnon D. 1949. Copper enzyme siniso lated chloroplasts polyphenoloxidase in beta vulgaris. Plant Physiology. Bates, J. et al. 1975. Aspectos bioquímicos y genéticos de la tolerancia y acumulación de metales pesados en plantas. Banco Mundial. 2005. Riqueza y sostenibilidad: dimensiones sociales y

ambientales

de la minería en el Perú. Lima: Banco Mundial. Barceló, J. y Poschenrieder, C. 2003. Phytoremediation: principles and perspectives. Contributions to Science 2(3): 333-344. Institut d’Estudis Catalans, Barcelona. Beker, C. 1981. Formulae for determination of chlorophyll pigments extracted with N.Ndimethylformamide. Plant Physiol. 69: 1376-1381. Bradl, D. 2005. Lead toxicity in plants. Brazilian Journal of Plant Physiology, 17: 35-52. Cakmak, I y Yazici, A. 1994. Magnesium: Forgotten element in Crop Production, Better Crops 94, 2, 23-25.

Cobbett, C. 2002. Phytochelatins and Metallothioneins: Roles in Heavy Metal Detoxification and Homeostasis. Annual Review of Plant Biology. 53: 159-182. Castelfranco, T y Beale, S. 2003. Efecto del estrés por plomo en cuatro cepas de Dunaliella salina teod. en el Perú. Ecología Aplicada. Carvajal, M. 2011. Investigación sobre la absorción de co2 por los cultivos más representativos. Agricultura region de Murcia. Duncan, D. 1955. Multiple range test and multiple E test, Biometrics. Eun, F. et al. 2000. Lead disturbs microtubule organization in the root meristem of Zea mays. Physiol. Plant. 110: 357–365.

Fox, R.H., P. Piekielek y K.M. MacNeal. 1994. Using chlorophyll meter to predict nitrogen fertilizer needs of winter wheat. Comm. Soil Plant Anal. 25: 171-181. Freeman, S. 2008. Biología, 3a ed. Pearson Educación. Madrid. García, D. 2006. Efectos fisiológicos y compartimentación radicular en plantas de zea mays l. Expuestas a la toxicidad por plomo. Garzón, T. 2003. Estudio de la compartimentación celular en plantas modelo sometidas a estrés por aluminio. Unidad de Fisiología vegetal. Universidad Autónoma de Barcelona. Gerald, K. 2009. Biología Celular y Molecular. Editorial McGrawHill, 5.ª edición. México. Gunse, B; Poschenreider, C; Barceló, J. 1997. Water transportpropertiesof roots and root cortical cells in proton and Al stressed maize varieties Plant physiol. Harvey, R. et al. 2002. Extracción de Cd y Pb mediante la fitorremediación. Hodenberg, A. y Finck, A. 1975. Ermittlung von Toxizitäts-Grenzwerten für Zink, Kupfer und Blei in Hafer und Rotklee. Z. Pflanzenernaehr. Bodenk. Hiderman, J., A. Makino, Y Kurita, T. Masa y K. Ojima. 1992. Changes in the levels of chlorophyll and light-harvesting chlorophyll a/b protein of PS II in senescence. Plant Cell Physiol. 53: 1209-1214. Illanes, P; Vélez-Azañero,A; Lozano,S. 2010. Efectos fitotóxicos del plomo en maíz híbrido dekalb (zea mays L.) en suelo arenoso y limoso. The Biologist. Lima.

John, W. y Laerhoven V. 1972. Foliar Lead Uptake by Lettuce Exposed to Atmospheric Fallouts. Jeffrey, S. 1976. The occurrence of chlorophyll c1 and c2 inalgae Journal of Phycology. Volume 12, pp. 349–354. Lokeshwari, H;Chandrappa,G.T. 2006. Impacto fhe avy metal contamination of Bellandur Lake on soil and cultivated vegetation. Current Science. Martínez, O. et al. 2013. Efecto de las giberelinas sobre el crecimiento y calidad de plántulas de tomate.Mexico. Martínez, S et al. 1996. Efecto tóxico del carbaril y del plomo sobre los lípidos, la clorofila y los azúcares reductores de la microalga Ankidrodesmusfalcaius. Marenko, H. et al. 2009. Relationship between extractable chlorophyll and on in situ method to estimate leaf greenness. HortSciences 22: 1327. Matos, K. 2007. La fotosíntesis. Universidad politécnica de Valencia Mehra, A; Farago, M. E. 1994. Metal Ions and Plant Nutrition. 3a. ed.Plants

and the

Chemical Elements. Biochemistry, Uptake, Tolerance and Toxity. Verlagsgesellschaft, Weinheim, Alemania. pp. 31-66. Mielke, L. et al. 2010. Chlorophyll meter to predict nitrogen topdress requirement for semiwardf rice. Agron J. 83: 926-928. Motto, A. et al. 1970. Efecto del plomo sobre la imbibición, germinación y crecimiento de Phaseolus vulgaris L. y Zea mays L. Obroucheva, N. 1998. Root growth responses to lead in young maize seedlings. Plant Soil. 200: 55-61. Robinson, R. et al.1997. Fitotoxicidad por metales pesados. Rand G.M. y Petrocelli S.R. 1984. Fundamentals of aquatic toxicology

rnethods and

applications. Rand Hemisphere, Nueva York, pp. 4-7. Rodriguez, G. 2005. Estimación de la concentración de nitrógeno y clorofila en tomate efiante un medidor portatil de clorofila. Rodríguez, D. et al. 2006. Contaminación por metales pesados.

Rubio, C; Gutiérrez, A; Izquierdo, R; Revert, C; Lozano, G. y Hardisson, A. 2004. El plomo como contaminante alimentario. Revista de Toxicología. 21: 72-80. Salt, D; Blaylock, M; Kumar, P; Dushenkov, V; Ensley, B. y Raskin, I. 1995. Phytoremediation: a novel strategy for the removal of toxic metals from enrironment using plants. Biotechnology. 13, 468-475 Scalon, H. 1999. The chlorophyll fluorescence ratio F690/F730 in leaves of different chlorophyll content. Photosynthesis Research, 25: 295-598. Stryer, L.; Tymoczko, J.; Berg, J. y Gatto, G. 2013. Bioquímica con

aplicaciones

clínicas. 1a ed. Barcelona. Swaran, K. et al. 2006. Phytotoxicity of Pb: II. Changes in Chlorophyll Absorption Spectrum due to Toxic Metal Pb Stress on Phaseolus mungo and Lens culinaris. Pakistan Journal of Biological Sciences. Parra, S. 2012. Crecimiento de plantas y rendimiento de tomate en diversas relaciones nitrato/amonio y concentraciones de bicarbonato. Universidad Autónoma de Sinaloa. Piekielek, W. y Fox R. 1992. Use of a chlorophyll meter to predict nitrogen requirements for maize. Agron. J. 84: 59-65. Scalon, J. 1999. Umbical cord blood lead concentration. Relationship to urban or suburban residency, during gestation American JournalofDiseases of Children. Shikhova, L. y Lisitsyn, E. 2016. Effects of cadmium and lead on leaf photosynthetic apparatus of cereal crops. Nature Science and Sustainable Technology. Steel, R. y Torrie, J. 1980. Principals and procedures of statistics. 2nd Edn., McGrawHill Book Company Inc., New York, London. Vilela, J. 2016. Más de cien ríos están contaminados con coliformes o metales. El Comercio. VERMA, S.; DUBEY, RS. 2003. Lead toxicity induces lipid peroxidation and alters the activities of antioxidant enzymes in growing rice plants. Plant Sci. 164: 645-655. Wilson, M. y Cline, P. 1066. Heavy metal accumulating plants: ¿How and why do they do it? And what makes them so interesting? Plant science. 180: 169-181 Walsh, D. et al., 1975. Effect of heavy metals on germination of seeds. Journal of Natural Science, Biology and Medicine. 4: 272-275

Walker, U. et al., 1977 Exploring Resilience in Social-Ecological Systems Through Comparative Studies and Theory Development: Introduction to the Special Issue.

ANEXOS: Anexo1. Tamaños de la planta de Solanum Iycopersicum (tomate Cherry) sobre sustrato sólido bajo estrés por plomo. Pb (cm)

SEM_0

SEM_1

SEM_2

SEM_3

SEM_5

C1

15.7

18.1

22.6

26

25.1

C2

15.6

18.1

22.9

24.8

24.2

C3

17

19.6

23.1

29

33.3

C4

16.1

18.5

21.1

23.3

26.3

C5

15.3

16.8

20.1

22.2

21.5

T1-1

16.5

19.6

22.3

25.3

28.2

T1-2

15.4

16.8

17.8

20

19.8

T1-3

14.9

16.1

19.1

21.9

24.2

T1-4

12.2

14.3

17.1

19.6

19.6

T1-5

14.1

17.1

19.5

21.5

20.8

T2-1

17.9

21.3

25.2

28.2

29.6

T2-2

16.9

18.1

21.4

26.8

27.5

T2-3

16

18.5

19.6

22

21.2

T2-4

16.1

18.1

20.4

23.5

23.6

T2-5

15.1

17.6

22.8

24

25.7

T3-1

12.8

14.6

16.5

19.5

19.6

T3-2

15.2

17.4

20.3

22.4

22.8

T3-3

14.9

16.9

19.5

22.7

23.6

T3-4

16.1

18

21

23

22.9

T3-5

19.3

21.1

23.3

26.8

31.6

T4-1

15.7

19.3

23

26.9

27.6

T4-2

17.5

24.6

22.6

24.3

24.1

T4-3

15.3

18.7

19.5

22.5

20.7

T4-4

14.1

15.9

17.9

20.7

21.6

T4-5

16

18.1

23.1

26.6

27.3

Anexo 2. Medición de la clorofila en la planta de Solanum Iycopersicum (tomate Cherry) sobre sustrato sólido bajo estrés por plomo.

Pb

Clorofila a (mg/g de hoja)

Clorofila b (mg/g de hoja)

C1

1.69

1.12

C2

0.65

0.3

C3

1.27

0.6

C4

1.51

0.7

C5

1.27

0.52

T1-1

1.59

0.66

T1-2

1.71

0.73

T1-3

0.49

1.1

T1-4

1.06

0.64

T1-5

1.12

0.42

T2-1

0.14

1.07

T2-2

1.93

0.76

T2-3

1.49

0.59

T2-4

1.25

0.56

T2-5

1.15

0.53

T3-1

1.39

0.58

T3-2

1.31

0.61

T3-3

1.05

0.52

T3-4

0.69

0.09

T3-5

1.11

0.47

T4-1

0.16

0.67

T4-2

1.78

0.77

T4-3

0.9

0.37

T4-4

0.89

0.38

T4-5

0.4

0.25

Anexo 3. Anova. Comparación de varianza entre controles y tratamientos 1 de Solanum Iycopersicum (tomate Cherry). Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

,017

1

,017

,088

,774

Within Groups

1,553

8

,194

Total

1,570

9

Between Groups

Anexo 4. Anova. Comparación de varianza entre controles y tratamientos 2 de Solanum Iycopersicum (tomate Cherry). Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

,017

1

,017

,058

,815

Within Groups

2,361

8

,295

Total

2,378

9

Between Groups

Anexo 5. Anova. Comparacion de varianza entre controles y tratamientos 3 de Solanum Iycopersicum (tomate Cherry). Sum of Squares Between Groups

Mean Square

df

,068

1

,068

Within Groups

,909

8

,114

Total

,977

9

F

Sig.

,599

,0461

Anexo 6. Anova. Comparacion de varianza entre controles y tratamientos 4 de Solanum Iycopersicum (tomate Cherry). Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

,507

1

,507

1.878

,0208

Within Groups

2,161

8

,270

Total

2,669

9

Between Groups

Anexo 7. CLOROFILA TOTAL Suma de cuadrados

gl

Media cuadrática

F

Entre grupos

5,554

4

1,388

,963

Dentro de grupos

28,828

20

1,441

Total

34,382

24

Sig. ,449

Anexo 8. ANOVA. TRATAMIENTOS CON CLOROFILA “a” Clorofila a Media cuadrática

Suma de cuadrados Entre grupos

,717

F ,688

Sig.

4 ,179

gl

,609

5,210 Dentro de grupos

20 ,261 5,927

Total

24

Anexo 9.

Clorofila b Suma de cuadrados

gl

Media cuadrática

F

Sig.

Entre grupos

124,126,270

4

31,031,568

1,771

,174

Dentro de grupos

350,435,532 474,561,802

20 24

17,521,777

Total

Anexo 10. Existe varianza significativa en el tamaño de las raíces secundarias entre los tratamientos y el control (T1) Análisis de varianza ANOVA. Secundaria

Suma de cuadrados

Media cuadrática

gl

F Entre grupos

9,663

4

2,416

Dentro de grupos

5,963

15

,398

15,626

19

Total

Sig. 6,077

,004

Comparaciones múltiples

Anexo 11. Existe varianza significativa, específica en el tamaño de las raíces secundarias entre el control (T1) y los Tratamientos 4 y 5. Análisis de varianza ANOVA-Dunett

(I) (J) Tratamiento Tratamiento

Diferencia de medias (I-J)

Error estándar

Sig.

Intervalo de confianza al 95% Límite inferior

t2

T1-control

-1,450000*

,445814

,018

-266,587

t3

T1-control

-,925000

,445814

,164

-214,087

t4

T1-control

-1,725000*

,445814

,005

-294,087

t5

T1-control

,445814

,002

-316,587

-1,950000*

Anexo 12: No existe varianza significativa en el tamaño de las raíces primarias entre los tratamientos y el control (T1) Análisis de varianza ANOVA. principal

Suma de cuadrados

Media cuadrática

gl

F Entre grupos

10,917

4

2,729

Dentro de grupos

44,213

15

2,948

Total

55,130

19

Sig. ,926

,475