Cisplatin Resistance and Opportunities for Precision Medicine

Accepted Manuscript Title: Cisplatin Resistance and Opportunities for Precision Medicine Author: Lauren Amable PII: DOI: Reference:

S1043-6618(16)00002-5 http://dx.doi.org/doi:10.1016/j.phrs.2016.01.001 YPHRS 3027

To appear in:

Pharmacological Research

Received date: Accepted date:

28-12-2015 1-1-2016

Please cite this article as: Amable Lauren.Cisplatin Resistance and Opportunities for Precision Medicine.Pharmacological Research http://dx.doi.org/10.1016/j.phrs.2016.01.001 This is a PDF file of an unedited manuscript that has been accepted for publication. As a service to our customers we are providing this early version of the manuscript. The manuscript will undergo copyediting, typesetting, and review of the resulting proof before it is published in its final form. Please note that during the production process errors may be discovered which could affect the content, and all legal disclaimers that apply to the journal pertain.

Cisplatin Resistance and Opportunities for Precision Medicine    Lauren Amable, Ph.D.          Corresponding author:  Lauren Amable, Ph.D.  National Institute on Minority Health and Health Disparities  National Institutes of Health  9000 Rockville Pike  Bethesda, MD 20892  Email: [email protected]  Phone: (301) 451‐6629  Fax: (301) 480‐4490                                            1   

                              2   

Abstract  Cisplatin is one of the most commonly used chemotherapy drugs, treating a wide range of cancer types.  Unfortunately, many cancers initially respond to platinum treatment but when the tumor returns, drug  resistance  frequently  occurs.  Resistance  to  cisplatin  is  attributed  to  three  molecular  mechanisms:  increased DNA repair, altered cellular accumulation, and increased drug inactivation. The use of precision  medicine to make informed decisions on a patient’s cisplatin resistance status and predicting the tumor  response  would  allow  the  clinician  to  tailor  the  chemotherapy  program  based  on  the  biology  of  the  disease. In this review, key biomarkers of each molecular mechanism will be  discussed along with  the  current  clinical  research.  Additionally,  known  polymorphisms  for  each  biomarker  will  be  discussed  in  relation to their influence on cisplatin resistance.    Abbreviations  ABC,  ATP‐binding  cassette;  ASE‐1,  anti‐sense  ERCC1;  ATP7A,  ATPase  copper‐transporting,  alpha  polypeptide;  ATP7B,  ATPase  copper‐transporting,  beta  polypeptide;  CAST,  T‐cell  receptor  complex  subunit  CD3‐associated  signal  transducer;  CTR1,  copper  transporter  1;  CTR2,  copper  transporter  2;  ERCC1,  excision  repair  cross‐complementation  group  1  gene;  GSH,  glutathione;  GST,  glutathione‐s‐ transferase; MRP, multidrug resistance associated protein; MT, metallothionein; NER, nucleotide excision  repair; NSCLC, non‐small cell lung cancer; OCT, organic ionic transporter; PCNA, Proliferating cell nuclear  antigen; Pol,  polymerase;  SLC, solute  carrier; TFIIH,  transcription  factor II H; UTR, untranslated region;  XPA,  xeroderma  pigmentosum  group  A;  XPB,  xeroderma  pigmentosum  group  B;  XPD,  xeroderma  pigmentosum group D; XPE, xeroderma pigmentosum group E; XPF, xeroderma pigmentosum group F;  XPG, xeroderma pigmentosum group G;     Keywords: cisplatin resistance, nucleotide excision repair, ERCC1, copper transporters, ABC transporters,  glutathione   3   

1.0 Introduction   Rosenberg and colleagues first discovered in E. coli that the byproducts from platinum electrode activity  resulted in the inhibition of cell division [1, 2]. Within 15 years, cisplatin was approved for the treatment  of cancer by the FDA. Cisplatin is one of the most widely used anticancer drugs in North America and  Europe [3], treating a variety of cancers including: testicular, ovarian, non‐small cell lung cancer (NSCLC),  head and  neck cancer, bladder, gastric, and other  malignancies [4]. The main issue with  obtaining  the  optimum cisplatin cancer treatment is the significant interpatient variability with outcome, efficacy, and  toxicity.  There are two problems associated with cisplatin usage in the clinic: toxicity and resistance. Cisplatin has  a  numerous  toxicities  including  renal  damage,  deafness,  and  peripheral  neuropathy,  thus  the  overall  efficacy  of  the  drug  could  not  be  reached  due  to  the  side  effects.  This  has  led  to  the  development  of  cisplatin analogs that would be clinically effective but without the toxicity. Carboplatin and oxaliplatin,  figure  1,  are  the  most  popular  analogs  and  reached  FDA  approval  for  usage.  Interestingly,  there  is  a  variation in the cancers treated by the cisplatin analogs. Carboplatin is not as effective in treating germ  cell malignancies compared to cisplatin. Oxaliplatin is very effective for the treatment of colon cancer, a  cancer  where  cisplatin  is  not  effective.  Understanding  the  molecular  basis  for  the  difference  between  these three compounds could provide new insights and unlock novel mechanisms into how cancer cells  counteract the effects of DNA‐damaging drugs. While the analogs show hope for a better response with  less toxicity the scope of this review will not cover cisplatin analog resistance. For a review on cisplatin  analog resistance, the author directs the reader to a recent review from Perego & Robert [5].     The second issue associated with cisplatin treatment is resistance to therapy. Initially the tumor responds  to cisplatin but then the tumor comes back and is frequently refractory to further platinum therapy. There  are two forms of resistance found in the clinic: innate and acquired. Innate resistance is resistance without 

4   

out any prior drug exposure. Acquired resistance is a result of drug exposure. The differences between  innate  and  acquired  resistance  are  not  clear  but  it  is  generally  thought  that  each  operates  through  different signaling pathways. This review will only focus on resistance as a whole since discerning between  the two requires further studies.    In the clinic, the definition of whether a patient is sensitive or resistant to cisplatin is generally as follows.  If a patient is more than two years from the last platinum dose, the patient is considered sensitive. There  is a greater than 70% likelihood that the patient will respond to treatment with platinum‐based therapy  [6]. The percentage of patients who will respond to cisplatin decreases with the shortening of the disease  free period. Patients who have disease recurrence within the first  months after the recent platinum dose  will  have  a  low  likelihood  of  treatment  response  with  cisplatin  and  are  considered  to  have  platinum  resistant disease.  When  cisplatin  is  transported  into  the  cell,  cisplatin  has  several  fates,  figure  2.  Frist,  cisplatin  can  be  exported from the cell using a transmembrane transporter system. Second, cisplatin can be chemically  neutralized  by  binding  sulfhydryl  groups  in  proteins  such  as  glutathione  or  metallothioneins.  Finally,  cisplatin nonspecifically reacts with a variety of subcellular components: proteins, RNA, and DNA. RNA is  most sensitive to react with cisplatin, followed by DNA, and then protein. The primary and widely accepted  mechanism of action for cisplatin is the binding to cellular DNA, resulting in DNA‐platinum adducts. This  prevents the cell from replicating its DNA until the damage is repaired. If the cell cannot repair the DNA  or the damage is too severe, then the cell dies.    Resistance to cisplatin occurs by the following molecular mechanisms: altered cellular accumulation of  drug, altered DNA repair, and cytosolic inactivation of drug. The processes of resistance were studied in  L1210 mouse leukemia cells and human ovarian cancer cells [7‐10]. The observations were similar in both 

5   

cell  models:  all  three  components  contributed  to  cisplatin  resistance.  There  were  differences  of  each  mechanism  regarding  the  relative  contributions.  At  low  levels  of  cisplatin  resistance,  about  10‐15  fold  above baseline, the primary mechanism of resistance was DNA repair. Intermediate levels of resistance,  up to 40‐50 fold over baseline, was due to reduced cellular cisplatin accumulation. At very high levels of  resistance, cytosolic inactivation of cisplatin was the primary mechanism. However, in many cell lines it  has been observed that more than one mechanism can be in play here.     The goal of precision medicine is to generate better responses in the clinic. Making an informed decision  on predicting the tumor response to cisplatin as well as the type of resistance that is occurring allows for  tailoring  the  chemotherapy  program  based  on  the  biology  of  the  disease.  Here  in  this  review,  we  will  comprehensively  discuss  the  mechanisms  of  cisplatin  resistance‐  altered  DNA  repair,  altered  cellular  accumulation, and drug inactivation. For each mechanism, the most promising biomarkers identified so  far will be discussed and are summarized in table 1. Polymorphisms of each biomarker that correlate with  cisplatin resistance from current clinical studies will also be presented, and are summarized in table 2.    2.0 Altered DNA Repair  Once inside the cell, cisplatin binds to DNA and forms adducts. The primary form of DNA damage are N7‐ d(GpG)  and  N7‐d(ApG)  intrastrand  DNA‐platinum  adducts.  These  bulky  adducts  result  in  substantial  kinking of the DNA (12), which is recognized and repaired by the nucleotide excision repair (NER)     pathway, shown in figure 3.  In this pathway, which requires more than 30 proteins, the DNA‐platinum  adduct is first recognized by XPE and XPC‐DDB1/2. The transcription factor II H (TFIIH) complex verifies  the damage and assembles the pre‐incision complex: RPA, XPA, and XPG. The DNA is then unwound by  the XPB and XPD helicases. ERCC1‐XPF and XPG endonucleases create an excision several bases upstream 

6   

and downstream from the DNA‐platinum adduct. This releases the oligonucleotide containing the adduct.  The gap is filled in by the DNA repair synthesis complex containing RPA, RFC, PCNA, and Pol   /. In the final step, the DNA is ligated by DNA ligase I, thus completing the DNA repair. The balance of  DNA damage and DNA repair dictates death versus survival after cisplatin therapy [11]. Changes in the  ability to repair the DNA adducts results in changes in cisplatin sensitivity.    2.1 ERCC1  ERCC1  is  one  of  the  most  highly  studied  biomarkers  for  cisplatin  resistance  to  date.  The  DNA  damage  excision step is catalyzed by the ERCC1‐XPF dimer is the rate limiting step in the NER pathway. High ERCC1  levels  are  associated  with  increased  removal  of  DNA‐platinum  adducts  and  resulting  in  increased  resistance to cisplatin [12]. There is a linear correlation of ERCC1 expression and cisplatin sensitivity, with  resistant cells expressing more ERCC1 compared to sensitive. It was first demonstrated in ovarian cancer  that ERCC1 levels are increased in cancer tissue in comparison to normal [13]. Even higher levels of ERCC1  mRNA are found in patients with clinically resistant cancer. Lower levels are found in patients that are  clinically  sensitive  to  platinum  therapy.  In  another  study  comparing  the  six  histologic  types  of  ovarian  cancer, there is an upregulation of NER genes that correlates with cisplatin resistance. Clear cell tumors  are known to be the most chemoresistant to cisplatin, and they displayed the highest levels of ERCC1 [14].  The evaluation of ERCC1’s potential role as a cisplatin resistance biomarker has been explored in other  cancers. High ERCC1 levels that correlate with increased resistance to cisplatin have been observed in:  ovarian [15, 16], NSCLC [15, 17‐23], nasopharyngeal [24, 25], esophageal [26], cervical [27, 28], head and  neck squamous carcinoma [29, 30], liver [31], osteosarcoma [32], lung adenocarcinoma [33], advanced  biliary tract adenocarcinoma [34], mesothelioma [35], pulmonary adenocarcinoma [36], and gastric [11].  Thus, the expression of ERCC1 makes an attractive biomarker for cisplatin resistance since the increased  expression has been observed in a variety of cancer types.  

7   

   There are two polymorphisms of ERCC1 that appear to have clinical significance with sensitivity to cisplatin  treatment. The first polymorphism, rs11615, is located in codon 118, that codes for the same amino acid‐ asparagine, was first described by Reed and colleagues [37, 38]. A point to note for this polymorphism:  there is a discrepancy in the literature on whether the change is from C to T or T to C. The reader should  take  caution  in  evaluating  studies,  as  these  alleles  are  switched  in  the  analyses.  Here  this  review  the  rs11615 polymorphism is from C to T. The rs11615, or N118N, polymorphism was originally thought to  result in reduced levels of ERCC1 mRNA and protein, as the codon is an infrequently used codon [37‐39].  A clinical molecular correlative study in ovarian cancer was confirmatory [40] but in another recent study  it  was  shown  to  not  change  the  expression  or  function  of  ERCC1  but  rather  may  be  linked  to  other  causative variants [41]. There are conflicting data as to whether or not this polymorphism determines  sensitivity  to  cisplatin.  In  ovarian  cancer,  the  T  allele  was  associated  with  an  increased  response  to  cisplatin  therapy  [40].  This  was  also  observed  in  colorectal  cancer  [42],  pancreatic  cancer  [43],  osteosarcoma [44] and NSCLC [45]. Yet in another study, C allele was associated with a higher response  rate to cisplatin, progression free survival, and overall survival [46, 47].  Thus two opposite results have  been observed.     The second ERCC1 polymorphism relating to cisplatin sensitivity is C8092A. This polymorphism was first  identified  in  gliomas  and  is  located  in  the  3’  UTR  of  ERCC1  [48].  The  A  allele  is  thought  to  result  in  decreased  mRNA  stability  of  ERCC1.  This  polymorphism  results  in  an  A  substitution  in  two  additional  genes,  nucleolar  protein  ASE‐1  and  t‐cell  receptor  complex  subunit  CD3‐associated  signal  transducer  (CAST) [48]. Thus the exact role of this polymorphism is not fully understood as these genes may have an  effect  that has not been  evaluated.  Studies in  the  C8092A polymorphism are few and are additionally  associated with conflicting data. The clinical implication of the C8092A ERCC1 polymorphism has been 

8   

studied  in  lung  [49]  and  esophageal  cancer  [50]  and  both  studies  demonstrated  the  A  polymorphism  results in increased cisplatin response. There is also conflicting data as to the A allele and clinical resistance  to platinum‐based therapy. In a nasopharyngeal cancer study, the A allele of C8092A was associated with  an  increased  risk  of  disease  progression  with  patients  on  cisplatin‐based  chemotherapy  [51].  In  a  malignant  pleural  mesothelioma  study,  the  A  polymorphism  of  C8092A  was  associated  with  a  shorter  progression free survival [35].  Yet, in a meta‐analysis of 39 NSCLC studies, there was no relationship of  survival and sensitivity to treatment with platinum‐based chemotherapy [52].     2.2 Other NER genes   While the majority of the studies have focused on ERCC1, there are several studies that suggest other NER  genes are involved in cisplatin resistance. Dabholkar et al., showed that other NER genes are additionally  upregulated in patients who responded to cisplatin therapy [53]. XPA, which is part of the pre‐incision  complex, and XPB, a helicase, displayed increased expression in cisplatin resistant ovarian cancer tumors  [53,  54].  However,  this  has  not  been  explored  further  in  other  clinical  studies.  Neither  XPA  nor  XPB  polymorphisms have been discovered that correlate with cisplatin resistance.      It is logical to think that XPF would be an additional cisplatin resistance marker since it is dimerizes with  ERCC1 to catalyze the incision of the damaged DNA strand. However, XPF has been overlooked in many  studies as to whether or not it is a valid biomarker for cisplatin resistance. In ovarian and colon cancer cell  lines,  the  increased  protein  expression  of  XPF  was  correlated  with  increased  cisplatin  resistance  [55].  There have only been two clinical studies that have examined XPF [56, 57]. Both studies examined head  and  neck  cancer  and  increased  XPF  expression  was  correlated  with  cisplatin  resistance.  Vaezi  and  colleagues  went  on  further  to  examine  XPF  polymorphisms,  however  the  four  polymorphisms  they 

9   

identified showed marginal association with treatment failure [57]. Further studies, examining the role of  XPF in other cancers are needed.     The helicase XPD was additionally identified to have a strong correlation between increased expression  and  cisplatin  resistance  in  NSCLC  and  glioma  cell  lines  [58,  59].  The  expression  of  XPD  has  not  been  evaluated  in  clinical  samples.  The  majority  of  the  clinical  studies  have  examined  the  effects  of  XPD  polymorphisms on cisplatin resistance. Two polymorphisms in XPD have been identified, Asp312Asn and  Lys751Gln, both result in decreased DNA repair capacity. Both polymorphisms were found to be potentials  markers  for  clinical  outcome  in  osteosarcomas  and  lung  cancers  treated  with  cisplatin  [44,  60].  The  Asp312Asn polymorphism was associated with a better survival in osteosarcoma patients treated with  cisplatin  [61].  The  Lys751Gln  polymorphism  was  associated  with  longer  progression  free  survival  in  pancreatic and NSCLC [62, 63].    3.0 Altered accumulation of cisplatin   The second mechanism of cisplatin resistance is altered cellular accumulation of cisplatin. It has long been  noted  that  cisplatin  resistant  cells  tend  to  exhibit  decreased  levels  of  cisplatin  [64].  Tissue  platinum  concentrations  are  correlated  with  percent  reduction  of  the  tumor,  meaning  reduced  tissue  platinum  concentrations are associated with resistance [65]. Altered accumulation of cisplatin is the result of two  independent cellular pathways: decreased uptake or increased export.     3.1 Decreased cellular uptake of cisplatin  Cisplatin has a simple chemistry, the core is a single platinum metal bound to two amino groups and two  chlorides, figure 1. At physiologic pH, the chlorides of cisplatin are replaced with –OH molecules, resulting  in a neutral charge. This it makes it possible for diffusion across the cellular membrane, flowing from the 

10   

high concentration of cisplatin outside to the lower concentration inside the cell. Thus, cisplatin uptake  was  first  thought  to  be  via  passive  diffusion  as  uptake  was  not  saturated  against  time  or  drug  concentrations, up to 3 mM [66, 67]. However, it was discovered that cisplatin mostly enters the cell by  membrane  transporters.  This  would  explain  why  it  has  been  observed  that  low  levels  of  transporters  correlate  with  decreased  levels  of  cellular  cisplatin.  Cisplatin  uptake  is  performed  by  the  copper  transporters CTR1 and CTR2, as well as the organic cationic transporter (OCT) family [68].     3.1.1 Copper transporters CTR1 and CTR2  Copper transporter protein 1 (CTR1) was shown to be one of the primary cisplatin transporters. It was first  discovered in yeast, noting that knocking down CTR1 resulted in reduced uptake in cisplatin [69]. CTR1  primarily  transports  copper,  which  is  important  in  a  variety  of  biological  functions  within  a  cell.  Interestingly, resistance to cisplatin is accompanied by resistance to copper and cisplatin resistant cells  display reduced levels of copper [70]. Cisplatin resistant cells show decreased levels of CTR1 mRNA and  decreased cisplatin uptake [71, 72]. In the clinic, CTR1 has been evaluated in two cancer types, ovarian  and  lung,  both  resulting  in  the  same  observation.  In  ovarian  cancer  patients  treated  with  cisplatin  chemotherapy, high levels of CTR1 mRNA expression was correlated with increased disease free survival  [73]. In NSCLC, the same pattern has emerged, high CTR1 protein levels were associated with a favorable  cisplatin response [74, 75].     Only one study has examined the relationship of CTR1 polymorphisms with cisplatin resistance.  Xu et al.  found two polymorphisms in CTR1 that correlate with platinum resistance and survival: rs7851395 and  rs12686377 [76]. These two polymorphisms are located in the intron region of CTR1 and are hypothesized  to  play  a  role  in  the  epigenetic  regulation  of  CTR1.  Currently,  it  is  not  known  what  effect  these  polymorphisms have on the function of CTR1, as this article was the first to describe them.  

11   

  Cisplatin is also transported by another copper transporter, CTR2. While CTR2 is in the same family as  CTR1, they only share a 33% homology on the protein level [77]. CTR2 is found on the cellular membrane  like  CTR1,  but  it  is  also  found  on  intracellular  organelle  membranes  and  may  have  alternative  cellular  functions [78]. The opposite effect has been observed with CTR2 in terms of its correlation with cisplatin  resistance. Unlike CTR1, knockdown of CTR2 in cells results in increased uptake, increased cytotoxicity,  and increased sensitivity to cisplatin [79]. In two clinical studies, lower levels of CTR2 are associated with  a better outcome to cisplatin therapy [80, 81]. Interestingly, it has been suggested that the CTR1/CTR2  ratio may be a useful biomarker for identifying tumors which may be more sensitive to cisplatin than on  one of the transporters alone [81]. No CTR2 polymorphisms have been identified to influence cisplatin  sensitivity.      3.1.2 Organic cation transporters   The solute carrier (SLC) transporter family, specifically the SLC22 family members, also transport cisplatin  into  cells.  Members  of  this  family,  OCT1,  OCT2,  and  OCT3,  have  been  shown  to  uptake  platinum‐ compounds into cells, but vary in the expression and substrate for each transporter [68]. OCT1 has been  indicated  to  transport  cisplatin,  however  the  evidence  is  weak  [68].  OCT1  does  transport  the  cisplatin  analogs carboplatin and oxaliplatin. OCT3 is known to primarily transport oxaliplatin.     Cisplatin is primarily transported by OCT2, or SLC22A2, and this transporter is found in the kidney. OCT2  transfection into cells results in increased cellular levels of cisplatin [82]. There is not a lot of clinical studies  examining OCT2’s role in cisplatin resistance, primarily due to the fact it is expressed in the kidney. In the  NCI‐60  panel  of  cancer  cell  lines,  OCT2  was  the  most  frequently  expressed  gene  but  its  expression  in  clinical  ovarian  cancer  specimens  was  low  and  did  not  correlate  with  the  treatment  outcome  of  a 

12   

platinum‐based  regimen  [83].  In  one  gastric  cancer  study,  higher  levels  of  OCT2  were  observed  in  responders to cisplatin‐based neoadjuvant therapy in comparison to non‐responders [84]. The majority  of OCT2 polymorphism studies have primarily focused on the effect on nephrotoxicity. There is one study  in lung cancer that evaluated the OCT2 polymorphisms. The polymorphisms rs195854 and rs186941 were  associated with increased response to cisplatin [85].         3.2 Increased cellular export of cisplatin  The export of cisplatin has been suggested to occur via passive efflux, however the issue with studies to  examine this phenomena are performed with high concentration of cisplatin. Thus it is thought that export  of cisplatin from cells occurs via membrane transporters. There are two major pathways in which cisplatin  is  removed  from  the  cell:  removal  by  P‐type  ATPase  transporters  or  removal  by  ATP‐binding  cassette  transporters.     3.2.1 P‐type ATPase transporters  Cisplatin is exported by ATP7A and ATP7B, which belong to the transporter family of P‐type ATPases which  use ATP to export. These transporters are associated with removing excessive copper from cells. Under  normal  conditions  within  the  cell,  ATP7A  and  ATP7B  are  found  in  the  trans‐Golgi  network  and  are  trafficked  to  the  cell  membrane  to  remove  copper.  As  mentioned  earlier,  copper  levels  are  lower  in  cisplatin resistant cells which is additionally regulated by ATP7A and ATP7B. Defects in these transporters  are associated with diseases with excessive copper accumulation: ATP7A is defective in Menkes disease  while ATP7B is defective in Wilson’s disease [86].      ATP7A is found is most tissues, aside from the liver. Increased ATP7A expression is found in cancer cells  but not in normal tissue [87]. Increased expression of ATP7A in cells renders the cells resistant to cisplatin 

13   

but interestingly this was not due to altered cisplatin export [88, 89]. There are only a few clinical studies  evaluating  the  role  of  ATP7A  and  cisplatin  resistance.  In  NSCLC  and  ovarian  cancer,  increased  ATP7A  expression is associated with a poorer response to cisplatin [87, 89]. ATP7A levels are additionally higher  in NSCLC tumors that are resistant to cisplatin [90]. No ATP7A polymorphisms have been identified with  sensitivity to cisplatin, though studies are very limited in examining ATP7A polymorphisms in general [91].    ATP7B is found mostly in the liver, kidney and brain. Similar observations found with ATP7A in terms of  cisplatin resistance have also been observed with ATP7B. ATP7B was first proposed to be a biomarker of  cisplatin  resistance,  as  transfection  of  ATP7B  into  cells  resulted  in  an  increase  in  cisplatin  resistance  accompanied by reduced cisplatin accumulation [92]. Increased expression of ATP7B is associated with  poorly differentiated tumors and are poor responders to cisplatin therapy in a variety of cancers including:  gastric, hepatocellular, esophageal, oral, breast, endometrial, lung, and ovarian [93‐101]. Currently, there  are no identified ATP7B polymorphisms that are associated with cisplatin resistance.     3.2.2 ATP‐binding cassette (ABC) transporters  Multidrug  resistance‐associated  proteins  (MRPs),  belong  to  the  ABCC  subfamily  of  ABC  (ATP  binding  cassette) transporters and been implicated in cisplatin resistance [102]. MRPs are membrane transporters  responsible for the efflux of glutathione‐platinum conjugates, in an ATP‐dependent fashion. MRP1 was  first explored as a cisplatin transporter as it was found that cisplatin resistant cells displaying increased  levels  of  glutathione  concurrently  had  increased  levels  of  MRP1  [103].  Reports  from  other  groups  suggested that MRP1 alone was not enough to confer cisplatin resistance and there is no relationship  between MRP1 and cisplatin accumulation and cytotoxicity [104‐106]. There are no polymorphisms of  MDR1 associated with cisplatin response as well. Thus, MRP1 is generally not thought to play a role in  cisplatin resistance. 

14   

  MRP2, also known as cMOAT (canalicular multispecific organic anion transporter), is the most favored  MRP  transporter  contributing  to  cisplatin  resistance.  Overexpression  of  MRP2  is  found  in  a  variety  of  cisplatin resistant cells lines [107‐109]. The expression of MRP2 is induced by cisplatin as well [110]. In the  clinic,  there  are  different  observations  of  correlating  MRP2  expression  with  cisplatin  sensitivity,  which  may reflect the tissue specific nature of the transporter. Increased MRP2 expression is associated with  cisplatin resistance in colorectal, esophageal, and hepatocellular cancers [111‐113]. However, in ovarian  and lung cancer, MRP2 did not predict cisplatin response [100, 114, 115]. One polymorphism in MRP2, C‐ 24T, has been correlated with increased response to platinum‐based chemotherapy in lung cancer [116,  117]. The C‐24T polymorphism is found in the promoter of MRP2 and its function is not currently known.     4.0 Cytosolic inactivation of cisplatin  Finally, the last resistance mechanism is cytosolic inactivation of cisplatin. This inactivation results in the  inability of cisplatin to react with DNA. Less damage is produced and the cancer cell survives the drug  treatment. The primary form of inactivation is conjugation of cisplatin with glutathione (GSH), resulting in  cellular export by the MRP transporters, discussed in the prior section. The secondary form of inactivation  is by binding to metallothioneins.    4.1 Inactivation by glutathione conjugation  Glutathione‐S‐transferases  (GSTs)  catalyze  the  conjugation  of  glutathione  (GSH)  to  cisplatin.  The  formation of platinum‐glutathione conjugates inactivates the drug by increasing its solubility, leading to  excretion. Inside the cell, glutathione acts as antioxidant. It maintains the redox environment by keeping  reduced  sulfhydryl  groups  [118].  Depletion  of  cellular  GSH  in  cisplatin  resistant  cells  enhances  the  cytotoxicity of cisplatin [119]. However, the cisplatin sensitivity is not restored to levels of the parental 

15   

cell lines. In ovarian cancer cells, increased levels of GSH were observed in platinum resistant cell lines  [120].  There are two families of GST enzymes involved in cisplatin detoxification‐ GSTP1 and GSTM.     4.1.1 Glutathione‐S‐transferase Pi 1  GSTP1, also called GST Pi 1, is expressed in different epithelial tissues. The cellular and clinical studies of  GSTP1 are inconclusive as to whether or not it is an indicator of cisplatin resistance. In colon, lung, and  glioblastoma  cancer  cell  lines,  the  levels  of  GSTP1  are  correlated  between  high  GSTP1  expression  and  cisplatin resistance [121]. In ovarian and head and neck carcinoma patient samples, there is a correlation  between  high  expression  of  GSTP1  and  cisplatin  resistance  [122‐124].    Several  studies  in  NSCLC  have  demonstrated that low levels of GSTP1 are associated with increased sensitivity to cisplatin [125‐129].  However, in other clinical studies of ovarian and cervical cancer there was no association of GSTP1 levels  and response to cisplatin chemotherapy [130‐132].    GSTP1  has  two  polymorphisms:  rs1695  and  rs1138272.  Similar  to  the  expression  data,  GSTP1  polymorphism data is conflicting and inconclusive. The rs1695 polymorphism affects the ability of GSTP1  to conjugate GSH to cisplatin [133].  Studies in NSLC have yielded multiple responses for the GSTP1 rs1695  polymorphism:  associated  with  a  favorable  response  to  cisplatin  therapy  [116,  134],  associated  with  reduced  survival  to  cisplatin  therapy  [135],  and  no  association  with  survival  [136].  The  rs1138272  polymorphism additionally has different responses to cisplatin therapy: one study found it was associated  with greater median survival [136] and another study correlated to the polymorphisms to a shorter event  free survival and shorter overall survival in osteosarcoma patients [61].       

16   

4.1.2 Glutathione‐S‐transferase Mu  GSTM, or GST Mu, is the other GST involved in the inactivation of cisplatin. GSTM is more known for the  detoxification of xenobiotics thus there is little research in evaluating GSTM in cisplatin resistance. There  are five GSTM genes: GSTM1, GSTM2, GSTM3, GSTM4, and GST5. Earlier studies showed that there was  no difference and no contribution by GSTMs to cisplatin resistance [137‐139]. However, recent data using  a paired cisplatin sensitive/resistant breast cancer cell line demonstrated decreased GSTM3 and GSTM4  levels  were  found  in  cisplatin  resistant  cells  compared  to  sensitive  cells  [140,  141].  This  has  not  been  investigated further as one would assume that decreased levels of GSTs would show decreased resistance  to  cisplatin,  like  observed  with  GSTP1.  However,  pharmacologic  inhibition  of  GSTM1  resulted  in  the  increased sensitivity of cells to cisplatin [142]. There are no clinical studies examining the relationship of  GSTM levels with cisplatin sensitivity.     The majority of GSTM polymorphism studies have focused on the susceptibility to cancer and not so much  on  the  relationship  with  cisplatin  resistance.  GSTM2  and  GSTM5  do  not  have  any  reported  polymorphisms. Polymorphisms for GSTM3 and GSTM4 have not been evaluated for their relationship  with cisplatin resistance. There are few studies with polymorphisms of GSTM1. Wheeler et al. showed  that the rs10431718 GSTM1 polymorphism was associated with the cisplatin IC50 [143]. In a NSCLC meta‐ analysis, the GSTM1 null genotype was associated with improved response to platinum therapy [144].     4.2 Inactivation by metallothionein binding  Finally, cisplatin is also inactivated by binding to metallothionein (MT) proteins. MT proteins are cysteine‐ rich, low molecular weight proteins that bind to metals such as copper, zinc, cadmium, and mercury. While  there  are  multiple  MTs,  mostly  MTI  and  MTII  have  studied  since  they  are  ubiquitously  expressed.  However, it is not always evident which MT is being examined. MTs function as regulators of cellular metal 

17   

homeostasis as well as detoxification of heavy metal exposure in cells. In terms of cisplatin resistance,  MTs serve as a heavy‐metal detoxifier of cisplatin in tumors. Overexpression of metallothionein has been  observed in several cell lines that are resistant to cisplatin [145‐147]. Additionally, the overexpression of  MTII confers resistance to cisplatin in cancer cells [148]. Cisplatin treatment also induces the expression  of MT [149]. In germ cell tumors, MT expression was higher in cell lines and tumors, but there was no  difference  between  patients  who  responded  to  cisplatin  based  therapy  compared  to  non‐responders  [150]. In esophageal cancer, expression of MT was associated with a shorter survival rate after cisplatin  therapy [151]. This was additionally observed in ovarian cancer patients receiving cisplatin based therapy  [123]. There are no MT polymorphisms that are associated with cisplatin resistance.    5.0 Summary  Cisplatin  is  a  clinical  mainstay  for  the  treatment  of  a  variety  of  cancers.  Unfortunately,  many  tumors  develop  resistance  and  are  refractory  to  treatment.  Resistance  stems  from  three  overall  mechanisms‐  increased DNA repair, altered drug cellular accumulation, and increased drug cytosolic inactivation. In this  review,  potential  biomarkers  and  their  known  polymorphisms  for  each  resistance  mechanism  were  examined and are summarized in tables 1 and 2. While ERCC1 represents the most promising biomarker  for  cisplatin  resistance,  as  it  has  been  extensively  studied  in  a  variety  of  cancers,  there  are  several  opportunities and areas ripe for further study. Other components of NER, CTR1 and CTR2, OCT2, ATP7A  and ATP7B, GSTs, and metallothioneins have the potential to be valid cisplatin biomarkers as well, and  would benefit from additional clinical studies.     While this list is comprehensive, there are several things to consider. Not all biomarkers were examined  in a multitude of cancer types, so some may be tumor specific. Many biomarkers displayed conflicting  evidence with their role in cisplatin resistance. Some of the conflicting data reflects the fact that many 

18   

studies  maybe  underpowered  for  the  analyses,  and  would  benefit  from  having  larger  sample  sizes.  Because resistance to cisplatin is multilayered and multifactorial, different mechanisms are likely to be  activated depending on the cancer type and stage. It is highly likely that multiple resistance mechanisms  will be activated within a patient. While one biomarker may not be completely informative for all cancers,  a  combination  of  biomarker  expression  and  polymorphism  screening  may  yield  a  comprehensive  approach to elucidate the resistance status of a patient.     The method by which patients are screened is critical. The type of biospecimen used in the evaluation  (blood,  tissue,  etc.),  the  expression  type  (DNA,  mRNA,  protein),  and  the  method  used  to  examine  expression (PCR‐based, IHC, etc.) will all need to be standardized for analysis of resistance. The definition  of what is considered high versus low expression, as well as the cutoff points between the categories, will  also require standardization. A recent paper described the challenge of biomarker based screening. In a  round  robin  analysis  of  three  independent  commercial  labs,  18  tumor  blocks  were  sent  for  testing  of  ERCC1 status, and the results were inconsistent and unreliable [152]. Only 4 of 18 blocks tested were fully  concordant with ERCC1 status between all three labs. Thus further evaluation and standardization are  needed before these assays become clinical standard‐of‐care.     Precision medicine serves two purposes for cisplatin resistance: to determine if resistance is occurring and  to determine the nature of the activated resistance mechanism(s).  Screening the patient prior to initiation  of  treatment,  and  during  the  course  of  treatment,  allows  for  the  improvement  of  cancer  diagnosis  by  predicting tumor response. Personalizing this therapy will increase the efficacy and decrease the toxicity  of platinum‐based chemotherapy. While there is a long road ahead, several of the biomarkers listed here  may serve as a foundation for larger, prospective studies to determine which biomarker, or combination  of biomarkers, would result in the best prediction of cisplatin sensitivity and resistance in patients.  

19   

Conflict of interest.  The author has no conflict of interest.    Acknowledgements  The  research  was  supported  by  the  Intramural  Research  Program  of  the  NIH,  National  Institute  on  Minority Health and Health Disparities. This manuscript is dedicated to my former mentor, Dr. Eddie Reed.                                       

20   

References  1. 

Rosenberg,  B.,  L.  Vancamp,  and  T.  Krigas,  Inhibition  of  Cell  Division  in  Escherichia  Coli  by  Electrolysis Products from a Platinum Electrode. Nature, 1965. 205: p. 698‐9. 

2. 

Rosenberg, B., et al., Platinum compounds: a new class of potent antitumour agents. Nature, 1969.  222(5191): p. 385‐6. 

3. 

Reed,  E.,  Cisplatin,  Carboplatin,  and  Oxaliplatin.,  in  Cancer  Chemotherapy  and  Biotherapy:  Principles  and  Practice,  4th  Edition,  B.A.  Chabner  and  D.L.  Longo,  Editors.  2006,  Lippincott,  Williams, & Wilkins: Philadelphia. p. 332‐343. 

4. 

Reed,  E.  and  B.A.  Chabner,  Platinum  Analogues,  in  Cancer  Chemotherapy  and  Biotherapy:  Principles  and  Practice,  5th  edition,  B.A.  Chabner  and  D.L.  Longo,  Editors.  2011,  Lippincott,  Williams and Wilkins: Philadelphia. p. 310‐322. 

5. 

Perego, P. and J. Robert, Oxaliplatin in the era of personalized medicine: from mechanistic studies  to clinical efficacy. Cancer Chemother Pharmacol, 2015. 

6. 

Markman,  M.,  et  al.,  Second‐line  platinum  therapy  in  patients  with  ovarian  cancer  previously  treated with cisplatin. J Clin Oncol, 1991. 9(3): p. 389‐93. 

7. 

Eastman,  A.  and  N.  Schulte,  Enhanced  DNA  repair  as  a  mechanism  of  resistance  to  cis‐ diamminedichloroplatinum(II). Biochemistry, 1988. 27(13): p. 4730‐4. 

8. 

Richon,  V.M.,  N.  Schulte,  and  A.  Eastman,  Multiple  mechanisms  of  resistance  to  cis‐ diamminedichloroplatinum(II) in murine leukemia L1210 cells. Cancer Res, 1987. 47(8): p. 2056‐ 61. 

9. 

Ferry,  K.V.,  T.C.  Hamilton,  and  S.W.  Johnson,  Increased  nucleotide  excision  repair  in  cisplatin‐ resistant ovarian cancer cells: role of ERCC1‐XPF. Biochem Pharmacol, 2000. 60(9): p. 1305‐13. 

10. 

Johnson, S.W., et al., Role of platinum‐DNA adduct formation and removal in cisplatin resistance  in human ovarian cancer cell lines. Biochem Pharmacol, 1994. 47(4): p. 689‐97. 

21   

11. 

Metzger,  R.,  et  al.,  ERCC1  mRNA  levels  complement  thymidylate  synthase  mRNA  levels  in  predicting response and survival for gastric cancer patients receiving combination cisplatin and  fluorouracil chemotherapy. J Clin Oncol, 1998. 16(1): p. 309‐16. 

12. 

Li, Q., et al., Association between the level of ERCC‐1 expression and the repair of cisplatin‐induced  DNA damage in human ovarian cancer cells. Anticancer Res, 2000. 20(2A): p. 645‐52. 

13. 

Dabholkar,  M.,  et  al.,  ERCC1  and  ERCC2  expression  in  malignant  tissues  from  ovarian  cancer  patients. J Natl Cancer Inst, 1992. 84(19): p. 1512‐7. 

14. 

Reed, E., et al., Clear cell tumors have higher mRNA levels of ERCC1 and XPB than other histological  types of epithelial ovarian cancer. Clin Cancer Res, 2003. 9(14): p. 5299‐305. 

15. 

Ulker, M., et al., ERCC1 and RRM1 as a predictive parameter for non‐small cell lung, ovarian or  pancreas cancer treated with cisplatin and/or gemcitabine. Contemp Oncol (Pozn), 2015. 19(3):  p. 207‐13. 

16. 

Deloia, J.A., et al., Comparison of ERCC1/XPF genetic variation, mRNA and protein levels in women  with advanced stage ovarian cancer treated with intraperitoneal platinum. Gynecol Oncol, 2012.  126(3): p. 448‐54. 

17. 

Cubukcu,  E.,  et  al.,  Immunohistochemical  expression  of  excision  repair  cross‐complementing  1  (ERCC1) in non‐small‐cell lung cancer: implications for patient outcome. Clin Transl Oncol, 2011.  13(11): p. 826‐30. 

18. 

Xie, K.J., et al., Expression of ERCC1, MSH2 and PARP1 in non‐small cell lung cancer and prognostic  value in patients treated with platinum‐based chemotherapy. Asian Pac J Cancer Prev, 2014. 15(6):  p. 2591‐6. 

19. 

Li,  Z.,  et  al.,  Predictive  value  of  APE1,  BRCA1,  ERCC1  and  TUBB3  expression  in  patients  with  advanced  non‐small  cell  lung  cancer  (NSCLC)  receiving  first‐line  platinum‐paclitaxel  chemotherapy. Cancer Chemother Pharmacol, 2014. 74(4): p. 777‐86. 

22   

20. 

Yamashita, F., et al., Prognostic value of EGFR mutation and ERCC1 in patients with non‐small cell  lung cancer undergoing platinum‐based chemotherapy. PLoS One, 2013. 8(8): p. e71356. 

21. 

Li, C., et al., ERCC1 and the efficacy of cisplatin in patients with resected non‐small cell lung cancer.  Tumour Biol, 2014. 35(12): p. 12707‐12. 

22. 

Tiseo, M., et al., ERCC1/BRCA1 expression and gene polymorphisms as prognostic and predictive  factors in advanced NSCLC treated with or without cisplatin. Br J Cancer, 2013. 108(8): p. 1695‐ 703. 

23. 

Lord,  R.V.,  et  al.,  Low  ERCC1  expression  correlates  with  prolonged  survival  after  cisplatin  plus  gemcitabine chemotherapy in non‐small cell lung cancer. Clin Cancer Res, 2002. 8(7): p. 2286‐91. 

24. 

Huang,  P.Y.,  et  al.,  Expression  of  ERCC1  predicts  clinical  outcome  in  locoregionally  advanced  nasopharyngeal  carcinoma  treated  with  cisplatin‐based  induction  chemotherapy.  Oral  Oncol,  2012. 48(10): p. 964‐8. 

25. 

Zhang, Z., C. Jiang, and L. Hu, Low expression of excision repair cross‐complementation group‐1  protein predicts better outcome in patients with locally advanced nasopharyngeal cancer treated  with concurrent chemoradiotherapy. Tumori, 2014. 100(3): p. 328‐32. 

26. 

Huang, J., et al., A phase II study of biweekly paclitaxel and cisplatin chemotherapy for recurrent  or  metastatic  esophageal  squamous  cell  carcinoma:  ERCC1  expression  predicts  response  to  chemotherapy. Med Oncol, 2013. 30(1): p. 343. 

27. 

Bai,  Z.L.,  et  al.,  ERCC1  mRNA  levels  can  predict  the  response  to  cisplatin‐based  concurrent  chemoradiotherapy of locally advanced cervical squamous cell carcinoma. Radiat Oncol, 2012. 7:  p. 221. 

28. 

Zwenger, A.O., et al., Expression of ERCC1 and TUBB3 in locally advanced cervical squamous cell  cancer and its correlation with different therapeutic regimens. Int J Biol Markers, 2015. 30(3): p.  e301‐14. 

23   

29. 

Xuelei, M., et al., ERCC1 plays an important role in predicting survival outcomes and treatment  response for patients with HNSCC: a meta‐analysis. Oral Oncol, 2015. 51(5): p. 483‐92. 

30. 

Ciaparrone,  M.,  et  al.,  Predictive  Role  of  ERCC1  Expression  in  Head  and  Neck  Squamous  Cell  Carcinoma  Patients  Treated  with  Surgery  and  Adjuvant  Cisplatin‐Based  Chemoradiation.  Oncology, 2015. 89(4): p. 227‐34. 

31. 

Ueda, S., et al., Evaluation of ERCC1 expression for cisplatin sensitivity in human hepatocellular  carcinoma. Ann Surg Oncol, 2011. 18(4): p. 1204‐11. 

32. 

Hattinger, C.M., et al., Excision repair cross‐complementation group 1 protein expression predicts  survival  in  patients  with  high‐grade,  non‐metastatic  osteosarcoma  treated  with  neoadjuvant  chemotherapy. Histopathology, 2015. 67(3): p. 338‐47. 

33. 

Lai, T.C., et al., Expression of xeroderma pigmentosum complementation group C protein predicts  cisplatin resistance in lung adenocarcinoma patients. Oncol Rep, 2011. 25(5): p. 1243‐51. 

34. 

Hwang, I.G., et al., Different relation between ERCC1 overexpression and treatment outcomes of  two  platinum  agents  in  advanced  biliary  tract  adenocarcinoma  patients.  Cancer  Chemother  Pharmacol, 2011. 68(4): p. 935‐44. 

35. 

Ting, S., et al., ERCC1, MLH1, MSH2, MSH6, and betaIII‐tubulin: resistance proteins associated with  response and outcome to platinum‐based chemotherapy in malignant pleural mesothelioma. Clin  Lung Cancer, 2013. 14(5): p. 558‐567 e3. 

36. 

Lee, S.H., et al., Thymidylate synthase and ERCC1 as predictive markers in patients with pulmonary  adenocarcinoma treated with pemetrexed and cisplatin. Lung Cancer, 2013. 81(1): p. 102‐8. 

37. 

Yu, J.J., et al., A nucleotide polymorphism in ERCC1 in human ovarian cancer cell lines and tumor  tissues. Mutat Res, 1997. 382(1‐2): p. 13‐20. 

24   

38. 

Yu, J.J., et al., Comparison of two human ovarian carcinoma cell lines (A2780/CP70 and MCAS)  that are equally resistant to platinum, but differ at codon 118 of the ERCC1 gene. Int J Oncol, 2000.  16(3): p. 555‐60. 

39. 

Reed, E., ERCC1 and clinical resistance to platinum‐based therapy. Clin Cancer Res, 2005. 11(17):  p. 6100‐2. 

40. 

Smith, S., et al., ERCC1 genotype and phenotype in epithelial ovarian cancer identify patients likely  to benefit from paclitaxel treatment in addition to platinum‐based therapy. J Clin Oncol, 2007.  25(33): p. 5172‐9. 

41. 

Gao, R., et al., The ERCC1 N118N polymorphism does not change cellular ERCC1 protein expression  or platinum sensitivity. Mutat Res, 2011. 708(1‐2): p. 21‐7. 

42. 

Viguier, J., et al., ERCC1 codon 118 polymorphism is a predictive factor for the tumor response to  oxaliplatin/5‐fluorouracil combination chemotherapy in patients with advanced colorectal cancer.  Clin Cancer Res, 2005. 11(17): p. 6212‐7. 

43. 

Kamikozuru, H., et al., ERCC1 codon 118 polymorphism is a useful prognostic marker in patients  with pancreatic cancer treated with platinum‐based chemotherapy. Int J Oncol, 2008. 32(5): p.  1091‐6. 

44. 

Hao, T., et al., Association of four ERCC1 and ERCC2 SNPs with survival of bone tumour patients.  Asian Pac J Cancer Prev, 2012. 13(8): p. 3821‐4. 

45. 

Shi,  Z.H.,  G.Y.  Shi,  and  L.G.  Liu,  Polymorphisms  in  ERCC1  and  XPF  gene  and  response  to  chemotherapy and overall survival of non‐small cell lung cancer. Int J Clin Exp Pathol, 2015. 8(3):  p. 3132‐7. 

46. 

Cheng,  J.,  et  al.,  A  C118T  polymorphism  of  ERCC1  and  response  to  cisplatin  chemotherapy  in  patients with late‐stage non‐small cell lung cancer. J Cancer Res Clin Oncol, 2012. 138(2): p. 231‐ 8. 

25   

47. 

Ryu, J.S., et al., Association between polymorphisms of ERCC1 and XPD and survival in non‐small‐ cell lung cancer patients treated with cisplatin combination chemotherapy. Lung Cancer, 2004.  44(3): p. 311‐6. 

48. 

Chen, P., et al., Association of an ERCC1 polymorphism with adult‐onset glioma. Cancer Epidemiol  Biomarkers Prev, 2000. 9(8): p. 843‐7. 

49. 

Zhou,  W.,  et  al.,  Excision  repair  cross‐complementation  group  1  polymorphism  predicts  overall  survival  in  advanced  non‐small  cell  lung  cancer  patients  treated  with  platinum‐based  chemotherapy. Clin Cancer Res, 2004. 10(15): p. 4939‐43. 

50. 

Wang, Y.,  et  al., Genetic  polymorphisms of  ERCC1 and their  effects on the  efficacy of cisplatin‐ based chemotherapy in advanced esophageal carcinoma. Oncol Rep, 2011. 25(4): p. 1047‐52. 

51. 

Chen,  C.,  et  al.,  Polymorphisms  in  ERCC1  C8092A  predict  progression‐free  survival  in  metastatic/recurrent  nasopharyngeal  carcinoma  treated  with  cisplatin‐based  chemotherapy.  Cancer Chemother Pharmacol, 2013. 72(2): p. 315‐22. 

52. 

Xu, T.P., et al., Association of ERCC1‐C118T and ‐C8092A polymorphisms with lung cancer risk and  survival  of  advanced‐stage  non‐small  cell  lung  cancer  patients  receiving  platinum‐based  chemotherapy: a pooled analysis based on 39 reports. Gene, 2013. 526(2): p. 265‐74. 

53. 

Dabholkar, M., et al., Increased mRNA levels of xeroderma pigmentosum complementation group  B (XPB) and Cockayne's syndrome complementation group B (CSB) without increased mRNA levels  of  multidrug‐resistance  gene  (MDR1)  or  metallothionein‐II  (MT‐II)  in  platinum‐resistant  human  ovarian cancer tissues. Biochem Pharmacol, 2000. 60(11): p. 1611‐9. 

54. 

Yu, J., et al., Platinum‐sensitive and platinum‐resistant ovarian cancer tissues show differences in  the relationships between mRNA levels of p53, ERCC1 and XPA. Int J Oncol, 1996. 8(2): p. 313‐7. 

55. 

Stevens,  E.V.,  et  al.,  Predicting  cisplatin  and  trabectedin  drug  sensitivity  in  ovarian  and  colon  cancers. Mol Cancer Ther, 2008. 7(1): p. 10‐8. 

26   

56. 

Koberle, B., et al., Metastases of squamous cell carcinoma of the head and neck show increased  levels  of  nucleotide  excision  repair  protein  XPF  in  vivo  that  correlate  with  increased  chemoresistance ex vivo. Int J Oncol, 2010. 36(5): p. 1277‐84. 

57. 

Vaezi, A., et al., XPF expression correlates with clinical outcome in squamous cell carcinoma of the  head and neck. Clin Cancer Res, 2011. 17(16): p. 5513‐22. 

58. 

Weaver, D.A., et al., ABCC5, ERCC2, XPA and XRCC1 transcript abundance levels correlate  with  cisplatin chemoresistance in non‐small cell lung cancer cell lines. Mol Cancer, 2005. 4(1): p. 18. 

59. 

Aloyz, R., et al., Regulation of cisplatin resistance and homologous recombinational repair by the  TFIIH subunit XPD. Cancer Res, 2002. 62(19): p. 5457‐62. 

60. 

Spitz, M.R., et al., Modulation of nucleotide excision repair capacity by XPD polymorphisms in lung  cancer patients. Cancer Res, 2001. 61(4): p. 1354‐7. 

61. 

Goricar,  K.,  et  al.,  Genetic  variability  of  DNA  repair  mechanisms  and  glutathione‐S‐transferase  genes influences treatment outcome in osteosarcoma. Cancer Epidemiol, 2015. 39(2): p. 182‐8. 

62. 

Peters, G.J., et al., Predictive role of repair enzymes in the efficacy of Cisplatin combinations in  pancreatic and lung cancer. Anticancer Res, 2014. 34(1): p. 435‐42. 

63. 

Ludovini,  V.,  et  al.,  Association  of  cytidine  deaminase  and  xeroderma  pigmentosum  group  D  polymorphisms  with  response,  toxicity,  and  survival  in  cisplatin/gemcitabine‐treated  advanced  non‐small cell lung cancer patients. J Thorac Oncol, 2011. 6(12): p. 2018‐26. 

64. 

Gately, D.P. and S.B. Howell, Cellular accumulation of the anticancer agent cisplatin: a review. Br  J Cancer, 1993. 67(6): p. 1171‐6. 

65. 

Kim, E.S., et al., Tissue platinum concentration and tumor response in non‐small‐cell lung cancer.  J Clin Oncol, 2012. 30(27): p. 3345‐52. 

66. 

Eichholtz‐Wirth, H. and B. Hietel, The relationship between cisplatin sensitivity and drug uptake  into mammalian cells in vitro. Br J Cancer, 1986. 54(2): p. 239‐43. 

27   

67. 

Gale, G.R., et al., Binding of an antitumor platinum compound to cells as influenced by physical  factors and pharmacologically active agents. Cancer Res, 1973. 33(4): p. 813‐8. 

68. 

Hall, M.D., et al., The role of cellular accumulation in determining sensitivity to platinum‐based  chemotherapy. Annu Rev Pharmacol Toxicol, 2008. 48: p. 495‐535. 

69. 

Lin, X., et al., The copper transporter CTR1 regulates cisplatin uptake in Saccharomyces cerevisiae.  Mol Pharmacol, 2002. 62(5): p. 1154‐9. 

70. 

Katano, K., et al., Acquisition of resistance to cisplatin is accompanied by changes in the cellular  pharmacology of copper. Cancer Res, 2002. 62(22): p. 6559‐65. 

71. 

Zisowsky,  J.,  et  al.,  Relevance  of  drug  uptake  and  efflux  for  cisplatin  sensitivity  of  tumor  cells.  Biochem Pharmacol, 2007. 73(2): p. 298‐307. 

72. 

Liang, Z.D., et al., Mechanistic basis for overcoming platinum resistance using copper chelating  agents. Mol Cancer Ther, 2012. 11(11): p. 2483‐94. 

73. 

Ishida, S., et al., Enhancing tumor‐specific uptake of the anticancer drug cisplatin with a copper  chelator. Cancer Cell, 2010. 17(6): p. 574‐83. 

74. 

Chen,  H.H.,  et  al.,  Predictive  and  prognostic  value  of  human  copper  transporter  1  (hCtr1)  in  patients  with  stage  III  non‐small‐cell  lung  cancer  receiving  first‐line  platinum‐based  doublet  chemotherapy. Lung Cancer, 2012. 75(2): p. 228‐34. 

75. 

Kim, E.S., et al., Copper transporter CTR1 expression and tissue platinum concentration in non‐ small cell lung cancer. Lung Cancer, 2014. 85(1): p. 88‐93. 

76. 

Xu,  X.,  et  al.,  Genetic  polymorphism  of  copper  transporter  protein  1  is  related  to  platinum  resistance in Chinese non‐small cell lung carcinoma patients. Clin Exp Pharmacol Physiol, 2012.  39(9): p. 786‐92. 

77. 

Wee,  N.K.,  et  al.,  The  mammalian  copper  transporters  CTR1  and  CTR2  and  their  roles  in  development and disease. Int J Biochem Cell Biol, 2013. 45(5): p. 960‐3. 

28   

78. 

van  den  Berghe,  P.V.,  et  al.,  Human  copper  transporter  2  is  localized  in  late  endosomes  and  lysosomes and facilitates cellular copper uptake. Biochem J, 2007. 407(1): p. 49‐59. 

79. 

Blair,  B.G.,  et  al.,  Copper  transporter  2  regulates  the  cellular  accumulation  and  cytotoxicity  of  Cisplatin and Carboplatin. Clin Cancer Res, 2009. 15(13): p. 4312‐21. 

80. 

Lee,  Y.Y.,  et  al.,  Prognostic  value  of  the  copper  transporters,  CTR1  and  CTR2,  in  patients  with  ovarian carcinoma receiving platinum‐based chemotherapy. Gynecol Oncol, 2011. 122(2): p. 361‐ 5. 

81. 

Yoshida,  H.,  et  al.,  Association  of  copper  transporter  expression  with  platinum  resistance  in  epithelial ovarian cancer. Anticancer Res, 2013. 33(4): p. 1409‐14. 

82. 

Filipski,  K.K.,  et  al.,  Interaction  of  Cisplatin  with  the  human  organic  cation  transporter  2.  Clin  Cancer Res, 2008. 14(12): p. 3875‐80. 

83. 

Burger,  H.,  et  al.,  Differential  transport  of  platinum  compounds  by  the  human  organic  cation  transporter hOCT2 (hSLC22A2). Br J Pharmacol, 2010. 159(4): p. 898‐908. 

84. 

Naka,  A.,  et  al.,  Organic  cation  transporter  2  for  predicting  cisplatin‐based  neoadjuvant  chemotherapy response in gastric cancer. Am J Cancer Res, 2015. 5(7): p. 2285‐93. 

85. 

Wang,  Y.,  et  al.,  The  association  of  transporter  genes  polymorphisms  and  lung  cancer  chemotherapy response. PLoS One, 2014. 9(3): p. e91967. 

86. 

Luk, E., L.T. Jensen, and V.C. Culotta, The many highways for intracellular trafficking of metals. J  Biol Inorg Chem, 2003. 8(8): p. 803‐9. 

87. 

Li, Z.H., et al., Copper‐transporting P‐type adenosine triphosphatase (ATP7A) is associated with  platinum‐resistance in non‐small cell lung cancer (NSCLC). J Transl Med, 2012. 10: p. 21. 

88. 

Samimi, G., et al., Increased expression of the copper efflux transporter ATP7A mediates resistance  to cisplatin, carboplatin, and oxaliplatin in ovarian cancer cells. Clin Cancer Res, 2004. 10(14): p.  4661‐9. 

29   

89. 

Samimi, G., et al., Increase in expression of the copper transporter ATP7A during platinum drug‐ based treatment is associated with poor survival in ovarian cancer patients. Clin Cancer Res, 2003.  9(16 Pt 1): p. 5853‐9. 

90. 

Inoue, Y., et al., Association of ATP7A expression and in vitro sensitivity to cisplatin in non‐small  cell lung cancer. Oncol Lett, 2010. 1(5): p. 837‐840. 

91. 

Deng,  J.H.,  et  al.,  Clinical  outcome  of  cisplatin‐based  chemotherapy  is  associated  with  the  polymorphisms of GSTP1 and XRCC1 in advanced non‐small cell lung cancer patients. Clin Transl  Oncol, 2015. 17(9): p. 720‐6. 

92. 

Komatsu, M., et al., Copper‐transporting P‐type adenosine triphosphatase (ATP7B) is associated  with cisplatin resistance. Cancer Res, 2000. 60(5): p. 1312‐6. 

93. 

Sugeno, H., et al., Expression of copper‐transporting P‐type adenosine triphosphatase (ATP7B) in  human hepatocellular carcinoma. Anticancer Res, 2004. 24(2C): p. 1045‐8. 

94. 

Ohbu,  M.,  et  al.,  Copper‐transporting  P‐type  adenosine  triphosphatase  (ATP7B)  is  expressed  in  human gastric carcinoma. Cancer Lett, 2003. 189(1): p. 33‐8. 

95. 

Higashimoto,  M.,  et  al.,  Expression  of  copper‐transporting  P‐type  adenosine  triphosphatase  in  human esophageal carcinoma. Int J Mol Med, 2003. 11(3): p. 337‐41. 

96. 

Miyashita, H., et al., Expression of copper‐transporting P‐type adenosine triphosphatase (ATP7B)  as a chemoresistance marker in human oral squamous cell carcinoma treated with cisplatin. Oral  Oncol, 2003. 39(2): p. 157‐62. 

97. 

Kanzaki, A., et al., Copper‐transporting P‐type adenosine triphosphatase (ATP7B) is expressed in  human breast carcinoma. Jpn J Cancer Res, 2002. 93(1): p. 70‐7. 

98. 

Aida, T., et al., Expression of copper‐transporting P‐type adenosine triphosphatase (ATP7B) as a  prognostic factor in human endometrial carcinoma. Gynecol Oncol, 2005. 97(1): p. 41‐5. 

30   

99. 

Nakayama, K., et al., Prognostic value of the Cu‐transporting ATPase in ovarian carcinoma patients  receiving cisplatin‐based chemotherapy. Clin Cancer Res, 2004. 10(8): p. 2804‐11. 

100. 

Nakayama, K., et al., Copper‐transporting P‐type adenosine triphosphatase (ATP7B) as a cisplatin  based  chemoresistance  marker  in  ovarian  carcinoma:  comparative  analysis  with  expression  of  MDR1, MRP1, MRP2, LRP and BCRP. Int J Cancer, 2002. 101(5): p. 488‐95. 

101. 

Inoue, Y., et al., ATP7B expression is associated with in vitro sensitivity to cisplatin in non‐small cell  lung cancer. Oncol Lett, 2010. 1(2): p. 279‐282. 

102. 

Burger,  H.,  et  al.,  Drug  transporters  of  platinum‐based  anticancer  agents  and  their  clinical  significance. Drug Resist Updat, 2011. 14(1): p. 22‐34. 

103. 

Ishikawa,  T.,  C.D.  Wright,  and  H.  Ishizuka,  GS‐X  pump  is  functionally  overexpressed  in  cis‐ diamminedichloroplatinum (II)‐resistant human leukemia HL‐60 cells and down‐regulated by cell  differentiation. J Biol Chem, 1994. 269(46): p. 29085‐93. 

104. 

Cole, S.P., et al., Pharmacological characterization of multidrug resistant MRP‐transfected human  tumor cells. Cancer Res, 1994. 54(22): p. 5902‐10. 

105. 

Ikuta, K., et al., Expression of multidrug resistance proteins and accumulation of cisplatin in human  non‐small cell lung cancer cells. Biol Pharm Bull, 2005. 28(4): p. 707‐12. 

106. 

de  Cremoux,  P.,  et  al.,  Role  of  chemotherapy  resistance  genes  in  outcome  of  neuroblastoma.  Pediatr Blood Cancer, 2007. 48(3): p. 311‐7. 

107. 

Taniguchi, K., et al., A human canalicular multispecific organic anion transporter (cMOAT) gene is  overexpressed in cisplatin‐resistant  human cancer  cell lines with  decreased drug accumulation.  Cancer Res, 1996. 56(18): p. 4124‐9. 

108. 

Kool, M., et al., Analysis of expression of cMOAT (MRP2), MRP3, MRP4, and MRP5, homologues  of the multidrug resistance‐associated protein gene (MRP1), in human cancer cell lines. Cancer  Res, 1997. 57(16): p. 3537‐47. 

31   

109. 

Borst, P., M. Kool, and R. Evers, Do cMOAT (MRP2), other MRP homologues, and LRP play a role  in MDR? Semin Cancer Biol, 1997. 8(3): p. 205‐13. 

110. 

Kaufmann, W.K., et al., TGF‐alpha sustains clonal expansion by promoter‐dependent, chemically  initiated rat hepatocytes. Carcinogenesis, 1997. 18(7): p. 1381‐7. 

111. 

Hinoshita,  E.,  et  al.,  Increased  expression  of  an  ATP‐binding  cassette  superfamily  transporter,  multidrug resistance protein 2, in human colorectal carcinomas. Clin Cancer Res, 2000. 6(6): p.  2401‐7. 

112. 

Yamasaki, M., et al., Role of multidrug resistance protein 2 (MRP2) in chemoresistance and clinical  outcome in oesophageal squamous cell carcinoma. Br J Cancer, 2011. 104(4): p. 707‐13. 

113. 

Korita, P.V., et al., Multidrug resistance‐associated protein 2 determines the efficacy of cisplatin in  patients with hepatocellular carcinoma. Oncol Rep, 2010. 23(4): p. 965‐72. 

114. 

Ohishi, Y., et al., ATP‐binding cassette superfamily transporter gene expression in human primary  ovarian carcinoma. Clin Cancer Res, 2002. 8(12): p. 3767‐75. 

115. 

Filipits, M., et al., Multidrug resistance proteins do not predict benefit of adjuvant chemotherapy  in  patients  with  completely  resected  non‐small  cell  lung  cancer:  International  Adjuvant  Lung  Cancer Trial Biologic Program. Clin Cancer Res, 2007. 13(13): p. 3892‐8. 

116. 

Sun, N., et al., MRP2 and GSTP1 polymorphisms and chemotherapy response in advanced non‐ small cell lung cancer. Cancer Chemother Pharmacol, 2010. 65(3): p. 437‐46. 

117. 

Han, B., et al., Association of ABCC2 polymorphisms with platinum‐based chemotherapy response  and severe toxicity in non‐small cell lung cancer patients. Lung Cancer, 2011. 72(2): p. 238‐43. 

118. 

Rabik,  C.A.  and  M.E.  Dolan,  Molecular  mechanisms  of  resistance  and  toxicity  associated  with  platinating agents. Cancer Treat Rev, 2007. 33(1): p. 9‐23. 

32   

119. 

Byun, S.S., et al., Augmentation of cisplatin sensitivity in cisplatin‐resistant human bladder cancer  cells by modulating glutathione concentrations and glutathione‐related enzyme activities. BJU Int,  2005. 95(7): p. 1086‐90. 

120. 

Godwin, A.K., et al., High resistance to cisplatin in human ovarian cancer cell lines is associated  with marked increase of glutathione synthesis. Proc Natl Acad Sci U S A, 1992. 89(7): p. 3070‐4. 

121. 

Goto,  S.,  et  al.,  Significance  of  nuclear  glutathione  S‐transferase  pi  in  resistance  to  anti‐cancer  drugs. Jpn J Cancer Res, 2002. 93(9): p. 1047‐56. 

122. 

Satoh, T., et al., Expression of glutathione S‐transferase pi (GST‐pi) in human malignant ovarian  tumors. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol, 2001. 96(2): p. 202‐8. 

123. 

Surowiak, P., et al., Augmented expression of metallothionein and glutathione S‐transferase pi as  unfavourable prognostic factors in cisplatin‐treated ovarian cancer patients. Virchows Arch, 2005.  447(3): p. 626‐33. 

124. 

Nishimura,  T.,  et  al.,  Immunohistochemical  staining  for  glutathione  S‐transferase  predicts  response to platinum‐based chemotherapy in head and neck cancer. Clin Cancer Res, 1996. 2(11):  p. 1859‐65. 

125. 

Nakagawa, K., et al., Levels of glutathione S transferase pi mRNA in human lung cancer cell lines  correlate with the resistance to cisplatin and carboplatin. Jpn J Cancer Res, 1988. 79(3): p. 301‐4. 

126. 

Kim, K.H., et al., Clinicopathologic significance of ERCC1, thymidylate synthase and glutathione S‐ transferase  P1  expression  for  advanced  gastric  cancer  patients  receiving  adjuvant  5‐FU  and  cisplatin chemotherapy. Biomarkers, 2011. 16(1): p. 74‐82. 

127. 

Arai, T., et al., Correlation between the immunohistochemical and mRNA expression of glutathione  S‐transferase‐pi and cisplatin plus etoposide chemotherapy response in patients with untreated  primary non‐small cell lung cancer. Int J Oncol, 1997. 11(1): p. 127‐31. 

33   

128. 

Arai, T., et al., Immunohistochemical expression of glutathione transferase‐pi in untreated primary  non‐small‐cell lung cancer. Cancer Detect Prev, 2000. 24(3): p. 252‐7. 

129. 

Hirano, T., et al., Identification of postoperative adjuvant chemotherapy responders in non‐small  cell lung cancer by novel biomarker. Int J Cancer, 2005. 117(3): p. 460‐8. 

130. 

Ikeda,  K.,  et  al.,  Multivariate  analysis  for  prognostic  significance  of  histologic  subtype,  GST‐pi,  MDR‐1, and p53 in stages II‐IV ovarian cancer. Int J Gynecol Cancer, 2003. 13(6): p. 776‐84. 

131. 

van der Zee, A.G., et al., Value of P‐glycoprotein, glutathione S‐transferase pi, c‐erbB‐2, and p53  as prognostic factors in ovarian carcinomas. J Clin Oncol, 1995. 13(1): p. 70‐8. 

132. 

Konishi, I., et al., Tumor response to neoadjuvant chemotherapy correlates with the expression of  P‐glycoprotein and PCNA but not GST‐pi in the tumor cells of cervical carcinoma. Gynecol Oncol,  1998. 70(3): p. 365‐71. 

133. 

Watson,  M.A.,  et  al.,  Human  glutathione  S‐transferase  P1  polymorphisms:  relationship  to  lung  tissue enzyme activity and population frequency distribution. Carcinogenesis, 1998. 19(2): p. 275‐ 80. 

134. 

Lv, H., et al., Genetic polymorphism of GSTP1 and ERCC1 correlated with response to platinum‐ based chemotherapy in non‐small cell lung cancer. Med Oncol, 2014. 31(8): p. 86. 

135. 

Wu, X., et al., Germline genetic variations in drug action pathways predict clinical outcomes in  advanced  lung  cancer  treated  with  platinum‐based  chemotherapy.  Pharmacogenet  Genomics,  2008. 18(11): p. 955‐65. 

136. 

Lu,  C.,  et  al.,  Association  between  glutathione  S‐transferase  pi  polymorphisms  and  survival  in  patients with advanced nonsmall cell lung carcinoma. Cancer, 2006. 106(2): p. 441‐7. 

137. 

Saburi,  Y.,  et  al.,  Increased  expression  of  glutathione  S‐transferase  gene  in  cis‐ diamminedichloroplatinum(II)‐resistant variants of a Chinese hamster ovary cell line. Cancer Res,  1989. 49(24 Pt 1): p. 7020‐5. 

34   

138. 

Townsend, A.J., C.P. Tu, and K.H. Cowan, Expression of human mu or alpha class glutathione S‐ transferases in stably transfected human MCF‐7 breast cancer cells: effect on cellular sensitivity to  cytotoxic agents. Mol Pharmacol, 1992. 41(2): p. 230‐6. 

139. 

Waxman, D.J., et al., Gene‐specific oligonucleotide probes for alpha, mu, pi, and microsomal rat  glutathione S‐transferases: analysis of liver transferase expression and its modulation by hepatic  enzyme inducers and platinum anticancer drugs. Cancer Res, 1992. 52(20): p. 5797‐802. 

140. 

Watson,  M.B.,  et  al.,  Expression  microarray  analysis  reveals  genes  associated  with  in  vitro  resistance to cisplatin in a cell line model. Acta Oncol, 2007. 46(5): p. 651‐8. 

141. 

Smith, L., et al., The proteomic analysis of cisplatin resistance in breast cancer cells. Oncol Res,  2007. 16(11): p. 497‐506. 

142. 

Wang,  C.H.,  et  al.,  Inhibition  of  glutathione  S‐transferase  M1  by  new  gabosine  analogues  is  essential for overcoming cisplatin resistance in lung cancer cells. J Med Chem, 2011. 54(24): p.  8574‐81. 

143. 

Wheeler, H.E., et al., Genome‐wide meta‐analysis identifies variants associated with platinating  agent susceptibility across populations. Pharmacogenomics J, 2013. 13(1): p. 35‐43. 

144. 

Yang,  Y.  and  L.  Xian,  The  association  between  the  GSTP1  A313G  and  GSTM1  null/present  polymorphisms and the treatment response of the platinum‐based chemotherapy in non‐small cell  lung cancer (NSCLC) patients: a meta‐analysis. Tumour Biol, 2014. 35(7): p. 6791‐9. 

145. 

Yang,  Y.Y.,  et  al.,  Human  metallothionein  isoform  gene  expression  in  cisplatin‐sensitive  and  resistant cells. Mol Pharmacol, 1994. 45(3): p. 453‐60. 

146. 

Kasahara, K., et al., Metallothionein content correlates with the sensitivity of human small cell lung  cancer cell lines to cisplatin. Cancer Res, 1991. 51(12): p. 3237‐42. 

147. 

Siegsmund,  M.J.,  et  al.,  Cisplatin‐resistant  bladder  carcinoma  cells:  enhanced  expression  of  metallothioneins. Urol Res, 1999. 27(3): p. 157‐63. 

35   

148. 

Kelley,  S.L.,  et  al.,  Overexpression  of  metallothionein  confers  resistance  to  anticancer  drugs.  Science, 1988. 241(4874): p. 1813‐5. 

149. 

Theocharis, S.E., A.P. Margeli, and A. Koutselinis, Metallothionein: a multifunctional protein from  toxicity to cancer. Int J Biol Markers, 2003. 18(3): p. 162‐9. 

150. 

Meijer, C., et al., Role of metallothionein in cisplatin sensitivity of germ‐cell tumours. Int J Cancer,  2000. 85(6): p. 777‐81. 

151. 

Hishikawa,  Y.,  et  al.,  Overexpression  of  metallothionein  correlates  with  chemoresistance  to  cisplatin and prognosis in esophageal cancer. Oncology, 1997. 54(4): p. 342‐7. 

152. 

Schneider,  J.G.,  et  al.,  Commercial  laboratory  testing  of  excision  repair  cross‐complementation  group 1 expression in non‐small cell lung cancer. Oncologist, 2014. 19(5): p. 459‐65. 

   

 

36   

Figure legends  Figure 1. Cisplatin and analogs.    Figure  2.  Cellular  fate  of  cisplatin  (Pt).  Cisplatin  crosses  the  cell  membrane  by  passive  diffusion  or  by  transmembrane  transporters.  CTR1,  CT2,  and  OCT2  have  been  identified  as  transporters  that  import  cisplatin into the cell. Once inside the cell, cisplatin binds to DNA to cause DNA‐platinum adducts. The  damage  is  repaired  by  ERCC1  and  members  of  the  NER  pathway.  Cisplatin  is  also  inactivated  by  glutathione‐s‐transferase, which add a glutathione (GSH) to cisplatin. The conjugated cisplatin‐GSH is then  exported  via  the  MRP2  transporters.  Cisplatin  is  also  exported  by  ATP7A  and  ATP7B.  Inactivation  of  cisplatin can also result from binding metallothionein proteins (MT).     Figure 3. Schematic of nucleotide excision repair (NER). DNA‐platinum adducts are removed by the NER  pathway. First the DNA‐platinum adduct  is detected.  Then the  damage  is verified and  the pre‐incision  complex is set up containing RPA, XPA, and XPG. DNA is unwound by XPB and XPD.  XPF‐ERCC1 and XPG  create incisions 5’ and 3’ from the damaged base. The oligonucleotide containing the damaged base is  removed. The gap is filled in by DNA repair synthesis complex: RPA, RFC, PCNA, and Pol /. Finally, the  DNA is ligated.           

37   

   

 

38   

       

39   

   

40 

Table 1. Proteins associated with cisplatin resistance.  Protein  Relationship  to  Cancer  resistance  NER           ERCC1  Increased expression  Ovarian,  NSCLC,  Nasopharyngeal,  esophageal,  cervical,  head  and  neck  squamous  carcinoma,  liver,  osteosarcoma,  lung  adenocarcinoma,  biliary  tract  adenocarcinoma,  mesothelioma,  pulmonary  adenocarcinoma, gastric         XPA  Increased expression  Ovarian cancer       XPB  Increased expression  Ovarian cancer       XPF  Increased expression  Ovarian  and  colon  cancer  cell  lines;  head  and  neck  carcinoma       XPD  Increased expression  NSCLC and glioma cell lines        Cellular Uptake           CTR1  Decreased expression  Ovarian cancer, NSCLC       CTR2  Increased expression  Ovarian cancer       OCT2  No change  Ovarian cancer    Decreased expression  Gastric cancer        Cellular Export           ATP7A  Increased expression  NSCLC, ovarian cancer       ATP7B   Increased expression  Gastric,  hepatocellular,  esophageal,  oral,  breast,  endometrial,  lung,  ovarian  cancer       MRP2  Increased expression  Colorectal,  esophageal,  hepatocellular cancer        Drug Inactivation           GSTP1  Increased expression  Ovarian  cancer,  head  and  neck carcinoma, NSCLC    No change  Ovarian, cervical cancer       MT  Increased expression  Esophageal, ovarian cancer         

References    13‐16, 15, 17‐23, 24‐25,  26, 27‐28, 29‐30, 31, 32,  33, 34, 35, 36, 11 

53, 54  53, 54  55‐57 

58, 59      73‐75  80, 81  83  84      87, 89, 90  93‐101 

111‐113      122‐124  130‐132  151, 123 

41   

Table 2. Gene polymorphisms associated with cisplatin resistance.  Gene  Polymorphism  Response to Cisplatin  Cancer  NER             ERCC1  rs11615,  Increased response  Ovarian  cancer,  N118N  colorectal,  pancreatic,  osteosarcoma and  NSCLC      Decreased response  NSCLC         C8092A  Increased response  NSCLC,  esophageal      Decreased response   Nasopharyngeal,  mesothelioma      No relationship  NSCLC       XPD  Asp312Asn  Increased response  NSCLC,  osteosarcoma,  pancreatic cancer          Cellular uptake             CTR1  rs7851395,  Increased response  NSCLC  rs12686377       OCT2  rs195854,  Increased response  NSCLC  rs186941               Cellular Export             MRP2    Increased response  NSCLC          Drug        Inactivation       GSTM1  rs10431718  Increased response  lymphoblastoid  cell lines    Null allele  Increased response  NSCLC   

Reference    38,40,  42,  43,  44,  45  

46, 47  49, 50,   51, 35  52  54,60, 62, 63 

    76  85      116, 117      143  144 

42