AMINOACIDOS Y PROTEINAS1

AMINOÁCIDOS Y PROTEÍNAS Leidy Mayerli Zambrano Jhon ibarguen Entregado: abril 06 de 2011 _______________________________________________________________________________ RESUMEN En la practica aminoácidos y proteínas se demostraron 2 aspectos básicamente, el primero de ellos como haciendo uso de las propiedades físicas y químicas de los aminoácidos como son el caso de la carga eléctrica podemos separar los aminoácidos por medio de la electroforesis, pues estos emigraran hacia el electrodo opuesto a su carga, en este punto se utilizaron la alanina, la leucina y el acido aspártico, utilizando la cromatografía los podemos separar de acuerdo a la distancia de migración que cada uno realice con respecto a la distancia de migración efectuado por el disolvente utilizado, se obtuvo que la alanina tiene un Rf de 0.52, el acido aspartico uno de 0.2 y la leucina un Rf de 0.74, otro aspecto también importante que se demostró es como estas mismas propiedades nos ayudan a identificarlas como en el caso de la ninhidrina que reacciona con ellos para dar compuestos purpura con excesión de la prolina y la hidroxiprolina, otras técnicas de identificación son la prueba de biuret y la xantoproteica que se basan en presencia de enlaces peptídicos y aminoacidos con anillos aromáticos en su estructura respectivamente, un aspecto igualmente estudiado fue la coagulación de las proteínas que puede ocasionarse por la desnaturalización de las mismas si por ejemplo son calentadas, a reaccionan con acidos fuertes, o pueden deberse a una disminución de la solubilidad con el agua como ocurre con el sulfato de amonio, También se estudio el efecto salting in. Palabras Claves: Cromatografía, electroforesis, Albúmina, Insolubilización, Reacciones colorimétricas, aminoácidos INTRODUCCIÓN Las proteínas son las biomoléculas que desempeñan uno de los papeles más importantes para la vida, son muy diversas y versátiles. Por un lado, tienen un gran número de funciones en las células de todos los seres vivos, formando parte de la estructura básica de los tejidos; por el otro, son demasiado importantes en las funciones metabólicas y reguladoras, participando en funciones vitales para el crecimiento y desarrollo de los organismos. Igualmente, hacen parte del código genético de cada individuo. Su abundancia es enorme, están constituidas por muchas unidades estructurales simples que forman cadenas. Estas macromoléculas se componen principalmente de C,

O, H y N, muchas de ellas además, contienen S y P; son complejas y de alto peso molecular (Hart, 2007). Las proteínas se componen esencialmente de aminoácidos, estos se unen en un número pequeño para dar lugar a un péptido; cuando hay hasta 10 de estos encadenados, se considera que se tiene un oligopéptido, si el número es mayor, se tiene un polipéptido, y si se cuenta con más de 50 péptidos, se está hablando de una proteína. En el medio, existen muchas proteínas formadas por varios miles de péptidos (Hart, et al. 2007). Los aminoácidos, las moléculas esenciales de las proteínas, se caracterizan por poseer un grupo carboxilo y uno amino. La principal función de estos es la regeneración constante de las proteínas, las cuales son consumidas en el metabolismo normal de los seres vivos. Se encuentran en los alimentos, pero no de manera individual sino en cadenas de péptidos, formando proteínas. Muchas sustancias las captan y las desdoblan por hidrólisis, facilitando la absorción de estas en la digestión. Para el ser humano hay 8 aminoácidos indispensables, si alguno de estos falta, no será posible la síntesis de proteínas en la que se requiere dicho aminoácido y esto causa trastornos en el organismo (Garrido et al, 2005). Los aminoácidos pueden clasificarse según la naturaleza de su grupo R, y por lo tanto, de acuerdo a esta clasificación, las reacciones que dan son distintivas de los ácidos carboxílicos y de aminas, debido a la presencia en su estructura de dichos grupos funcionales. Las diferentes pruebas, como la reacción con ninhidrina, la de Biuret y la xantoproteica, permiten identificar, la primera, la determinación cuantitativa de aminiácidos, la segunda, la presencia de enlaces peptídicos y la última, identificar anillos aromáticos (Hart, et al, 2007) La cromatografía sobre papel permite la separación e identificación de aminoácidos gracias a la migración que realizan por medio de un solvente. Fundamentalmente, este es un proceso de distribución entre una fase acuosa estacionaria: agua del solvente más celulosa y, una fase orgánica móvil: pasa por encima a través de la celulosa impregnada de agua. El método ascendente es aquel en que la muestra se coloca en la parte baja del papel, que se sumerge en el solvente revelador del fondo del recipiente. Para ello, se usa papel filtro Whatman #1, el cual se compone de celulosa a base de “linters” de algodón, sin cola ni agregados solubles (tampoco solubles en solventes orgánicos). Es homogéneo y corre con lentitud, es decir que se necesita una hora o más para lograr la ascendencia del solvente (Cramer, 1958; Ayres, 1968). La ninhidrina es muy sensible e ideal para la detección de aminoácidos en cromatogramas y su determinación cuantitativa en fracciones de columnas debido a su coloreada reacción morada con -aminoácidos (Plummer, 1978). La mayoría de las moléculas biológicas poseen una carga eléctrica determinada, y esta depende de la magnitud de la molécula, del pH y de la composición del medio en el cual se halle. Si a una solución de moléculas cargadas se le aplica un campo eléctrico, estas moléculas migraran hacia los electrodos de polaridad opuesta a la suya. Este principio se usa en electroforesis para separar moléculas que poseen cargas diferentes. La base para llevar a cabo este experimento fue también el papel Whatman, humedecido totalmente en la solución tampón y dispuesto hacia los polos del aparato de electroforesis (Bohinski, 2001).

El objetivo principal de la practica fue separar aminoácidos experimentalmente por medio de la aplicación de técnicas como la electroforesis y la cromatografía, y conocer el fundamento de dichas técnicas, también identificar aminoácidos haciendo uso de sus propiedades físicas y químicas. A nivel de proteínas determinar y fundamentar cuando una proteína puede desnaturalizarse. MATERIALES Y MÉTODOS Los materiales y el procedimiento de la práctica de laboratorio corresponde con el indicado en: Guía de Laboratorio de Biología Celular y Bioquímica I, Aminoácidos y proteínas; Universidad del Valle, Cali. RESULTADOS En la practica de laboratorio se realizaron experimentos que permitieron la identificación y separación de aminoácidos, y otros donde se evidencio la coagulación o desnaturalización de las proteínas. Separación de aminoácidos por medio de la cromatografía de papel: en este punto se utilizo papel Whatman # 1, con el fin de observar que desplazamiento de la alanina, el acido aspártico, la leucina y una mezcla entre los 3 aminoácidos. Se mide la distancia de migración del disolvente y la distancia de migración de cada uno de los aminoácidos se tomo desde el centro de la mancha y se encuentra el Rf para cada uno de ellos, en la tabla N° 1 se muestran el valor de Rf para cada aminoácido y en la figura N° 2 el desplazamiento realizado por los mismos.

La distancia de migración del solvente fue de 8.5 Cm. Tabla N° 1: distancia de migración y Rf de los aminoácidos alanina, leucina y acido aspártico.

AMINOACIDO Alanina A. aspartico Leucina

MIGRACION (Cm) 4,5 1,7 6,3

Rf 0,52 0,2 0,74

Figura N° 2. Migración realizada por los aminoácidos estudiados. Separación de aminoácidos por medio de electroforesis: para este procedimiento nuevamente se utilizo el papel Whatman # 1, y con la ayuda del aparato de electroforesis se determino la carga electrica de 3 aminoácidos (alanina, ácido aspártico y lisina), de a cuerdo a su desplazamiento pues cada una migro hacia su electrodo de su polaridad opuesta, los resultados se muestran en la tabla N° 3 y en la figura N° 4 se muestra el desplazamiento sufrido por cada aminoácido. Tabla N° 3: aminoácidos y la determinación de su carga eléctrica.

AMINOACIDO acido aspartico Alanina Lisina

CARGA ELECTRICA negativa neutra positiva

Figura N° 4: imagen de la ubicación de los aminoácidos, en el campo eléctrico presente en el papel Whatman. Parte derecha polo positivo con el acido aspártico en el, parte izquierda polo negativo con la lisina y la alanina en el.

Reacción de los aminoácidos con la ninhidrina: es este punto se evaluó la reacción de 3 aminoácidos con el reactivo de ninhidrina, en un principio el compuesto contenido en los tubos de ensayos era translucido, pero una vez se calentaron estos cambiaron de color. Los resultados obtenidos se muestran en la tabla N° 5 y gráficamente en la figura N° 6. Tabla N° 5: coloración presentada por los tubos después de haber sido calentados. AMINOACIDO + COLORORACION NINHIDRINA Arginina Glicina Prolina

azul oscuro azul oscuro intenso amarilla

Figura N° 6: apariencia de los aminoácidos mezclados con ninhidrina, después de haber sido calentados. Coagulación de una proteína: para este punto se dispuso de 5 tubos de ensayo con 3 ml de solución de albumina al 2%. El primer tubo de ensayo se calentó hasta que la albumina comenzó a coagularse este momento se pudo identificar porque la albumina comenzó a espesarse y a formar pequeñas partículas gelatinosas, esto ocurrió a una temperatura de 44°C. Al segundo tubo de ensayo se le agrego 4 ml de acetona y se observo la formación de 2 fases, la primera de color blanco y predominante (sedimento), la segunda translucida opaca (sobrenadante), con el paso del tiempo se formo una tercera capa en la parte superior translucida. Esto se muestra en la figura N° 7.

Figura N° 7: imagen que muestra apariencia de la albumina mezclada con acetona.

Al tercer tubo de ensayo se le añadió 1 ml de HCl 9N y se evidencio la formación de una solución homogénea de color blanco, muy espumosa y densa, como se muestra en la figura N° 8.

Figura N° 8: imagen que muestra la apariencia de la albumina mezclada con HCl. Al cuarto tubo de ensayo se le agrego 2 ml de NaCl al 20% y se noto que el contenido del tubo de ensayo permaneció con una sola fase translucida pero mas opaca, esto se muestra en la figura N° 9

Imagen N° 9: imagen que muestra la apariencia de la albumina mezclada con NaCl. El quinto tubo se utilizo como control para determinar si con los tubos restantes había o no ocurrido algún tipo de reacción. Insolubilización reversible e irreversible: se tomaron 2 tubos de ensayo con 5 ml de solución de albumina cada uno. Al primer tubo de ensayo se le agregaron 2.5 g de sulfato de amonio, la manera de hacerlo fue en pequeñas porciones y agitando constantemente, el procedimiento seguido y los resultados de dicho procedimiento se muestran en la tabla N° 11.

Figura N° 10: imagen de la apariencia presentada por la álbumina mezclada con sulfato de amonio.

Tabla N° 11 resultados de una insolubilización reversible con sulfato de amonio. PROCEDIMIENTO RELIZADO A 5 ML DE SOLUCION DE ALBUMINA Agregar 2,5 g de sulfato de amonio. Centrifugar a 3000 r.p.m por 10 minutos Agregar 4 ml de agua destilada al sedimento

RESULTADO OBTENIDO Paso de ser una solución translucida turbia, a una mezcla homogénea color blanco con espuma y densa. se formo un sedimento de color blanco, con apariencia gelatinosa pues aunque era compacto no era muy solido El sedimento se diluyo en el agua y se torno translucida turbia, es decir no hay diferencia entre la solución original de albumina y esta.

Al tubo N° 2 se le agrego 1 ml de acido tricloroacetico al 50%, el procedimiento seguido y los resultados obtenidos se tabulan en la tabla N° 12. Tabla N° 12 resultados de una insolubilización irreversible con acido tricloroacetico. PROCEDIMIENTO RELIZADO A 5 ML DE SOLUCION DE ALBUMINA

RESULTADO OBTENIDO

Agregar 1 ml de acido tricloro acetico

se evidencio la formacion de 2 capas, un sobrenadante trnaslucido y un precipitado que contiene la proteina de color blanco muy compacto.

Centrifugar a 3000 r.p.m por 10 minutos

se formo un sedimento de color blanco, solido

Agregar 4 ml de agua destilada al sedimento

el sedimento se disolvio en el agua, quedando de un color blanco, espeso. En comparacion con la solucion original no son iguales

Figura N° 13: imagen de la apariencia presentada por la albumina mezclada con acido tricloroacetico. Algunas reacciones colorimétricas de las proteínas: en este punto se llevaron a cabo 2 reacciones la de biuret y la xantoproteica.

La reacción de biuret es una prueba colorimétrica utilizada para evidenciar la presencia de proteínas, para determinar si la prueba es positiva o no el compuesto pasa de un color azul a violeta en presencia de proteínas y a rosa en presencia de polipéptidos de cadena corta. Para esta prueba se utilizaron 2 tubos de ensayo, el primero con 3 ml de solución de albumina y el segundo con 3 ml de agua destilada. Los resultados obtenidos se muestran en la tabla N° 14. Tabla N° 14 resultados obtenidos cuando se llevo a cabo la reacción de biuret en albumina y agua destilada. TUBO DE ENSAYO

3 ml de NaOH al 20%

1 ml de sulfato cúprico

3 ml de solución de albumina

Solución translucida turbia, es decir que no ocurrió ningún cambio con respecto a la solución de albumina original.

La solución se torno de un color violeta intenso homogénea.

3 ml de agua destilada

solución translucida

La solución se torno de un color azul claro con la presencia de una fase.

En la imagen N° 15 se muestra la coloración obtenida en los tubos de ensayo.

Figura N° 15: coloración obtenida con la reacción de biuret. Parte derecha agua destilada, parte izquierda solución de albumina. La reacción xantoproteica es una prueba cualitativa que determina si una proteína contiene en su estructura aminoácidos con anillos aromáticos, si la prueba es neutralizada la solución se torna de un color amarillo. En esta prueba se utilizaron 2 tubos de ensayo, uno con 3 ml de solución de albumina y el segundo con 3 ml de agua destilada. Los resultados obtenidos se muestran al la tabla N° 16.

Tabla N° 16 resultados obtenidos cuando se llevo a cabo la reacción xantoproteica en albumina y agua destilada. TUBO DE ENSAYO

3 ml de acido nitrico

calentar

3 ml de hidroxido de amonio

3 ml de solución de albumina

solución homogénea de color blanco

la solución se torna muy densa, y se forman pequeños grumos de color amarrillo

sedimento de color amarillo pálido, seguido de una fase acuosa translucida, continua el mismo sedimento de color amarillo , posteriormente una fase de un color amarrillo mas intenso y por ultimo un sobrenadante translucido con grumos amarillos en el.

3 ml de agua destilada

permanece translucida

no ocurre nada

no ocurre nada

Figura N° 17: apariencia del tubo de ensayo que contenía originalmente la solución de albumina y fue sometida a la reacción xantoproteica. DISCUSIÓN Para llevar a cabo la separación de los aminoácidos alanina, leucina y acido aspártico, se utilizo la cromatografía ascendente de papel, en la cual la celulosa que conforma las hojas de papel constituye un medio de soporte muy útil pues este polisacárido absorbe el agua en medio de sus fibras, formando de esta manera la fase hidrofilica estacionaria (Plummer, 1981). Para identificar los aminoácidos que intervinieron en la cromatografía se tiene en cuenta la razón entre la distancia que ha migrado el compuesto y la recorrida por el solvente (Rf), pues este valor es mas o menos constante para un compuesto, sistema de solventes y clase de papel determinados si se controlan condiciones como concentración de soluto, temperatura y pH. ( Plummer, 1981). La cromatografía ascendente tiene la ventaja de que la separación se pueda hacer en 2 dimensiones. La cromatografía en papel se utiliza principalmente para separar solutos hidrofilicos, el papel permite que los disolventes polares como el agua se adhieran a los grupos hidroxilos terminales presentes en el polímero formado mediante puentes de oxigeno entre unidades de glucosa anhidra, lo que hace que la celulosa sea un alcohol polihidroxilado (Varcancel, 1988), el papel al contener pequeñas cantidades de grupos carboxílicos, lo que confieren al papel un cierto carácter de

cambiador catiónico que puede provocar la retención de solutos macromoleculares. El disolvente utilizado como fase móvil depende de las características de los solutos a separar, este disolvente sube por capilaridad a través del papel, desplazando a los solutos a distintas alturas. (Varcancel, 1988). Los aminoácidos más pesados se quedaban abajo debido a que el solvente no los podía arrastrar, los más livianos fueron hacia la parte superior del papel, siendo así el más pesado, el ácido aspártico y el más liviano la leucina. La alanina fue término medio. Otro método que se uso para la separación de aminoácidos fue la electroforesis, con la cual se separaron e identificaron la alanina, el acido aspártico y la lisina. Esta técnica se basa en la carga eléctrica de las moléculas biológicas que se desean separar, sometidas a un campo eléctrico, las cuales migraran hacia los electrodos de polaridad opuesta, en donde la movilidad de la molécula dependerá de la viscosidad del medio, del tamaño, de la forma y de la carga de la molécula, mientras que la movilidad electroforética depende de los grupos ionizables presentes en la superficie de la partícula, mientras que el signo y la magnitud de la carga que poseen los grupos ionizables dependen de la fuerza ionica y el pH del medio. (Plummer, 1981). En la electroforesis el pH es de suma importancia en la separación electroforética, en el punto isoeléctrico el aminoácido esta como “zwitterion”, sin carga neta es decir en forma molecular por lo que carece de movilidad ionica. (Varcancel, 1988), en la practica se utilizo un pH de 5.0, pues si el pH elegido es cercano a el PI de alguno de los aminoácidos presente en la muestra este tendrá una menor velocidad de desplazamiento en comparación a los demás aminoácidos. La alanina es un aminoácido no polar, de carácter hidrofobico y neutro por lo cual durante la electroforesis no tubo mayor desplazamiento pues al no estar cargado positiva ni negativamente, ninguno de los electrodos lo atrajo para que tuviera algún tipo de desplazamiento, este conocimiento previo permitió su rápida identificación, caso contrario ocurrió con el acido aspártico que al ser un aminoácido cargado negativamente, acido ya que su grupo R posee una carga negativa neta de pH 7.0, se desplazo hacia el electrodo positivo debido a la gran fuerza de atracción que produjo el campo eléctrico, a diferencia del acido aspártico, la lisina que al ser una aminoácido básico, en el cual su grupo R posee una carga positiva neta a pH 7.0 se desplazo lógicamente hacia el electrodo negativo por el mismo motivo que lo hizo el aspartato. Esto se evidencio con la utilización del reactivo de ninhidrina sobre el papel Whatman #1, que por el par de electrodos del aparato de electroforesis, adquirió un campo electromagnético. Los aminoácidos se observaron como manchas violetas en el papel y efectivamente se comprobó que los aminoácidos habían migrado hacia el electrodo opuesto a su carga. La ninhidrina (hidrato de tricetohidrinceno), es un agente reductor poderoso, el cual reacciona con todos los α-aminoácidos a un pH entre 4.0 y 8.0 para dar un compuesto color purpura. Para el caso de la prolina y la hidroxiprolina, ya que al ser iminoacidos la cloración obtenida no es purpura sino de un color amarillo. (Plummer, 1981), este reactivo un reactivo muy común para visualizar las manchas o bandas de aminoácidos que se han separado por cromatografía o electroforesis. El color violeta intenso se debe al anión estabilizado por resonancia denominado purpura de rubermann, y siempre será la misma coloración independiente de cual sea la estructura del aminoácido utilizado, pues la cadena lateral del aminoácido se pierde en forma de aldehído. (Wade, 2004)

Figura N° 18: imagen de la reacción de un aminoácido con ninhidrina (Wade, 2004) Para observar el proceso de coagulación de una proteína se llevaron a cabo 4 experimentos unos de ellos consistió en calentar la albumina del huevo motivo por el cual sufrió una precipitación irreversible, conocida comúnmente como desnaturalización, este fenómeno también pudo ser causada por ácidos o bases fuertes. La desnaturalización produjo un cambio fundamental en la albumina, pues destruyo toda su actividad fisiológica, es decir cambio su estructura secundaria. (Morrison, 1959). La desnaturalización de una proteína se lleva a cabo mediante la alteración del equilibrio de las fuerzas débiles no enlazantes que mantienen la conformación nativa, una causa de desnaturalización como se menciono en el párrafo anterior es el calentamiento pues las propiedades pues las propiedades sensibles desde el punto de vista conformacional, como la rotación óptica, la viscosidad y la absorción uv presentes en la albumina, sufren cambios abruptos por encima de un estrecho rango de temperatura. Estos cambios hacen que el polipéptido se despliegue o derrita cooperativamente. (Voet, 2006). La disolución de un solvente orgánico, como la acetona o un alcohol, en una solución de proteína en agua como ocurrió en el segundo experimento, para observar la coagulación de una proteína disminuye la constante dieléctrica del disolvente, desplaza también algunas de las moléculas de agua asociados con la proteína y reduce la concentración de agua presente en la solución. Estos efectos tienden a disminuir la solubilidad de la proteína, y ello se utiliza frecuentemente en la adición de estos disolventes para precipitar proteínas de sus soluciones. (Garrido, 2005) El acido clorhídrico al ser un acido muy fuerte ocasiona la precipitación de una proteína, pues la desnaturaliza como ocurrió cuando fue calentada. Si se agregan a una solución de proteína en agua pura pequeñas cantidades de sal, disminuye el coeficiente de actividad de la proteína y su solubilidad aumenta. A este fenómeno se le conoce como “salting in” y se debe a las fuerzas de atracción entre los iones de la proteína y los iones de la sal. A concentración baja el aumento en el logaritmo de la solubilidad de la proteína es proporcional a la fuerza iónica del disolvente. Este fenómeno se aplica por que al añadir una pequeña cantidad de iones extraños se aumenta el desorden molecular, con ellos la entropía se hace mayor y no habiendo variación de entalpia, el cambio de energía libre es negativo y esto supone una tendencia espontanea al aumento de solubilidad. (Garrido, 2005) La albumina se precipita solo cuando la solución se satura con sulfato de amonio a un pH cercano a su punto isoeléctrico (Plummer, 1981). A concentraciones elevadas de sales muy solubles como,

sulfato amónico, se observa precipitación salina o “salting out” de las proteínas, la cual depende de la disminución de la actividad del agua, lo que a su vez disminuye las interacciones solubilizantes entre el agua y los grupos de la proteína. Es decir, que cuando aumenta mucho la cantidad de iones extraños, la interacción proteína- proteína se hace mayor que la interacción agua- proteína, baja la movilidad de las cargas proteicas y las proteínas se precipitan. (Garrido, 2005) Es por esto que cuando se agrega mas agua a la solución la concentración de sulfato de amonio disminuye, los que hace que las interacciones agua-proteína sean mayores que las interacciones proteína- proteína. Este tipo de precipitación es reversible debido a que no se desnaturaliza la proteína. Por su parte el acido tricloroacetico, al ser un acido muy fuerte tiene el mismo efecto sobre la proteína que el acido clorhídrico, o cualquier otro acido fuerte pues la desnaturaliza, causando la precipitación de la proteína en solución. La coagulación se produce por la disociación del ion de cloro y su formación en el ion acetato, el cual es ácido; quienes compiten con los grupos cargados positivamente de las proteínas disueltas en las moléculas de agua disponibles para su solvatación. Con esto se disminuye la hidratación de la albúmina y causa un aumento en las interacciones de las proteínas. El cambio a un pH ácido provoca el quiebre de los enlaces de disulfuro, los cuales determinan la estabilidad de la estructura tridimensional de la albúmina, por lo cual es desnaturalizada, perdiendo así su propiedad física de solubilidad (Garrido, 2005) Las proteínas reflejan las propiedades químicas de los aminoácidos presentes en ellas, por lo que algunas reacciones alteran los enlaces peptídicos presentes en estas; esto fue lo que sucedió con la reacción xantoprotéica. Los resultados de diferentes reacciones permiten identificar, que de acuerdo a la naturaleza de algunos reactivos se puede reconocer algunos aminoácidos presentes en algunas proteínas, esto se debe a la composición, estructura, pH, etc. Sin embargo, no solo hay pruebas que reconocen la presencia o ausencia de determinados aminoácidos, hay otras, como la reacción de Biuret, que identifica en una solución la concentración de una proteína, tiñendose la coloración de acuerdo a la concentración de las mismas. En la reacción de Biuret, se observo la aparición de una coloración violeta, la cual resulta cuando los iones Cu+2 en medio alcalino se complejan con los electrones desapareados de los átomos de nitrógeno y oxígeno presentes en los enlaces de las proteínas. Esta reacción está dada por aquellas sustancias cuyas moléculas contienen dos grupos carbamino (-CO.NH) unidos directamente o a través de un solo átomo de carbono o nitrógeno. El reactivo de Biuret contiene Cu2SO4 en solución acuosa alcalina, gracias a la presencia de NaOH. La reacción se basa en la formación de un complejo de coordinación entre los iones Cu+2 y los pares de electrones no compartidos del nitrógeno que forma parte de los enlaces peptídicos (Campbell, 2007). En la reacción Xantoproteica, se observó que la coloración de la solución pasa de incolora a un color amarillo. Esta prueba sirve para caracterizar a los aminoácidos aromáticos, debido a que se produce la nitración del anillo bencílico presente en los aminoácidos prolina y triptófano presentes en la albúmina, obteniéndose nitrocompuestos de color amarillo, que se vuelven anaranjados en un medio fuertemente alcalino (Smith y Cristol, 1972). La adición de ácido nítrico concentrado a soluciones que contienen proteína, generalmente causa la formación de un precipitado blanco que

cambia a amarillo al calentarlo. El color se empieza a convertir en anaranjado cuando la solución se vuelve básica por la formación de sales, en el caso de la práctica, al agregar hidróxido de sodio se observa que el color amarillo inicial cambió gradualmente a anaranjado, obteniendo un resultado positivo para esta reacción.

Para concluir podemos decir que los aminoácidos al poseer en su estructura un grupo amino y un grupo carboxilo, lo cual les confiere la capacidad de actuar bien sea como ácidos o como bases, dependiendo de las condiciones en las cuales se encuentre es un factor muy importante en el momento de separarlos o de identificarlos, esto se demuestra perfectamente en la electroforesis pues donde debido a la carga eléctrica que posee cada aminoácido migraran a los electrodos de su polo opuesto permitiendo identificarlos si están en una mezcla o separados. Esta característica de los aminoácidos los hace muy reactivos permitiendo el desarrollo de numerosas reacciones que nos permiten identificarlos basándose en la estructura que poseen, como en el caso de la reacción xantoproteica en la cual se puede identificar si los aminoácidos que conforman una proteína poseen en sus estructuras anillos aromáticos, o si forman entre ellos enlaces peptídicos como ocurre con la reacción de biuret. Se observo que la desnaturalización es el fenómeno por el cual una proteína pierde su actividad fisiológica debido al cambio abrupto de sus propiedades y que esta puede darse por el calentamiento o por la reacción con ácidos fuertes, mientras que la solubilidad de las proteínas pueden se reversibles o irreversibles, el primero se puede mencionar el fenómeno presentado cuando interactúan con grandes concentraciones de sal y el segunda se debe a la desnaturalización. BIBLIOGRAFIA -Campbell, P. 2007. Bioquímica ilustrada: Bioquímica y biología molecular en la era posgenómica. Editorial Elsevier, España, pp. 242. -Garrido, A; Teijon, R. 2005. Fundamentos de bioquímica estructural. Editorial Tebar. Madrid. 77, 78 p. -Hart, H. Hart, D. 2007. Química Orgánica. Editorial McGraw-Hill, Bogotá. 212-214, 489-502 p. -Morrison, T. 1959. Química organica (5 ed). Editorial Iberoamericana. New york. 1342 p. -Plummer,D. 1981. Bioquímica practica. Editorial mcgraw-hill, bogota, 73,129,141 p. -Smith, L; Cristol, J. 1972. Química Orgánica. Editorial Reverté, México, 990 p. -Varcancel. 83,109,119,333,401,402 p. -Voet, P. 2008. Fundamentos de bioquímica: la vida a nivel molecular (2 ed). Editorial Panamericana. España. 159 . -Wade, L.G. 2008. Química organica (5 ed). Editorial Panamericana. España. 1131 p.