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APOYO DIAGNOSTICO

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Elaboró Cargo: Nombre: Fecha:

Bacterióloga Alexandra Villarreal Julio 2019

Revisó Cargo: Nombre: Fecha:

Líder Laboratorio Nancy Martínez Julio 2019

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Aprobó Cargo: Nombre: Fecha:

Gerente Oscar Sánchez Julio 2019

 

 

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INTRODUCCIÓN Este documento reúne todos los procedimientos que se realizan en el laboratorio clínico del hospital San José la Palma. Debe ser conocido por todo el personal que labora en esta área, ya que su finalidad es la estandarización de todos los procesos que se llevan a cabo en el laboratorio. Es importante que cada año se revise y actualice en caso de que sea necesario. OBJETIVOS •  Proporcionar una guía de los diferentes diferente s procesos y procedimiento procedimientoss que se realizan en el laboratorio clínico. •  Ser una herramienta, práctica, de fácil acceso y fácil compresión para todo el personal que trabaja en el laboratorio clínico ALCANCE Este manual ha sido diseñado para personal de Bacteriología que se encuentre procesando muestras biológicas en el laboratorio del hospital San José La Palma.

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QUÍMICA SANGUINEA MANUAL DE USO DE EQUIPOSBIOSYSTEM A-15 1.  CAPTACIÓN DE PACIENTES La toma toma de m muestra uestra en el Hospital San José La Palma inicia cuan cuando do los médicos reciben por consulta externa o por el servicio de urgencias los pacientes que residen tanto en la cabecera municipal así como los que provienen del área rural. Después de haber realizado la captación, los médicos generan órdenes de laboratorio para solicitar exámenes dependiendo de la necesidad de cada uno de los pacientes. Estos ingresan al laboratorio y se le otorga un nuevo número consecutivo interno para registrarlo en el libro de registro diario (Nota: Este archivo se encuentra en drive en la cuenta de gmail del Laboratorio clínico “[email protected], contraseña: hsjlab2014)

(Imagen N°1)

(Imagen N°1) Finalizada la jordana de toma de muestras, llevamos las muestras a centrifugar durante 10 minutos a 3500 RPM y se realiza la preparación del equipo Biosystem A-15 antes de procesar las muestras sanguíneas.

1.1  ENCENDIDO Y PREPARACIÓN DE EQUIPO BIOSYSTEM A-15

ANTES DEL PROCESAMIENTO DE MUESTRAS Antes de iniciar con el procesamiento de muestras, se debe realizar los siguientes pasos:

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1.  Encender el computador Samsung y la CPU 2.  Encender el equipo con el botón de encendido/ap encendido/apagado agado ubicado en la parte de atrás 3.  Ingresar al sistema del equipo Biosystem A-15 ubicado en la parte inferior de la pantalla (Barra de herramientas) herramientas) 4.  Ingresar con el Usuario: ADMIN y contraseña: A-15 5.  Se debe revisar que el contenedor de residuos este vacío Nota: Si por el contrario este contenedor posee residuos, se deben desechar en recipientes plásticos especiales para este fin. Después de haber desechado los residuos, se debe agregar 100 ml de solución de hipoclorito de sodio y finalmente se vuelve a ubicar el contenedor en el equipo Biosystem A-15.

6.  Revisar que el contenedor de líquido de sistema y el de solución de lavado estén llenos (Botella con punto azul y verde respectivamente). Nota: Si los contenedores están vacíos, se procede a prepararlos de la siguiente manera: Para preparar el líquido se sistema se agregan 3 Litros de agua destilada y 6 mL de reactivo “CONCENTRATED SYSTEM LIQUID” y  para preparar la solución de lavado se agrega 3 Litros de agua destilada y 14 mL de solución “CONCENTRATED WASHING SOLUTION” y finalmente se vuelve a ubicar el contenedor con punto azul en el equipo Biosystem A-15. 7.  Encender el analizador dando clic en el botón “warm “warm--up” , ubicado en la

parte superior derecha de la pantalla. Nota: Al encender el analizador, el equipo inicia un lavado con solución de lavado y por ende se debe sustituir el contenedor de líquido del sistema  por el contenedor de solución de lavado, una vez realizado el lavado, se debe cambiar nuevamente el contenedor por el de líquido de sistema y automáticamente realizará un lavado y aclarado del sistema de dosificación.

8.  A continuación se deben sacar los racks de reactivos que se encuentran en refrigeración refrigeració n y ubicarlos en las dos primeras filas del equipo Nota: Antes del procesamiento de las muestras, los reactivos deben estar a temperatura ambiente a fin de evitar provocar alteraciones en la lectura de las diferentes técnicas.

9.  Verificar el volumen de los reactivos a utilizar, si necesita más cantidades diríjase a preparar. Nota: Preparar los reactivos según el volumen que necesite, para ello tenga en cuenta la tabla N°1.

REACTIVO  Agua destilada destilada Solución de

PROPORCIONES PARA LA PREPARACIÓN Llenar el contenedor con agua destilada Página 4 de 85 

 

 

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lavado Glicemia Colesterol Triglicéridos  Ácido úrico Bilirrubina directa Bilirrubina total Proteínas totales Transaminasa  ALT Transaminasa  AST Fosfatasa  Alcalina  Amilasa Creatinina Urea/Bun  Albúmina Colesterol HDL

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Llenar el contenedor con reactivo Llenar el contenedor con reactivo Llenar el contenedor con reactivo Llenar el contenedor con reactivo Agregar 4 ml (4.000 µL) de reactivo AD y 1 ml (1.000 µL) de reactivo BD Agregar 4 ml (4.000 µL) de reactivo AT y 1 ml (1.000 µL) de reactivo BT Llenar el contenedor con reactivo Agregar 4 ml (4.000 µL) de reactivo A y 1 ml (1.000 µL) de reactivo B Agregar 4 ml (4.000 µL) de reactivo A y 1 ml (1.000 µL) de reactivo B Agregar 4 ml (4.000 µL) de reactivo A y 1 ml (1.000 µL) de reactivo B Agregar 4 ml (4.000 µL) de reactivo A y 1 ml (1.000 µL) de reactivo B Agregar proporciones proporciones iguales de reactivo A y B Agregar 4 ml (4.000 µL) de reactivo A y 1 ml (1.000 µL) de reactivo B Llenar el contenedor con reactivo Llenar el contenedor con reactivo de colesterol total Tabla N°1

1.2.  INGRESO Y POSICIONAMIENTO DE MUESTRAS Para el ingreso de nuevas muestras se realiza teniendo en cuenta los siguientes pasos:

1.  Ir a la pestaña de

“Sesión de trabajo” , ubicado en la parte superior izquierda de la pantalla, luego hacer clic en “Nueva muestra” y luego dar clic en “Datos pacientes” ubicado en la parte inferior izquierda de la

pantalla. (Imagen N°2) 2.  Ir a “Crear nuevo”   en la parte inferior izquierda y  paciente”  

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en “Código de

 

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3.  se ingresa el consecutivo nuevo interno, y se procede a llenar los datos

del paciente como el apellido y nombre, y se finaliza al dar clic en  “Aceptar” (Imagen (Imagen N°3) 

4.  Para

ingresar más pacientes se da clic nuevamente en “Crear nuevo” ”

(Imagen N°3) Nota: El paso 2 y 3 se realiza cada vez que se quiera ingresar pacientes al sistema del analizador. Si se desea borrar pacientes ya ingresados, se hace clic en el paciente que se quiere eliminar y se utiliza el botón de “Eliminar” (Imagen N°3)  5.  Después de haber ingresado los diferentes pacientes, dar clic nuevamente en “Sesión de trabajo”, y luego hacer clic en “Nueva muestra” allí encontrará tres variables: “Datos de muestra, código de paciente y técnicas y perfiles”( Imagen N°4)  •  En “código de pacientes” se ingr esa el consecutivo interno dado por

el Laboratorio y se elegirá las técnicas que necesite realizar a cada uno de los pacientes Nota: Para seleccionar varias técnicas de un solo paciente, se oprime el botón “shift” de teclado y se selecciona todas las técnicas de interés, finalmente se da la flecha gris. •  En “Datos de muestra”, se despliega una primera lista dependiendo

si se quieren pasar controles, blancos, calibradores, urgencias y muestras normales •  En “Datos de muestra”, se despliega una segunda lista dependiendo el tipo de muestra a analizar como sueros, orina, sangre total o líquidos 6.  Luego de haber ingresado todos los pacientes y sus técnicas, damos en el botón “Posicionar” ubicado en la parte inferior derecha de la pantalla

(Imagen N°5). 7.  Los botones “Blancos y calibradores” y “Controles” se usaran dependiendo de las técnicas que quiera calibrar o las técnicas a las que le quiera pasar control de calidad (Normal y patológico), finalmente se dará clic en el botón “Posicionar” para ubicarlos en el rack junto con las muestras (Imagen N°5) Nota: Los controles de calidad se deben pasar diariamente, de esta forma se garantiza el funcionam funcionamiento iento del analizador. Para posicionar y/o realizar modificaciones de las muestras, dar en  “Sesión de trabajo”, y luego luego en “Posiciones” “Posiciones” (Imagen (Imagen N°6).  8.  En la parte superior en el centro, se podrán observar 4 racks, dos de ellos pertenecen a los reactivos, y dos estarán disponibles para la ubicación de las muestras, para realizar esta selección se da clic en  “Predefinidos”  “Predefinid os” y luego en “Rack de muestras” ” (Imagen N°7). 

9.  Después

se da clic en “Automuestras” ubicado en la parte inferior

izquierda de la pantalla y automáticamente las muestras, controles de Página 6 de 85 

 

 

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calidad, blancos y/o calibradores se posicionaran en los respectivos racks”  (Imagen  (Imagen N°7).   Luego se da clic en el botón “Aceptar” ubicado en la parte 10.central (Imagen N°7). 11.  Finalmente dar en el botón “Start” (Imagen N°7). 

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superior

 

 

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1.3.  PROCEDIMIENTO PARA INGRESO Y POSICIONAMIENTO DE MUESTRAS   MUESTRAS

Imagen N°2 

Imagen N°3

Imagen N°4 

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Imagen N°5 

Imagen N°6 

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Nota: Las muestras representadas con un círculo de color azul indicaran aquellas que se ubicaran en el tubo vacutainer original las cuales van a contener suficiente cantidad de suero, y las muestras de color café serán aquellas que por su mínimo contenido de suero en el tubo vacutainer serán envasadas en copillas especiales. Para realizar la modificación se debe hacer clic encima del círculo.

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1.4.  INGRESO DE NUEVOS LOTES DE CONTROLES DE CALIDAD Para ingresar el lote de un reactivo nuevo, se realiza lo siguiente: 1 debe ebeen iniciar sesión de trabajo 2.. Se Dard clic “Programación”, luego en “Técnicas”   3. En la parte izq izquierda uierda de la pantalla, pantalla, aparecen las técnicas y en la derecha las configuraciones y las generalidades para cada técnica. 4. Dar doble clic en cada técnica para editar la información de los controles 5. El tipo de control es múltiple, pulsar la flecha que indica el ingreso para las técnicas a excepción de Colesterol HDL que es especifico (Imagen N° 11) 6. En la parte inf inferior erior derecha se da la opci opción ón de nueva h hoja oja que indica indica poner el nombre que desee el usuario y el número de lote. 7. A la izquierda de la pantalla, aparecen las técnicas; se da clic sobre una de ellas (aparecen dos veces, una para el control I o normal y Página 12 de 85 

 

 

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otra para el patológico o nivel II) por lo tanto, se escoge el nombre o el número del nuevo lote para ingresar los valores (Imagen N° 12) 8. En la parte inferior de la pantalla se da la opción para introducir las concentraciones, estas están en las hojas que trae cada Kit tanto para el nivel I y el II. (Importante, introducir primero la concentración mayor y en seguida la menor) 9. Para cada técnica de debe pulsar guardar, y al final después de introducir las técnicas requeridas, pulsar en “Aceptar” y así guardar los cambios realizados (Imagen N°13) Imagen N°11 

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Imagen N°12 

Imagen N°13 

1.5 SEGUIMIENTO A CONTROLES DE CALIDAD Para llevar a cabo el control de calidad de las diferentes pruebas, se realiza lo siguiente: 1. Ir a la pestaña de “Históricos” y luego “Control de calidad”.  2. En la parte superior izquierda de la pantalla se encuentra “Técnicas”, aquí se despliega un listado de todas las pruebas a las que diariamente se le pasan controles de calidad normal y patológico (Imagen N°14) 3. 3.  En el botón de “Gráfica” se muestra la gráfica de Levey Jennings para cada técnica, de esta manera se puede analizar si el equipo está funcionando funcionan do de manera correcta (Imagen N°15) 4. 4.   Si se llega a los 30 datos, debe ir al botón de “Introducir serie” para agregar una nueva hoja.

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Imagen N°14 

Imagen N°15 

Nota: A final de cada mes se debe tomar pantallazo de cada gráfica para cada una de las pruebas, pasarlas a Word y se deben guardar como archivo en la carpeta ubicada en el escritorio.

1.6

PROGRAMACIÓN DE TÉCNICAS

Para programar una técnica debe realizar los siguientes pasos: 

 

Dar clic en el botón “Programación” en la parte superior izquierda de la

barra de herramientas.   Se desplegará una lista con las técnicas ya programadas anteriormente en el analizador.



 



En la parte inferior izquierda, dar clic en el botón “Nuevo”, allí aparecerá

un perfil para crear una nueva técnica donde principalmente debe ingresar los datos básicos en la pestaña “General” como: nombre de la técnica, el modo de análisis (monoreactiva o birreactiva), el tipo de reacción (Creciente o decreciente), reactivos compartidos (si se usan uno o más reactivos).   En la pestaña “Procedimiento”, se debe  poner el tipo de lectura (Monocromática o Bicromática), los filtros dependiendo del tipo de

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lectura, los volúmenes de muestra y reactivo, tiempos y factor de dilución.  

La siguiente pestaña es la de “Calibración”, se insertan todos los datos



de acuerdo a la calibración de la técnica que está en el inserto.   Seleccionar el tipo de calibrador (Múltiple o Específico), el número de replicados del calibrador y blanco, y por ultimo poner la concentración del calibrador.   Para la pestaña “Controles” se debe poner e l número de controles a ingresar, en nuestro caso 2 (Normal y patológico), el criterio de rechazo (número de desviaciones estándar), el tipo de control (Múltiple o Específico), modo de cálculo (Manuel o Estadístico), y los datos de cada control, tanto para el I como para el II se debe ingresar el lote, valor mínimo y valor máximo.





  En la pestaña “Opciones”, se deben ingresar los límites analíticos,



principalmente el Límite de Absorbancia del blanco y el límite de linealidad. Por último se ingresan los valores de referencia en la parte inferior donde dice “Intervalo de Referencia”, agregar valor mínimo y

valor máximo.   Finalmente dar clic en el botón “Aceptar” para que la técnica



programada quede guardada y se agregue al listado de técnicas del analizador.  Nota: Si desea modificar alguna técnica ya creada, debe dar clic en el botón “Programación” en la parte superior izquierda de la barra de herramientas. A continuación se desplegará una lista con las técnicas ya programadas en el analizador, dar doble clic sobre el nombre de la técnica que desee modificar y automáticamente sistema le permitirá agregar o eliminar datos de dicha técnica, finalmenteelpulsar el botón “Aceptar” y la técnica quedará quedará modificada.  modificada.

1.7.  BUSQUEDA DE RESULTADOS ANTIGUOS Para buscar un resultado antiguo, hacer lo siguiente: 1. 1.  Ir a la pestaña de “Históricos” y luego “Resultados”   2. 2.   En la parte superior izquierda de la pantalla en “Fecha sesión” se despliega las cada una de fechas en las que se ha iniciado nueva sesión para el procesamiento diario, ya sea de consulta externa y/o urgencias. urgencias. 3. 3.   La búsqueda se puede realizar ya sea eligiendo la fecha en la que se procesó la muestra que desea captar o puede dar clic en “todas las sesiones”, de esta manera el equipo desplegara el listado total de los   Página 16 de 85 

 

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pacientes ingresados, y puede proceder a buscar el paciente de acuerdo al consecutivo interno del laboratorio (Imagen N°16)

1.8. 

ALARMAS   ALARMAS

Imagen N°16 

insuficiente:  Se debe detener el   Volumen de muestra insuficiente: 



procesamiento de las muestras al dar clic en “samplin g-stop”, luego dar clic en “Sesión de trabajo –   Posiciones” el equipo mostrará la muestra insuficiente cambiándolo de azul o café a un color azul pálido. Para volverlo al color original doble clic en la muestra, finalmente finalmente se llena la copilla con muestra suficiente y se da clic en la fecha para continuar con el procesamiento (Imagen N°17).

  Volumen de reactivo insuficiente:  insuficiente:  Se debe detener el



procesamiento de las muestras al dar clic en “sampling -stop”, luego dar clic en “Sesión de trabajo –   Posiciones” el equipo

mostrará el reactivo que finalizó cambiando el frasco a un color verde pálido. Para volverlo de color verde se da doble clic en el frasco, finalmente se prepara el reactivo y se da clic en la fecha para continuar con el procesamiento procesamiento (Imagen N°17).   Movimiento anormal de la punta dosificadora:  dosificadora:   A la hora de



ingresar los pacientes y las diferentes pruebas, se debe tener en cuenta destapar los reactivos a utilizar, de lo contrario la punta va va a chocar con las tapas de los reactivos, y a largo plazo provocará que la punta dosificadora se doble o se parta. Si aparece esta Página 17 de 85 

 

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alarma, sólo debe destapar el reactivo con el que la punta chocó y dar clic en la flecha para continuar el procesamiento (Imagen N°17).   Finalización del rotor: El Analizador del Laboratorio clínico



Hospital San José cuenta con 9 rotores en total, 6 en uso y 3 de reserva. Cada rotor contiene 120 pocillos para que se den cada una de las reacciones de las prueba, sin embargo, debido a la alta carga de pruebas por cada paciente, el rotor finaliza y se debe hacer lo siguiente: Levantar la tapa del analizador, girar la tapa del rotor para desajustarlo, cambiarlo por uno limpio y seco, volver a ajustar la tapa del rotor y tapar el analizador luego dar clic en “N -Rotor”, esperar que el analizador realice la termostatización, luego dar clic en “Aceptar” y finalizar dando clic en “Continuar” (Imagen N°17). 

Imagen N°17 

1.9.  CAMBIO DE LAMPARA Para poder acceder a esta utilidad debe: Página 18 de 85 

 

 

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1. Iniciar sesión de trabajo 2.  Ir al botón de “Sleeping”   Nota: La lámpara debe substituirse con el analizador apagado. Si el analizador está en Stand by, el programa lo apaga automáticamente. 3.  Ir a la pestaña “Utilidades” y luego en “Cambiar lámpara”.  4.   “Aceptar” para para entrar en “Modo “Modo Test” (Imagen N°18)  5.  Retire las tapas del rotor y de la óptica. 6.  El sistema del equipo indicará la forma en la l a que debe poner la nueva lámpara. 7.  Nunca debe tocarse la lámpara l ámpara con los dedos, debe manipularlo con guantes

Imagen N°18 

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1.10.  DESMONTE DE PUNTA DOSIFICADORA Para poder acceder a esta utilidad debe: 1. 1.   Ir a la pestaña “Utilidades” y luego en “Desmontar punta dosificadora”.  2.  Dar clic en “Aceptar” para entrar en “modo test”   3.  Retirar todos los racks de la bandeja de racks. 4.  Pulsar el botón “Cambiar punta” y luego en “Bajar punta” (Imagen N°19)  5.  Una vez la punta baje, puede proceder a sustituirla o lavar la que ya está usando, este lavado lo puede realizar con una solución de hipoclorito y una jeringa, para retirar residuos dentro de la punta. Nota: si la punta sube antes de acabar de cambiarla, dar clic en “bajar punta” y continuar el proceso.  6.  Por último, pulsar aceptar y salir de “Modo test”.  test”. 

Imagen N°19 

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1.11.  LAVADO DE SISTEMA DOSIFICADOR Para poder acceder a esta utilidad debe: 1. Ir a la pestaña “Utilidades” y luego dar clic en “Lavar sistema dosificador”.  2. Dar clic en “Aceptar” para entrar en “modo test”.  3. Cada vez que pulse “Lavar” se realizan varios ciclos de lavado del sistema dosificador (Imagen N°20) 4. Según el tipo de lavado seleccionado se deben cambiar algunos elementos del analizador. 5. En esos casos, siga las instruccion instrucciones es que aparecerán por pantalla. 6. Por último pulsar “cerrar” y salir de “Modo test”.  Nota: Existen dos tipos de lavado para el sistema dosificador, con líquido de sistema y con solución de lavado/hipoclorito de sodio, cada vez que seleccione un tipo de lavado, deberá cambiar el contenedor y luego dar clic en “Lavar”. 

Imagen N°20  Página 21 de 85 

 

 

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2. 

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HEMATOLOGÍA

El laboratorio del Hospital san José La Palma cuenta con el equipo automatizado Counter 19 (Imagen N° 21), el cual está diseñado para realizar cuadros hemáticos, sin embargo, existen ocasiones en las que se debe a realizar cuadros hemáticos de forma manual, como por ejemplo: 1.  Finalizan los reactivos como el Lisante, Diluyente o Rinse necesarios para el procesamiento de las muestras, y el hospital no cuenta con repuestos. 2.  El equipo se encuentra en reparación 3.  El hospital se queda sin fuente de energía

Imagen N°21 

Nota: Para realizar cuadros hemáticos a través del equipo automatizado, recurrir al libro de manual de uso, de lo contrario seguir leyendo el manual de  procesos para realizar cuadros cuadros hemáticos hemáticos manuales. manuales.

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MANUAL DE USO DE EQUIPO COUNTER 19 2.1.  ENCENDIDO Y PREPARACIÓN DE EQUIPO BIOSYSTEM A-15 ANTES DEL PROCESAMIENTO DE MUESTRAS Antes de iniciar con el procesamiento de muestras, se debe realizar los siguientes pasos: 1.  Encender el equipo con el botón de encendido/apagado ubicado en la parte de atrás Nota: Después de encendido, debe asegurarse de que todos los parámetros estén en cero, Si por el contrario algún parámetro evidencia algún número de células, oprimir “STARTUP” para volver a hacer lavado

de sondas. 2.  Ir a “Menú”, “Mantenimiento” y luego “Limpieza con limpiador E -Z”   utilizando las flechas para desplazarse en la pantalla. Nota: Este proceso se debe realizar diariamente, ya que el equipo se utiliza 24 horas. Semanalmente se debe realizar el lavado en “Limpieza

con limpiador de sonda WL19 Probe cleanser AA). 3.  Esperar a que el equipo realice el respectivo lavado (Dura aprox. 10-15 minutos) 2.2.  BORRAR CONTROLES DE CALIDAD ANTIGUOS Para llevar borrar los controles de calidad antiguos se realiza lo siguiente: 1.  Ir a “Menú”, “Control “Control de calidad” , “Tabla L- J” y luego “Archivo “Archivo 1 o “Control  bajo”     Oprimir “DEL” para borrar todos los resultados. los resultados. 2. 3.  Y finalmente “Intro”  

Nota: Este procedimiento debe realizarse para el Archivo 2 y 3, ya que  pertenecen a los controles controles normal y patológico respectivamente. respectivamente.

2.3.  INGRESO DE NUEVOS CONTROLES DE CALIDAD 1.  Ir a “Menú”, “Control de calidad” , “Análisis L-J” y luego “Edición L-J”   2.  Se procede a llenar los datos con los nuevos controles de calidad, como el lote, la fecha de vencimiento, media y rango. Nota: Este procedimiento debe realizarse para el Archivo 2 y 3, ya que pertenecen a los controles normal y patológico respectivamente. Página 23 de 85 

 

 

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Utilizar los valores de referencia de “instrumen MINDRAY BC-3200”

ubicados la hoja que acompaña los controles de calidad. 3.  Al finalizar oprimir “Enter” para guardar lo realizado.  2.4.  SEGUIMIENTO A CONTROLES DE CALIDAD 1.  Ir a “Menú”, “Control de calidad” , “Análisis L-J” y luego “Gráfica L-J”   2.  Con ayuda de una cámara, tomar foto a cada una de las gráficas (6 gráficas para cada archivo) Nota: Este procedimiento debe realizarse para el Archivo 2 y 3, ya que pertenecen a los controles normal y patológico respectivamente respectivamente 3.  Se deben descargar las imágenes, y en un archivo Word se deben organizar para luego guardarlas en una carpeta ubicada en el escritorio Nota: Este seguimiento de los controles de calidad, se deben realizar de forma mensual. 2.5.  INGRESO Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS  MUESTRAS  1.  Antes del procesamiento colocarse los elementos de bioseguridad 2.  Ir a “Menú”, “Recuento” y en la pestaña que se abre, ingresar el número interno del laboratorio. 3.  Mezclar muy bien cada uno de los tubos a procesar 4.  Abrir el tubo y ubicarlo debajo de la punta aspiradora 5.  Oprimir el botón gris 6.  Esperar el análisis de la muestra y anotar resultados en el cuaderno de registro diario

1.  2.  3.  4.  5.  6. 

2.6.  CALIBRACION DE PUEBRAS Ir a “Menú”, “Configuración” “Configuración” y “Contraseña”  “Contraseña”   Ingresar 3210 y oprimir “Enter”   Clic a ganancia Nota: La hemoglobina debe estar entre 8-9 (4.05) Ir a menú nuevamente, para guardar los cambios realizados Luego “Enter”   Y finalmente “STARUP”  

2.7.  OTRAS MODIFICACIONES  MODIFICACIONES    Cada vez que finalice algún reactivo, se le debe dan ingreso (Fecha en la que llega el nuevo reactivo) y se le debe dar salida al que finalizó, no



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olvidar registrar estos cambios en el CARDEX, carpeta ubicada en el escritorio.   Cuando se inicia un reactivo nuevo, en el equipo se realiza lo siguiente: 1.  Ir a “Menú”, “Mantenimiento” y luego, “Purga de lisante” “Purga de diluyente” “Purga de Rinse”   Nota: Se le realizará la purga dependiendo del reactivo que se vaya a iniciar. 2.  Esperar a que el equipo realice la purga y continuar con el procesamiento de muestras 

3.  EXTENDIDO DE SANGRE PERIFÉRICA El frotis de sangre periférica suministra un medio para estudiar la sangre y determinar las variaciones y anormalidades de estructura forma y tamaño de los eritrocitos, así como también su contenido de hemoglobina y sus propiedadess de coloración. propiedade Es útil en el estudio de algunas alteraciones hematoló hematológicas gicas y como indicador de la respuesta y los efectos deletéreos de diferentes tratamientos. Permite además observar agrupaciones de plaquetas y los glóbulos blancos, cada uno con su morfología característica. Debido a ello, la técnica de realización del frotis debe ser impecable, procurando que éste no sea excesivamente fino ni excesivamente grueso. Con ello se conseguirá una distribución adecuada de las células en diferentes áreas del frotis, cuyo conocimi conocimiento ento es fundamental tanto para observar la morfologí morfologíaa eritrocitaria, como para realizar la formula leucocitaria o recuento diferencial de leucocitos. Materiales Para realizar el frotis sanguíneo se utilizan los siguientes materiales:   Laminas nuevas y limpias, preferentemente con un extremo blanco

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rugoso para el etiquetado (escribir el consecuti consecutivo vo interno).   Marcador sharpie

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  Una micropipeta para colocar 10 μL de sangre en la lamina     Solución de Wright

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Procedimiento (Imagen N°22) 1.  Mezclar la muestra de sangre contenida en el tubo antes de preparar el frotis. Nota: La sangre mal mezclada puede dar lugar a una distribución inadecuada de las células. 2.  Colocar 10 μL sobre la superficie la lámina nueva  Página 25 de 85 

 

 

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3.  Utilice un segundo portaobjetos para distribuir la gota de sangre y extenderla sobre la superficie. 4.  Mantenga el segundo portaobjetos en un ángulo de 45o sobre la gota de sangre y mueva un poco hacia atrás hasta tocar la gota de sangre, dejado que la sangre se extienda a todo el ancho de la lámina 5.  Empuje con rapidez y suavemente hacia adelante, extendiendo la gota en forma constante y uniforme para formar una película fina de sangre bien distribuida sin agujeros ni surcos. Nota: El grosor del extendido se pude variar según sea el ángulo que formen entre si ambos portaobjetos o ya sea por la cantidad de sangre que ponga en la lámina. 6.  Dejar secar la lámina a temperatura ambiente y en forma horizontal.

Imagen N°22 Página 26 de 85   

 

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3.1.  PARTES DE UN EXTENDIDO DE SANGRE PERIFERICA El frotis para su visualización tiene que tener cumplir características como el grosor y presencia de sus tres zonas bien definidas para lograr una distribución celular adecuada. Cabeza   Es la zona inicial de la extensión.   Es la región más gruesa.   En ella se encuentra una mayor proporción de linfocitos, y los hematíes forman aglomerados (pilas de monedas). 

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Cuerpo   Es la zona media del frotis.   Su espesor es el apropiado.   En ella existe una adecuada proporción entre los distintos tipos de leucocitos.   Contiene la "zona ideal" de observación, que corresponde a la porción que limita con la cola. 

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Cola

Es la zona final de la extensión. Suele tener un aspecto redondeado. Es la región más fina. En ella se encuentra una mayor proporción de leucocitos grandes (granulocitos y monocitos), y además. los hematíes están deformados y presentan una tonalidad uniforme.   En su porción terminal suelen ser más abundantes las plaquetas, sobre todo si son grandes.

       

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Imagen N°23 

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3.2 COLORACIÓN DE WRITGH Colorante de Romanowsky que tiñe con el Azul de metileno (sustancia básica) las estructuras ácidas del núcleo, y con la eosina (ácida), las estructuras básicas del citoplasma y especialmente la hemoglobina. Las preparaciones óptimas permiten diferenciar gránulos, vacuolas, etc., y en consecuencia son muy útiles en el reconocimiento de células hematopoyéticas y sus variaciones patológicas. (Albor Químicos Wright, 2014) Procedimiento (Imagen N°24) 1. Colocar la preparación en un soporte y se cubre con el colorante de Wright, dejándolo por tiempo de 3 minutos 2. Posteriormente se añade agua destilada en partes iguales hasta obtener un brillo metálico, dejando 2 minutos adicionales. 3. Finalmente se lava con agua corriente y se deja secar. Ahora que se ha finalizado la preparación de la lámina, se coloca en el microscopio y con el objetivo de 10 X se revisa la calidad de la coloración, la cantidad aproximada de glóbulos blancos y se escoge el sitio para iniciar el recuento

Imagen N°24 

Nota: Tanto la eosina como el azul de metileno son muy sensibles a la variación del pH de las diferentes estructuras celulares.

3.3.  ANÁLISIS DEL EXTENDIDO DE SANGRE PERIFÉRICA  PERIFÉRICA  Eritrocitos o glóbulos rojos (Imagen N°25) Son células sin núcleo, de forma bicóncava que obtienen su energía principalmente de la glucólisis anaerobia. Su principal función es la de llevar el oxígeno, desde los pulmones a los diferentes tejidos gracias a un transportador Página 28 de 85 

 

 

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llamado hemoglobina (oxihemoglobina), y a su vez eliminar el CO2 producido por el metabolismo de estas al pulmón.

Imagen N°25 

Leucocitos o glóbulos blancos (Imagen N°26) Conocidos también como glóbulos blancos. Su principal función es de defensa contra agentes externos mediante dos tipos de respuesta: celular y humoral. Normalmente hay entre 6000 y 10000 leucocitos por mm3 y se habla de leucopenia cuando se encuentran disminuidos y de leucocitosis cuando están aumentados. De acuerdo a la presencia o ausencia de gránulos específicos, los leucocitos pueden ser clasificados como granulocitos (neutrófilos, eosinófilos, y basófilos) y a granulocitos (linfocitos y monocitos). CELULA

CARACTERÍSTICAS Posee un núcleo multilobulado (3-5 lobulaciones) Gránulos azurofilos   En su citoplasma es acidofilo y contiene   enzimas hidroliticas, lisozima y mieloperoxidasa que le permiten actuar en la fase aguda de la inflamación Tamaño de 12-14 micras  

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NEUTRÓFILO

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LINFOCITO  

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EOSINOFILOS

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Son células pequeñas que contienen un núcleo circular oscuro y un escaso citoplasma azul claro. Existen de pequeño tamaño con un diámetro entre 6-8micras, núcleo y cromatina condensada, citoplasma escaso, débilmente basófilo. El de gran tamaño posee un diámetro 915 micras, el núcleo con cromatina menos condensada, el citoplasma más extenso de tonalidad débilmente basófila Núcleo bilobulado y posee granulaciones acidofilas que contiene enzimas hidroliticas y peroxidasa liberada en las vacuolas fagociticas. Limitados por una membrana fosfolipídica, con una porción central cristaloide, rodeada por una matriz (acidífera), rica en proteína catióni catiónica ca Arginina, que tiene acción citotóxica contra algunos parásitos.   Núcleo bilobulado y grandes núcleos esféricos

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basófilos y metacromaticos dados por heparina e histamina.   Tamaño entre 10-13 micras.   Cromatina condensada.

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BASOFILOS      

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Núcleo central irregular con pliegues. Núcleo excéntrico en forma de “u”   Citoplasma es abundante, levemente basófilo y presenta granulaciones azuro azurofilas. filas.

MONOCITOS Imagen N°26 

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Plaquetas (Imagen N°27) Son fragmentos citoplasmáticos anucleados de células gigantes llamadas megacariocitos, originados en la médula ósea. Se observan en el frotis de sangre periférica como agregados basofílicos. Su principal función es la creación y propagación del coágulo.

Imagen N°27 

4.  HEMATOCRITO El hematocrito (Hto) es la relación existente entre el volumen de eritrocitos y el volumen total de sangre, expresado como porcentaje. Está directamente relacionado con la concentración de hemoglobina, por lo que su determinación constituye el procedimiento más simple para el diagnóstico de anemia. Macrométodo (macro hematocrito) Procedimiento Procedimiento 1.  Tomar muestra en tubo tapa lila con anticoagulante EDTA para 2,5 ml de sangre total 2.  Mezclar la muestra mínimo 10 veces 3.  Con ayuda de una jeringa y una aguja de Wintrobe, aspirar aproximadamente 1,5 ml de sangre. 4.  En un tubo de Wintrobe dispensar la sangre de abajo hacia arriba, teniendo cuidado de no dejar espacios de aire. Verifique que el tubo este completamente lleno. 5.  Colocar el tubo en la centrífuga por 10 minutos a 2500 rpm. 6.  Realizar la lectura de abajo hacia arriba partiendo de cero. Página 31 de 85 

 

 

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7.  Informar en porcentaje. 8.  Anotar lo resultados en el cuaderno de registro interno Nota: Diariamente se deben realizar confirmaciones de mínimo tres (3) hematocritos realizados en el equipo counter 19, de esta manera se evalúa el procesamiento y la calidad de los cuadros hemáticos realizados de forma automatizada. 5.  VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN GLOBULAR (VSG) La vsg globular es un examen que nos permite conocer cuántos milímetros sedimenta los glóbulos rojos en una hora, es una prueba que varía en diversas situaciones patológicas, pues ayuda a determinar el estado agudo de una enfermedad y es útil en el monitoreo de la evolución de una enfermedad inflamatoria. La VSG se representa en tres etapas: 1.  Fase inicial de agregación:  agregación:  en ella comienza el apilamiento de los eritrocitos y se produce una sedimentación lenta de los mismos. Dura unos 10 minutos. 2.  Fase de sedimentación rápida:  rápida:  en ella el apilamiento y la sedimentación de los glóbulos rojos se produce a una velocidad alta y constante. Dura unos 40 minutos. 3.  Fase inicial de concentración: en concentración: en ella la sedimentación se endentece. Dura hasta el final de la segunda hora. Un aumento de velocidad de sedimentación globular es signo de enfermedad, excepto en variaciones fisiológicas como en el embarazo. Algo importante es el aumento de esta indica el grado de actividad de una enfermedad, por lo consiguiente esprueba útil el seguimiento de procesos inflamatorios crónicos como artritis reumatoide, LES, en procesos infecciosos tales como tuberculosis, apendicitis. Procedimiento 1.  Tomar muestra en tubo tapa lila con anticoagulante EDTA para 2,5 ml de sangre total 2.  Mezclar la muestra mínimo 10 veces 3.  Con ayuda de una jeringa y una aguja de Wintrobe, aspirar aproximadamente 1,5 ml de sangre.

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4.  En un tubo de Wintrobe dispensar la sangre de abajo hacia arriba, teniendo cuidado de no dejar espacios de aire. Verifique que el tubo este completamente lleno. 5.  Llevar el tubo Wintrobe en el soporte de tubos de manera vertical 6.  Contabilizar una (1) Hora a temperatura ambiente. 7.  Realizar la lectura de arriba hacia abajo. 8.  Anotar lo resultados en el cuaderno de registro interno 6.  RECUENTO MANUAL DE PLAQUETAS El recuento manual de las plaquetas es un procedimiento difícil a causa de su pequeño tamaño, sus formas diversas y de su tendencia a la agregación. El método de referencia es el descrito por Brecher y Cronkite en el cual se usa microscopio de contraste de fase para realizar el recuento manual de plaquetas. Se emplea sangre anticoagulada con EDTA. Con el objetivo de 100x se realiza el recuento respectivo, ubicándose en el área más adecuada, donde los glóbulos rojos apenas se toquen entre sí, con el fin de poder visualizar bien plaquetas que se encuentren en 10 campos y sacar el promedio. Este se multiplica por 15.000 y se informa en plaquetas/ml. Procedimiento  1.  Realizar coloración de Wright al extendido. Anteriormente descrito. 2.  Contamos 10 campos consecutivos= PROMEDIO x 15.000= células mm3//ml FORMULA: CONTEO DE PLA QU QUETAS ETAS EN 10 CAMPOS= SA CAR PR OM OMEDIO EDIO X 15 15.0 .00 00

7.  RECUENTO MANUAL DE LEUCOCITOS El recuento de leucocitos es uno de los métodos de rutina. La condición previa de todos los métodos de recuento es la dilución y preparación programadas de una muestra de sangre. Se recuenta el tipo de célula deseado en un volumen definido y se calcula el número de células en un micro litro de sangre. Materiales Página 33 de 85 

 

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Cámara de Neubauer Reactivo de Turk Tubos de ensayo Micropipeta Puntas desechables

Fundamento REACTIVO TURK: ácido acético, azul de Metileno=Colo Metileno=Colorea rea de color negro En solución hipotónica de ácido acético, los glóbulos rojos se destruyen y el colorante tiñe los glóbulos blancos permitiendo observarlos fácilmente. (Albor Químicos Turk, 2014) Procedimiento 1.  La dilución se puede realizar en tubo colocando 0.380 ml (380μl) de reactivo de Turk y se adiciona 0.02ml (20μl) de sangre.

2.  Mezclar 3.  Dejar en reposo de 5-10 min, para permitir la hemolisis. 4.  Montar en la cámara de Neubauer. 5.  Por capilaridad permitir el llenado, sin que inunde o queden burbujas. 6.  Se puede colocar en una cámara de Neubauer húmeda por unos minutos para que no se seque y permitir que las células se sedimenten. 7.  Enfocar la cámara en aumento 10x y ubicar el cuadrante a contar, Nota: Para iniciar el conteo de las células nucleadas, se debe contar los 4 cuadrantes, sumar todas las células contadas y hacer el cálculo con la siguiente formula. FORMULA:: FORMULA R ecuento ttota otall de leucoci leucocitos tos:: N° de célul célula as nuc nucle leada adass con conta tadas das x 50/ ml ml..

Recuento indirecto de blancos 1.  Entre cuerpo y cola, se observan 3 campos microscópicos, en 10x. 2.  Se cuentan los GB por campo, se cuentan por las manecillas del reloj. 3.  Se suman los GB de los 3 campos contados y se saca el promedio. 4.  El promedio se multiplica x 300. 5.  Se obtiene un valor aproximado del número de GB. EJEMPLO: G B C ONT ONTA A DO S : 40+ 40+42+ 42+47= 47= 129 / 3= 43 X 300 = 12900m 12900mm m 3 Página 34 de 85 

 

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Corrección de blancos En el recuento de glóbulos blancos interfieren los normoblastos y los restos nucleares. Se corrigen siempre y cuando se encuentren más del 10% de NB. Forma de corrección de Blancos 1.  Se realiza el recuento diferencial. 2.  Conocer cuántos normoblastos o restos nucleares se obtuvieron en el recuento diferenci diferencial. al. 3.  Conocer el recuento total de blancos FORMULA: Leucócitos correg idos = Leu Leucóci cócittos x 100/ N° normo normobl bla as tos tos + 1 100. 00.

8.  RETICULOCITOS Los reticulocitos son células enucleados, con capacidad de síntesis de Hb, proteínas y RNA, su tamaño es mayor al glóbulo rojo maduro, conserva un grado de basofilia por los restos de RNA, que corresponden en el frotis coloreado con Wright a la policromatofilia. policromatofilia. El recuento de reticulocitos es una prueba para clasificar anemias ya que su número refleja la cantidad de eritrocitos producidos en medula ósea, el valor del recuento de reticulocitos puede expresarse en valor relativo (%) o valor absoluto (mm3) con respecto a la cifra total de hematíes. Los reticulocitos deben contarse en las primeras 2 horas de la extracción de sangre anti coagulada debido a que los reticulocitos siguen madurando in vitro. Fundamento El reticulocito es un glóbulo rojo joven que representa normalmente de 0.2 a 2 % de los glóbulos rojos circulantes. Estos contienen restos de RNA que se tiñen con colorantes supravitales como el azul de cresar brillante. (Albor Químicos Azul Cresil Brillante, 2014) Procedimiento 1.  En un tubo de ensayo agregar 2 gotas de sangre total y 2 gotas de Azul de cresil brillante, si el hematocrito es muy bajo se debe agregar el doble de sangre. (los volúmenes los pueden variar, siempre y cuando se mantenga la proporción). 2.  Se mezcla la suspensión sucesivamente y se deja a 37° por 15 minutos. 3.  Se toma sangre del tubo y se realiza un extendido de sangre periférica 4.  Dejar secar y proceder a observar en el microscopio en 100x. Página 35 de 85 

 

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Nota: El sitio ideal es donde se encuentran 100 GR y se cuentan en 10 campos. 5.  Se hace la relación luego de contar los 10 campos microscópicos de la siguiente manera: FORMULA: R E TICULOC ITOS C ONTADOS X10 X100/ 0/10 100 0

Los reticulocitos de deben corregir en las anemias con el hematocrito o con la Hb. Valores de Referencia:   Adultos: 0-2-%   Niños: 2-6% 

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Forma de corrección de los reticulocitos en anemias Se puede corregir con el HTO o con la Hb. F ormula: Hb del pa paci ci ente x r eticuloci tos en % / Hb iidea deall For mul mula a: R et etic iculocitos ulocitos x HTO pa paci cient ente e / HTO ideal (45%)

Hb ideal: Hombres: 15g/dl Mujeres. 14g/dl Niños: 12g/dl RETICULOCITOS ABSOLUTOS Importante en anemias hemolíticas y en pacientes en tratamiento de las anemias carenciales. FORMULA: N° G lob obul ulos os R ojo ojoss mm 3 x r et etic iculocitos ulocitos halla hallados dos / 1000 G GR R conta contados dos .

9.  HEMOCLASIFICACIÓN

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Los glóbulos rojos utilizados en estos procedimientos poseen en la membrana los antígenos que al unirse (enviro) con los anticuerpos específicos producen reacciones que son fácilmente visibles, actuando como si fuesen los indicadores del punto final de la hemoaglutinación. La hemoaglutinación se considera la reacción de Ag-Ac de mayor utilidad en el laboratorio de Inmunohematología, por lo cual se hace indispensable recordar las características y las condiciones que modifican dicha reacción, para poder determinar con claridad los requerimientos óptimos que permitan obtener la mayor constante de equilibrio en cada prueba específica, y en esta forma se asegure la confiabilidad y contribución exitosa de los procedimientos empleados en el estudio de los grupos sanguíneos. También es necesario conocer las características específicas de comportamiento de los aglutinógenos y aglutininas del sistema ABH Procedimiento 1.  Toma de muestra en tubo tapa lila para 2,5ml de sangre total (Anticoagulante (Anticoagula nte EDTA) 2.  Mezclar la muestra mínimo 10 veces 3.  Colocar en lámina 3 gotas de sangre total 4.  Agregar suero hemoclasificador hemoclasificador anti-A a la primera gota de sangre 5.  Agregar suero hemoclasificador hemoclasificador anti-B a la según la gota de sangre 6.  Agregar suero hemoclasificador hemoclasificador anti-D a la tercera gota de sangre 7.  Mezclar y observar la presencia de aglutinación. Máximo 2 minutos 8.  Analizar el resultado y determinar el grupo sanguíneo correspondiente correspondiente En neonatos:   Si la sangre de cordón presenta gelatina de Barton, lavar los glóbulos

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rojos con solución salina 4 veces y con el botón obtenido montar la hemoclasificación con el proceso anterior.   Si no se toma sangre de cordón se punciona con la lanceta el dedo anular de la mano del recién nacido se colocan tres gotas en una lámina y se sigue el procedimiento normal con los anti-sueros   La confirmación para los Rh negativos se hace agregando a una gota de sangre una gota de suero anti-CDE observando la presencia o ausencia de aglutinación   Anotar el resultado en el cuaderno de registro.

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Identificación de aglutinógenos. Prueba Prueba globular, directa o de bethbeth vincent Método en tubo Materiales Láminas porta-objeto. Tubos de ensayo Procedimiento 1.  Marcar cuatro tubos de ensayo de vidrio con el No.de la muestra y el nombre del antisuero correspondiente al antígeno que se va a investigar y un tubo para el control con solución salina 2.  Tomar 2 a 3 gotas de los glóbulos rojos en estudio y lavarlos una vez con solución salina centrifugando a 3.400 r.p.m. x 2 minutos o a 1.000 r.p.m. x 5 minutos. 3.  Decantar completamente completamente para eliminar el sobrenadante y preparar una suspensión del 3-al 5% en SS de los hematíes previamente lavados. 4.  Seleccionar 4 tubos e identificarlos con marcador como A, B, AB, Control, respectivamente respectivamente.. 5.  Centrifugar a 3.400 r.p.m. x 15” o a 1.000 r.p.m. x 1 minuto.   6.  Desprender el botón de células del fondo del tubo agitándolo suavemente; inclinarlo hasta la posición horizontal para apreciar completamente la aglutinación. Se debe usar siempre ayuda visual. 7.  Anotar inmediatamente, tubo en mano, los resultados obtenidos de la aglutinación o hemólisis. COAGULACIÓN 10. 

PRUEBA DE PROTROMBINA (PT)

La prueba de Tiempo de Protrombina o tiempo de Quik evalúa la vía extrínseca de la coagulación, siendo sensible el factor II, VII, X. Por lo tanto, la determinación se aplica en los casos de:   Estudios de rutina en los análisis pre quirúrgico   Detección de alteraciones de los factores involucrados en la vía extrínseca. 

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  Control o monitoreo de la terapéutica con anticoagulantes orales como

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coumadin o warfarina.

Esta prueba se basa en la determinación del tiempo que demora en coagular el plasma descalcificado, colocado a 37° y en presencia de un exceso de tromboplastina trombopla stina tisular y calcio, este método no detecta deficiencias de factores VIII, IX, XII. En el laboratorio para el área de coagulación contamos con el equipo Humaclot Junior (equipo de Human), muy sencillo de usar y que procesa PT y PTT.

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Procedimiento PT Primero corra los controles de plasma. Luego de tener el dato de PT para el plasma normal actualícelo en el equipo como se indicó anteriormente. El PT tanto para controles como para pacientes se realiza de la siguiente forma: 1.  Estando en la pantalla principal de PT y con la luz verde encendida ubique una copilla en uno de los canales de muestras

2. Precaliente por 3 minutos las copillas vacías. 3. 3. Agregue  Agregue 50 ul de la muestra de plasma o del control 4. 4. En  En otra copilla agregue 100 ul del reactivo para PT y ubíquelo en otra de las posiciones de muestra (No usamos las posiciones para reactivos ya que son muy grandes para el volumen de reactivo que usamos) 5. 5. Active  Active el cronometro 6 minutos, tiempo en el que la muestra se incubara y el reactivo de PT se precalentara 6. 6. Cumplidos  Cumplidos los 5 minutos pase la copilla que contiene la muestra al canal óptico y presione la tecla de inicio óptico 7. 7. Aparecerá  Aparecerá un aviso que dice WAIT

8. Luego aparecerá otro aviso que dice ACTIVE, justo en ese momento adicione los 100 uL de reactivo de PT

9.  Empezaran a correr los segundos en la pantalla del equipo 10. Cuando el sistema detecta la presencia de coagulo aparecerá un valor en segundos q corresponderá corresponderá al PT del paciente con su respectivo INR

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11. 

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TIEMPO PARCIAL TROMBOPLASTINA (PTT)

Es una prueba sensible para detectar deficiencia de factores pro coagulantes del plasma factores VIII, IX, XI, Y XII, así como la presencia de ciertos inhibidores de la coagulación y deficiencia severas de los factores II, V y I, pero no a trastornos plaquetarios, ni los factores VII y XIII, ni problemas vasculares. La prueba se utiliza para monitorear la terapéutica con heparina. Esta prueba se basa en la determinación del tiempo que demora en coagular un plasma descalcificado, colocado 37°C y en presencia de un exceso de cefalina, activador y calcio; este método no detecta deficiencias de factores de la vía intrínseca factor VII. Procedimiento PTT Primero corra los controles de plasma. Luego de tener el dato de PT para el plasma normal actualícelo en el equipo como se indicó anteriormente. El PT tanto para controles como para pacientes se realiza de la siguiente forma: 1.  Estando en la pantalla principal de PTT y con la luz verde encendida ubique una copilla en uno de los canales de muestras

2.  recaliente por 3 minutos las copillas vacías. 3.  Agregue 50 ul de la muestra de plasma o del control más 50 ul de reactivo de PTT 4.  En otra copilla agregue 50 ul del reactivo CaCl2 y ubíquelo en otra de las posiciones de muestra (No usamos las posiciones para reactivos ya que son muy grandes para el volumen de reactivo que usamos) 5.  Active el cronometro 6 minutos, tiempo en el que la muestra se incubara y el reactivo de CaCl2 se precalentara 6.  Cumplidos los 6 minutos pase la copilla que contiene la muestra y el reactivo de PTT al canal óptico y presione la tecla de inicio óptico 7.  Aparecerá un aviso que dice WAIT

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8.  Luego aparecerá otro aviso que dice ACTIVE, justo en ese momento adicione los 50 uL de CaCl2 9.  Empezaran a correr los segundos en la pantalla del equipo 10.  Cuando el sistema detecta la presencia de coagulo aparecerá un valor en segundos q corresponderá al PTT (E). También se visualizará un valor de INR ya que estamos en el canal de PT, pero en este caso este valor se debe ignorar

INMUNOLOGIA 12. 

PRUEBA RÁPIDA TREPONÉMICA (FTA-ABS)  (FTA-ABS) 

Las pruebas treponémicas usan al Treponema pallidum como antígeno y se basan en la detección de anticuerpos contra componentes treponémicos. Se consideran como pruebas estándar el FTA-ABS (fluorescent treponemal antibody absorption test), MHA-TP (micro hemaglutinación), el TPHA y las pruebas rápidas. Son utilizadas para confirmar o verificar la reactividad de las pruebas no treponémicas. Son un ensayo inmunocromatográfico en fase sólida para detección cualitativa de anticuerpos tipo Ig G, Ig M e Ig A contra el Treponema pallidum (Imagen N°28). Pueden utilizarse para tamizaje o para confirmación. Los tipos de muestra con que se ha estandarizado este método son sangre total, suero y plasma; otros fluidos no son recomendados para realizar la prueba. Las muestras que son obtenidas durante el período inicial de la infección, pueden tener niveles no detectables de anticuerpos. Si se obtiene un resultado negativo y la clínica del paciente es sospechosa, se debe repetir la prueba después de un tiempo según criterio médico.

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Imagen N°28 

 

 

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13. 

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PRUEBA DE PRUEBA  DE EMBARAZO

La gonadotropina Coriónica humana (hCG) es una hormona glucloproteica producida por la placenta en desarrollo poco después de la fertilización. En el embarazo humano hCG puede detectarse en orina como en el suero ya a los 7 días de la concepción. Las muestras positivas reaccionan con el conjugado de color del anticuerpo específico anti hCG para formar una línea de color en la región de la línea de prueba de la membrana. La ausencia de esta línea de color sugiere un resultado negativo. Para servir como control del procedimiento, siempre aparecerá una línea de color en la región de la línea de control, si la prueba se ha realizado correctamente (Imagen N°29).

Imagen N°29 

Procedimiento

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1.  Toma de muestra en tubo tapa roja de 3 a 5 ml para obtención de suero  

2.  En Se la centrifuga la centrifuga 5 min ae 3.500 rpm. la cual se almacena a 3. placa de en gravindex debidament debidamente identificada, T° ambiente. 4.  Se adiciona 3 gotas de suero en el pozo. 5.  Se deja 5 minutos y se observa. 6.  Si en el suero se encuentra la hormona hay reacción formándose así una línea y en el control otra línea, por lo tanto la prueba es positiva cuando aparecen dos líneas de reacción inmunológica. 7.  En el caso que en el suero no se encuentre la hormona, solo se forma la línea de reacción inmunológica del control, por lo tanto la prueba es negativa cuando aparece una sola línea de reacción. 8.  Se anota y se reporta en el cuaderno. 14.  PROTEINA C REACTIVA - PCR La PCR es un reactante de fase aguda y su nivel aumenta dramáticamente durante los procesos inflamatorios que ocurren en el cuerpo. Este incremento se debe a un aumento en la concentración plasmática de IL-6, que es producida por macrófagos, células endoteliales y linfocitos T, como también lo hacen los adipocitos. La PCR se liga a la fosforilcolina de los microbios. Desempeña un papel importante en la inmunidad innata, como un sistema de defensa temprano contra infecciones. Además se ha demostrado que sus niveles se incrementan en los episodios agudos coronarios (síndromes coronarios agudos), significando un mal pronóstico tanto a corto como a largo plazo. Procedimiento 1.  Toma de muestra en tubo tapa roja de 3 a 5 ml para obtención de suero 2.  Se centrifuga en la centrifuga 5 min a 3.500 rpm. 3.  Se toman 5 landas de suero y se colocan en una lámina de fondo oscuro y se le adiciona 5 landas de reactivo. 4.  Se mezcla con palillo. 5.  Se pone en el agitador por 2 min a 100 rpm. 6.  Se observa ausencia o presencia de aglutinación. 7.  Si da positiva se procede a realizar diluciones. 8.  Dichas diluciones se realizan al doble con solución salina. 9.  Se le agrega el reactivo se mezcla y se pone en el agitador. Nota: Se reporta según el último título multiplicado por la concentración concentración Página 45 de 85 

 

 

10.   

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Examinar ausencia

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macroscópi macroscópicamente camente la presencia de aglutinación finalizado los 2 minutos

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o

REPORTE:   REPORTE: POSITIVO: DILUCIÓN 1/6 : ENTONCES 6 X6 ( FACTOR DE DILUCION DE PCR) R E S ULTADO: 36 mg/ mg/Dl Dl

15. 

FACTOR REMATOIDEO- RA TEST

Los factores reumatoideos son un grupo heterogéneo de anticuerpos IgM dirigidos contra determinantes antigénicas de la región Fc de las IgG. Son importantes para el diagnóstico de artritis reumatoidea, pero también puede encontrarse en otras enfermedades inflamatorias reumáticas y enfermedades no reumáticas. El diagnóstico clínico no debe realizarse teniendo en cuenta el resultado de un único ensayo, sino que debe integrar los datos clínicos del laboratorio. El procedimiento procedimi ento para la cuantificación del factor reumatoides es por aglutinación IgG sensibilizada. Existen para este propósito que son la turbidimetría y la nefelometría. Fundamento Los factores reumatoideos séricos provocan una aglutinación de las partículas de látex recubiertas con gamma-globulina humana. Preparadas para evitar aglutinaciones inespecíficas. La sensibilidad del reactivo de látex RF ha sido ajustada para detectar un mínimo de 8U/L de factor reumatoideo de acuerdo con los estándares internacionales sin previa dilución. Procedimiento 1.  Toma de muestra en tubo tapa roja de 3 a 5 ml para obtención de suero 2.  Se centrifuga en la centrifuga 5 min a 3.500 rpm. 3.  Se toman 5 landas de suero y se colocan en una lámina de fondo oscuro y se le adiciona 5 landas de reactivo. 4.  Se mezcla con palillo. 5.  Se pone en el agitador por 2 min a 100 rpm. 6.  Se observa ausencia o presencia de aglutinación. 7.  Si da positiva se procede a realizar diluciones. 8.  Dichas diluciones se realizan al doble con solución salina. 9.  Se le agrega el reactivo se mezcla y se pone en el agitador. Página 46 de 85 

 

 

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Nota: Se reporta según el último título multiplicado por la concentración. 10.  Examinar macroscópicamente la presencia o ausencia de aglutinación finalizado los 2 minutos REPORTE: POSITIVO: DILUCIÓN 1/2 ENTONCES 2X8 (FACTOR DE DILUCION DE FACTOR RA) R ES UL ULTADO: TADO: 16 Ul/ml. 

16.  ANTI - ESTREPTOLI ESTREPTOLISINA SINA O ((ASTOS) ASTOS) La Anti- estreptolisina O es el conjunto de anticuerpos específicos frente a la estreptolisina O, una enzima extracelular producido por el Streptococos del grupo A; B- hemolítico (Streptococcus pyogenes). La anti-estreptolisina puede detectarse desde una semana a un mes después de la infección del estreptococo. El Streptococcus pyogenes causa una amplia variedad de infeccioness en las vías respiratorias altas tales como la faringitis. infeccione Fundamento La Anti–estreptolisina O sérica con 200Ul/mL o valores mayores, provoca una aglutinación de las partículas de látex recubiertas con estreptolisina O. Procedimiento 1.  Toma de muestra en tubo tapa roja de 3 a 5 ml para obtención de suero 2.  Se centrifuga en la centrifuga 5 min a 3.500 rpm. 3.  Se toman 5 landas de suero y se colocan en una lámina de fondo oscuro y se le adiciona 5 landas de reactivo. 4.  Se mezcla con palillo. 5.  Se pone en el agitador por 2 min a 100 rpm. 6.  Se observa ausencia o presencia de aglutinación. 7.  Si da positiva se procede a realizar diluciones. 8.  Dichas diluciones se realizan al doble con solución salina. 9.  Se le agrega el reactivo se mezcla y se pone en el agitador. 10.  Se reporta según el último título multiplicado por la concentraci concentración. ón. 11.  Examinar macroscópi macroscópicamente camente la presencia o   ausencia de aglutinación finalizado los 2 minutos Página 47 de 85 

 

 

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REPORTE: POSITIVO: DILUCIÓN 1/8 ENTONCES 8X200 (FACTOR DE DILUCION DE FACTOR RA) R ES ULT ULTADO: ADO: 80 800 0 Ul/ml. 

17. 

PRUEBA RÁPIDA DE VIH

La prueba de HIV1/2 es rápida, cualitativa para la detección de anticuerpos para todos los tipos (IgG, IgM, IgA) especifico a HIV 1 incluyendo subtipo-0 y HIV 2 simultáneamente en suero humano plasma o sangre total. El antígeno HIV1/2 recombinante (gp41,p24 y gp36) con el conjugado coloidal dorado y la muestra de suero se desplazan a lo largo de la membrana cromatografíca cromatogra fíca hasta llegar a la región de prueba (T) y forman una línea visible de complejo antígeno anticuerpo, complejo coloidal dorado con un alto grado de sensibilidad y especificidad. Las líneas de prueba y la línea control en la ventana de resultados han sido claramente etiquetadas: “1”para la línea de prueba (HIV-1), “2” para la línea de prueba (HIV-2) y “C” para la “línea control” tanto las líneas de prueba como la de control de la ventanilla de

resultados no son visibles antes de aplicar la muestra. La línea de control es utilizada para el monitoreo de procedimientos (Imagen N°30)

Imagen   PáginaN°30 48 de 85 

 

 

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Procedimiento: 1.  Diligenciar el consentimiento informado, generar una asesoría para la realización del examen y el paciente lo lleva firmado al laboratorio clínico. 2.  Toma de muestra en tubo tapa roja de 3 a 5 ml para obtención de suero 3.  Se deja coagular la muestra. 4.  Se centrifuga por minutos. 5.  En la placa de VIH 1/2 debidamente identificada, la cual se almacena a T° ambiente. 6.  Se adiciona 10 µL de suero en el pozo y 4 gotas del diluyente Nota: Es importante leer el manual de cada uno de los kits nuevos, ya que nos siempre se utiliza de la misma casa comercial y por ende, no se realizan la prueba de igual manera. 7.  Se deja 15 minutos y se observa. 8.  Si en el suero se encuentra anticuerpos para el HIV 1/2 hay reacción antígeno anticuerpo formándose así una línea para HIV 1 y otra línea para HIV 2, en el control otra línea, por lo tanto la prueba es positiva cuando aparecen tres líneas de reacción inmunológica. 9.  En el caso que en el suero no se encuentre los anticuerpos para HIV 1/2, solo se forma la línea de reacción inmunológica del control, por lo tanto la prueba es negativa cuando aparece una sola línea de reacción (Imagen N°31) 10.  Se anota y se reporta en el cuaderno.

Imagen N°31 

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MICROSCOPIA 18. FROTIS DE FLUJO VAGINAL Y URETRAL  URETRAL  Las infecciones vaginales son una de las causas más frecuentes de consulta en mujeres en edad fértil. Los síntomas incluyen flujo vaginal patológico, prurito vulvar y olor vaginal; las enfermedades que con mayor frecuencia causan este tipo de síntomas son: farinosas bacteriana, tricomoniasis vaginal y vaginitis por cándida. El frotis de flujo vaginal es un procedimiento no invasivo de técnica simple y bajo costo que permite determinar la presencia de vaginitis y/o vaginosis; consiste en la determinación del pH, test de aminas, examen fresco y Gram de la muestra. El objetivo es la identificación del agente causante de la irritación, secreción abundante vaginal y el olor. El frotis uretral por su parte, permite identificar la etiología de una infección en la uretra y/o tracto genital masculino. Coloración gram Fundamento  



Cristal violeta  violeta  Las bacterias Gram positivas poseen un elevado contenido de glucopéptidos y poco contenido lipídico en sus paredes celulares, a diferencia de las Gram negativas. Los alcoholes y otros solventes orgánicos no penetran las paredes celulares deficientes en lípidos de las bacterias Gram positivas, permitiendo que retengan el

complejo formado entre el fijador y el colorante primario. (Albor Químicos Violeta Gram, 2014)   Lugol: Lugol:   Las bacterias Gram positivas poseen un elevado contenido de glucopéptidos y poco contenido lipídico en sus paredes celulares, a diferencia de las Gram negativas. Los alcoholes y otros solventes orgánicos no penetran las paredes celulares deficientes en lípidos de las bacterias Gram positivas, permitiendo que retengan el complejo formado entre el fijador y el colorante primario. (Albor Químicos Lugol Gram, 2014)    Alcohol acetona: Las bacterias Gram negativas poseen un elevado contenido lipídico en sus paredes celulares, a diferencia de las Gram positivas. Los alcoholes y otros solventes orgánicos penetran las paredes celulares de las bacterias Gram negativas, disolviendo su alto contenido lipídico, permitiendo el escape del complejo formado entre el colorante primario y el fijador. (Albor Químicos Etanol Cetona, 2014)

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  Fucsina de gram: Las bacterias Gram negativas poseen un elevado

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contenido lipídico en sus paredes celulares, a diferencia de las Gram positivas. Los alcoholes y otros solventes orgánicos penetran las paredes celulares de las bacterias Gram negativas, disolviendo su alto contenido lipídico, permitiendo el escape del complejo formado violeta-yodo y la entrada del colorante de contraste. (Albor Químicos Fucsina Gram, 2014)   2014)

Procedimiento Frotis de Flujo Vaginal 1.  Dirigirse al consultorio de toma de muestras citológicas con la paciente. 2.  Explicarle a la paciente en que consiste el examen que se le va a realizar y aclarar sus dudas. 3.  Solicitar a la paciente que se despoje de sus prendas de vestir de la cintura para abajo. 4.  Pedirle a la paciente que se ubique en posición ginecológica. ginecológica. 5.  Introducir el especulo por la vagina, abrir, con el escobillón tomar muestra del endocervix endocervix y realizar el frotis en la lamina 6.  Con otro escobillón tomar una muestra de exocervis (en el caso de mujeres en estado de gestación y de niñas únicamente tomas muestra de exocervix, no se debe introducir especulo en estos casos) y hacer el frotis de la muestra en la misma lámina. 7.  Introducir el escobillón en la solución salina, una vez realizado el frotis. 8.  Retirar con suavidad el especulo y pedirle a la paciente que se vista nuevamente. 9.  Realizar un montaje de la solución salina y realizar el examen fresco de la muestra describiendo las estructuras que se observa. 10.  Fijar la lámina con los frotis y realizar la coloración de Gram. 11.  Observar en el microscopio e informar los hallazgos hechos en el examen fresco y en el Gram, reportar el resultado. Nota: La lámina va dividida en 2 partes: 1- en la primera parte (distal) marcar con el nombre de la paciente, y hacer un extendido de la muestra tomada con el escobillón estéril de endocervix. 2-en la segunda parte de la lámina (proximal), hacer un extendido de muestra tomada con otro escobillón estéril de fondo de saco (exocervix) (Imagen N°32)

nombr

exo 

end

 

  Página 51 de 85  Imagen N°32 

 

 

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Procedimiento Frotis Uretral 1.  El paciente no debe haber orinado antes de que se tome la muestra. 2.  Limpiar el meato con un hisopo de algodón humedecido con solución salina estéril. 3.  Se le solicita al paciente que genere una ligera presión, de manera que salga una gota de pus por el meato. 4.  Tomar el pus con asa estéril y hacer un frotis en una lámina portaobjetos, si no hay pus, introducir el asa estéril en el conducto uretral aproximadamente aproximadamente 2.5 cm para obtener la muestra. 5.  Tomar un tubo con 1 ml de solución salina y hacer una emulsión con el asa y dejarlo allí a 37 °C. 6.  Examen Fresco: En una lámina, colocar 1 gota de la emulsión y cubrirla con una laminilla. Realizar el examen microscópic microscópico o 7.  Colorear el frotis con coloración de Gram. 8.  Informar el fresco y el Gram. FLUJO AISLAMENTO DE CLASIFICACION VAGINAL O COLORACION MICROORGANISMO INFORME GRAM SECRECION EN CULTIVO URETRAL Según edad BCP Lactobacillus sp Flora Vaginal Blanco Flora Vaginal Normal opalescente Normal Homogéneo Desequilibrio *Gardnerella Vaginosis VAGINOSIS Gris, baja polimicrobiano: vaginalis Bacteriana BACTERIANA *Bacteroides sp. viscosidad Cocobacilos *Mobiluncus pH