18 01 19 Manual de Practicas Parasitologia Fco

   

INSTITUTO INSTIT UTO POLIT CNICO NACIONAL NACIONAL CENTRO DE ESTUDIOS CIENTÍFICOS Y TECNOLÓGICOS NO. 15 “DIÓDORO ANTÚNEZ ECHEGARAY “  “  ACADEMICA DE: TÉCNICO LABORATORISTA CLÍNICO LABORATORIO DE: PARASITOLOGÍA CLINICA

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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO DE ESTUDIOS CIENTÍFICOS Y TECNOLÓGICOS No. 15  “DIÓDORO ANTÚNEZ ECHEGARAY”  ECHEGARAY” 

INSTRUCTIVO DE PRÁCTICAS DE PARASITOLOGÍA CLÍNICA PROFESOR TITULAR: ________________________________________________________________________ PROFESOR DE LABORATORIO: ________________________________________________________________ PROFESOR DE LABORATORIO: ________________________________________________________________ NOMBRE DEL ALUMNO: _______________________________________________________________________ GRUPO: _________ _________ EQUIPO No.: _______ No. DE BOLETA: __________

CICLO ESCOLAR: ____________

ELABORADO POR:

REVISADO POR:

APROBADO POR:

AUTORIZADO POR:

PROFESORES INTEGRANTES DE LA ACADEMIA DE PARASITOLOGÍA CLÍNICA

M.C. P. SALVADOR VÁZQUEZ MARTÍNEZ

Q.B.P. GIL MOISES LOPEZ IÑIGUEZ

DR. RAFAEL ALFONSO MEZA VILLANUEVA

Docente

Presidente Academiade

Jefe de rea Académica

Subdirector Académico F-34 Versión 03

 

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ÍNDICE

Pág. 

INTRODUCCIÓN GENERAL………………………………………………………………………… GENERAL…………………………………………………………………………... ...

3

REGLAMENTO DEL LABORATORIO LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA………………… PARASITOLOGÍA……………………………………… ……………………  

4

 

PRÁCTICA No. 1  1  ORGANIZACIÓN Y FUNCIONAMIENTO DEL LABORATORIO LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA …………...………………………………………………………………………….. …………...…………………………………………………………………………..  

6

PRÁCTICA No. 2

MORFOLOGÍA DE LOS PARÁSITOS PARÁSITOS DE INTERÉS CLÍNICO……………… CLÍNICO………………  

8

PRÁCTICA No. 3  3  EXAMEN COPROPARASITOSCOPICO COPROPARASITOSCOPICO DIRECTO y CPS DE CONCENTRACIÓN SIMPLE POR CENTRIFUGACIÓN …………………………………… ……………………………………  

12

PRÁCTICA No. 4  4  DETECCIÓN DE SANGRE OCULTA OCULTA EN HECES POR MEDIO MEDIO DEL KIT HEMA SCREEN Y TÉCNICA EN TUBO ……………………………… ………………………………....... .......

15

PRÁCTICA No. 5  5  TÉCNICAS DE TINCIÓN PARA PARÁSITOS PARÁSITOS EMERGENTES ………… …………  

19 21

PRACTICA No. 6  6  TÉCNICA TÉCNIC A DE FAUST …..………... …..………................................................................ ............................................................. PRÁCTICA No. 7 TÉCNICA COPROPARASITOSCOPICA DE FLOTACIÓN CON SOLUCIÓN DE SACAROSA .…………………………………………………………………………………….. ……………………………………………………………………………………..   PRÁCTICA No. 8  8  TÉCNICA TÉCNI CA DE FAUST MODIFICADA MODIFICAD A ………………………………………… …………………………………………  

28 31

PRÁCTICA No. 9  9  TÉCNICA DE RITCHIE ………………….……………………………………… 

33

PRACTICA No. 10  10  TÉCNICA DE CHARLES ……………………………….……………………… ……………………………….………………………  

37

PRÁCTICA No. 11  11  TÉCNICA DE GRAHAM ……………………………………………………….. ………………………………………………………..   PRÁCTICA No. 12  12  DIAGNÓSTICO DE PARÁSITOS SANGUÍNEOS EXTENSIÓN FINA Y GOTA GRUESA………………………………………………………………….. GRUESA…………………………………………………………………..   PRÁCTICA No. 13  13  INVESTIGACION DE CAMPO …………………………………………………. ………………………………………………….  

40

PRÁCTICA No. 14 IDENTIFICACIÓN DE ARTRÓPHODOS DE IMPORTANCIA IMPORTANCIA CLÍNICA …… ……  

48

ANEXO 1.  1. 

PREPARACION PREPARACIO N DE REACTIVOS…………………………………………………… REACTIVOS……………………………………………………

50

ANEXO 2.  2. 

AMIBA EN FRESCO Y CIROLOGIA CIROLOGI A EN MOCO FECAL………………………….  FECAL…………………………. 

52

ANEXO 3. 3.

TABLA DE IDENTIFICACION IDENT IFICACION MORFOLOGICA MORFOLOGI CA DE PARASITOS……………….. PARASITOS……………… ..  

56

ANEXO 4.  4. 

TECNICAS COPROPARASITOSCOPICAS COPROPARASITOSCOPICAS ………………………………………  ……………………………………… 

60

ANEXO 5.  5. 

BIBLIOGRAFIA………………………………………………………………………   BIBLIOGRAFIA………………………………………………………………………

64

 

43 47

 

 

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1.

INTRODUCCIÓN GENERAL

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INTRODUCCIÓN GENERAL La parasitología es la ciencia, que se encarga de estudiar la asociación entre seres vivos de diferente especie donde uno de ellos, llamado parásito se localiza sobre o dentro de otro organismo llamado huésped de los cuales obtiene su hábitat, nutrición y transporte. Durante el desarrollo desarrollo de las prácticas contenidas en este manu manual, al, los alumnos serán capaces de identificar y clasificar a los distintos tipos de parásitos que afectan al ser humano, sus ciclos de vida y características morfológicas, al mismo tiempo obtendrán los conocimientos, habilidades y aptitudes necesarios para realizar los distintos exámenes y técnicas parasitoscópicas, en las que emplearan muestras de material biológico, tales como materia fecal y muestras sanguíneas, así también se harán harán de su conocimiento las medidas profilácticas para evitar la contaminación por parásitos. Diagnóstico de parásitos en el laboratorio. Se basa sobre todo en el hallazgo del parásito en los tejidos infectados, en heces y en líquidos corporales (sangre, L.C.R, orina, esputo y otros). Cuando el parásito es un protozoario, las muestras se tiñen y se examinan al microscopio, donde se pueden detectar trofozoítos (formas metabólicamente activas que se nutren del huésped) o quistes (formas latentes). Cuando el agente infeccioso es un helminto, el diagnóstico se basa en el hallazgo de huevos del gusano o de larvas en heces, microfilarias en sangre, gusanos adultos en los tejidos subcutáneos o en el aparato digestivo.

 2.F UN UND D A ME NT NTA A C IÓ IÓN N La Unidad de Aprendizaje Parasitología Clínica   pertenece al área de formación del Nivel Medio Superior del Bachillerato Tecnológico perteneciente al Instituto Politécnico Nacional. Se ubica en el Sexto nivel del plan de estudios y se imparte de manera obligatoria en el sexto semestre correspondiente a la rama del conocimiento de las Ciencias Médico Biológicas. Las principales relaciones con otras unidades de aprendizaje se reflejan entre Bioética Clínica, Instrumentación Clínica, Fisiología Clínica, Bacteriología Clínica, Bioquímica Básica, Control y Eliminación de Residuos Peligrosos, Química Clínica, Análisis Hematológicos, Control de Calidad en el Laboratorio Clínico, Preparación de Reactivos Clínicos, Perfiles Clínicos.

 3. C OMP E TE NC IA G E NE R A L  Al termino del curso el alumno adquirirá los conocimientos, habilidades y actitudes que le permitan ejecutar las diferentes técnicas empleadas en el labor laboratorio atorio clínico, para el reconocimiento reconocimiento de las distintas distintas formas parasitarias, parasitarias, y que estos conocimientos sean aplicados en beneficio de la comunidad, aplicando las medidas profilácticas correspondientes para disminuir o eliminar las parasitosis de nuestro medio.

 

 

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REGLAMENTO DE LABORATORIO

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COMPETENCIA:    Aplica la normativida normatividad d de segu seguridad ridad e hi higiene giene pa para ra el desa desarrollo rrollo del trab trabajo ajo prác práctico tico en el llaboratori aboratorio. o.

REGLAMENTO DE LABORATORIO LABORATORIO 1.- El trabajo práctico requiere de bata blanca, por lo que el ingreso al laboratorio deberá de ser con la bata puesta y abotonada al concluir la práctica podrán quitársela al salir. 2.- La entrada al laboratorio es de 10 min, después de la hora indicada en el horario como máximo. 3.- Solamente podrán entrar y trabajar los alumnos que qu e estén inscritos. 4.- Colocar todos sus objetos personales en los anaqueles y solamente dejar sobre la mesa lo necesario para el trabajo práctico. 5.- El alumno deberá mantener el orden, disciplina y respeto a sus condiscípulos y profesores. Quienes no cumplan con lo señalado, tendrán que abandonar el laboratorio, como consecuencia tendrán falta y anulada la práctica. 6.-Queda estrictamente prohibido consumir alimentos y fumar dentro del laboratorio y durante el desarrollo de la práctica. 7.- La inasistencia sin causa justificada oficialmente a la práctica, se calificara con cero. 8.- Cada estudiante deberá trabajar durante el semestre en el equipo y mesa designado. 9.- Uno ó dos estudiantes de cada equipo solicitaran mediante un vale, material y utensilios a emplear en el desarrollo de la práctica y revisarán que el mismo se encuentre en buen estado.  10.- El equipo que entregue en mal estado ó incompleto el material con el que trabajó, lo repondrá en un periodo máximo de 15 días. De lo contrario no tendrá derecho a examen práctico. 11.- Material como: algodón. Papeles, cerillos, bolsas de papel, etc.; deberán depositarse en los botes de basura. 12.-Para desechar material contaminado, seguir las indicaciones de los profesores. 13.- Deben desinfectarse las mesas de trabajo antes y después de empezar y terminar la práctica. 14.- El material usado en el desarrollo de la práctica deberá ser entregado limpio y seco en el lugar señalado por los profesores. 15.- El estudiante deberá leer la práctica correspondiente antes de entrar al laboratorio e iniciar el trabajo. 16.- Queda prohibido el uso del ipod, ipad, tabletas, celulares, o cualquier aparato electrónico durante la sesión del laboratorio. 17.- El alumno (a) deberá traer el cabello recogido, en su caso traer cofia o gorro, así mismo las mujeres sin rímel, uñas recortadas y sin pintura para ambos sexos. 18.- la evaluación del trabajo práctico se efectúa de la siguiente forma: Examen práctico Reporte de la práctica Evaluación continua TOTAL

30% 10% 10% 50%

19.- Para tener derecho a presentar el examen parcial “C” es requisito indispensable que el alumno tenga el 80% mínimo de asistencias, prácticas realizadas y calificadas, si se tiene del 70% a 79%, deberá presentar un examen extraordinario de todo el curso y haber cumplido con los trabajos académicos requeridos por los profesores (guía de estudio resuelta, problemarios, resúmenes, etc.), en cada departamental. Si tiene de 50% a 69% no tendrá derecho a presentar examen parcial “C” y deberá presentar Examen a Tít T ítulo ulo de Suficiencia.

 

 

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4. 5.

REGLAMENTO DE LABORATORIO

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 ACTIVIDADES: 1.- A través de lluvia de ideas los alumnos discutirán cada uno de los puntos del presente reglamento.

2.-Se redacta el Acta de Acuerdos y se firma de enterado.

REPORTE:  Acta de acuerdos firmada por por los alumnos, padre o tutor y los docentes asignados al grupo

CONCLUSIÓN:

 

 

6.

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7.

PRACTICA No. 1

ORGA NIZACIÓN, NIZACIÓN, FUNCIONAMIENTO FUNCIONAMIENTO Y CONOCIMIENTO CONOCIMIENTO DEL MATER IAL DE USO COMUN COMUN EN EL LABORA TO TORIO RIO DE PAR ASITOLOGÍA ASITOLOGÍA C LÍNICA. LÍNICA.

Clave: PARA-P1

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COMPETENCIA: Que el alumno conozca y se familiarice con la organización, funcionamiento y material de uso común en el laboratorio de Parasitología Clínica.

INTRODUCCIÓN: Es de gran importancia que el alumno conozca la organización y el funcionamiento del laboratorio para que pueda realizar los estudios pertinentes y así poder brindar resultados confiables y oportunos de esta forma permitir al médico un buen diagnóstico. Un laboratorio de análisis clínicos, es un espacio donde se realizan estudios en diferentes tipos de muestras biológicas (sangre, orina, secreciones, líquido cefalorraquídeo y otros) con la etiopatogenia de diferentes enfermedades. El laboratorio de Parasitología se enfoca específicamente a la búsqueda de parásitos intestinales o coprológicos en muestras biológicas de materia fecal. El adecuado manejo de las muestras biológicas que se utilizan en el laboratorio resulta de especial cuidado, debido a que cualquier muestra clínica se considera potencialmente infecciosa, por lo que es importante que el alumno conozca la organización y funcionamiento del laboratorio de Parasitología y las Normas Oficiales que lo rigen.  

MATERIAL:  

 

 

 

 

 

 

  

 

 

1.-Tubo de ensaye 2.-Copropacks 3.-Gradilla metálica 4.-Gasa 5.-Abatelenguas o aplicadores de madera 6.-Frascos goteros 7.-Esponja 8.-Frascos 9.- Tamiz museo 10.-Porta y cubre objetos

 

11 11.-Pipeta .-Pipeta Pasteur   12.-Embudo   13.-Bulbo de goma   14.-Pizeta 15.-Toallas de papel   15.-Toallas   16.-Jabón   17.-Transparencias EQUIPO 

 

18.-Microscopio 19.-Centrifuga

 ACTIVIDADES: 1.- El profesor mostrara las instalaciones del laboratorio e indicará la forma en cómo se habrá de trabajar durante todo el semestre. 2.- Leer y analizar el reglamento de laboratorio 3.- Se formaran ocho equipos de trabajo a los que se les asignarán una mesa en la que realizarán sus prácticas durante todo el semestre. 4.-El profesor mostrara como realizar la técnica aséptica antes y después del trabajo práctico 5.- El profesor entregará una lista de material m aterial que los alumnos deberán traer para poder realizar sus prácticas. 6.- Conocer el material y equipo de laboratorio indicando su uso y como está clasificado 7.- El profesor explicará el uso correcto y los cuidados de la centrífuga y el microscopio

 

 

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8.

PRACTICA No. 1

9.

ORGA NIZACIÓN, NIZACIÓN, FUNCIONAMIENTO FUNCIONAMIENTO Y CONOCIMIENTO CONOCIMIENTO DEL MATER IAL DE USO COMUN COMUN EN EL LABORA TO TORIO RIO DE PAR ASITOLOGÍA ASITOLOGÍA C LÍNICA. LÍNICA.

Clave: PARA-P1

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

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8.- El alumno investiga las normas oficiales, NOM-087 -ECOL-SSA1-2002, y de ella se analiza en el laboratorio, con respecto a la disposición de los residuos generados en el laboratorio de parasitología, así como la simbología que identifica a los residuos peligrosos.

SÍMBOLO INTERNACIONAL DE LOS RPBI CUESTIONARIO:

1.- Mencione ¿por qué es importante conocer el material y equipo de uso más común en el laboratorio de parasitología? 2.- Del material que se te proporciono, indica el uso que se le da en el laboratorio de Parasitología clínica. 3.- Mencione los cuidados que deben proporcionarse al microscopio compuesto. 4.- Explique el funcionamiento de la centrifuga y su uso dentro del laboratorio 5.- Importancia del uso del micrómetro ocular. 6.- Indica el nombre de tres desinfectantes utilizados en el laboratorio de parasitología clínica. 7.- Mencione y describa brevemente la Norma oficial que trata sobre los R.P.B.I. (Residuos Peligrosos BiológicoInfecciosos). 8.- Qué color de bolsa se emplea y que tipo de R.P.B.I. se desechan en el laboratorio de Parasitología clí clínica? nica?

CONCLUSION: BIBLIOGRAFÍA :  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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PRÁCTICA No. 2

 MOR F OL OG ÍA D E L OS P A R Á S ITOS IT OS D E IN TE R É S C L ÍN ÍNIC IC O

Clave: PARA-P2

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

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COMPETENCIA:

El alumno aprenderá a diferenciar morfológicamente a los protozoarios intestinales más comunes (trofozoítos o quistes) y a los helmintos, en ejemplares adultos, huevos y larvas, con el fin de identificarlos y distinguirlos de los restos orgánicos del material de la muestra. INTRODUCCIÓN:

Los Protozoarios son organismos unicelulares se dividen en cuatro phylum que incluyen especies parásitas humanas son: Rizóphoda, Mastigophora, Ciliophora, Sporozoa. Mastigophora: se mueven mediante estructuras especializadas denominadas flagelos, que son extensiones citoplásmicas largas como hilos. Los flagelos se originan en estructuras citoplásmicas denominadas blefaroplastos. Su número varía en cada especie. Algunos son parásitos hemáticos o tisulares y otros son intestinales. Se reproducen generalmente en forma asexual. Los principales géneros patógenos son Giardia lamblia, Trichomonas vaginalis, Dientamoeba fragilis, Leishmania y Trypanosoma. Rizópoda o Sarcodina: incluye a protozoos que se mueven por medio de extensiones citoplásmicas denominadas pseudópodos. La especie patógena importante es Entamoeba histolytica, una amiba intestinal. El grupo incluye tambien los generos Naegleria y Acanthamoeba que aunque son amibas de vida libre, su potencial invasivo ya se ha demostrado al causar meningoencefalitis y otros danos serios como queratitis.  Apicomplexa o Sporozoa. Los miembros de este phylum son parásitos estrictos, tisulares. Presentan un ciclo de vida complejo con una alternancia de generaciones sexuales y asexuales. Los géneros patógenos más importantes son Plasmodium, Toxoplasma, Isospora, Cryptosporium, Pneumocystis y Sarcocystis. Ciliophora. En estos organismos la locomoción se lleva a cabo por medio de cilios, que son proyecciones citoplásmicas relativamente cortas, que se originan en pequeños gránulos basales. Son más cortos y más numerosos que los flagelos. El único género parásito es Balantidium coli, en el intestino grueso. Los Metazoarios, mejor conocidos como HELMINTOS Ó GUSANOS, son seres compuestos de muchas células, cuerpo aplanado o cilíndrico, que poseen o no cavidad o celoma, no tienen órganos de locomoción y los movimientos que realizan para desplazarse se basan en contracciones musculares que incluyen al Phylum de los Nematelmintos (gusanos Redondos o cilíndricos) y Platelmintos (gusanos planos).  

 

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PRÁCTICA No. 2

 MOR F OL OG ÍA DE L OS P A R Á S ITOS IT OS D E IN INTE TE R É S C L ÍN ÍNIC IC O

Clave: PARA-P2

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

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TAXONOMIA:

CLASIFICACI N D DE EL LO OS P PA AR SITO REINO ESPECIE

SUBREINO

PHYLUM

CLASE

Rizophoda sarcodinos

Protozoa

PROTISTA

Mastigophora

Sporozoa

Ciliophora

Nemátoda

Nematelmintos

GÉNERO E nta ntamoeba moeba his tolyt tolytica ica E nta ntamoeba moeba coli Entamoeba gingivalis E ntamoeba hartmanni E ndolimax ndolimax nana Iodamoeba butschlii Dientamoeba fragilis

G iardia lamblia lamblia Trichomonas vaginalis Trypanozoma cruzi Leishmania mexicana Plasmodium vivax Toxoplasma gondii B alant alantidiu idiu m coli  A s cari s lumbri coi des Trichuris trichiura trichiura Enterobius vermicularis Necator americanus  A ncy los toma duodenale  S trong yloid yloides es s tercor alis Trichinella spiralis Onchocerca volvulus

 Acantocephala METAZOA 

 ANIMALIA Céstoda

Platelmintos

Tremátoda

 Arthopodos

 

Taenia solium Cysticercus cellulosae Taenia sog inata Cys tice ticercus rcus bovis Hymenolepis nana Hymenolepis dimin uta Echinococcus g ranul ranulosus osus

Fas ciola hepat hepatica ica

 S arcoptes s cabie Phthirus pubis Dermodex folliculorum Pediculus humanus

 

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10. 11.

PRÁCTICA No. 2

 MOR F OL OG ÍA DE L OS P A R Á S ITOS IT OS D E IN INTE TE R É S C L ÍN ÍNIC IC O

Clave: PARA-P2

Revisión: 21/01/2019

MATERIAL

1.- Frascos con ejemplares adultos 2.- Coproteca

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 10 de 65

3.- Preparaciones fijas o laminillas 4.- Microscopio

DESARROLLO: 1.- Observe a simple vista (macroscópicamente), parásitos adultos o fragmentos de ellos y note las diferencias morfológicas. Escriba el nombre científico correspondiente y los nombres de sus estructuras, aclarando si es ejemplar completo o es fragmento. 2.- Observe al microscopio las laminilla y los concentrados de los parásitos y aprenda a diferenciarlos morfológicamente, de los Protozoarios trofozoitos y quistes y de los helmintos larvas y huevos, montados en laminillas fijas, escriba el nombre científico y realice esquemas de lo observado.

 ACTIVIDADES: 1.- Con las observaciones realizadas completa los siguientes cuadros Nombre técnico

Entamoeba histolytica G iardi iardia a llam amblia blia B alant alantidium idium coli  A s cari s lu lumbri mbri coi des Trichuris trichiura E nt nteroribius eroribius vermicul vermicularis aris  A nc nclys lys toma duod duodenale enale Naecator Naeca tor am americanus ericanus  S trong tron g yloi yloides des s terc tercor oralis alis Hymenolepis nana Taenia Tae nia s olium Cy Cyss ticercus cel cellu lulo loss ae Taenia saginata  

Enfermedad

Micro hábitat en el humano

Esquema de la fase de Resistencia

 

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1. 2.

PRÁCTICA No. 2

 MOR F OL OG ÍA D E L OS P A R Á S ITOS IT OS DE IN INTE TE R É S C L ÍN ÍNIC IC O

Clave: PARA-P2

Revisión: 21/01/2019

Nombre técnico

Enfermedad

Fecha de emisión: 4/02/2016 Micro hábitat en el humano

Página: 11 de 65 Esquema

Fasciola hepática Onchocerca volvulus Trichinella Trichinell a s piral piralis is Trichomonas vaginalis   Leis hma hmania nia mexic mexica ana Trypanosoma cruzi Plasmodium vivax Toxoplasma gondii

REPORTE: 1.- Completa el cuadro sinóptico.

CUESTIONARIO: 1.- Menciona 3 diferencias entre los diferentes protozoarios intestinales y protozoarios sanguíneos 2.-Menciona 3 diferencias morfológicas entre los Platelmintos y Nematelmintos 3.- ¿Que parásitos requieren de técnicas especiales para ser observados y por qué?

hmania nia mexicana mexicana,, Try Trypa panos nos oma cruzi 4.- ¿Cuáles son las zonas de endémicas de Leis hma Toxoplass ma g ondii Toxopla

y

Plasmodium viva viv ax ?

5.- ¿Factores que predisponen a las parasitosis en el humano? 6.- Enuncie las características morfológicas de los asquelmintos. asquel mintos. 7.- Enuncie las características morfológicas de los platelmintos. p latelmintos.

 ANALISIS DE RESULTADOS RESULTADOS CONCLUSIÓN: BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario.   

 

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PRÁCTICA No. 3

EXAMEN EXAM EN COPROPAR AS ITOSCOPI ITOSCOPICO CO DIREC TO y CPS DE CONCENT CONCENTRA RA CIÓN  S IMP L E P OR C E NTR NT R IF UG A C IÓ IÓN N

Clave: PARA-P3

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 12 de 65

COMPETENCIA: Realiza el examen coproparasitoscópico directo y la técnica de concentración simple por centrifugación, aplicando la normatividad vigente.

INTRODUCCIÓN: La técnica directa o examen en fresco (la muestra es diluida con solución salina 0.85%) es útil para la búsqueda de trofozoítos con movilidad. La técnica directa (la muestra es diluida con Lugol) es útil en poblaciones con alta densidad de parásitos. La concentración tiene como objetivo reunir en un pequeño volumen los elementos parasitarios, inicialmente dispersos en una masa de heces. Los métodos de concentración son muy numerosos, pero ninguno de ellos puede poner en evidencia a todos los parásitos que frecuentan el tubo digestivo. Los métodos de concentración se dividen en dos grupos: 1.- Método físico: Dentro de estos se encuentra la concentración por flotación y concentración por sedimentación. Centrifugación por flotación: las heces están diluidas en un líquido cuya densidad es superior a la de los elementos parasitarios, logrando que estos se encuentren en la superficie del mismo. m ismo. Concentración por sedimentación: las heces están diluidas en un líquido cuya densidad es inferior a la de los elementos parasitarios, logrando que estos se encuentren en el sedimento. La sedimentación puede ser espontánea o acelerada por centrifugación. En la técnica de concentración simple por centrifugación se aumentan las posibilidades de encontrar una fase parasitaria. 2.- Método coproparasitoscópico difásico: Comprende siempre dos fases sucesivas, una fase de recuperación y otra de concentración y como ejemplo de estos métodos la técnica de Faust, Charles, Ritchie, etc. e tc.

MATERIAL: 1.- Microscopio

7.-Gasa o colador

2.-Tubos de ensaye de 13x100

8.- Vaso de precipitados

3.-Embudo

9.- Gradilla

4.-Portaobjetos

10.- Solución salina isotónica

5.-Cubreobjetos

11.- Yodo Lugol

6.-Pipeta Pasteur  

12.-Materia fecal

 

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PRÁCTICA No. 3

EXAMEN EXAM EN COPROPAR AS ITOSCOPI ITOSCOPICO CO DIRECTO y CPS DE C ON ONCENTRACIÓN CENTRACIÓN  S I MP MPLL E P OR C E NTR NT R IF UG A C IÓ IÓN N

Clave: PARA-P3

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 13 de 65

 ACTIVIDADES: 1.- El alumno prepara 100 ml m l de formol al 10% y depositará en cada frasco de recolección 10 ml, mismos que serán utilizados durante todo el curso para recolectar las muestras de materia fecal. 2.- Con la asesoría del profesor realiza el examen físico de la muestra

EXAMEN EXAM EN COPROPARA SITO SITOSCOPICO SCOPICO DIRECTO a. Colocar una gotaobtener de solución NaCl N aCl al 0.85%, portaobjetos b. Con un aplicador aproximadamente 2 en mgunde la materia fecal y mezclarla en la gota de solución salina. c. Hacer una suspensión uniforme y retirar los detritos macroscópicos. d. Colocar un cubreobjetos y hacer la observación microscópica inmediatamente con los objetivos 10X y 40X. e. En otro portaobjetos portaobjetos colocar una gota de lugol y continuar como con la gota de solución salina. f.

Recorrer metódicamente metódicamente toda la superficie del cubre objetos con ayuda del objetivo objetivo en seco seco débil de menor aumento (10x) cuando un elemento sospechoso es observado, pasar a mayor aumento seco fuerte (40x) para determinar la estructura con precisión.

.

 ACTIVIDADES:  ACT IVIDADES: 1.- Colocar en un recipiente adecuado una porción pequeña de materia fecal (1 - 2 g) 2.- Agregar una porción de 1:10 solución salina y homogenizar. 3.- Filtrar la mezcla en un tubo de ensayo con la ayuda de un embudo y una gasa. 4.-Centrifugar el filtrado a 2000 r.p.m. durante 1 minuto 5.-Decantar el sobre nadante 6.-resuspender el sedimento con solución salina 7.-Volver a centrifugar a 2000 r.p.m. durante 1 minuto, hasta que el sobrenadante sea claro (3 veces). 8.- Decantar el sobre nadante 9.- Al sedimento, agregar una gota de lugol y homogenizar. 10.-Colocar una gota de la suspensión en un porta-objetos y colocar el cubre-objetos. 11.-Observar al microscopio 10x y 40x.

 

 

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PRÁCTICA No. 3

EXAMEN EXAM EN COPROPAR AS ITOSCOPI ITOSCOPICO CO DIREC TO y CPS DE CON CONCENTRACIÓN CENTRACIÓN  S IMP L E P OR C E NTR NT R IF UG A C IÓ IÓN N

Clave: PARA-P3

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 14 de 65

REPORTE: 1.-Resulados de la muestra trabajada. 2.- Esquemas a color y resultados con nombres científicos de los parásitos.

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS: CONCLUSIÓN: CUESTIONARIO: 1.- ¿En una técnica coproparasitoscópicas, para que se utiliza el Lugol? 2.- ¿Qué fases parasitarias son posibles de observar en e n las técnicas de concentración? 3.- ¿Cuál es la muestra ideal para la observación de formas vegetativas de protozoarios intestinales? 4.- ¿Cuál es el fundamento de la técnica de concentración simple por centrifugación 5.- ¿Cuáles son las técnicas de concentración más usadas? 6.- ¿Cuáles son las ventajas y desventajas de estas técnicas?

BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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PRÁCTICA No. 4

DETECCIÓN DE DE S ANGR E OCULTA OCULTA E N HECES POR MEDIO DEL KIT HEMA HEMA S CRE EN Y TÉCNICA E N TUBO TUBO

Clave: PARA-P5

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 15 de 65

COMPETENCIA: Ejecuta la técnica de detección de sangre oculta en heces por medio del kit de hema screen y técnica en tubo como herramienta de diagnóstico de diferentes patologías gastrointestinales.

INTRODUCCION: La detección de Sangre oculta en heces es crítica para muchas enfermedades gastrointestinales. La presencia de sangre oculta en materia fecal puede indicar patologías tales como hemorroides, divertículos, fisuras, colitis o cáncer de colon y rectal.

FUNDAMENTO DE HEMA -SCREEN : El Hema – Hema  –Screen Screen está compuesto de un papel impregnado de guaiaco encerrado en una tarjeta, con lo que se le permite la aplicación de muestra en un lado y el desarrollo e interpretación al reverso. El proceso involucra la colocación de 2 muestras colectadas a partir de 3 evacuaciones sucesivas, dentro del papel de guaiaco. El Hema  –Screen  –Screen Está basado en la oxidación de los compuestos fenolicos presentes en el guaiaco (eje. Ácidos guaiacónicos) con la producción de productos de quinonas de color azul. Debido a su similitud con los productos prostéticos de la peroxidasas, la producción de hematina de la molécula de hemoglobina puede funcionar en una manera pseudoenzimas, catalizando la oxidación de guaiaco. Cuando la muestra de materia fecal que contiene sangre oculta se aplica en el papel de prueba, se lleva a cabo un contacto entre la hemoglobina y el guaiaco. Una reacción pseudoperoxidasa ocurrirá un vez que se adicione la solución reveladora, formándose un cromógeno azul proporcional a la concentración de hemoglobina. La reacción de+ color ocurrirá después de 30 segundos. Hemoglobina Revelador Hb

+ 2H202

H20

+

02

Oxidación del guaiaco 02

+

Guaiaco

(Incoloro)

 

Guaiaco Oxidado (Azul)

 

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12.

PRÁCTICA No. 4

DETECCIÓN DE DE S ANGR E OCULTA OCULTA E N HECES POR MEDIO MEDIO DEL KIT HEMA HEMA SC RE EN Y TÉCNICA E N TUBO TUBO

Clave: PARA-P5

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 16 de 65

El equipo de Hema – Hema – Scrreen  Scrreen incluye un lado para el monitoreo, el cual proporciona un sistema de control de calidad. PREPARACION DEL PACIENTE Se recomienda que el paciente se ponga adieta 2 días antes. Debe evitar carnes rojas, frutas crudas y vegetales que contengan gran actividad de peroxidasas como nabo, rábano rojo, brócoli, melón. Evitar medicamentos durante 7 días antes de la prueba y durante tales como: medicamentos rectales, tónicos o preparaciones de vitaminas que contengan Vitamina C (ácido ascórbico)

MATERIAL 1.-KITT De Hema- Screen 2.-Tubos de ensaye de 13 x 100ml 3.-Gradilla 4.-Aplicadores de madera 5.-Solución de goma de de Guayaco al 1:60 (p/v) en alcohol etílico de 95% (v/v) o preferiblemente preferiblemente solución saturada. 6.-Ácido acético glacial 7.-Agua oxigenada al 3% (v/v) 8.-Muestra de materia fecal sin conservador y reciente

 ACTIVIDADES:

Técnica: 1 Una vez que se obtienen las muestras se procede para su análisis 2 El procedimiento para la detección de sangre oculta se realiza a partir del kit stanbio de placas hema-screen hema -screen de labpack, el cual se realiza de la siguiente manera. 3 Colocar la información requerida en la parte frontal de la tapa de la placa Hema - Screen. 4  Abrir la tapa frontal.

 

 

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PRÁCTICA No. 4

DETECCIÓN DE DE S ANGR E OCULTA OCULTA E N HECES POR MEDIO MEDIO DEL KIT HEMA HEMA SC RE EN Y TÉCNICA E N TUBO TUBO

Clave: PARA-P5

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 17 de 65

5

Utilizando un extremo del aplicador, coloque una pequeña cantidad de muestra. Aplique una capa muy delgada en la ventana 1.

6

Utilice el otro extremo del aplicador para obtener una segunda muestra a partir de una porción diferente de la muestra de heces. Aplicar una capa muy delgada en la ventana 2. (Repetir los pasos anteriores utilizando una placa adicional, a partir de movimientos intestinales subsecuentes).

7

Permitir que las muestras se sequen al aire, después cierre la cubierta.

8  Abrir la ventana perforada en la parte trasera de la placa. 9  Aplicar 2 gotas de revelador Hema - Screen Screen en la parte traser trasera a de las ventanas 1 y 2. 10 Lea el resultado después de 30 segundos y durante 2 minutos. 11 Registre los resultados, cualquier traza de color azul, dentro o fuera del margen de la muestra, indica un resultado positivo para sangre oculta. 9

El reporte se hace dando un resultado positivo o negativo para sangre oculta

10 El control de calidad de placas Hema-Screen, se realiza cuando se encuentran resultados dudosos este procedimiento se desarrolla utilizando una muestra sanguínea proporcionada por el área de hematología y procesando la placa con la muestra sanguínea sanguínea tal y como lo determina el inserto del Kit Stanbio de placas Hema-Screen de Labpack.

 

 

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PRÁCTICA No. 4

DETECCIÓN DE DE S ANGR E OCULTA OCULTA EN HECE S POR MEDIO DEL KIT HEMA HEMA S CRE EN Y TÉCNICA E N TUBO TUBO

Clave: PARA-P5

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 18 de 65

TÉCNICA EN TUBO Esta técnica se basa en el mismo principio de las peroxidasas la diferencia es que se utilizan los reactivos como tales 1. Colocar aproximadament aproximadamente e 0.5 g de heces en un tubo 13 x 100mm. 2. Añadir 2ml de agua de de la llave y mezclar con un aplicador de madera. 3. Añadir 0. 0.5ml 5ml de Ácido acético glacial y mezclar bien. 4. Añadir 2 2ml ml de solución de guayaco y mezclar bien. 5. Añadir 2ml de Agua oxigenada y mezclar Empezar a contar el tiempo. 6. Observar durante 2minutos y anotar el desarrollo máximo de color durante este tiempo registrándolo como traza 1+. 2+, 3+ ò 4+ según la intensidad de color. las reacciones fuertemente positivas se decoloran con rapidez y deben leerse según el desarrollo máximo de color en lugar de tenerse en cuenta su apariencia al final del tiempo de la 7. Como parte del control de calidad interno, debe validarse la prueba con u una na muestra control, control, con una cantidad conocida de sangre.

REPORTE: 1.-Registra y esquematiza los resultados obtenidos de cada técnica. 2.-Análisis de resultados.

CUESTIONARIO: 1. Menciona las ventajas y desventajas de cada una de las técnicas realizadas. 2. Porque es importante que la muestra sea reciente.

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS:

CONCLUSIÓN:

BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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13.

PRÁCTICA No. 5

14.

TÉCNICAS TÉCNI CAS DE TINCIÓ TINCIÓN N PARA PAR ÁSITOS EM EMER ER GE NT NTES ES

Clave: PARA-P6

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 19 de 65

COMPETENCIA: El alumno realiza la técnica de tinción de Kinyoun, para la identificación de parásitos emergentes.

INTRODUCCIÓN: Los pacientes con VIH/SIDA son particularmente susceptibles a infecciones severas por parásitos, protozoos, coccidios y microsporidios. Los más importantes por su asociación con esta enfermedad, son los siguientes,

Cr ypto yptoss poridium pa parvum, rvum, Cyc lo loss pora cayet cayeta anensis , Is ospora bel belli. li. Los microsporidios causan diarrea crónica y pérdida de peso en personas infectadas con VIH/SIDA, sin embargo la microsporidiasis es cada vez menos frecuente en pacientes infectados con VIH/SIDA debido al uso de la terapia antirretroviral. Para la observación de estos parásitos nos apoyamos en tinciones especiales como la técnica de kinyoun, donde se aprovecha la ácido alcohol resistencia que ofrecen éstos ooquistes, observándose de color rojo en un fondo azul, es importante mencionar que el tamaño de las formas diagnósticas de éstos parásitos emergentes oscilan entre 4 y 6 micras en promedio, lo que dificulta su observación con técnicas de flotación om sedimentación. Cuando se sospeche que los pacientes con diarreas recurrentes, padecen de enfermedades metabólicas como Diabetes  mellitus o enfermedades infecciosas como la tuberculosis, además de practicar a las muestras fecales técnicas de flotación o sedimentación, debe realizarse alguna técnica de tinción siendo la de Kinyoun la de elección

MATERIAL: 1.-Portaobjetos. 2.-Aplicadores de madera. 3.-Colorante de fucsina. 4.-Colorante de azul de metileno de Loeffler 5.-Metanol 6.-Aceite de inmersión. 7.-Microscopio óptico. 8.-Puente de tinción

 ACTIVIDADES: PROCEDIMIENTO DE LA TÉCNICA DE KINYOUN. 1. Extienda la muestra problema y deje secar dejar dejar al aire. (procurar no hacer extensiones muy delgadas). 2. Fije el extendido con metanol durante 1 min y deje secar al aire. 3. Cubra el extendido extendido con un cuadro de papel filtro, de manera que lo cubra en su totalidad. 4.- Adicione en frio la solución de fucsina sobre el papel filtro y tiña por 5 min. 5.- Enjuague con agua de la llave. 6.- Decolore con alcohol etílico acido por goteo hasta que no escurra el colorante. 7.- Enjuague con agua inmediatamente.  

 

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PRÁCTICA No. 5

TÉCNICAS TÉCNI CAS DE TINCIÓ TINCIÓN N PARA PAR ÁSITOS EM EMER ER GE NT NTES ES

Clave: PARA-P6

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 20 de 65

8.- Adicione azul de metileno de Loeffler durante 1 min. 9.- Lave con agua de la llave y deje secar. 10.- Observe la preparación al microscopio con el objetivo de inmersión II. Tinción de Ziehl-Neelsen. 1. Haga extendidos (frotis) de heces frescas o consevadas en formol, con un aplicador de madera, 2. Fije los extendidos cubriéndolos con metanol durante dos a cinco minutos, p para ara fijar al porta. Deje secar al aire libre. 3. Cubra los extendidos con carbol fucsina y teñir durante 20-30 minutos. No requiere calentarse . 4. Enjuague con agua de la llave. 5. Decolorar por goteo con Alcohol acido al 3% durante un min. hasta que no escurra más colorante. Lave con agua de la llave. 6. Cubra los portaobjetos con verde de malaquita durante cinco minutos. Lave con agua de la llave y deje secar al aire libre. 7. Observe al microscopio. Los ooquistes de Cryptosporidium se tiñen de color rojo intenso, sobre un fondo verde. Identifique las fases del parásito observadas en el ciclo vital. Dibuje el ciclo completo. 8. La laminilla puede guardarse, haciendo montaje con resina sintética. 9. Discuta las dificultades de la técnica y haga dibujos detallados.

REPORTE: 1.-Examen físico de la muestra. 2.-Esquematiza las fases parasitarias encontradas en la muestra y en las preparaciones fijas. 3.--Análisis de resultados.

CUESTIONARIO: 1.- ¿Por qué se les llama emergentes a estos parásitos? 2.- ¿Por qué se utiliza esta técnica para estos parásitos? 3.- ¿Por qué es importante el diagnóstico dia gnóstico oportuno en pacientes con VIH/SIDA para estos parásitos?

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS: CONCLUSIÓN: BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario.   

 

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15.

PRÁCTICA No. 6

16.

TÉCNICA TÉCNI CA DE FA UST

Clave: PARA-P8

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 21 de 65

COMPETENCIA: Realiza un examen coproparasitoscópico cualitativo con la técnica de Faust (método de concentración-centrifugaciónflotación).

INTRODUCCIÓN: La técnica de Faust, es uno de los métodos de flotación más empleados para la identificación de un gran número de quistes de protozoarios y huevos de helmintos. helm intos. El fundamento de ésta técnica de flotación está basada en la diferencia de densidades por lo que la densidad del líquido, utilizado es superior a las fases de resistencia de los parásitos de tal forma que se localizan en la superficie del tubo de ensaye. Se utiliza sulfato de zinc preparado a una densidad de 1.18 g/l, la cual propicia que los quistes y huevecillos de parásitos, presentes en la muestra de heces, que son de menor densidad floten. Por regla general todas la manipulaciones (dilución, concentración, y toma de la muestra para el examen) deben realizarse lo más inmediato posible, o de lo contrario el proceso de conservación debe garantizar la viabilidad de las formas parasitarias existentes. Esta técnica aumenta la probabilidad de hallazgo de formas parasitarias. Permite la separación de quistes de protozoarios, Ooquistes de coccidios, esporas de microsporidios, huevos de helmintos. Los elementos parasitarios se recuperan en la película superficial, y el resto de materia fecal (sedimento) permanece en el fondo del tubo. La técnica de Faust, es la más utilizada en la mayoría de los laboratorios clínicos, por ser una técnica económica y sencilla donde además la observación microscópica ofrece campos con una mínima cantidad de artefactos que permite una mejor observación de las formas parasitarias. Una desventaja importante es que algunos huevos de helmintos (huevos operculados y/o huevos muy densos por ejemplo huevos no fértiles de A s car caris is lumbri coi des ) no se concentran con técnicas de flotación como éste método, para asegurar la detección de todos los organismos en la muestra, la película superficial y el sedimento deben ser examinados cuidadosamente. Para tener buenos resultados, la gravedad específica puede ser aumentada, con la desventaja de que puede producir más distorsión en los huevos y los quistes de protozoario

 

 

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17.

PRÁCTICA No. 6

TÉCNICA TÉCNI CA DE FA UST Clave: PARA-P8

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 22 de 65

MATERIAL: 1. Tubos de ensayo de 13 x 100 mm 2. Solución de sulfato de Zinc con densidad de 1.180 º Baume (muestra fresca), en caso de de muestras fijas la densidad debe ser de 1.2 º Baume 3. Solución de Lugol (solución de trabajo) 4. Frascos tipo copropack (vaso de precipitado) con tamiz o malla de alambre. 5. Asa de alambre terminada en círculo de 5 a 7 mm de diámetro. El diámetro del asa debe permitir colectar la partícula superficial. El extremo final del asa deberá estar perpendicular a la película del agua (doblando en 90º). 6. Portaobjetos de 26 x 76 mm. 7. Cubreobjetos de 22 x 22 mm 8. Abatelenguas o varilla de vidrio vidrio con extremo romo. 9. Centrifuga clínica 10. Gradilla 11. Microscopio óptico de preferencia con micrómetro ocular. 12. Materia fecal

 ACTIVIDADES: 1.- Con un abate lenguas tomar aprox. 1 g de heces y depositarla en un vaso de precipitados de 50 ml o en un frasco de vidrio.

 

 

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PRÁCTICA No. 6

TÉCNICA TÉCNI CA DE FA UST

Clave: PARA-P8

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 23 de 65

2.- Agregar 10 ml aproximadamente. De agua de la llave y mezclarla perfec perfectamente tamente con ayuda de un aplicador de madera o una varilla de vidrio.

3.- Tamizar la suspensión a través de la malla de copropack o cualquier otro colado que elimine las partículas gruesas como pueden ser una malla de alambre, o un colador, recibir el tamizado en el tubo de ensayo y llevarlo hasta 1 cm antes del borde. 4.- Centrifugar durante durante 1 min a 500 G´s la cantidad de sedimento debe ser entre 0.5 a 1 mL.

5.- Decantar el sobrenadante y resuspender el sedimento con agua nuevamente para realizarle un segundo lavado y centrifugar durante 1 min a 500 G´s elimine la mayor cantidad de material orgánico. 6.- Repetir hasta que el sobrenadante quede claro.

 

 

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PRÁCTICA No. 6

TÉCNICA TÉCNI CA DE FA UST Clave: PARA-P8

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 24 de 65

7.- Agregar a prox.1 a 2 ml de solución de sulfato de zinc de densidad de 1.180 al sedimento y resuspender con un aplicador de madera hasta homogeneizarla.

8.- Llenar el tubo, con más sulfato de zinc hasta 1 cm debajo de los bordes del tubo de ensayo.

9.- Centrifugar durante un min a 500 G`s dejando dejan do que la centrifuga pare totalmente.

 

 

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18.

PRÁCTICA No. 6

TÉCNICA TÉCNI CA DE FA UST Clave: PARA-P8

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 25 de 65

10.- Colocar cuidadosamente el tubo en una gradilla y agregar solución de sulfato de zinc hasta el borde del tubo, de modo que se forme un menisco que sobresalga.

11.- Colocar sobre el menisco un cubreobjetos y dejar reposar por 2 a 3 min.

12.- Colocar en un portaobjetos limpio una gota de lugol y poner sobre este el cubreobjetos.

 

 

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PRÁCTICA No. 6

TÉCNICA TÉCNI CA DE FA UST

Clave: PARA-P8

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 26 de 65

13.-Observe al microscopio con los objetivos 10x y 40x, dibuje las fo formas rmas parasitarias encontradas. TÉCNICA DE FAUST SIN MENISCO Se deberá repetir el procedimiento de lo anterior hasta el punto número 9, 9.- Dejar reposar 2 a 3 minutos y retirar los tubos de la centrifuga; con una asa bacteriológica de 3 a 5 mm de diámetro, tomar 2 a 3 asadas de la película superficial y coloca la en el porta objetos donde previamente se adiciono una pequeña gota de lugol.

10.- Colocar el cubre objetos y observar al microscopio, microscopio, con los objetivos de 10x y 40x

 ACTIVIDADES: 1.- Examen físico de la muestra biológica. 2.-Realizar a la muestra, el examen microscópico mediante la técnica de Faust. 3.-Realizar esquemas de todas las fases parasitarias observadas durante la práctica

 

 

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19.

PRÁCTICA No. 6

TÉCNICA TÉCNI CA DE FA UST Clave: PARA-P8

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 27 de 65

REPORTE: 1.- Resultados del examen de la muestra 2.- Esquemas a color y rotulados de los parásitos encontrados.

CUESTIONARIO: 1.- Menciona otras técnicas de flotación. 2.- ¿ Cual es el fundamento de la técnica de Faust? 3.- Cuál es el paso crítico de la Técnica de Faust? 4.-Esquematice y mencione las características morfológicas de los quistes de los siguientes protozoarios: Entamoeba

coli,

E ntam ntamoeba oeba his tolytica y G iardi iardia a la lamblia mblia

5.- ¿En que parásitos no se recomienda utilizar esta técnica?

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS:

CONCLUSIÓN:

BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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PRÁCTICA No. 7

TÉCNICA TÉCNI CA COPROPARA SITO SITOSCOPICA SCOPICA DE FLOTACIÓ FLOTACIÓN N CON SOLU SOLUCIÓN DE SA CAR OSA

Clave: PARA-P9

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 28 de 65

COMPETENCIA: Realiza la técnica de flotación con sacarosa e identifica las formas parasitarias en muestras de materia fecal.

INTRODUCCIÓN: El diagnóstico de las enfermedades parasitarias, no se limita a el uso limitado de reactivos o a costosos kits, la técnica de sacarosa ofrece una alternativa, económica, sencilla y accesible a cualquier laboratorio que requiera una técnica de flotación, el fundamento es la diferencia en la densidad a la que se prepara el reactivo (1.20 g/l), con respecto a la densidad de un gran número de quistes y huevecillos de interés clínico.

MATERIAL: 1.- Vaso de precipitados de diferentes volúmenes 2.- Cubreobjetos 3.- Portaobjetos 4.- Tubos de ensaye de 13x100 mm 5.- Probeta de 500 ml 6.- Gradilla 7.- Densímetro 8.- Abatelenguas o aplicadores de madera 9.- Azúcar 10.- Agua destilada 11.-Colador 12.-Microscopio

 

 

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PRÁCTICA No. 7

TÉCNICA TÉCNI CA COPROPARA SITO SITOSCOPICA SCOPICA DE FLOTACIÓ FLOTACIÓN N CON SOLU SOLUCIÓN DE SA CAR OSA

Clave: PARA-P9

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 29 de 65

 ACTIVIDADES: 1.- Se realiza una suspensión de aproximadamente 1g de materia fecal en el vaso de precipitado, en un poco de solución sacarosa, hasta lograr una suspensión homogénea.

2.- Se llena, agitando con un abatelenguas , el frasco al tope con la solución.

3.- Se coloca el portaobjetos sobre el vaso de precipitados de manera que quede en contacto con la solución evitando en lo posible la formación de burbujas; se deja reposar durante 5 min.

 

 

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PRÁCTICA No. 7

TÉCNICA TÉCNI CA COPROPARA SITO SITOSCOPICA SCOPICA DE FLOTACIÓ FLOTACIÓN N CON SOLU SOLUCIÓN DE SA CAR OSA

Clave: PARA-P9

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 30 de 65

4.- Se toma el portaobjetos y se coloca sobre el portaobjetos con una gota de Lugol.

5.- Se examina al microscopio a 10x y a 40x.

REPORTE: 1.-Examen físico de la muestra. 2. Fases parasitarias encontradas en el examen microscópico. m icroscópico. 3.-Análisis de resultado

CUESTIONARIO: 1.- ¿Para qué medimos la densidad de la solución de sacarosa?

2.- ¿Qué función tiene el Lugol y la solución salina isotónica? 3.- ¿Cuáles son las diferencias y semejanzas que existen entre las técnicas de Faust, Faust modificada y flotación con solución de sacarosa?

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS: CONCLUSIÓN: BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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PRÁCTICA No. 8 

TÉCNICA DE FA UST M MODIFI ODIFICADA CADA

Clave: PARA-P10

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 31 de 65

COMPETENCIA: Realiza un examen coproparasitoscópico utilizando la Técnica de Faust modificada y compara ventajas y desventajas con la técnica de Faust simple.

INTRODUCCIÓN: En ésta técnica se hace uso de una solución que ayuda a desleir y deodorizar la materia fecal, y centrifugado se obtiene la estratificación de los diversos componentes de las heces en base a sus diferentes densidades.  Al igual que en la Técnica de Faust, se utiliza solución de sulfato de zinc para que las fases parasitarias se concentren en la superficie.

MATERIAL: 1.-Vaso de precipitado de 50 mL 2.-Embudo de tallo corto 3.-Tubo de ensayo de 13x100 4.-Portaobjetos 5.-Cubreobjetos 6.-Gradilla 7.-Abatelenguas 8.-Lugol 9.-Sulfato de zinc d=1.180 10.-Solución para deodorizar deodorizar y desleir la materia fecal (éter (éter sulfúrico) 11.-Heces 12.-Microscopio 13.-Centrifuga

 

 

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CENTRO DE ESTUDIOS CIENTÍFICOS Y TECNOLÓGICOS No. 15 “DIÓDORO ANTÚNEZ ECHEGARAY “  “  ACADEMICA DE: TÉCNICO LABORATORISTA CLÍNICO LABORATORIO DE: PARASITOLOGÍA CLÍNICA PRÁCTICA No. 8 

TÉCNICA DE FA UST M MODIFI ODIFICADA CADA

Clave: PARA-P10

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 32 de 65

TÉCNICA DE FAUST MODIFICADA 1.- Colocar en un recipiente adecuado, 1 g de materia fecal. 2.- Agregar, en proporción 1:10 éter sulfúrico, una solución para deodorizar y desleir la materia fecal. 3.- Dejar reposar por 15min. 4.- Filtrar la suspensión y recoger el filtrado en tubo de ensayo. 5.- Centrifugar a 2000 rpm. 6.- Decantar y resuspender el sedimento con solución de sulfato de zinc. 7.- Centrifugar a 2000 rpm durante 3 min y sobre la marcha aumentar la velocidad de la centrifuga a 2500 rpm durante 2 min. 8.- Colocar cuidadosamente el tubo en una gradilla y agregar solución de sulfato de zinc hasta el borde, de modo que se forme un menisco que sobresalga. 9.- Colocar sobre el menisco un cubreobjetos y dejar reposar por 3 min. 10.- Colocar en un portaobjetos una gota de Lugol y poner sobre esta el cubreobjetos. 11.- Observar al microscopio con los objetivos de 10x y 40x. 12.- Realice esquemas de las formas parasitarias encontradas.

 ACTIVIDADES: 1.- Efectuar el examen físico de la muestra. 2.- Efectuar el examen microscópico de la muestra m uestra empleando la técnica de Faust modificada.

REPORTE: 1.-Resultados del examen de la muestra. 2.-Esquemas a color y rotulados de los parásitos encontrados 3.-Analisis de resultados

CUESTIONARIO: 1.- ¿Qué diferencia existen entre esta técnica y la Faust simple? 2.-¿Por qué en la Técnica de Faust Faust y Faust modificada, se utiliza el sulfato de zinc, con una densidad de 1.180?

CONCLUSIÓN:

BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario.   

 

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PRÁCTICA No. 9 

TÉCNICA TÉCNI CA DE RITCHI RITCHIEE

Clave: PARA-P11 COMPETENCIA:

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 33 de 65

Realiza un examen coproparasitoscópico con la Técnica de Ritchie (método de concentración-centrifugaciónsedimentación).

INTRODUCCIÓN: Ritchie en 1948 descubrió su método, muy semejante al de Charles (1917), es una técnica muy controvertida, pues se toma como tipo para hacer comparaciones muy frecuentes con otros métodos que más referencias tenga en la literatura científica. La ventaja de este método es que además de todos los entero-parásitos nos permite observar huevos de Fasciola hepatica, A s car caris is lumbri co coides ides  infértiles, que por su gran tamaño no se pueden observar por método de flotación. Esta técnica se basa en la concentración de estructuras parasitarias mediante la sedimentación, además de la fijación con una solución de formaldehido al 10% y la extracción de grasa con éter.

MATERIAL: 1.-Solución de cloruro de sodio al 0.85% o agua de la llave 2.-Formaldehido al 10% 3.-Éter sulfúrico comercial o acetato de tilo 4.-Tubos de ensayo de 13x100mm 5.-Frascos tipo copropack o vaso de precipitado de 50 mL 6.-Piseta de plástico de 250 ml 7.-Abatelenguas o aplicadores de madera o varillas de vidrio de extremo romo 8.-Lugolparasitológico 9.-Pipetas Pasteur con bulbo 10.-Portaobjetos de 26x76mm 11.-Cubreobjetos de 22x 22 mm 12.-Tapones de hule 13.-Centrifuga 14.-Microscopio óptico

 

 

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20. 21.

PRÁCTICA No. 9 

TÉCNICA TÉCNI CA DE RITCHI RITCHIEE

Clave: PARA-P11

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 34 de 65

 ACTIVIDADES: 1.-Con un abatelenguas, colocar aproximadamente 1 g de materia fecal en el frasco, agregar 10ml de cloruro de sodio al 0.85% o agua de la llave y homogenizar perfectamente. 2.-Tamizar la suspensión a través del copropack y recibir el filtrado en un tubo de ensayo. 3.-Centrifugar durante 2 min a 500G´s y decantar el sobrenadante. El sedimento obtenido deberá ser entre 0.5 a 1 ml. 4.-Repetir el paso anterior las veces que sea necesarias; hasta obtener un sobrenadante trasparente. 5.-Agregar al sedimento 3ml de formaldehido al 10% mezclar y dejar en reposo la suspensión aproximadamente de 10 a 30 seg. 6.-Agregar 3 mL de éter sulfúrico ó de éter etílico, tapar el tubo y agitar vigorosamente durante 30 seg, quitar el tapón con cuidado. 7.-Centrifugar durante 2 min a 500G´s, al final se observan de forma descendente cuatro capas. a) Éter b) Restos fecales c) Formol d) Sedimento 8.-En caso necesario despegar con un aplicador las 3 primeras capas que favorecen la decantación. 9.- Decantar rápidamente, agregar una pequeña gota de Lugol y con ayuda de una pipeta pipe ta Pasteur, tomar una gota de sedimento y colocarla en un portaobjetos. 10.-Colocar un cubreobjetos. Examinar al microscopio el área total del cubreobjetos con el objetivo de 10x, si se observa cualquier objeto sospechoso se puede examinar con el objetivo de 40x para mejorar el detalle. 11.- Al final de la observación con el objetivo de 10x, al menos m enos un tercio del cubreobjetos debe ser observada con el objetivo de 40x.

 

 

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PRÁCTICA No. 9 

TÉCNICA TÉCNI CA DE RITCHI RITCHIEE

Clave: PARA-P11

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 35 de 65

COMPETENCIA: Realiza un examen coproparasitoscópico con la Técnica de Ritchie (método de concentración-centrifugaciónsedimentación).

INTRODUCCIÓN: En 1917 Carles y Barthelemy describieron el primer método de concentración por sedimentación utilizando solución salina, éter y formaldehído, años más tarde, en 1948 Ritchie describió un método semejante, el cual hasta la fecha se sigue utilizando. En evaluaciones comparativas con este método, se ha demostrado su utilidad para el diagnóstico de parasitosis intestinales leves o moderadas. El empleo de éter y formaldehído, permite con el primero, liberar las formas parasitarias de las grasas, por disolución de las mismas y con el formol se fijan y conservan. La concentración se hace por centrifugaciones sucesivas. Unas ventajas que tiene este método es concentrar y no deformar las formas parasitarias, permite el transporte y almacenamiento de la materia fecal procesada antes de ser examinada, se usa cuando se necesita una técnica para evaluación e valuación de tratamiento y determinación de frecuencia. La ventaja de este método es que además de todos los entero-parásitos nos permite observar huevos de Fasciola hepatica, A s car caris is lumbri co coides ides  infértiles, que por su gran tamaño no se pueden observar por método de flotación. Esta técnica se basa en la concentración de estructuras parasitarias mediante la sedimentación, además de la fijación con una solución de formaldehido al 10% y la extracción de grasa con éter.

MATERIAL: 1.- Solución salina isotónica, (Solución de cloruro de sodio al 0.85%) o agua de la llave 2.-Solución de formaldehído al 10% 3.-Éter sulfúrico comercial, Éter etílico comercial o acet acetato ato de tilo 4.-Tubos de ensayo de 13x100mm 5.-Frascos tipo copropack o vaso de precipitado de 50 mL 6.-Piseta de plástico de 250 ml 7.-Abatelenguas o aplicadores de madera o varillas de vidrio de extremo romo 8.-Lugolparasitológico 9.-Pipetas Pasteur con bulbo 10.-Portaobjetos de 26x76mm 11.-Cubreobjetos de 22x 22 mm 12.-Tapones de hule 13.-Centrifuga 14.-Microscopio óptico

 

 

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PRÁCTICA No. 9 

TÉCNICA TÉCNI CA DE RITCHI RITCHIEE

Clave: PARA-P11

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 36 de 65

REPORTE: 1.-Examen físico de la muestra.

2.-Realizar esquemas de las fases parasitarias encontradas en la l a muestra .

3.-Análisis de resultados.

CUESTIONARIO: 1.- Menciona tres ventajas de la Técnica de Ritchie con respecto a la Técnica de Faust.

2.- ¿Qué densidad presenta?

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS:

CONCLUSIÓN:

BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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22.

PRÁCTICA No. 10 

23.

TÉCNICA TÉCN ICA DE CHARLES

Clave: PARA-P12

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 37 de 65

COMPETENCIA: Realiza un examen coproparasitoscópico con la Técnica de Charles.

INTRODUCCIÓN: Esta técnica de concentración se basa en la utilización de reactivos que poseen poca densidad, la cual hace que las formas parasitarias que se pueden encontrar en materia fecal, quedan en el sedimento. La solución utilizada para esta práctica se prepara de la siguiente manera solución de Charles I y Charles II reactivos:   Formaldehido 

  Cloruro de sodio



  Ácido cítrico cristalizado



  Agua destilada



  Éter etílico



(Charles I)

Solución salina isotónica…90mL  isotónica…90mL  Formol comercial…10mL  comercial…10mL  Se mezclan ambas soluciones y se guardan en un frasco con tapón esmerilado la densidad de la solución debe de ser de 1.035. (Charles II) Solución cítrica formolada  Ácido cítrico cristalizado….12g  cristalizado….12g  Formaldehido….2mL   Formaldehido….2mL  Agua destilada...86mL Se disuelve el ácido cítrico con el e l agua y luego se agrega el formaldehido; for maldehido; se guarda en un frasco con tapón esmerilado. Esta solución deberá tener una densidad de 1.046

 

 

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PRÁCTICA No. 10 

TÉCNICA TÉCN ICA DE CHARLE S

Clave: PARA-P12

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 38 de 65

MATERIAL: 1.-Tubos de ensaye de 13x100

10.-Tapones de huela

2.-Embudo de tallo corto

11.-Lugol parasitológico

3.-Pipeta de 50 ml

12.-Charles I

4.-Portaobjeto

13.-Charles II

5.-Cubreobjetos

14.-Éter sulfúrico

6.-Pipeta Pasteur

15.-Microscopio

7.-Abatelenguas

16.-Centrífuga

8.-Gradilla

17.-Gasas

9.-Vaso precipitado de 50 mL

18.-Materia fecal

 ACTIVIDADES: 1.- Colocar en vaso de precipitado 1g de materia fecal. 2.- Agregar una porción 1:10 de reactivo de Charles I y homogenizar. 3.- Filtrar la suspensión por medio de una gasa y recoger el filtrado en un tubo de ensayo. 4.- Centrifugar el filtrado a 2000rpm ó 500G´s, decantar y resuspende. 5.- Agregar el sedimento reactivo de Charles II hasta la mitad del volumen del tubo y homogenizar. 6.- Agregar éter sulfúrico para completar las 3 cuartas partes del volumen total, colocar el tapón de d e hule y agitar (PRECAUCION: el éter es muy volátil). 7.- Romper con un aplicador el tapón de grasas y heces que se forman. 8.- Centrifugar a 2000 rpm ó 500G´s durante 20 seg. 9.- Decantar y añadir al sedimento, una gota de lugol m mezclando ezclando suavemente. 10.-Colocar en portaobjetos, una gota de la solución anterior y cubrir con un cubreobjetos. 11.-Observar la preparación con los objetivos de 10x y 40x

 

 

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24.

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25.

PRÁCTICA No. 10 

TÉCNICA TÉCN ICA DE CHARLE S

Clave: PARA-P12

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 39 de 65

REPORTE: 1.-Resultados del examen de la muestra

2.-Esquemas a color y rotulados de los parásitos encontrados.

3.- Análisis de resultados

CUESTIONARIO: 1.- La técnica de Faust y Charles son técnicas coproparasitoscópicas de concentración, señale las diferencias que existen entre ellas.

2.- ¿Con qué objeto se utilizan en esta técnica el formol y éter sulfúrico?

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS:

CONCLUSIÓN:

BIBLIOGRAFÍA:  Anote Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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26.

PRÁCTICA No. 11 

27.

TECNICA TECNI CA DE G RA HAM

Clave: PARA-P13

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 40 de 65

COMPETENCIA: El alumno aprende a efectuar la técnica de Graham. Esta técnica se utilizara para obtención de huevos de oxiuros y de taenias, principalmente.

INTRODUCCIÓN: La hembra de Enterobius vermiculares  habitualmente deposita sus huevecillos en la piel de las márgenes del ano, cuando la persona está dormida, de este sitio la recogemos mediante cinta adhesiva transparente (diurex), que después observaremos al microscopio.

MATERIAL: 1.-Abatelenguas de madera 2.- Cinta adhesiva transparente 3.-Portaobjetos 4.-Lugol parasitológico 5.-Microscopio 6.-Tijeras

 ACTIVIDADES: Instrucciones al paciente: Presentarse por la mañana al laboratorio sin haberse bañado y sin haber defecado. Muestra: corte un fragmento de cinta adhesiva (diurex) de 8cm de longitud, fíjelo a un abatelenguas, dejando la superficie adherente hacia afuera aplique esta superficie en los márgenes del ano, después pegue la cinta adhesiva en la superficie de un portaobjetos corte el excedente de la cinta. Marque la identificación de la muestra en el portaobjetos con lápiz graso.

 

 

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PRÁCTICA No. 11 

TECNICA TECNI CA DE G RA HAM

Clave: PC-P13

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 41 de 65

 ACTIVIDADES: 1.- Con el microscopio examine la preparación en busca de los huevecillos de E nterobius nterobius verm vermicula icularis ris  

 

 

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PRÁCTICA No. 11 

TECNICA TECNI CA DE G RA HAM

Clave: PC-P13

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 42 de 65

REPORTE: 1.-Resultados del examen. 2.-Esquemas a color y rotulados de los parásitos encontrados. 3.- Análisis de resultados.

CUESTIONARIO: 1.- ¿Qué tipo de parásitos se diagnostica con la técnica de Graham?

2.-¿Cuáles son las precauciones que debes tomar antes y durante la toma de muestra?

 ANALISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS:

CONCLUSIÓN:

BIBLIOGRAFÍA:  Anote Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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PRÁCTICA No. 12

DIAGNÓSTICO DE PAR ÁSITOS SANGUÍNEOS DIAGNÓSTICO EXTENSIÓN EXTENSIÓ N FINA FINA Y G OT OTA A G RUESA

Clave: PARA-P14

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página:43 de 65

COMPETENCIA::  COMPETENCIA Maneja la terminología y técnicas parasitoscópicas para la identificación de protozoarios patógenos para el ser humano en el laboratorio de análisis clínicos. RAP 1. Utiliza los conceptos y clasificaciones básicas de los protozoarios patógenos para el ser humano  

INTRODUCCIÓN: Para efectuar el diagnóstico de Enfermedad de Chagas, Malaria y Úlcera de los chicleros entre otras, las preparaciones se hacen con sangre con o sin anticoagulante, por punción del lóbulo de la l a oreja o de la yema del dedo medio de la mano izquierda, en personas con signos y síntomas clínicos referentes a enfermedades parasitarias en sangre.  A través de técnicas hematológicas hematológicas es posible observar e identificar direct directamente amente alguna de las fases del ciclo de vida de las distintas especies de Plasmodium  (Malaria o Paludismo), Trypanosoma (enfermedad de Chagas) 

Leishmania (Úlcera de los chicleros), que nos permite obtener el diagnóstico definitivo de éstas parasitosis. Las técnicas de extensión fina y gota gruesa teñidas con Wright y Giemsa, permiten la diferenciación morfológica de distintas fases del ciclo de vida de éstos parásitos así como la m movilidad ovilidad que pueden presentar.

FUNDAMENTO: Los procedimientos microscópicos donde se emplea la extensión fina y la gota gruesa sirven para observar parásitos en sangre periférica en estadio de trofozoíto, esquizonte, gametocito, amastigote, tripomastigote, utilizando tinciones permanentes. PACIENTE Y RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA: Información general del paciente:  paciente:  Edad, sexo, área geográfica de procedencia, embarazo, tratamiento con fármacos y diagnostico presuntivo Recolección de la muestra.

       

El equipo debe de ser desechable y estéril. Toma de muestra. es directa por punción venosa o capilar Es importa importante nte identi identificar ficar la muestra (nombre, fecha, estudio a realizar realizar,, et etc.). c.). La muestra se transport transportara ara de inmediato al laboratorio en recipientes herméticos para que sea procesada en un tiempo no mayor a dos horas posteriores a la toma con el fin de asegurar la sobrevivencia del posible agente etiológico.   Condiciones de bioseguridad. bioseguridad . T Todas odas las muestras deben deb en ser manipuladas de “Alto Riesgo”. Riesgo”.  

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PRÁCTICA No. 12

DIAGNÓSTICO DE PAR ÁSITOS SANGUÍNEOS DIAGNÓSTICO EXTENSIÓN EXTENSIÓ N FINA FINA Y G OT OTA A G RUESA

Clave: PARA-P14

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

 MA TE R IA L :

1.-Proyector 2.-Pantalla 3.-Lanceta 4.-Torundas 4.-T orundas con alcohol  5.-Equipo de tinción de Giemsa o de Wright 6.-Muestras fijas  ACTIVIDADES: TÉCNICA DE GOTA GRUESA.

Una gota de sangre se extiende en un portaobjetos limpio y desengrasado

Se desfibrina la sangre con la punta de otro portaobjetos, con movimientos circulares vigorosos, hasta romper completamente completame nte los eritrocitos y cuidando que no interfiera la morfología del parásito

Se deja secar y posteriormente se tiñe con colorante de Giemsa o colorante de Writght. Se observa al microscopio en 10X, 40X y 100X aumentos

 

7.-PC 8.-Ligadura 9.-Portaobjetos 10.-Puente de tinción  11.-Microscopio 

Página: 44 de 65

 

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PRÁCTICA No. 12

DIAGNÓSTICO DE PAR ÁSITOS SANGUÍNEOS DIAGNÓSTICO EXTENSIÓN EXTENSIÓ N FINA FINA Y GOTA GR UES A  

Clave: PARA-P14

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 45 de 65

TÉCNICA DE EXTENSIÓN FINA.

Se deposita una gota de sangre en uno de  

Se deposita una gota de sangre en uno de los extremos del portaobjetos, y con el borde de otro portaobjetos se realiza la extensión de sangre.

Se mueve rápido este segundo portaobjeto el cual debe formar un ángulo aprox. de 45 grados.

Se deja secar y posteriormente se tiñe con colorante de Giemsa Giemsa o de Writght. Se observa al microscopio en 10X, 40X y 100X aumentos

TINCIÓN DE GIEMSA

Procedimiento: 1. Deje secar los frotis a temperatura ambiente. 2. Fije en forma vertical con una gota de me metanol tanol y esperar a que se seque. 3. Tiña con colorante de Giemsa durante 30 min. min. Con una dilución 1:10. 4. Lave al chorro del agua. 5. Deje secar a temperatura ambiente y observe al microscopio.

 

 

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28. 29.

PRÁCTICA No. 12

DIAGNÓSTICO DE PAR ÁSITOS SANGUÍNEOS DIAGNÓSTICO SANGUÍNEOS EXTENSIÓN FINA Y GOTA GOTA G RUESA

Clave: PARA-P14

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 46 de 65

El profesor mediante presentación en power point describe las principales formas observables en muestras sanguíneas de los protozoarios Try Trypa panos nos oma cruzi , Leis hma hmania nia m mexic exic ana, P las las modium s s p.  Finalmente observar al microscopio las muestras fijas proporcionadas, y las desarrolladas con la técnica de gota gruesa

REPORTE:

1.-Esquematiza las diferentes formas observadas de los protozoario sanguíneos  

CUESTIONARIO: 1.- ¿Que utilidad tiene la gota gruesa? 2.- ¿Qué utilidad tiene el extendido fino? 3.- ¿Por qué se debe deshemoglobinizar la muestra? 4.-Mencione tres diferencias microscópicas de especie del género Plasmodium.

5.- Colorea las zonas endémicas para Paludismo en la república mexicana  ANÁLISIS DE RESULTADOS. RESULTADOS.

CONCLUSIÓN:

BIBLIOGRAFÍA:  Anote Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario. 

 

 

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30.

PRÁCTICA No. 13

31.

INVESTIGACIÓN DE CAMPO

Clave: PARA-P15

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 47 de 65

COMPETENCIA: Realiza el estudio sobre frecuencia de parásitos intestinales en una escuela de su comunidad. Implementar un programa de pláticas para padres de familia, sobre la sintomatología, daños que ocasionan los parásitos intestinales así como las medidas profilácticas adecuadas para disminuir el riesgo de infestación. Realiza el examen coprológico de una muestra clínica, y describe todas las etapas de análisis, reportando el resultado en el formato que ha diseñado para tal fin.

METODOLOGÍA 1.- Se  Se  efectuaran platicas con los padres de familia del jardín de niños seleccionado, para darles a conocer los objetivos del trabajo que se está realizando así como las ventajas de hacer h acer el diagnostico co coproparasitoscópico proparasitoscópico a sus hijos. 2.- Se efectuara la capacitación de los alumnos participantes en el proyecto, para el desarrollo de la técnica de Faust así como la identificación de parásitos, primeramente la recibirán en las instalaciones del propio plantel y posteriormente se les capacitara en el aspecto del control de calidad de la identificación de las diferentes fases parasitarias en las instalaciones de la Escuela nacional de Ciencias Biológicas. 3.- Profesores y alumnos participantes impartirán pláticas a los padres de familia de los diferentes jardines de niños, señalando el procedimiento adecuado de recolección de las muestras de materia fecal. Así mismo se les dará información sobre las medidas profilácticas para evitar estas parasitosis. 4.4.- Alumnos  Alumnos y profesores participantes pasaran a recoger las muestras de materia fecal en el jardín de niños en las fechas establecidas, registrando los datos personales de cada niño para tener un control estricto de cada muestra, para posterior “Diódoro Antúnez  Antúnez Echegaray”. Echegaray ”.   procesamiento en las instalaciones del laboratorio de parasitología del C. E. C. y T. “Diódoro 5.5.- Se  Se procesaran las muestras por la Técnica de Faust en serie de tres, llevándose el registro de los resultados en bitácora adecuada con todos los datos necesarios para su posterior procesamiento estadístico. Las muestras positivas serán tratadas en su totalidad para obtener concentrados de las fases parasitarias encontradas, las cuales se clasificaran y se conservaran en solución MIF para su posterior uso con fines didácticos. 6.-  A través de un formato oficial y en un sobre cerrado dar a conocer, los resultados de cada uno de los análisis coproparasitoscópicos de cada niño que resulte positivo a cualquier parásito, se canalizará a la jurisdicción de salud para que se le proporcione el tratamiento farmacológico correspondiente. 7.- Del trabajo desarrollado por los alumnos participantes y de la información generada podrá ser utilizada parcial o totalmente para la elaboración de tesis y presentarla ante un jurado  

 

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32.

CENTRO DE ESTUDIOS CIENTÍFICOS Y TECNOLÓGICOS No. 15 “DIÓDORO ANTÚNEZ ECHEGARAY “  “  ACADEMICA DE: TÉCNICO LABORATORISTA CLÍNICO LABORATORIO DE: PARASITOLOGÍA CLÍNICA

33.

PRÁCTICA NO. 14 IDENTIFICACIÓN DE ARTRÓPHODOS DE IMPORTANCIA CLÍNICA  

Clave: PARA-P14 COMPETENCIA::  COMPETENCIA

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 48 de 65

Observar las diferencias morfológicas de los artróphodos de importancia clínica más comunes, para aprender a identificarlos.

INTRODUCCIÓN:

Los artrópodos son metazoos que se caracterizan por tener sus patas articuladas, simetría bilateral, cuerpo cubierto por quitina y dimorfismo sexual. Su morfología es muy variada y dependiendo de ella se puede establecer el grupo taxonómico al que pertenecen. Los animales de este phylum son segmentados, con simetría bilateral, el cuerpo incluido en una cubierta quitinosa rígida o exoesqueleto y llevan apéndices pares, articulados. El aparato digestivo está bien desarrollado. Los sexos están separados. Desde el punto de vista médico son importantes porque son vectores mecánicos o biológicos de algunos virus, bacterias, protozoarios y helmintos. Dentro de la clase insecta encontramos a los transmisores de enfermedades como malaria, tripanosomiasis americana, leishmaniasis, oncocercosis, dengue y fiebre amarilla, entre otras. Los artrópodos son capaces por sí solos producir al hombre y a los animales una gran cantidad de enfermedades aun sin transmitirle ningún agente infeccioso o parasitario, entre los principales ejemplos están las larvas de las moscas capaces de producir miasis. Las larvas de la pulga Tunga penetrans (nigua) que penetran en los pliegues interdigitales y producen una tungiasis, así mismo las picaduras frecuentes de los piojos producen una dermatitis llamada pediculosis, por chinches la cimiasis y la sarcoptosis (sarna) producida por el ácaro Sarcoptes scabiei. Los de interés médico pueden dividirse en dos grupos: aquellos que son auténticos parásitos, y los que por diferentes medios afectan la salud o al bienestar. CLASE CRUSTACEA CRUSTACEA:: Incluye formas acuáticas, como cangrejos, langostas, copépodos, gambas. Algunos son huéspedes intermediarios de parásitos humanos. CLASE QUILOPODA: QUILOPODA: Incluye a los ciempiés, caracterizados por tener un par de patas en cada segmento corporal. El primer par de apéndices está transformado en uñas venenosas. CLASE ARACHNIDA: Tienen ARACHNIDA: Tienen el cuerpo dividido en dos partes, llamadas cefalotorax y abdomen. Los adultos tienen cuatro pares de patas. Ejemplo, los escorpiones (alacranes), arañas, garrapatas y ácaros. Algunos producen veneno tóxico en diferente grado. Otros pueden transmitir patógenos. CLASE PENTASTOMIDA: PENTASTOMIDA: Incluye solo endoparásitos llamados gusanos lengua. Carecen de apéndices externos y poseen dos pares de ganchos cerca de la boca. Los adultos viven en el aparato respiratorio de vertebrados. En el hombre pueden formarse fases larvarias enquistadas. CLASE INSECTA INSECTA:: Incluye los artrópodos más importantes de importancia médica. Tienen el cuerpo dividido en tres partes: cabeza, tórax y abdomen. Poseen tres pares de patas. aplastados dorsoventralmente, ápteros.  

Orden Anoplura:

Son piojos chupadores,

 

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1.

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2.

PRÁCTICA NO. 14 IDENTIFICACIÓN DE ARTRÓPHODOS DE IMPORTANCIA CLÍNICA  

Clave: PARA-P14

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

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Orden Hemiptera:  Hemiptera:  Chinches verdaderas, ej: las de cama. Pueden ser ápteras o aladas. Los redúvidos (de nariz cónica) son vectores de Tripanosomas. Orden Coleoptera Coleoptera:: Son los escarabajos. Algunos son huéspedes intermediarios de céstodos. Tienen alas endurecidas. Orden Hymenoptera: Incluyen Hymenoptera: Incluyen hormigas, abejas, avispas. Son importantes por el veneno de sus aguijones. aguij ones. Algunas hormigas son huéspedes intermediarios de un cestodo. Orden Diptera: Diptera: Con un par de alas a las auténticas, incluye moscas y mosquitos. Algunas larvas de moscas son parásitas del hombre y de animales y los mosquitos transmiten diferentes patógenos. La picadura de alacranes y arañas son capaces de introducir al hombre y animales sus venenos altamente tóxicos y producir enfermedad grave y muchas veces la muerte. También la picadura de abejas, avispas y hormigas pueden agredir fuertemente al hombre induciendo reacción de hipersensibilidad severa.

MATERIALES Y METODOS. 1.- Haga observaciones macroscópicas (a simple vista) de artrópodos montados m ontados en preparaciones permanentes.  A continuación véalos con el microscopio estereoscópico. Los más pequeños puede observarlos bajo el microscopio compuesto. Haga dibujos detallados anotando los nombres de las partes del cuerpo y el nombre científico correspondiente de cada ejemplar, acompañado del nombre popular. Compare y discuta las similitudes y diferencias. 2. Improvise una red para cazar cazar artrópodos en la forma siguiente: siguiente:

con un gancho de alambre (de (de los usados para

colgar ropa) forme un círculo y sujételo a un palo de escoba o similar. Con un pedazo de manta de cielo cosa un cono y amárrelo al círculo de alambre. Haga una excursión al campo y colecte artrópodos con la red fabricada. fabricada. Llévelos al laboratorio y clasifíquelos.

REPORTE: 1.-Esquematiza las diferentes formas observadas de los Artróphodos de importancia im portancia clínica CUESTIONARIO:   1.- Investigue en la biblioteca los datos sobre los artrópodos más comunes importantes en México, ya sea como parásitos o como animales venenosos, que incluya arácnidos e insectos y su distribución  

CONCLUSIÓN: Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y reso resolver lver el cuestionario. BIBLIOGRAFÍA:  Anote  

 

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3.

Clave: PARA-P16

 ANEXO No.1 PREPARACIÓN DE REACTIVOS

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 50 de 65

COMPETENCIA: el COMPETENCIA:  el alumno aprenderá a preparar los reactivos que utilizara en las prácticas de parasitología, conocerá sus características y propiedades, además de su aplicación en las distintas técnicas coproparasitoscópicas que realizara posteriormente. MÉTODO DE PREPARACIÓN CHARLES I Solución salina al 0.85% Formol comercial

90 ml 10 ml

Mezclar las dos soluciones. Se envasa en frascos con tapón de hule. CHARLES II  Ácido (cristalizado) Formolcítrico comercial  Agua Destilada

2 ml gr 12 86 ml

Mezclar el ácido cítrico con el formol y el agua, homogenizar. Guardarlo en frascos con tapón de hule. EMULSIÓN A Formol comercial  Alcohol caprílico  Aceite esencial de pino  Aceite de ricino sulfonado  Agua destilada

10 ml 02 ml 02 ml 01 ml 85 ml

Homogenizar todos los ingredientes. Guardar en frascos transparentes con tapón de hule. LUGOL (parasitológico) SOLUCIÓN MADRE Yoduro de potasio Yoduro metálico (cristal)  Agua destilada

10 ml 05 ml 85ml

Se disuelve el yoduro en el agua destilada y enseguida se agrega el yodo, se agita para homogenizar. Se guarda en frasco ámbar. No importa que quede exceso de yodo en el fondo. MIF (Colorante fijador) Merthiolate formaldehido Formaldehido Glicerol

200 ml 25 ml 05 ml

 Agua destilada  

250 ml

 

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CENTRO DE ESTUDIOS CIENTÍFICOS Y TECNOLÓGICOS No. 15 “DIÓDORO ANTÚNEZ ECHEGARAY “  “  ACADEMICA DE: TÉCNICO LABORATORISTA CLÍNICO LABORATORIO DE: PARASITOLOGÍA CLÍNICA  ANEXO No.1 PREPARACIÓN DE REACTIVOS

Clave: PARA-P16

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

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Disolver el merthiolate en el agua, agregar el formaldehido y el glicerol. Se guarda en frascos ámbar. Puede conservarse hasta un año REACTIVO DE FAUST Sulfato de zinc heptahidratado  Agua destilada

333 gr

1000 ml Be, agregando más agua o mas sulfato. Debe rectificarse Se disuelve el sulfato en el agua. Se mide la densidad y se ajusta a 1.18 Be, la concentración cada mes. SOLUCION DE FENOL AL 5%  Acido fenico

5 gr

 Agua destilada 95 ml Disolver el fenol en un poco de agua, aforar a 100 ml. Guardar en un frasco ámbar. El acido fenico es corrosivo. SOLUCION DE FORMOL AL 10% Formol  Agua destilada

10 ml 90 ml

Disolver el formol en el agua y guardar en frascos con tapón hermético no metálico. SOLUCION DE HIPOCLORITO DE SODIO AL 5% Hipoclorito de Sodio (13%)  Agua destilada

400 ml 600 ml

Disolver el hipoclorito en agua. Se usa como desinfectante SOLUCION SALINA ISOTONICA Cloruro de sodio  Agua destilada

8.5 gr 1000 ml

Se disuelve el cloruro de sodio en el agua y se afora a 1000 ml.

Trabajo práctico: Que el alumno realice los cálculos correspondientes sobre la cantidad de cada reactivo. Que el alumno lleve a cabo la preparación prep aración de cada uno de los reactivos.

 

 

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 A MIB A E N FFRR E S C O Y CITOLOGÍA CITOLOGÍA E N M MOCO OCO FECA L

Clave: PARA-P4

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 52 de 65

COMPETENCIA:  Ejecuta la Técnica de Amiba en fresco, Técnica directa y citología c itología en moco fecal, para la búsqueda de trofozoitos, como parte de las pruebas rápidas de identificación.

INTRODUCCIÓN:

TÉCNICA DE AMIBA EN FRESCO. 1.- Tomar la muestra del recto por rotación delicada con un hisopo o una cucharilla rectal solo una vez o la muestra directamente recién emitida ya sea del pañal al revés o de un frasco 2.- Colocar el hisopo en un tubo de ensayo con 2 o 3 mL de formol al 10% (En caso de que la muestra sea tomada en casa, colocar el hisopo en tubo de ensayo con 2 o 3 mL de solución salina y ser llevada inmediatamente al laboratorio) 3.- colocar una gota del tubo en un portaobjetos y observar al microscopio a 10x y 40x (Si la muestra se toma del tubo con sol salina, rotar el hisopo en una laminilla y observar al microscopio a 10x y 40x, buscar la presencia de trofozoitos los cuales son móviles)

MATERIAL: 1.- Aplicadores de madera o varilla de vidrio con el extremo romo. 2.- Porta objetos de 26x76 mm 3.- Cubre objetos de 22x22 mm 4.- Microscopio óptico (de preferencia con micrómetro ocular)   Reactivos 5.- Solución salina isotónica al 0.85% 6.- Lugol parasitológico 

 

 

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 A nex nexo o2  A MIB A E N FFRR E S C O Y CITOLOGÍA CITOLOGÍA E N M MOCO OCO FECA L

Clave: PARA-P4

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 53 de 65

 ACTIVIDADES: Técnica: 1. Coloca una gota de solución salina en el extremo izquierdo izquierdo del portaobjetos y u una na gota de Lugol (solución (solución de trabajo) en el lado derecho, 1 cm del borde del portaobjetos.

2. Con el extremo del aplicador de madera o la varilla de vidr vidrio io (con extremo romo) coloca una muestra de 2 mg aproximadamente, y mezcla con la solución salina hasta homogenizar homogenizar..

Elimine con un el aplicador de madera 3. Coloca cubreobjetos de 22 xdetritos 22 mm.que dificulten que el cubreobjetos se deposite horizontalmente. 4. Repetir la operación en la gota de lugol para para mejorar la observación de las estructuras. estructuras.

 

 

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 A nex nexo o2  A MIB A E N FFRR E S C O Y CITOLOGÍA CITOLOGÍA E N M MOCO OCO FECA L

Clave: PARA-P4

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 54 de 65

Examinar al microscopio el área total del cubreobjetos con el objetivo de 1 10x, 0x, si se observa cualquier estructura sospechosa se puede examinar con el objetivo a 40x para confirmar la observación. TECNICA DE CITOLOGIA EN MOCO FECAL

1

El Alumno deberá tomar la muestra con un hisopo buscando en el pañal mucosidad y de ahí hacer un frotis.

2

En el caso de paciente adulto tomar de la muestra buscando moco y realizar el frotis.

3

Ya teniendo el frotis se tiñe con azul de metileno de loeffer dejándolo actuar por 3 minutos.

4 Leer al microscopio a inmersión (100x + aceite de inmersión) y realizar la búsqueda de leucocitos poliformonucleares y mononucleares.

5 Se reportará como positivo de acuerdo a las cantidades de polimorfo nucleares o mononucleares que hay por campo.

 

 

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 A nex nexo o2  A MIB A E N FFRR E S C O Y CITOLOGÍA CITOLOGÍA E N M MOCO OCO FECA L

Clave: PARA-P7

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 55 de 65

REPORTE: 1.-En el examen con solución salina se informara la presencia de trofozoítos. Por ejemplo: trofozoítos de Entamoeba

histolytica, Giardia lamblia, Trichomonas hominis y Balantidium coli , mientras que la preparación teñida con lugol se busca la presencia de Ooquistes, quistes, huevos y larvas de helmintos. 2.-Resultados del examen microscópico directo. 3.-Resultados de la citología en moco fecal 4.-Esquemas a color y nombre técnico de los parásitos encontrados. 5.-Análisis de resultados.

CUESTIONARIO: 1.- ¿En qué tipo de pacientes se recomienda practicar la técnica de Amiba en fresco? 2.-¿Qué tiempo debe transcurrir para analizar una muestra diarreica con la l a finalidad de identificar Trofozoitos? 3.- ¿Es suficiente procesar solo una muestra de materia fecal para el diagnóstico de parásitos int estinales? 4.- ¿Cuándo un diarrea es provocada por un agente bacteriano que tipo de células son las predominantes en un citología en moco fecal? 5. - ¿Con la citología en moco fecal es suficiente para determinar si la diarrea es bacteriana o viral y que estudios recomendarías?

 ANÁLISIS DE RESULTADOS: RESULTADOS:

CONCLUSIÓN: BIBLIOGRAFÍA:  Anote la bibliografía que consultó, para estudiar sobre la práctica y resolver el cuestionario.

 

 

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TABLAS DE IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE PARÁSITOS

Clave: PARA-P18

 

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 56 de 65

 

 

 

 

 

 

 

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TÉCNICAS COPROPARASITOSCÓPICAS  COPROPARASITOSCÓPICAS 

Clave: PARA-P18

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 60 de 65

COMPETENCIA: Realiza técnicas coproparasitoscópicas para para el diagnóstico de los parásitos coprozoicos o intestinales de interés clínico. INTRODUCCIÓN: Para efectuar el diagnostico de las parasitosis intestinales se requiere del análisis de la materia fecal pudiendo ser un examen coprológico o un examen coproparasitoscopico. Examen macroscópico o físico Examen químico Examen microscópico El examen en fresco (la muestra es diluida con solución salina 0.85%) es útil para la búsqueda de trofozoítos con movilidad. La técnica directa (la muestra es diluida con lugol) es útil en poblaciones con alta densidad de parásitos. Las técnicas de concentración son necesarias para el hallazgo de formas parasitarias en poblaciones con baja densidad de parásitos. El método de flotación Faust favorece el hallazgo de la mayoría de las formas parasitarias que son excretadas en la materia fecal, mientras que el método de concentración por sedimentación es recomendable para el hallazgo de formas parasitarias de helmintos (huevos operculados, como los de Fasciola hepatica). Las técnicas utilizadas con más frecuencia son: TECNICAS CUALITATIVAS Métodos Observaciones DIRECTO(En fresco).-Útil para detectar trofozoítos, no requiere centrifugación, y es el procedimiento de elección en pacientes pediátricos. Concentración por flotación espontanea (Willis).-No requiere centrifugación, útil para el hallazgo de formas parasitarias con baja densidad. (No es útil para Cestodos y Trematodos.) Concentración por flotación flotación centrifugación (Faust).-El más accesible y comúnmente usado en la mayoría de los laboratorios, útil en el diagnóstico de la mayoría de las parasitosis quistes de protozoarios, larvas y huevos de helmintos. Concentración sedimentación (Charles).- Especialmente para detectar huevecillos de trematodos, debe hacerse a la parpor de una técnica de flotación Concentración por sedimentación centrifugación (Ritchie).-Especialmente útil para detectar huevecillos de trematodos debe hacerse a la par de una técnica de flotación. TÉCNICAS CUANTITATIVAS Métodos Observaciones Directo o del frotis grueso (Kato y Miura).-Muy accesible y sencillo. Solo útil para detectar huevecillos de helmintos. Dilución (Stoll).- Ampliamente experimentado. No requiere centrifuga Concentración por flotación centrifugación (Ferreira).-Recomendable. Requiere material y equipo especial. TECNICAS ESPECIALES Métodos

Observaciones

Amiba en fresco.-Útil para la diferenciación de las amibas  

 

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TÉCNICAS COPROPARASITOSCÓPICAS COPROPARASITOSCÓPICAS  

Técnica de Graham.-Útil en la detección de Enterobius vermicularis Tamizado de heces.-Particularmente útil en detección proglotidos de Tenias. Concentración por Termotropismo (Baermann).Útil endedetección de larvas. Cultivo (Harada - Mori).-Específico para la obtención de larvas y su diferenciación de especies. Xenodiagnóstico.-Útil en la detección de la Tripanosomiasis INDICACIONES PARA LA RECOLECCIÓN DE LA MUETRA Sin perder de vista que en la etapa pre-analítica del control de calidad la toma de muestra es una de las actividades de mayor importancia, ya que de ésta dependerá en gran medida el éxito del resultado, además debemos recordar que en general el paciente es quien realiza la toma de muestra y la traslada al servicio de laboratorio, de tal forma que el personal del servicio debe asegurar que las instrucciones al paciente sean perfectamente entendidas para contar con la muestra de materia fecal ideal para el diagnóstico. RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA 1.- Obtenga la materia fecal sobre un recipiente seco y limpio. Los frascos deben reunir las siguientes características: Limpios (no necesariamente estéril). Seco. De boca ancha. Tapa hermética (evitar derrames accidentales y mantener la humedad dentro del espécimen). Con ayuda de una cuchara de plástico (o de un abate lenguas de madera) pase un poca a uno de los 3 frascos que se le proporcione, hasta la marca. Si observa la presencia de moco y de sangre ccoloque oloque la muestra de esta parte 2.- Generalmente los laboratorios solicitan tres muestras, cualquiera que sea el caso ponga una muestra en cada uno de ellos de días diferentes (un frasco para cada día de preferencia un día sí y un día no que no exceda de 10 días). 3.- Si se tiene diarreas deposítela sobre un recipiente de plástico y si es bebé coloque el pañal al revés (por el lado del plástico) de ahí tome la muestra y llévelo inmediatamente al laboratorio. 4.- La muestra puede ser de cualquier hora del día sin usar supositorios. 5.- Se sugiere no tomar anti diarreicos (peptobismol, kaopetate, imodium, porque altera la muestra) 6.- Si la muestra la obtiene en la noche, recoléctala en un frasco, guárdela dentro de una bolsa de plástico en un lugar fresco, de preferencia en el refrigerador a 4°C 7.- Lleve su muestra al laboratorio lo más pronto posible. Si la muestra ya no contiene conservador (dos partes de formol por una de muestra). Puede ir al laboratorio cuando tenga las 3 muestras recolectadas. Asegure que la muestra este perfectamente homogenizada con el preservativo (formol al 10%), en el caso de que el laboratorio proporcione al paciente los frascos con conservador. Asegurar que los envases de la muestra estén cerrados correctamente para evitar escurrimientos. ETIQUETADO DE LA MUESTRA La muestra debe identificarse con los siguientes datos: Nombre completo del paciente, edad, sexo, fecha de recolección, Tipo de estudio

 

 

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TÉCNICAS COPROPARASITOSCÓPICAS  COPROPARASITOSCÓPICAS  Conservación de la muestra: El paciente debe llevar al laboratorio su muestra a la brevedad, otra alternativa es conservar la muestra en un lugar fresco, o bien en refrigeración (alrededor de 4 grados centígrados). Si no es el caso, es recomendable el uso de fijadoresDE (formol al 10%), el tiempo de conservación no debe rebasar las 72 hrs., a su deposición. IMPORTANCIA LOS CONSERVADORES La muestra al ser colocada por el paciente con cualquier preservativo después de la obtención permite conservar la morfología de los protozoarios y prevenir el desarrollo de algunos huevos, larvas de helmintos y observar quistes de lagunas amibas, (se agrega un volumen de la muestra en los 3 volúmenes del preservativo) VENTAJAS Y DESVENTAJAS DE LOS FIJADORES Y CONSERVADORES MÁS COMUNES: Formaldehido (sinónimo de formalina, formol al 10%) Comercialmente su concentración es alrededor de 37%, ésta se debe considerar el 100% para el cálculo de preparar una solución al 10% VENTAJAS Utilizado para la preparación y fijación de la muestra de usos múltiple. Fórmula clásica para técnica estándar de concentración (método de Ritchie). De fácil preparación Vida útil larga Buena conservación de fases infectantes de huevos de helmintos, larvas, quistes de protozoarios y quistes de coccidios. Es útil para conservar muestras que serán analizadas por inmunoensayos para Giardia lamblia y Cryptosporidium parvum. DESVENTAJAS No es conveniente para algunas tinciones permanentes como la tricromía. Preservación inadecuada de la morfología de los trofozoítos de protozoarios. Puede interferir con reacción en cadena de la polimerasa (PCR), especialmente después del tiempo extendido de la fijación. Se ha observado que el formol al 10% (diluido en solución amortiguadora) tiene mejor actividad al conservar las estructuras de los parásitos. EXAMEN FÍSICO O MACROSCÓPICO •  COLOR: Normalmente y con dieta mixta, la deposición es de color pardo o marrón más o menos oscuro en adultos, oscureciéndose a medida que pasa el tiempo expuesta al aire. Marrón: es el color habitual Verde: puede debido a la ingesta (verduras, medicamentos…) o la presencia de biliverdina (rapidez del tránsito intestinal, diarreas infantiles) Rojo: debido a la ingesta (betabel) o a la existencia de hemorragias próximas al ano. Negro: debido a la ingesta (morcilla, espinacas), a los medicamentos (carbón, hierro, bismuto) o a hemorragias internas (heces pastosas, melenas) Blanco: debido a la ingesta (leche, bario, caolín…) o a la ausencia de bilis fundamentalmente Amarillo: debido a ingesta (régimen lácteo) o a diarreas de fermentación hidrocarbonada. •  CONSISTENCIA: Las heces pueden presentar 3 consistencias. Pastosas o formadas Semidiarreicas o semilíquidas  

 

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TÉCNICAS COPROPARASITOSCÓPICAS COPROPARASITOSCÓPICAS   Diarreicas o liquidas. •  ELEMENTOS: Pueden estar presentes en la materia fecal diversos elementos tales como: Sangre: La sangre en forma de estrías en la superficie indica hemorroides o anormalidades anales. La sangre rápido en la materia fecal tambiéndel seestómago debe a anormalidades colon. el tránsito intestinal es lo suficiente la sangre proviene y el duodenoantes es dedel color rojo Si brillante u obscuro. Moco: Gelatinoso y cristalino. Sanguinolento. Con pus. Opaco. PARÁSITOS MACROSCÓPICOS O VISIBLES COMO HELMINTOS: Ascaris lumbricoides, Enterobius vermicularis, Trichuris trichiura, proglotidos de Taenia spp., Diphillobothrium latum, Dipylidium caninum, etc. •  OLOR: El olor obedece principalmente a los productos de acción bacteriana y éste puede variar de persona a persona dependiendo de la microbiota presente y el tipo de alimentación, los productos odoríferos son el indol, mercaptanos, escatol y ácido sulfhídrico. Según la ingesta: Inodoro: meconio Aumentado: comida rica en carne y pescado Débil: dieta vegetariana y láctea Ligeramente agria: niños de pechos Sui generis fecaloide normal Pútrido (olor a amoniaco): Debido a la flora proteolítica aumentada. Provoca diarreas de putrefacción (heces alcalinas y gases) Agrio penetrante o rancio: Debido a la flora sacarolítica aumentada. Provoca diarreas de fermentación (heces acidas y gases) Nauseabundo: Debido a la descomposición de tejidos, ocasionada por carcinomas, úlce ras… ras…   EXAMEN MICROSCÓPICO Durante la realización del examen microscópico podemos identificar lo siguiente: Trofozoitos y quistes de protozoos intestinales. Ooquistes de coccidios y esporas de microsporidios. Huevos y larvas de helmintos. Glóbulos rojos que pueden indicar una ulceración u otros problemas hemorrágicos. Leucocitos especialmente: Polimorfo nucleares, que pueden indicar una inflamación. Eosinófilos que están presentes en la respuesta inmunitaria en el intestino, no necesariamente a parásitos. Macrófagos que pueden estar presentes en infecciones parasitarias. Cristales de Charcot-Leyden. Relacionados a la degranulación de eosinófilos.

 

 

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Clave: PARA-P19

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 64 de 65

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  Brown, H.W. Parasitología Clínica. Edit. Interamericana. México. 2000

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Clave: PARA-P19

Revisión: 21/01/2019

Fecha de emisión: 4/02/2016

Página: 65 de 65

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INSTI STITUT TUTO O POLI POLIT T CN CNIC ICO O NACIO NACIONA NAL L IN SECRETARÍA ACADÉMICA DIRECCIÓN DE EDUCACIÓN MEDIA SUPERIOR CENTRO DE ESTUDIOS CIENTÍFICOS Y TECNOLÓGICOS 15 “DIÓDORO ANTÚNEZ ECHEGARAY” ECHEGARAY”   Área de Materias Tecnológicas y Especialidad Carrera de Técnico Laboratorista Clínico

MANUAL DE PARASITOLOGÍA CLÍNICA