154 Guia de Diagnostico de Malaria

 

  ESTADO PLURINACIONAL DE BOLIVIA MINISTERIO DE SALUD Y DEPORTES  

Guía Práctica del Diagnóstico de la Malaria

154

Movilizados por el Derech Derecho o a la Salu Salud d y l a Vid Vida a Serie: Se rie: Documento s Técnic Técnic o  – Normativos LA PAZ- BOLIVIA 2010

 

 

 

ESTADO PLURINACIONAL PLURINACIONAL DE BOLIVIA MINISTERIO DE SALUD Y D EPORTES

154   154

Práctica delGuía Diagnóstico de la Malaria

Movilizados por el Derecho a la Salud y la Vida Serie: Documentos Documentos Técnico Normativos LA PAZ- BOLIVIA 2010

 

 

“GUÍA

R.M. : Nº Depósi De pósi to legal: ISBN: Elaborado Elabora do por: Equipo técnico:

PRÁCTICA DEL DIAGNÓSTICO DE LA MALARIA” 

Dra. A. Magdalena Jiménez L. (Consultora Nacional MSH/SPS) Dra. Arletta Añez (Consultora Nacional OPS/OMS) Dr. Jorge Aruni (Responsable Laboratorio Nacional de Referencia de Diagnóstico de Malaria INLASA) Dr. Juan Carlos Arraya (Responsable Estrategia de Vigilancia y Control de la Malaria y Dengue Ministerio de Salud y Deportes)

Edición:

La Paz: Control E.T.V. s Malaria - Dengue Dengue Unidad de Epidemiología Epidemiología Servicios de Salud Comité de Identidad Institucional y Publicaciones Deportes 2010.

Dirección General de Ministerio de Salud y

©Ministerio de Salud y Deportes 2010  Apoyo técnico y edición de este este documento brinda brindado do por la Iniciativa Amazónica con contra tra la Malaria, IAM, Management Science for Health/Strategic Pharmaceutival System (MSH/SPS) y a la Organización Panamericana y Mundial de la Salud (OPS/OMS). Esta publicación es propiedad del Ministerio de Salud y Deportes de Bolivia, se autoriza su reproducción, total o parcial, a condición de citar la fuente y propiedad Impreso en Bolivia  

 

AUTORIDADES DE SALUD NACIONALES Dra. Sonia Polo Andrade MINISTRA DE SALUD Y DEPORTES Dra. NilaDE Heredia Miranda VICEMINISTRO SALUD Y PROMOCIÓN Dr. Roberto Suarez Ojopi VICEMINISTRO DE MEDICINA TRADICIONAL E INTERCULTURALIDAD Sr. Miguel Angel Rimba VICEMINISTRO DE DEPORTES Dr. Jaime Choque Cortes DIRECTOR GENERAL DE SERVICIOS DE SALUD Dr. Sergio Mollinedo Pérez JEFE UNIDAD DE EPIDEMIOLOGÍA Dr. Juan Carlos Arraya Tejada RESPONSABLE NACIONAL ESTRATEGIA DE VIGILANCIA Y CONTROL DE LA MALARIA Y DENGUE

PRESENTACIÓN  

 

El Plan Estratégico del Programa Nacional de Vigilancia Vigilancia y Control de la Malaria para el período 2008-2012 establece como meta disminuir la morbimortalidad relacionada a la malaria en por lo menos 50% respecto a la situación 2007 y así cumplir con los objetivos del milenio antes del 2015. Bajo este contexto se ha identificado una necesidad muy sentida referida al mejoramiento de la calidad del diagnóstico microscópico de la malaria a nivel nacional. naci onal. Para este fin, se ha actualizado el documento “Guía Práctica del Diagnóstico de la Malaria”. Este documento tiene mucho valor en esta etapa del control de la malaria en Bolivia, ya que permitirá mejorar la calidad del diagnóstico de la malaria realizado por los técnicos de vectores y microscopistas que trabajan en condiciones precarias en área rural de zonas endémicas de todo el país. Este documento ha sido revisado por los actores claves de los laboratorios de II y III nivel de las zonas endémicas de malaria bajo el liderazgo del laboratorio de nivel IV-Laboratorio Nacional de Referencia de Diagnóstico de Malaria de el INLASA, con el fin de estandarizar los procedimientos operativos normados por el Ministerio de Salud y Deportes. La actualización de esta guía constituye un hecho muy pertinente para la Estrategia de Vigilancia y Control de la Malaria a nivel central como a nivel regional y local por que su implementación va ha permitir realizar control de calidad por el personal del nivel inmediatamente superior. Estamos seguros que la “Guía Práctica del Diagnóstico de la Malaria” permitirá brindar a todos los usuarios del sistema de salud un mejor servicio. s ervicio.

Dra. Sonia Polo Andrade MINISTRA DE SALUD Y DEPORTES

RESOLUCIÓN MINISTERIAL No…..  

 

VISTOS Y CONSIDERANDO: Que, la nueva Constitución Política del Estado Plurinacional de Bolivia establece en los artículos 35 al 45, que El Estado, en todos sus niveles, protegerá el derecho a la salud, promoviendo políticas públicas orientadas a mejorar la calidad de vida, el bienestar colectivo y el acceso gratuito de la población a los servicios de salud; que el Estado tiene la obligación indeclinable de garantizar y sostener el derecho a la salud, que se constituye en una función suprema y primera responsabilidad financiera. Se priorizará la promoción de la salud y la prevención de las enfermedades; El Estado garantizará el acceso de la población a los medicamentos. El Estado garantizará la participación de la población organizada en la toma de decisiones, y en la gestión de todo el sistema público de salud. Que el Código de Salud, en sus artículos 2º y 3º, señalan que la salud es un bien de interés público y que corresponde a la Máxima Autoridad de Salud, la definición de las políticas de salud, la formación, planificación planificación,, control y coordinación de todas las actividades en todo el territorio nacional; Que, el control y vigilancia de la Malaria constituye constituye una prioridad en todo el territorio del país, en cuyo marco la Estrategia de Vigilancia y Control de la Malaria, viene realizando todos los esfuerzos a su alcance para cumplir los Objetivos del Milenio antes del 2015. Que, la tendencia de situación epidemiológica de la malaria a nivel nacional en los tres últimos años es claramente descendente gracias al accionar del personal de salud involucrado a nivel de toda la zona endémica. Que, es fundamental mantener los logros alcanzados en estos cuatros últimos años y fortalecerlos para poder controlar la malaria por debajo de una Incidencia Parasitaria Anual (IPA) menor a 2 x 1000 habitantes en la zona endémica hasta antes del 2015 y erradicar la malaria por Plasmodium falciparum para esa fecha. POR TANTO: La Señora Ministra de Salud y Deportes, en atribuciones a la Ley 3351 de Organización del Poder Ejecutivo de 21 de febrero de 2006; RESUELVE: PRIMERO.- Aprobar la “GUÍA PRÁCTICA DEL DIAGNÓSTICO DE LA MALARIA" para su aplicación en el ámbito nacional, el mismo que tiene como objetivo objetivo general disminuir disminuir la malaria en más de 50% para fines del 2012 y erradicar la malaria por P. falciparum para fines de 2015. SEGUNDO.La Unidaddede Red Epidemiología, Epidemiolog la Estrategia de Vigilancia y Control de lay Malaria, Departamentales de Salud, Gerencias y todosía,los establecimientos de salud pública privada,Servicios quedan Departamen encargadostales del cumplimiento de la presente Resolución. Regístrese, hágase saber  y  y archívese. ar chívese.

Índice  

 

Capítulo 1. Método de Diagnóstico Parasitológico Directo ............................................................................... 11 1.1 Procedimien Pro cedimiento to de la to toma ma de muestra ................. .................................... ...................................... ...................................... ...................................... ................................. .............. 1.2 Procedimiento Técnico de muestra hemática................................................................................................ 1 a) Técnica de Tinción Romanow Romanowsky sky .................................... ....................................................... ...................................... ....................................... ....................................... ....................... .... 1 b) Técnica de Tinción Giemsa ................. .................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ................................. .............. 1 1.3 Calidad C alidad de la Gota Gruesa ................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... .............................. ........... 1 1.4 Calidad del Frotis ................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ....................................... ........................... ....... 1 1.5 Criterios del Diagnóstico Microscópico de Malaria........................................................................................ 1 1.6 Identificació Ide ntificaciónn Microscóp Microscópica ica del Parásito Pa rásito .................... ....................................... ...................................... ...................................... ....................................... ........................... ....... 1 1.7 Características Microscópicas del Plasmodium falciparum ................... ...................................... ...................................... .................................... ................. 1 1.8 Características Microscópicas del Plasmodium vivax ..................................... ........................................................ ....................................... ........................... ....... 1

Capítulo 2. Determinación de la densidad parasitaria........................................................................................ 2 2.1 Método semicuantitativo por cruces o método simple .................................................................................. 2 2.2 Cálculo del número de parásitos por microlitro de sangre en gota gruesa ................................................. 2  Descripció scripciónn ddel el M Microscop icroscopio io óptico ................................. .................................................... ...................................... ....................................... ........................... ....... 2 Capítulo 3. De 3.1 Aspectos Gener Generales ales ................................. .................................................... ...................................... ...................................... ...................................... ....................................... ........................... ....... 2 3.2 Guía Gu ía ddel el manejo del microscop microscopio io óóptico ptico ................................. .................................................... ...................................... ...................................... ................................. .............. 2 3.3 Mantenimiento Manteni miento y cu cuidado idado ddel el micr microscopio oscopio óptico ó ptico .................. ..................................... ...................................... ...................................... ................................. .............. 2

Capítulo 4. Pruebas de Diagnóstico Rápido de la Malaria ................................................................................ 2 4.1 Fundamento de las Pruebas Rápidas para el Diagnóstico de la Malaria .................................................... 2

Capítulo 5. Contro Controll de Calida Calidadd ......... ............................ ...................................... ....................................... ....................................... ...................................... ...................................... ..................... 3 5.1 Metodología de la Evaluación Externa del Desempeño (EED ..................................................................... 3 5.2 Metodología del Control de Calidad Indirecto (CCI) ..................................................................................... 3 5.3 Análisis de los resulta resultados dos .................. ..................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ................................. .............. 3 5.3.1 Análisis de los resultados de la calidad diagnóstica .................................................................................. 3 5.3.2 Análisis de los resultados de la calidad técnica ......................................................................................... 3

Anexos Form.1 Formulario EED ................. .................................... ...................................... ...................................... ...................................... ....................................... ....................................... ....................... .... 37 Form. 2 Formulario CCI .................. ..................................... ...................................... ...................................... ...................................... ....................................... ....................................... ....................... .... 40

Bibliografía

 

 

Abreviaciones

 

AMI

Iniciativa Amazónica de Lucha contra la Malaria

C CC CCI DP ENVCM EED GG INLASA LNRDM MS y D MSH Mx OPS

Control Control de Calidad Control de Calidad Indirecto Densidad Parasitaria Estrategia Nacional de Vigilancia Vigilancia y Control de la Malaria Evaluación Evaluació n Externa del Desempeño Gota Gruesa Instituto Institu to Nacional de Laboratorios Laborato rios de Salud Laboratorio Nacional de Referencia de Diagnóstico de Malaria Ministerio Ministeri o de Salud y Deportes Deporte s Management Manageme nt Sciences for Health Infección Infecci ón Mixta Organización Panamericana de la Salud

OMS P Pv Pf SPS PDR´s SGCDM

Organización Mundial de la Salud Plasmodium Plasmodium vivax Plasmodium falciparum

Strengthening Strengt hening Pharmaceutical Pharmaceut ical Systems Pruebas de Diagnóstico Diagnósti co Rápido Sistema de Gestión de Calidad del Diagnóstico Diagnósti co de Malaria

 

Capítulo Nº1 Método de Diagnóstico Parasitológico Directo Gota gruesa/frotis sanguíneo El diagnóstico parasitológico de malaria, clásico, directo y específico es el método de la gota gruesa y extendido sanguíneo (frotis) con una sensibilidad del 92-98% y especificidad del 85-99%. Este método se basa en la demostración de la presencia y definición de la especie del Plasmodium spp .

a) Gota Gruesa. Es un procedimiento técnico de concentración, relacionado con la sensibilidad del diagnóstico microscópico y que facilita la detección de parásitos en un volumen determinado de sangre. La gota gruesa está conformada por numerosas capas de células sanguíneas, en la que mientras más células concentradas exista, existirá una mayor probabilidad de detectar al parásito. Este procedimiento, comprende la eliminación de la hemoglobina (que retiene el colorante) a través de la deshemoglobinización que facilitara la detección de los parásitos que pudieran estar presentes en el interior de algunas células sanguíneas, principalmente cuando se tratan de densidades parasitarias bajas. La gota gruesa, es también un procedimiento que sirve para la cuantificación de la densidad parasitaria. b) Frotis o extendido sanguíneo. Es un procedimiento técnico con el que se separan los elementos formes de la sangre en una capa delgada de células separadas entre sí, las cuales una vez coloreadas facilitaran la observación de las características morfológicas de los parásitos presentes en el interior de los glóbulos rojos, sobre todo permitirá identificar la especie del parásito y otras características relacionadas con los estadios y especie de los mismos.

1.1 Procedimientos de la toma de muestra. Materiales: Laminas porta-objetos limpios. Torundas de algodón Alcohol medicinal Lancetas de punción descartables Formulario de Registro Individual para malaria Lápiz negro blando.

    A     I     R     A     L     A     M     A     L     E     D       O     C     I     T     S     N     G     A     I     D     L     E     D     A     C     I     T     C

Foto Nº 1: Material para la toma de muestra

 

    R     P     A     U     G

 

· 

Después que los datos del paciente han sido registrados en forma apropiada en el formulario de registro individual para malaria, se deberá proceder de la siguiente manera:

· 

Preparar previamente los insumos y materiales necesarios para la toma de la muestra hemática, 2 muestras por paciente, torundas de algodón secas y embebidas en alcohol, portaobjetos desengrasados, lanceta estéril y guantes.

· 

Explicar al paciente a cerca de los procedimientos que se van a realizar para la obtención de la muestra hemática.

· 

Sostener firmemente la mano menos hábil del paciente, elegir el dedo anular o medio parte lateral externa con la palma dispuesta frente al examinador y solicitar la flexión del resto de los dedos de la mano. En el caso de pacientes pediátricos se puede tomar la muestra del pie: borde lateral externo o la parte angular del talón.

Foto Nº 2: Limpieza del dedo anular con algodón empapado en alcohol · 

Limpiar la zona de elección con con una torunda de algodón embebiddaa en alcohol, utilizando golpes firmes para eliminar la grasa, la suciedad y al mismo tiempo estimular la circulación de la sangre. sangr e. 

· 

Secar la zona con una torunda de algodón seca y limpia 

· 

Puncionar la zona de elección con una lanceta estéril a través de un movimiento rápido y presionar suavemente el dedo para extraer las primeras p rimeras gotas de sangre. Eliminar las dos primeras gotas de sangre limpiándolas con una torunda de algodón seca y asegurar que ninguna hilacha de algodón pueda mezclarse posteriormente con la sangre. 

Foto Nº 3: Punción de la zona de elección  

 

· 

Colocar el portaobjetos abajo y la zona de toma de la muestra arriba de este, colecte rápidamente la sangre apretando suavemente el dedo cuidando que el pulpejo no toque la lámina portaobjet portaobjetos, os, depositar 1 gota de sangre en el centro de uno de los extremos de la lámina para la gota gruesa y otra gota en el centro de la mitad de la lámina portaobjetos para rrealizar ealizar el frotis.

Foto Nº 4 y 5: Colecta de la muestra de sangre · 

Limpiar la zona con una torunda de algodón humedecida en alcohol y solicitar al paciente que presione el lugar de la punción para que la compresión impida el sangrado.

· 

Realizar inmediatamente el ex extendido tendido sanguíneo en capa fina (frotis) en una superficie plaana na y firme, sujetando el portaobjetos del extremo que contiene la muestra para la gota gruesa ejercer presión con un dedo. Utilizando otro portaobjeto como extensor (el cual tenga un borde liso y sin deformaciones) tocar el borde de la gota de sangre y esperar que discurra la sangre a lo largo del borde biselado, deslizar el portaobjetos con firmeza hacia un extremo sobre el primero manteniendo un ángulo de 45º haciendo que los dos portaobjetos estén siempre en contacto. En caso de tener mucha sangre se puede levantar el portaobjetos extensor luego de que discurra la sangre a través del borde biselado, llevar unos milímetros milímetros hacia delante y proceder de la misma forma.

Foto Nº 5

 

Foto Nº 6

 

Fotos Nº 5-7: Ejecución del frotis en ángulo de 45º · 

Utilizar un ángulo del portaobjetos extensor y mezclar rápidamente la gota de sangre a través de movimientos giratorios y suaves, se debe proceder a la desfibrinización por 30 segundos para obtener una película homogénea, de 1 cm. de diámetro. De preferencia, realizar la homogenización de la muestra en una sola dirección, en forma concéntrica (de adentro hacia afuera). Identificar la muestra con lápiz negro en el sector inicial o grueso del extendido colocando el Número de Clave de la Muestra correspondiente al número del Formulario de Registro Individual para Malaria que se registro.

Foto Nº 8 y 9: Ejecución de la gota gruesa 

Foto Nº 10: Identificación de la gota gruesa con el Nº de clave de muestra 

 

 

· 

Dejar secar las muestras a temperatura ambiente, en posición horizontal, cuidando de no dejar expuestas al sol, al polvo y protegida de los insectos.

1.2 Procesamiento Técnico de la muestra hemática. Deshemoglobinización. Introducir la mitad del portaobjetos que contiene la muestra de gota gruesa en un recipiente que contenga agua corriente limpia cuidando de que la parte que contiene la muestra no entre en contacto con la del una recipiente. La muestra debe en el aguapor hasta tornarse totalmente transparente, en pared caso de mala desfibrinización o depermanecer muestras guardadas mucho tiempo pueden encontrarse restos de hemoglobina.

Secar . Sacar la muestra del recipiente y dejar secar a temperatura ambiente en posición vertical, la gota gruesa siempre debe estar en la parte inferior. Fijación.  Una vez seca, colocar el portaobjeto en posición horizontal y utilizando utilizando una pipeta cubrir toda la muestra con alcohol al 96% por espacio de 3 a 5 minutos (alcohol Caimán, Guabirá, etc.). Otra opción para efectuar este procedimiento consiste consiste en sumergir la muestra en metanol por espacio de 30 segundos.

Foto Nº 11: Fijación con alcohol comercial al 96%

Secado. Dejar secar la muestra a temperatura ambiente. Antes de la coloración asegúrese que la gota gruesa y el frotis estén secos. Coloración. Dos técnicas son las habituales y sirven para la coloración de las muestras hemáticas las cuales se describen a continuación: a)  Técnica de Tinción ROMANOWSKY.

Foto Nº12 y 13: reactivos y materiales para la coloración

 

 

Preparación del colorante:  colorante:  1.  Agua amortiguada o tamponada con pH de 7,2 a 7,4 ml (ver preparación de agua tamponada o recurrir a opciones comerciales de agua tamponada disponibles en el mercado como el Naturagua® cuyo pH es de 7,3)   2.  Solución A 3.  Solución B

8 gts 5 gts ( ver preparación de la solución A y B)

Ø 

Colocar primeramente 10 ml de agua amortiguadora o Naturagua en un recipiente, luego agregar la Solución A y B y homogeneizar los ingredientes cuidadosamente. La cantidad indicada sirve para colorear 3 láminas.

Ø 

Colocar la lámina portaobjeto en posición horizontal sobre la parrilla de tinción cuidando de que el lado del portaobjetos que contiene la muestra sea el correcto. corr ecto.

Ø 

Cubrir completamente la muestra hemática con la preparación utilizando una pipeta

Ø 

Dejar actuar el colorante por 30 minutos.

Ø 

Descartar el colorante y lavar la lámina con agua corriente bajo un chorro suave cuidando de que el

agua no desprenda la muestra. Ø  Dejar secar las placas en un soporte a temperatura ambiente. Ø 

Observar al Microscopio óptico

Preparación de la solución amortiguadora: · 

Pese y mezcle las siguientes sales amortiguadoras:

Ortofosfato disódico Ortofosfato monopotásico

4g 5g

Se mezclan las sales de forma que se tenga un polvo homogéneo, se toma 1 gr. de la mezcla y se disuelve en un litro de agua destilada, agitar y medir con un peachimetro y ajustar a un pH de 7,2 a 7,4.

Preparación de la solución A · 

Pese los siguientes reactivos

Cloruro de azul de metileno Azur I o azur B · 

3,2 g 2g

Mezcle las cantidades indicadas en 1 litro de solución amortiguadora y filtre

Preparación de la solución B · 

Pese el reactivo:

Eosina amarilla hidrosoluble  

4g

 

· 

Disuelva el reactivo en 1 litro de solución amortiguadora y filtre

b)  Técnica de Tinción GIEMSA Preparación del colorante. El colorante se prepara en una proporción 1/9 (10%), con esta proporción, el tiempo adecuado de tinción suele ser de 30 minutos. 1. Agua tamponada con pH 7,2 a 7,4 9 ml (ver preparación de agua tamponada o recurrir a opciones comerciales de agua tamponada disponibles en el mercado como el Naturagua® cuyo pH es de 7,3)  2. Solución madre Giemsa

1 ml

Foto N 14: Técnica de tinción Giemsa

 

Ø 

Preparar una dilución 1:10 mezclando la solución madre de Giemsa y el agua tamponada. Homogeneizar los ingredientes cuidadosamente.

Ø 

Colocar la lámina portaobjetos en posición horizontal sobre la parrilla de tinción.

Ø 

Cubrir completamente la muestra hemática con el colorante preparado utilizando una pipeta

Ø 

Dejar actuar el colorante por 30 minutos

Ø 

Descartar el colorante y lavar la lámina con agua corriente bajo un chorro suave cuidando de que el agua no desprenda la muestra.

 

Ø 

Dejar secar las placas en una gradilla a temperatura ambiente.

Ø 

Observar al Microscopio óptico

1.3 Calidad de la gota gruesa. Una buena gota gruesa macroscópicamente debe tener las siguientes características: a simple observación, debe ubicarse en eel no centro de unaobservar de las mitades portaobjetos, completa, medir cm. fondo de diámetro. Microscópicament Microscópicamente se deben glóbulosdel rojos ni restos deestar hemoglobina, debe 1tener claro y una concentración adecuada de 10 a 20 leucocitos por campo.

Foto Nº15: Muestras gotas gruesa/frotis coloreadas

1.4 Calidad del frotis. El frotis, macroscópicamente debe ocupar la otra mitad de la lámina portaobjeto, debe ser delgado y tener tres partes: cabeza, cuerpo y cola, no deben existir coágulos, restos de grasa o partículas. Microscópicamente se debe visualizar una sola capa de elementos formes separados entre sí. Para fines prácticos, es de rutina examinar 100 campos microscópicos deslizando la lámina en un trayecto de zigzagueante, de derecha a izquierda y de izquierda a derecha, antes de desechar la lámina como negativa.

1.5 Criterios de Diagnóstico Microscópico de Malaria.  Malaria.   En el diagnóstico microscópico de laobservar malaria e identificar formes de la sangre que se pueden obser var es en indispensable un examen deconocer gota gruesa y frotis. inicialmente los elementos

 

 

Gráfico Nº 1

La sangre está constituida por una fase líquida, el plasma en el que se encuentran en suspensión los siguientes elementos formes: 1.  Glóbulos rojos o eritrocitos.  Los eritrocitos eritrocitos son redondeados, bicóncav bicóncavos, os, carecen de núcleo, tienen un diámetro promedio de 7,5 µm, están llenos de hemoglobina lo que le confiere a la sangre su característico color rojo y están encargados del transporte de O 2 a los tejidos. Estas células son muy elásticas lo que les confiere una gran capacidad de soportar deformaciones. De acuerdo a la tinción pueden verse de color naranja o azul pálido. 2.  Glóbulos blancos o leucocitos.  Existen 5 tipos de leucocitos en la sangre y se clasifican de acuerdo con su contenido de gránulos citoplasmáticos específicos en leucocitos granulares y agranulares.

Neutrófilos. Granulocito, en general todos los leucocitos granulares tienen un diámetro aproximado de 12 a 15 µm, con un núcleo característico, dividido en 3 a 5 lóbulos lo que le confiere el nombre   particular de polimorfonuclear, contienen en su citoplasma numerosos gránulos finos que apenas pueden observarse. contienen un núcleocubierto con dosporgrandes unidosgrandes, por un filamento de Eosinófilos cromatina. El. Granulocito, citoplasma está prácticamente gránuloslóbulos eosinófilos fuertemente coloreado de color rosado o anaranjado.

Basófilos.  Granulocito, menos frecuentes de observar, tienen un núcleo bilobular o trilobulado, eventualmente con núcleo en forma de “S”. Los gránulos se encuentran agrupados y se colorean de color rojo violáceo. Linfocitos. Agranulocito, tienen un diámetro entre 8 y 15 µm. El núcleo es redondeado y presenta una leve hendidura, ocupa la mayor parte de la célula y está rodeado por un fino borde de citoplasma. Monocitos. Agranulocito, son células grandes, de 12 a 18 µm de diámetro y presentan un núcleo de forma arriñonada o de herradura. En los extendidos con frecuencia se encuentra un doblez característico en el borde del citoplasma. ci toplasma.

 

 

3.  Plaquetas o trombocitos. Miden 3 µm de largo. A menudo se agrupan formando pequeños grumos, se observan estas células de color rosado o naranja.

1.6 Identificación microscópica del parásito El Plasmodium spp. adquiere un aspecto determinado en la gota gruesa y el frotis que permite el reconocimiento del tamaño, el estadio, la especie parasitaria y las características dentro del glóbulos rojo propias de cada especie. Gráfico Nº 2: Plasmodium spp. dentro spp. dentro del glóbulo rojo

Partes constitutivas del parásito.  El parásito consta de un núcleo compuesto de cromatina, el cual es generalmente redondo y se colorea de un rojo intenso (rojo grosella). El citoplasma es de color azul variando ligeramente de tonalidad y puede tomar diferentes formas, desde una forma de anillo a una totalmente irregular. Consta de una vacuola donde se realizan las funciones metabólicas del parasito, en la cual se absorbe la hemoglobina, que posteriormente es eliminada producto de la digestión, en forma de un pigmento llamado “Hemozoina” o “pigmento malárico”, este pigmento se encuentra almacenado en el parásito en forma de gránulos, los cuales serán más evidentes en estadios maduros del parásito.

1.7 Características microscópicas del Plasmodium falciparum. En Bolivia, es la menos difundida y representa entre el 8% a 9 % de la malaria total aproximadamente, la especie P. falciparum está circunscrita a la Amazonía boliviana principalmente en las zonas limítrofes con Brasil y Perú y coexiste con P. vivax  produciendo  produciendo infecciones mixtas (ver cuadro Nº1).

En el glóbulo rojo y en sangre periférica: Invade glóbulos de cualquier edad, el poliparasitismo es frecuente en esta especie pero no exclusivo. Los glóbulos rojos infectados no sufren agrandamiento. Por lo general solamente se identifican trofozoitos jóvenes y gametocitos, los estadios de esquizonte y trofozoitos adultos se encuentran en tejidos profundos sin embargo pueden observarse en cuadros graves de la enfermedad. El trofozoito ocupa, generalmente menos de la mitad del espacio del glóbulo rojo. Trofozoitos: Son formas anulares pequeñas, las cuales pueden presentar un punto de cromatina “anillo en engarce de rubí” o dos puntos de cromatina, en forma de “sonrisa feliz” y formas semejando una coma o signo de interrogación con un punto de cromatina, pueden encontrarse en el borde del eritrocito en forma de “appliquées , en algunos casos llegan a rebasar la membrana celular y adoptan la forma de “palillo de tambor ”. Las manchas de Maurer aparecen en estadios maduros y generalmente cuando las parasitemiaass son altas. ”  

 

 

Esquizontes:  Los que muy raras veces salen a la sangre periférica y pueden generar entre 18 - 32 merozoitos. Aparecen en pacientes con parasitemias altas, en cuadros severos, pueden ser incontables y son indicadores de mal pronóstico. Gametocitos:  Formas sexuadas que asemejan a una salchicha o una banana y pueden ser pequeñas o grandes, en algunas ocasiones se encuentran redondas, es frecuente observar la membrana del glóbulo rojo durante la maduración del gametocito. Gráfico Nº 3

Por lo general solo se observan trofozoitos jóvenes y gametocitos en sangre periférica de Plasmodium falciparum.

1.8 Características microscópicas del Plasmodium vivax. La infección predominante en Bolivia es la infección por P. vivax   y más del 90% de la m malaria alaria anual corresponde a esta especie, siendo la especie más dispersa en el territorio nacional (ver cuadro Nº1).

En el glóbulo rojo y en sangre periférica: Esta especie tiene cierta preferencia por los glóbulos rojos más  jóvenes los cuales se agrandan con facilidad y su forma puede variar de redonda, oval a ligeramente ameboide en estadios maduros. Todos los estadios de P.vivax  pueden  pueden ser identificados en sangre periférica. Los trofozoitos son las formas jóvenes de P. vivax, se mueven libremente al interior del glóbulo rojo, lo que da origen a prolongaciones del citoplasma, por lo cual se pueden observar numerosas y variables formas de trofozoítos que van desde formas anulares, pequeños, medianos y grandes, ameboides, a “manera de mapas”  hasta formas muy irregulares principalmente en la formas maduras. Los trofozoitos jóvenes habitualmente miden alrededor de un tercio del diámetro de los glóbulos rojos, Los gránulos de Schuffner se hacen visibles en el parasito desde estadios jóvenes hasta los estadios maduros. En cambio, los trofozoitos adultos adquieren un gran tamaño ocupando totalmente el glóbulo rojo, presentan una vacuola de gran tamaño y los granos de pigmento se encuentran dispersos en todo el citoplasma

 

 

Gráfico Nº 4: Características microscópicas de los trofozoitos de Plasmodium vivax

Los esquizontes se presentan como una masa de citoplasma condensado que contiene varios gránulos de cromatina y pigmento malárico, pueden presentar de 12 a 24 merozoitos, lo que le da el aspecto de racimo de uva y que al romperse dará origen a merozoitos eritrocíticos que invadirán a otros glóbulos rojos. El esquizonte maduro esta esta constit constituido uido por merozoítos bien diferenciados compuestos compuestos de una mancha de cromatina rodeada de una pequeña masa de citoplasma con gran gr an cantidad de granulaciones de Schüffner. Gráfico Nº 5: Esquizontes de Plasmodium vivax

Los gametocitos, son formas sexuadas, ovaladas, irregulares, con citoplasma denso y compacto, poseen además pigmento malárico muy visible, de color amarillo metálico y su cromatina puede ser central o periférica, los gránulos de Schüffner también son manifiestos en este estadio. Los macrogametocitos son por lo general grandes y azules y tienen una pequeña masa compacta de cromatina excéntrica a diferencia de este los microgametocitos microgametocitos tienen una masa difusa de cromatina que se tiñe de rosado.

 

 

A continuación un cuadro comparativo de las cuatro especies parasitarias.

Cuadro Nº1 Características diferenciales diferenciales del Plasmodium spp. spp.  P. malariae malariae (Cuartana)

Criterios

 P. falciparum falciparum (Terciana maligno)

 P. vivax (Terciana benigno)

 P. ovale ovale (Terciana benigno)

Período Período no rmal de incubación

12 días( De 9 a 14)

15 días (De 12 a 17)

17 días(De 16 a 18)

28 días(De 18 a 40)

Ciclo eritrocítico

48 horas

50 horas

72 horas

48 horas

Glóbulo Glóbul o ro jo

Parasita eritrocitos de todas las edades Se conserva el tamaño normal del glóbulo rojo. Ocupan 1/5 a 1/3 del diámetro.

 As pec to s generales de la parasitación de eritrocitos

El poliparasitismo es frecuente, pero no exclusivo. Pueden exceder de 200.000/ul; comúnmente 50.000/ul

Ca Cantidad ntidad en 1 sangre periférica  

Por lo general abundante

P.falciparum Trofozoitos

P.vivax 

1

Jóvenes: Muy anulares, pequeños, en engarce de rubí rubí , una o do doble ble cromatina, en forma de sonrisa sonrisa fe feliz liz , con citoplasma fino, uniforme. A menudo se observan formas periféricas perifé ricas en coma , gaviota gaviota , palillo de tambor tam bor , apliq apliquee uees s. Maduros: Presentes solo en cuadros graves.  Algunos glóbulos rojos infectados con trofozoitos adultos pueden presentar gránulos rosáceos, voluminosos denominados hendidura hendi duras s de Maurer Maurer

Primariamente invade los reticulocitos y hematíes jóvenes.  Aumentan el tamaño de los glóbulos rojos. Frecuentemente teñido con palidez. Ocupan ¼ a 2/3 del diámetro.

El poliparasitismo es raro, no frecuente. Nivel máximo de parasitemia habitual hasta 30.000/ul

Moderada

Jóvenes:  Anulares pequeños a medianos. Citoplasma irregular, mas o m enos grueso formas en mapa . Genera Generalmente lmente con una cromatina, a veces doble. Maduros: ocupan todo el citoplasma, grandes, ameboideos e irregulares con pigmento denso, castaño anaranjado

Invade preferentemente las células jóvenes. Glóbulos rojos de mayor tamaño, bordes desflecados o astillados. Ocupan ¼ a 2/3 del diámetro.

El poliparasitismo no es frecuente es muy raro. Nivel max. de parasitemia habitual hasta los 20.000/ ul.

Moderada

Invade preferentemente las células viejas Glóbulos rojos de tamaño normal o menor. Frecuentemente se tiñen con mayor intensidad. Ocupan ¼ a 2/3 del diámetro, aunque por lo general se observan como formas en banda

El poliparasitismo es frecuente. Nivel máx. de parasitemia habitual menos de 10.000/ul.

Escasa a moderada

Jóvenes: Jóvenes:  Anulares pequeños pequeños a  Anulares, pequeños a medianos. Citoplasma medianos, compactos. Citoplasma regular y en anillo, uniforme, denso. Generalmente grueso (denso). Maduros: 1. las una cromatina, vacuolas desaparecen prominente, a veces pronto; citoplasma azul, doble. compacto, con aspecto Maduros: redondo, en banda, más o menos compacto, ameboide redondo llenando casi e irregular. Las la célula; la cromatina granulaciones de en banda banda o redonda Shüffner también Cromatina única, están presentes grande crecen a lo largo del ecuador del hematié formas en banda , como uma uma sola extensión sanguínea. 2. Pueden presentarse también como formas redondas, compactas, de color azul oscuro, con muchas particular de pigmento negro.

 Los individuos adultos en especial suelen desarrollar inmunidad en las r egiones endémicas y, en c onse onsecuencia, cuencia, se reduce la densidad de los parásitos

 

 

 P. falciparum falciparum (Terciana maligno)

Criterios

Generalmente no visibles. Ocasionalmente presentan granulaciones de

 P. vivax (Terciana benigno) Finas, abundantes y distribuidas en el citoplasma del eritrocito. Granulaciones de Schüffner.

Maurer.

P.vivax

Presentes en todos los estadios, incluso cerca de los anillos, las manchas pueden ser más grandes y

 P. malariae malariae (Cuartana)

 Ausente ; muy raramente se manifiestan puntos o gránulos de Ziemman

oscuras, que en o manchas P.vivax puntos punto s de James James en P.ovale

Granulaciones

Esquizontes

 P. ovale ovale (Terciana benigno)

En estadios maduros presentan 18 a 32 merozoitos aglomerados y compactos. Pigmento malárico visible Son pequeños, compactos, oscuros, negro pardusco.

En estadios maduros con 12 a 24 merozoitos aglomerados irregularmente. Pigmento malárico visible Son grandes. Escasa a moderada cantidad.

Generalmente ausentes en sangre periférica. Presente solo en casos muy graves

En las formas maduras de 8 a 14 merozoitos, dispuestos en racimo poco compacto. Forman una roseta que rodea un conflomerado central de partículas de pigmento castaño.

En las formas maduras de 6 a 12 merozoitos agrupados en forma de roseta con el pigmento palúdico en el centro. Son pequeños y escasos. Citoplasma compacto abarca todo el glóbulo rojo, también pueden

Grandes. Escasa a moderada cantidad.

haber formas en ba band nda a.

Jóvenes:  voluminosos, ovales o redondeados Maduros: grandes, redondeados o con bordes irregulares y desflecados. Cromatina bien definida, con frecuencia lateral. Granulaciones dispersas evidentes. Estos aparecen después de pocas semanas.

Jóvenes: voluminosa, oval o redondeada. Maduros: redondeados ovales y compactos, abarcan todo el eritrocito. La cromatina se presenta como una mancha redonda situada en uno de los bordes Granulaciones gruesas evidentes. Los gametocitos aparecen entre los 4 y los 18 días.

P.falciparum

P.falciparum Gametocitos

P.vivax

Jóvenes: esféricos, compacto. Los estadios maduros:   en forma de banana o salchicha salc hicha medias medias lunas lunas o sem semilun ilunas as . La cromatina de color rojo, en el macrogametocito está más concentrada que en el microgametocito, en el cual la cromatina adquiere la forma de bastoncillos en el centro. Generalmente los microgametocitos son menos numerosos y más pequeños que los macrogametocitos. Los gametocitos aparecen después de 7 a 10 días.

Jóvenes: pequeños y redondeados difíciles de distinguir de los trofozoitos maduros. Maduros: redondeados y grandes, ocupan todo el hematíe. Cromatina bien definida, con frecuencia lateral. Granulaciones dispersas evidentes. El macrogametocito tiene una pequeña cromatina, compacta, excéntrica. El microgametocito tiene una cromatina dispuesta difusamente. Los gametocitos aparecen pronto al 3er día.

Fotos: extractadas de Ca Cartillas rtillas de Diagnóstico Microscópi co de la Malaria Malaria  OPS/OMS “

 

”

 

Gráfico Nº 6: Comparativo de las distintas especies del Plasmodium spp. spp. en frotis

Gráfico N 7: en Gota Gruesa

 

 

Capítulo Nº 2. Determinación de la Densidad Parasitaria La observación de cualquier estadio evolutivo de Plasmodium spp.  es suficiente prueba diagnóstica, no obstante, es también rutinario examinar los cien campos indicados para evaluar la magnitud de la infección, la evolución de la enfermedad y para evaluar la eficacia del tratamiento, monitoreando la densidad parasitaria durante el tratamiento. Los dos: métodos de determinación de la densidad parasitaria más usados para establecer métodos la densidad parasitaria son

2.1 Método semicuantitativo por cruces o método simple  simple  Es un método simpliificado ficado de recuento de parásitos en la gota gruesa, el cual se realiza mediante una clave de uno a cuatro cruces para indicar el número de formas asexuadas por campos microscópicos. En la tabla No  1 se expresan los resultados de la lectura en cruces y la interpretación parasitológica.

Tabla N o 1 Resultados de laboratorio expresado en cruces cr uces Resultado en cruces Una cruz (+) Dos cruces (++) Tres cruces (+++)  Cuatro cruces (++++) 

Interpretación De 1 a 10 parásitos en 100 campos microscópicos examinados. De 11 a 100 parásitos en 100 campos. De 1 a 10 parásitos en 1 campo. Más de 10 parásitos en un campo.

2.2 Cálculo del número de parásitos por microlitro de sangre en gota gruesa. Es un método práctico y más preciso de conteo de parásitos por microlitro de sangre (µl), se mide cotejando el número de parásitos asexuados (trofozoitos y esquizontes) con relación a un promedio de leucocitos y al número estándar de leucocitos de 6.000 leucocitos por µl de sangre. Para poner en práctica este método se necesitan dos contadores manuales, uno para contar los parásitos y otro para contar los leucocitos. Fórmula para el cálculo de la densidad parasitaria: Número de Parásitos asexu ados X 6.00 6.000 0 = Parásitos Parásitos p or µl d e sangre Numero de leucoci leucoci tos

Para determinar la densidad parasitaria se debe aplicar los siguientes criterios, según se presente el caso: · 

En el caso de contar hasta 200 leucocitos y contar igualmente 10 parásitos o más, aplicar la formula de acuerdo al siguiente ejemplo:

Ejemplo1: Si se cuentan 35 parásitos par ásitos y 200 leucocitos DP= 35 200 x 6.000 = 1.050 parásitos por microlitro de sangre sangr e

 

 

· 

Si después de contar 200 leucocitos y menos de 10 parásitos han sido identificados y contados, continuar con el recuento de leucocitos hasta llegar a 500 leucocitos. leu cocitos.

Ejemplo 2: Si se llega a contar 15 parásitos y 503 leucocitos, se aplicar la siguiente fórmula: DP=15 x 6.000 = 179 parásitos por microlitro de sangre 503 · 

En caso desuuna parasitemia alta, realizarla fórmula el recuento funcióndedel númeroencontrados. de parásitos, registrando recuento hasta 500 y aplicar con laencantidad leucocitos

Ejemplo 3: Si se cuentan 508 parásitos y sólo 50 leucocitos DP=508 x 6.000 = 60.960 parásitos por microlitro de sangre 50 ·  En caso de obtener cifras decimales redondear a números enteros Ejemplo 4: Si se cuentan 501 parásitos y sólo 50 leucocitos DP=68 x 6.000 = 2.048,78 redondeando a: 2.048 parásitos por microlitro de sangre, 205

 

 

Capítulo Nº 3. Descripción del Microscopio óptico

Gráfico Nº 1: Partes del Microscopio Óptico

3.1 Aspectos Generales. El microscopio consta de una parte mecánica y otra parte partubo te óptica: la parte mecánica está formada por:y columna, brazo,óptico tornillo macrométrico, tornillo micrométrico, principal, revolver porta-objetivo, platina carro mecánico. La parte Óptica está formada por espejo plano, condensador, objetivos (10X-40X100X) y oculares (5X-7.5X-10X). Los objetivos son 10X, 40X, 100X, se encuentran colocados en el revólver porta objetivos. Los objetivos, 100X,  el que se utiliza para el diagnóstico de malaria, necesitan aceite de inmersión para aumentar la luminosidad del campo microscópico. El objetivo 10X se utiliza para enfocar e inspeccionar la coloración y la distribución de los leucocitos en el campo. El aumento total que se obtiene en un microscopio con objetivos de inmersión en aceite es de 1.000 aumentos, empleando oculares 10X esto resulta de una multiplicación de 10X del ocular por 100X del objetivo, lo que es igual a 1.000.

Gráfico Nº 2: Distancia entre lente y preparación según objetivos empleados

El condensador tiene como función reunir los rayos de luz reflejados por el espejo o emitidos por la fuente de luz (lámpara). Al lado izquierdo del condensador se encuentra un tomillo cremallera con el cual se acerca o se aleja el condensador de la platina del microscopio. En la parte inferior existe una pequeña palanca para abrir o cerrar el diafragma que sirve para par a regular la cantidad de luz que pasa al condensador. 

3.2 Guía de manejo del microscopio óptico. El examinador debe encontrarse sentado y cómodo. En el caso de que utilice lentes el observador, debe quitar las conchas oculares (si es que los tuviera).  

 

Colocar el microscopio en un lugar sólido donde no haya vibraciones y revisar que todos los componentes de la estructura del aparato apar ato estén dispuestos adecuadamente. Ubicar el condensador correctamente, abra usted el diafragma de apertura. El condensador debe estar casi al ras del orificio de la platina Cerrar el diafragma, la apertura solamente debe dejar pasar la cantidad de luz requerida para el aumento de contraste y la mejora de la profundidad de foco. Ajustar el tubo a la distancia interpupilar empleando ambas manos, esto se debe realizar r ealizar mientras observa la preparación, desplazando ambos por taoculares, portaoculares, hasta que osecon aprecie solamente una portaobjetos imagen. Sujetar la lámina portaobjetos, sobretubos la platina con las dos pinzas la palanca del guía (una de agarre). Seleccionar la iluminación correcta. En el equipo con lámpara, la bombilla está precentreada quedando garantizada la óptima iluminación de todo el campo microscópico. Usar los objetivos 40x, para la primera observación, se trata de los objetivos panorámicos, con la mayor distancia entre la lente frontal y el objeto. Utilizar el ocular 10x para lograr mejor resolución y definición cuando se trate del microscopio óptico eléctrico. En el caso del microscopio solar utilizar el ocular 5x. Revisar que el aceite de inmersión no tenga burbujas ya que influyen en la calidad de la imagen. Se debe colocar una gota de aceite de inmersión en el portaobjetos para que luego haga contacto con la lente frontal del objetivo. Cambiar al siguiente objetivo (l00x) o de inmersión, nunca se debe presionar hasta el tope del resorte de seguridad Es bueno recordar que el enfoque se debe realizar observando lateralmente la preparación, hasta queelelenfoque aceite haga el objetivo Realizar de lacontacto imagen,con girando el mando de acomodación con el tornillo macrométrico luego buscar o ajustar la nitidez, con el tomillo micrométrico. Examinar la lámina comenzando por la gota gruesa y seguidamente continuar por el frotis para verificar la especie parasitaria y la positividad de la muestra, la revisión de la lámina podrá hacerse desplazando el carro en zig  – zag. Una vez terminado el trabajo retirar el objetivo de 100x y dejar cualquiera de los objetivos panorámicos en posición centrada.

3.3 Mantenimiento y cuidados del Microscopio óptico. Realizar la limpieza superficial diariamente, quitando todo tipo de suciedad que pueda prenderse al equipo. Deberá limpiarse también la parte mecánica con un paño de hilo o franela, sin emplear nunca alcohol para tal efecto, pues este ataca al esmalte; la gasolina en cambio resulta muy apropiada para limpiar las piezas esmaltadas pero no así las de goma La parte mecánica se deberá lubricar solamente cuando sea necesario. Empléese vaselina, en todas las superficies móviles. El microscopio debe ser ser cubierto con forro de tela (nunca de plástico sobre todo en medio medio tropical) en un sitio fresco poco húmedo para evitar la aparición de hongos. No tocar con los dedos las partes internas de los oculares, objetivos ni del condensador. Si quedan pelusas en el exterior o interior de los oculares y objetivos, quitar estas con un pincel de cerda fina o con pinza. El aceite de inmersión se limpia del objetivo con ayuda de gasa humedecida en alcohol o gasolina. No dejar demasiado tiempo con gasolina el objetivo de inmersión. Se recomienda el cambio de los objetivos de inmersión idealmente cada 2 años y como tiempo máximo cada 10 años Tiempo promedio de servicio del foco halógeno (fuente de luz) de 100 hrs. Si se trata de cambiar bombillas halógenas, nunca agarre con las manos directamente o en caso contrario límpielas con alcohol.  

 

Una vez concluido el trabajo habrá de limpiarse bien todas las partes par tes del microscopio. Nunca deberá desarmarse la parte óptica si no es necesario y si no tienen el suficiente entrenamiento . “  

”  

 

 

Capítulo Nº 4. Pruebas de Diagnóstico Rápido Rápido de Malaria Las pruebas rápidas para el diagnóstico de la malaria denominadas también pruebas inmunocromatográficas (ICT) o pruebas de diagnóstico rápido (PDR´s), se basan en la detección de antígenos presentes en los parásitos del género Plasmodium spp. mediante reacciones antígeno-anticuerpo que se traducen sobre tiras de nitrocelulosa (inmunocromatografía). Estas pruebas alcanzan de forma general niveles de sensibilidad y especificidad óptimos mayores al 90% con relación a la gota gruesa. Son pruebas muy fáciles de realizar, rápidas, sensibles y no precisan microscopio. Estas pruebas de ninguna forma sustituyen al frotis y la gota gruesa, ya que tienen limitaciones, puede presentar resultados falsos negativos o falsos positivos y no son cuantitativvos. os. El uso de las PDR´s puede ser efectivo en las siguientes circunstancias: i)  ii)  iii)  

En zonas donde el servicio de laboratorio existente no garantiza un diagnóstico oportuno y de calidad. En zonas donde no existen servicios de diagnóstico. Regiones donde no se tiene personal capacitado en el diagnóstico d iagnóstico mic microscópico roscópico de la malaria.

4.1 Fundamento de las pruebas rápidas para el diagnóstico de la malaria. Las PDR´s contienen una tira de papel revestida por una membrana de nitrocelulosa, en la cual se han impregnado anticuerpos monoclonales o policlonales específicos para ciertos antígenos de las cuatro · 

Plasmodium spp. que parasitan al hombre. Constan de una banda que se encuentra especies delcon género impregnada anticuerpos anti-P. falciparum  (proteína 2 rica r ica en histidina, HRP2) y se basan en la detección de HRP2 del plasmodium. Estas Estas PDR´s son de uso comercial y entre ellas tenemos: Parasight test, M MalaralarCheck Pf ó Paracheck, ICT AMRAD Pf/Pv, etc. ·  Otras PDR´s se encuentran impregnadas con antic anticuerpos uerpos anti - isoenzima isoenzima Lactato des deshidrogenada hidrogenada (LDH) que permite diferenciar la especie del parásito, P. falciparum  del P.vivax , entre ellas tenemos: prueba OptiMAL- IT, CareStare, ect. En nuestro país, la utilizacióónn de PDR´s en el diagnóstico de la malaria en áreas endémicas por P. vivax  ha  ha demostrado que la prueba OptiMAL-IT® tienen una alta sensibilidad y especificad para el diagnóstico de esta especie2. ·  La enzima pLDH expresa altos niveles durante el estadio eritrocítico del parásito, por tanto revela la presencia del parasito vivo. En cambio la HRP2, es un antígeno parasitario que puede seguir circulando en la sangre hasta por 72 horas después de negativizarse la gota gruesa, de manera que no revela la presencia del parasito vivo, fenómeno conocido como período de antigenemia. ·  Existen otros antígenos que están presentes en las cuatros especies del Plasmodium spp., que son utilizados en combinación con la detección de la HRP2. Estos se denominan deno minan “antígenos panmaláricos. ·  Los anticuerpos monoclonales pueden ser inmunoglobulinas de tipo Ig G e Ig M. La reacción antígeno anticuerpo utiliza un conjugado que contiene sulfonamidas y oro coloidal (ICT), ligadas a un colorante para fijar la reacción. ·  La sensibilidad de OptiMAL  – IT® disminuye cuando la parasitemia es menor a 50 ó 100 parásitos /ml.

Limitaciones. No es posible diferenciar infecciones mixtas No permite cuantificar la densidad parasitaria par asitaria No detecta parasitemias bajas, principalmente en los casos asintomátic a sintomáticos os de la infección. No permite realizar el seguimiento y conocer la evolución de la enfermedad con la instauración del tratamiento 2 Informe

IAM  – Prosin “Evaluación del Efectividad de las Pruebas Rápidas para el Diagnóstico y Tratamiento de la Malaria, usadas por Colaboradores Voluntario de Salud, en Población Recolectora de Castaña de la Región Amazónica Boliviana, 2004  – 2005” 

 

 

Capítulo Nº 5. Control de Calidad Sistema de Gestión de Calidad del Diagnóstico de Malaria   (SGCDM). Es un conjunto de actividades relacionadas entre sí, que permiten establecer metodologías, responsabilidades, los recursos humanos y materiales necesarios para lograr los objetivos, siguiendo una política de calidad de la Red Nacional de laboratorios de Diagnóstico de Malaria. Por tanto, de el SGCDM a través deenprogramas de Calidad pretende certificarMicroscópico las competencias y el desempeño los microscopistas malaria. de Control El SGCDM está dirigido también a orientar, reducir los errores, garantizar la reproductividad de los procesos, estandarizar los mecanismos operacionales de sus componentes, los cuales citamos a continuación: 1.  Supervisión 2.  Capacitación 3.  Monitoreo 4.  Evaluación y certificación certificación de rendimiento y de competencias a través de los progr programas amas de Control de Calidad: Programa de Evaluación Externa del Desempeño Programa de Control de Calidad Indirecto Como se citóExterna anteriormente el SGCDM, comprende dos programas de evaluación, de los cuales el primero, la tiene la finalidad de evaluar a los funcionarios con relación a las Evaluación de Desempeño competencias y destrezas en el diagnóstico microscópico de malaria, mediante paneles de láminas estandarizados. El segundo componente, el Control de Calidad Indirecto, está dirigido a evaluar la calidad técnica del procesamiento de las muestras hemáticas obtenidas por los funcionarios en forma rutinaria en los distintos niveles de la red. A continuación se describen los as aspectos pectos metodológicos más importantes de los programas de Control Control de Calidad:

5.1 Metodología de la Evaluación Externa del Desempeño (EED).   La EED es un programa sistematizado de comparación interlaboratorios, el cual es objetivo y periódico, basado en el cotejo de los resultados de paneles de láminas organizadas y elaboradas por una instancia superior dentro de la Red Nacional de Laboratorios de Diagnóstico de Malaria o por un ente independiente. El fundamento de la EED es la evaluación semestral (2 veces al año) de la capacidad diagnóstica de los microscopistas de malaria, mediante la elaboración de paneles, los cuales están compuestos por muestras hemáticas con determinadas características, características, las cuales se citan a continuación: · 

·  ·  ·  · 

 

Los grupos de paneles deben ser uniformes entre sí respecto a las características de las láminas de forma que la evaluación sea comparable, esto podrá conseguirse utilizando sangre de un mismo paciente para elaborar varias láminas Laminas con diferentes densidades parasitarias Láminas con infecciones mixtas Láminas negativas El número de láminas por panel no deberá ser menor a cinco láminas, pudiendo ser más. Por ejemplo, un panel de cinco láminas estará compuesto por las siguientes muestras: a.  1 lámina negativa b.  1 lámina de Plasmodium falciparum con una densidad parasitaria 100p/mm3

 

·  ·  ·  · 

· 

·  ·  ·  ·  · 

e.  1 lámina con infección mixta por P. vivax   yy P. falciparum El patrón anteriormente citado, podrá variar de acuerdo al perfil per fil epidemiológico de cada región. Todas las láminas deben ser de calidades óptimas y procesadas de acuerdo a los procedimientos estandarizados. Cada caso deberá contar con información clínico-epidemiológica y antecedentes del paciente (descripción breve) Las láminas en los paneles deberán ser identificadas según sistema de codificación diferenciado por laboratorio. Tal información debe ser manejada en forma confidencial y será de conocimiento exclusivo del nivel inmediatamente superior. Adjuntar una carta en la que se especifique el plazo del límite para presentación de resultados y devolución de material de evaluación, el envío de los paneles es responsabilidad del Laboratorio Nacional de Referencia de Diagnóstico de malaria(LNRDM)-Laboratorio de Parasitología del Instituto Nacional de Laboratorios de Salud (INLASA)en coordinación con la Estrategia Nacional de Vigilancia y Control de la Malaria, debiendo los niveles evaluados, notificar inmediatamente al LNRDM la recepción de los mismos. El plazo de respuesta no será mayor a un mes después de recibido el material para la EED. El envío de los paneles, en todo momento debe ser realizado cumpliendo las normas de bioseguridad vigentes en el país. En caso de extravió de los paneles de evaluación se deberá notificar inmediatamente al nivel superior correspondiente y en caso necesario deberá repetirse la evaluación al laboratorio respectivo. Los niveles evaluados deberán llenar los formularios de registros de resultados según instructivo, los cuales deberán ser remitidos a nivel central junto al material respectivo. La EED podrá ser realizada de forma directa “in situ” durante las actividades de visita o supervisión de los laboratorios de la red, red , cumpliendo los criterios metodológicos anteriormente señalados.

5.2 Metodología del Control de Calidad Indirecto (CCI) La nueva metodología del CCI tiene criterios simples y comprende la revisión de un número mínimo de láminas y garantiza la disminución de la carga de trabajo de los evaluadores. El fin de este programa es evaluar la capacitad individual de los microscopistas, en la toma y procesamiento de la gota gruesa/ frotis que realizan rutinariamente. La metodología se basa en la proporción de acuerdos o desacuerdos existentes entre los resultados de la primera lectura del laboratorio evaluado y los resultados de la segunda lectura efectuada por el laboratorio evaluador. evaluador . La selección de muestras tiene llas as siguientes características: ·  · 

· 

·  ·  · 

· 

 

El CCI se realizará en toda la red de laboratorios de diagnóstico de malaria y debe ser efectuada desde el nivel superior al nivel inferior correspondiente (Nivel IV a nivel III, éste al nivel Il y nivel II a nivel I). La evaluación se llevará a cabo trimestralmente por lo que el laboratorio evaluado deberá enviar al laboratorio evaluador, el 100% de las muestras obtenidas en los tres meses correspondientes al periodo de evaluación. Los laboratorios evaluados enviarán junto al 100% de muestras hemáticas procesadas durante un trimestre, los Formularios de Registro Individual para Malaria correspondientes. Además de lo citado, los microscopistas deberán informar la técnica utilizada en el procesamiento de las muestras repor reportadas. tadas. Las muestras enviadas, no deben ser marcadas como positivas o negativas ni indicar la especie parasitaria encontrada. Se seleccionarán 10 muestras por cada mes del trimestre evaluado. En el laboratorio evaluador, una persona que no participe del CCI seleccionará del 100% de láminas producidas mensualmente y en forma aleatoria, 5 muestras positivas de baja densidad parasitaria (1 o 2 cruces). En las regiones donde corresponda, de las 5 muestras positivas seleccionadas tres deberán ser infecciones por P. vivax, una por P falciparum y una infección mixta. En las regiones donde exista prevalencia de una sola especie parasitaria, las 5 muestras positivas seleccionadas corresponderán a ésta.

 

También se seleccionarán 5 muestras provenientes del total de muestras negativas. ·  En el caso de laboratorios con producción mensual menor a 5 muestras positivas, se deberá realizar el control del 100% de éstas y la evaluación del 10% del total to tal de las muestras negativas obtenidas. ·  Metodológicament Metodológicamentee se rrecomienda ecomienda ser más riguroso en la rrevisión evisión de muestras en el caso de laboratorios donde se tenga menor producción de muestras hemáticas. ·  Los resultados del CCI deben ser registrados en el formulario respectivo. · 

Además de la evaluación la capacidad diagnóstica de los microscopistas, CCI valora la Calidad Técnica , de acuerdo a los siguienteselcriterios: del Procesamiento de lasdeMuestras Hemáticas

1. Calidad de la Gota Gruesa: v  Ubicación v  Concentración v  Desfibrinación v  Deshemoglobinización Una buena gota gruesa tiene las siguientes características: a simple observación, debe ubicarse en el centro de una de las mitades del portaobjetos, estar completa, medir mínimamente 1 cm. de diámetro, y al microscopio, no se deben observar glóbulos rojos ni restos de hemoglobina, debe tener fondo claro y una concentración adecuada de 10 a 20 leucocitos por campo. 2. Calidad del Frotis: v  v 

Ubicación Extendido v  Fijación El frotis debe ocupar la otra mitad del porta objetos. Un buen frotis debe ser delgado y constar de 3 partes: cabeza, cuerpo y cola sin que existan coágulos, restos de grasa o partículas. Microscópicamente se deberá visualizar una sola capa de elementos formes separados entre sí.

3. Calidad de la Coloración: Óptima: La calidad de la coloración debe ser uniforme, los eritrocitos deben tener una tonalidad entre rosado naranja (Giemsa) o azul pálido (Romanowsky), y leucocitos evidenciarán un núcleo violeta oscuro y citoplasma azul. Tanto en el frotis como en la gota gruesa es importante que se puedan distinguir los parásitos con su cromatina (núcleo) de color rosa intenso (Giemsa) o violeta (Romanowsky), su citoplasma deberá ser de color azul. En el caso de P. vivax   presentará granulaciones oscuras y el pigmento malárico se verá de color amarillo oscuro o ligeramente café. Tanto la gota gruesa como el frotis no deben tener residuo de colorante ni precipitados. v  Regular: En el caso de coloraciones regulares se pueden encontrar deficiencias en las características citadas en el párrafo anterior, las cuales podrán dificultar la identificación tanto de formas celulares como de parásitos. v  Deficiente: Una coloración deficiente no permite la identificación de los componentes celulares de una muestra hemática y por sobretodo, dificulta la distinción de las características morfo v 

5.3 Análisis de los Resultados Resultados Todos los evaluadas. criterios descritos anteriormente serán calificados que lapresenten las muestras La calificación asignada en el proceso según será delas“2 características   puntos  cuando calidad sea  y de “0” cuando ésta sea deficiente. óptima, de 1  punto  punto cuando se considere regular  y ”  ” 

“ 

 

” 

 

5.3.1 Análisis de los Resultados de la Calidad Diagnóstica. En la primeramente del análisis de los resultados cotejar los resultados de las lecturas del laboratorio evaluado versus los del laboratorio evaluador y clasificarlos de acuerdo a las siguientes criterios:

a = Nº total de placas Verdadero Positivas: Muestras positivas reportadas en los registros como positivas b = Nº total placas Falso Positivas: Muestras negativas reportadas en los registros como positivas c = Nº total placas Falso Negativas: Muestras positivas reportadas en los registros como negativas r egistros como negativas d = Nº total de placas Verdadero Negativas: Muestras negativas reportadas en los registros Calcular y registrar los resultados r esultados de la sensibilidad y de especificidad e specificidad aplicando las siguientes formulas: ·  Sensibilidad Sensibilidad:: (Verdadero Positivas / Verdadero Positivas + Falso Negativas) x 100 = ·  Especificidad:(Verdadero negativas / Verdadero Negativas Negativas + Falso Positivas) x 100 = ·  Concordancia en especie:(Puntaje total obtenido / Puntaje ideal) x 100 = ·  Concordancia en estadio: (Puntaje total obtenido/ Puntaje ideal) x 100 =

5.3.2 Análisis de los Resultados de la Calidad Técnica. El análisis de los resultados de los criterios evaluados sobre la Calidad técnica del procesamiento de las muestras gota gruesa / frotis se realizarán de acuerdo al siguiente cálculo

Calificación obtenida: Sumatoria total de la calificación obtenida en cada casilla = Calificación esperada: Número de casillas llenadas o calificadas x 2 = Porcentaje: (Calificación Obtenida/Calificación Obtenida/Calificación Esperada) x 100 = 

 

 

ANEXOS

 

FORM.1

INSTRUCTIVO DEL FORMULARIO DE EVALUACIÓN EXTE EXTERNA RNA DEL DESEMPEÑO

El formulario de EED consta de las siguientes partes: 1era Parte: Datos de Identificación. Registrar los datos de identificación del microscopista evaluado y del evaluador, niveles de los mismos, nº de muestras que contiene el panel, fecha de recepción y fecha de remisión re misión colocando el día/mes/ día/mes/año. año. 2da Parte: Diagnóstico Microscópico. Columna Nº 1: Anotar el código alfanumérico del laboratorio que identifica la lámina Columnas Nº 2  – 5: Corresponden al llenado de resultados r esultados del Laboratorio Evaluador . Columna Nº 2:  Colocar el resultado de la lectura (+)  (+)  cuando el resultado sea Positivo de acuerdo a la infección identificada: monoinfecc monoinfección ión identificada o infección in fección mixta  cuando el resultado  (-)trata Columnaparasitaria Nº 3: Registrar la especie parasitaria Pv si yse de una infecciónsea porNegativo. P. vivax, Pf  si  si es por P. falciparum, Mx si se trata de una infección por dos especies parasitarias y (-)  en caso de resultado negativo.

Columna Nº 4: Marcar con una “X” en las casillas correspondientes de acuerdo a los estadios parasitarios que se identifiquen: Trofozoitos, Esquizontes y Gametocitos y (-) en la caso de no estar presentes. pr esentes. En las infecciones mixtas NO se evalúan evalúan los estadios ni la densidad parasitaria

Columna Nº 5: Anotar la Densidad Parasitaria en P/ul de sangre sangr e de acuerdo a normas. nor mas. Columnas Nº 6  – 19: Corresponden al llenado de resultados r esultados del Laboratorio Evaluado. Columna Nº 6: Registrar el resultado de la lectura (+) (+)   cuando el resultado sea Positivo y  (-)  cuando el resultado sea Negativo. Columna Nº 7: Se asigna el valor de 1 punto como puntaje ideal para cada una de las casillas. Columna Nº 8:  Anotar el puntaje obtenido de (1)  cuando el resultado sea correcto y (0)  cuando sea incorrecto. Columna Nº 9: Registrar la especie parasitaria identificada Pv si se trata de una infección por P. vivax, Pf  si  si es por P. falciparum, Mx si la infección es por 2 especies y  (-) en caso de resultado negativo. Columna Nº 10: Se asigna el valor de 3 puntos como puntaje ideal para cada una de las casillas. En las infecciones mixtas la N NO O identificación de P. falciparum resta 2 puntos a la ca calificación lificación

Columna Nº 11: Anotar el puntaje obtenido asignando 3 puntos cuando el resultado resultado sea correcto o se se trate de una monoinfección y cuando se identifiquen las 2 especies parasitarias en una infección mixta; (2) cuando en una infección mixta mixta se identifique dentifique solamente P. falciparum y NO P. vivax ; (1) en el caso contrario, cuando se identifique solamente P.vivax  y  y NO P. falciparum ó (0) cuando el resultado sea incorrecto. Columna Nº 12-14:  Marcar con una “X”  en las casillas correspondientes de acuerdo a los estadios parasitarios que se identifiquen: Trofozoitos, Esquizontes y Gametocitos y   (-)  en la caso de no estar presentes. Columna Nº 12- 15: Se asigna el valor de 1 punto pu nto para cada casilla y 3 puntos como puntaje ideal total. Columna Nº 16:  Se anotara un punto para cada casilla con resultado correcto y que se trate de una monoinfección y (0) cuando el resultado sea incorrecto Columna Nº 17: Registrar la Densidad Parasitaria en p/ul de sangre de acuerdo a normas. Columna Nº 18: El puntaje ideal asignado será de 1 punto para p ara cada una de las casillas.

 

Columna Nº 19: Se asigna el valor de 1 punto considerando que la concordancia de la densidad parasitaria sea menor o igual a un 10% y 0 puntos si la concordancia es mayor al 10% 3ra Parte. Análisis de los Resultados. Sección correspondiente al laboratorio evaluador. Cotejar los resultados de las lecturas del laboratorio evaluado versus los del laboratorio evaluador: En la parte correspondiente a Calificación Final determinar: (Puntaje Obtenida Obtenida / Puntaje iideal) deal) x 100 = ( ) y registrar los resultados en los espacios correspondientes a las columnas de resultado, re sultado, especie, estadio y de la densidad parasitaria Clasificar los resultados de las lecturas considerando los siguientes criterios: a = Nº total de placas Verdadero Positivas: Muestras positivas reportadas en los registros como positivas b = Nº total placas Falso Positivas: Muestras negativas reportadas en los registros como positivas c = Nº total placas Falso Negativas: Muestras positivas reportadas en los registros como negativas de placaslosVerdadero  Muestras negativas reportadas en los registros r egistros como negativas dCalcular = Nº total y registrar resultadosNegativas: de la sensibilidad, especificidad, concordancia en especie y en estadio aplicando las siguientes formulas:

Sensibilidad: (Verdadero Positivas / Verdadero Positivas + Falso Negativas) x 100 = Sensibilidad: ·  Especificidad:(Verdadero negativas / Verdadero Negativas Negativas + Falso Positivas) x 100 = ·  Concordancia en especie:(Puntaje total obtenido / Puntaje ideal) x 100 = ·  Concordancia en estadio: (Puntaje total obtenido/ Puntaje ideal) x 100 =

· 

En la última parte de esta sección anotar los datos que identifican al laboratorio evaluado y al evaluador

 

 

FORM .2

 INSTRUCTIVO DEL FORMULARIO DE CONTROL DE CALIDAD INDIRECTO

El formulario CCI consta de las siguientes partes:   microscopista evaluado y del evaluador, niveles de los mismos, total 1era Parte. Registrar losDatos datosde deIdentificación. identificación del de muestras enviadas, fecha de ingreso y fecha de remisión colocando el día/mes/año y anotar el período correspondiente que se evaluara de acuerdo con el material enviado. 2da Parte. Resultados del Diagnóstico Microscópico. Columna Nº 1: Registrar el número número o el código que identifica la muestra muestra Columna Nº 2: Este espacio está destinado para anotar los resultados del laboratorio evaluado, los cuales deberán ser registrados una vez concluida la revisión de las muestras por el laboratorio evaluador. Colocar el (+) cuando  cuando el resultado sea Posittivo ivo de acuerdo a la infección parasitaria parasitaria identific identificada: ada: resultado de la lectura (+) monoinfección o infección mixta y  (-) cuando el resultado sea Negativo. Columna Nº 3: Anotar la densidad parasitaria de acuerdo con el registro r egistro de resultados del laboratorio evaluado. El mismo que puede estar expresado de forma semicuantitativa por cruces (+, ++, +++, ++++) o cuantitativvamente amente en parásitos por microlitro de sangre. Es muy importante que el personal encargado de la evaluación desconozca desconozca los resultados de la lectura antes de concluir la revisión . Re Re istrar las columnas 2 3 al final de la evaluación “

”

Columnas Nº 4-8: Estos espacios están destinados para anotar los  resultados del laboratorio evaluador.  Columna Nº 4: Marcar con una “X”  en la casilla que corresponda de acuerdo a la infección parasitaria identificada, monoinfección, infección mixta o Negativo. Columnas Nº 5-7: Estas casillas están orientadas a evaluar el procesamiento técnico de la muestra. Cada uno de los criterios deberán ser evaluados de acuerdo a la siguiente escala de calificación: anotar “0”  en caso de ser  Deficiente  Deficiente, “1”  que será = a Regular y “2” que será = a Óptimo Columna Nº 8: Anotar la densidad parasitaria registrada por el laboratorio evaluador expresada en p/ul de sangre. esta aparte se debe anotar cualquier que usted considere relevante durante la Observaciones. evaluación y con En relación la calidad diagnóstica o técnica aspecto de la muestra hemática 3ra Parte. Análisis de los resultados. A. Calidad Diagnóstica. Cotejar los resultados de las lecturas del laboratorio evaluado versus los del laboratorio evaluador y clasificarlos de acuerdo con los siguientes criterios: a = Nº total de placas Verdadero Positivas: Muestras positivas reportadas en los registros como positivas b = Nº total placas Falso Positivas: Muestras negativas reportadas en los registros como positivas c = Nº total placas Falso Negativas: Muestras positivas reportadas en los registros como negativas r egistros como negativas d = Nº total de placas Verdadero Negativas: Muestras negativas reportadas en los registros

Calcular y registrar los resultados r esultados de la sensibilidad y de especificidad e specificidad aplicando las siguientes formulas: ·  Sensibilidad Sensibilidad:: (Verdadero Positivas / Verdadero Positivas + Falso Negativas) x 100 = ·  Especificidad:(Verdadero negativas / Verdadero Negativas Negativas + Falso Positivas) x 100 =

B. Calidad Técnica. Los resultados de los criterios evaluados sobre la Calidad técnica del procesamiento de las muestras gota gruesa / frotis se realizarán de acuerdo al siguiente cálculo

 

Calificación obtenida: Sumatoria total de la calificación obtenida en cada casilla = Calificación esperada: Número de casillas llenadas o calificadas x 2 = Porcentaje: (Calificación Obtenida/Calificación Obtenida/Calificación Esperada) x 100 =  Finalmente, en la última parte de esta sección anotar los datos que identifican a la persona encargada de la evaluación.

 

 

BILBIOGRAFÍA. 1.  Organización Mundial de la Salud. Medios Auxiliares para el Diagnóstico de las Infecciones Palúdicas. 2da. Edición; Pág. 8; 2000. 2.  Ministerio de Salud y Previsión Social. Dirección de Control y Prevención de Enfermedades, Programa Nacional de control de la Malaria. Manual de Diagnóstico Microscópico de la Malaria. Mayo 2002. 3.  Gilles H.M y Warrel D.A. Bruce-Chwatt´s essential malariology. Cap 2(12-34); Tercera edición. USA. 1993 4.  Instituto Nacional de Salud. Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico de malaria. En Serie de Normas Técnicas, Nº 23.Lima-Perú 5.  Programa de Enfermedades Transmisibles, Unidad de Epidemiología. Principios de Epidemiología para el Control de la Malaria. El Proceso Infeccioso de la Malaria. Malar ia. PNS/90-23(1), 1991. 6.  Organización Panamericana de la Salud. de gotaygruesa extensiones sanguíneas con tinción de Giemsa. En: Serie PALTEX paraColoración técnicos medios auxiliares Nº2. Nº 439. Washington: EUA; 1983. p. 193-196. 7.  Manual de Técnicas Básiccas as para un Laboratorio de Salud. , serie PALTEX para técnicos técnicos medios y auxiliares, Vol . 2; No 439. 8.  Boquet, JE, Boquet FM, Carreón MJ. El Paludismo, etiología, diagnóstico y profilaxis. Situación en Bolivia. Sociedad Boliviana de Patología ;2001 9.  Instituto de Educación Secundaria Jaime Ferrán Clúa Departamento de Familia Profesional de Sanidad Normas para el correcto uso, mantenimiento y limpieza de los microscopios. Septiembre 2004. http://www.mailxmail.com/curso/vi xmail.com/curso/vida/elmicroscopio/capitulo7.htm da/elmicroscopio/capitulo7.htm   10.  Instituto Curso de Nacional Capacitación sobre Normas Nor masdepara el buen Manejo yLaboratorio Mantenimiento de Microscopios ópticos. de Laboratorios salud (INLASA). Nacional de Referencia en Bacteriología Clínica (LNRBC), 2007. 11.  WHO, SEARO/WPRO Workshop on Quality assurance for Malaria Microscopy. Malaria Light Microscopy, Creating a Culture of Quality. Malaysia; Abril, 2005. 12.  World Health Organization, Headquarters. Informal Consultation on Quality Control of Malaria Microscopy. Geneva; Marzo, 2006

13.  Propuesta de un grupo Técnico, Guía para la Implementación de un Sistema de Gestión de Calidad en el Diagnóstico Microscópico de la Malaria, Estandarización de procedimientos y herramientas sobre el control de calidad y la evaluación externa del desempeño en las rede de laboratorio. Caracas, Venezuela, Julio de 2004. 14.  Peeling WR, Smith GP, Bousuyt MP. Evaluation Diagnostics: A guide for diagnostic evaluations, septiembre 2006

 

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27.  Jelinek T, Grobusch MP, Schwenke S, Steidl S, Sonnenburg VF, Nothdurft HD, Klein E, Loscher T, Sensitivity And Specificity Of Dipstick Test For Rapid Diagnosis Of Malaria In Noinmune Travelers. Journal of Clinical Microbiology 1999 marzo; 37(3):721-723 28.  Park KS, Lee WK, Hong HS, Kim SD, Lee HJ, Jhon HB, Kim SW, Shim JH, An HS, Park H. Development Kit For The Detection of Antibody To Plasmodium vivax   Infection In South Korea. Yonsei Medical Journal 2003; 44(4): 747-750. 29.  Coleman ER, Maneechal N, Ponlawar A, Kumpitak C, Rachapaew N, Miller R, Sarrabongkot J. Short Report: Failure Of The Optimal Rapid Malaria Test As A Tool For The Detection Of Asymptomatic Malaria In An Area Of Thailand Endemic For Plasmodium falciparum And P. vivax . Am J Trop Med Hyg 2002; 67(6):563-565 30.  Roper MH, Carrion RT, Gava GC, Andersen EM, Guarda A, Calampa C, Hightower AW, Magill AJ.The Epidemiology of Malaria in an Epidemic Area of the Peruvian Amazon. Am. J. Trop. Med. Hyg 2000; 62: 247-256. 31.  Roshanravan B, Kari E, Gilman HR, Cabrera L, Lee E, Metcalfe J, Calderon M, Lescano AG, Montenegro HS, Calampa Vinetz Am. J.Trop. Med. Hyg.2003;C,69: 45-52MJ. Endemic Malaria in the Peruvian Amazon Region of Iquitos. 32.  Coleman R, Maneechai N, Rachaphaew N, Kumpitak Ch, Scott RM, Soyseng V, Krongthong T, Sattanbongkot. Comparison of Field and Expert Laboratory Microscopy for Active Surveillance for Asymptomatic Asymptomat ic Plasmodium falciparum and Plasmodium vivax in Western Thailand. Am. J. Trop. Med. Hyg 2002; 67: 141-144 33.  Joseph M, Vinetz, Robert H. Gilman. Asymptomatic Plasmodium Parasitaemia and The Ecology of Malaria Transmission. Am. J. Trop. Hyg. 2002; 66: 66 : 639 –640

 

 

ANEXO EDITORIAL PERSONAL TÉCNICO QUE PARTICIPÓ EN LA VALIDACIÓN DEL DOCUMENTO:

RESPONSABLES DE LABORATORIO LABORATORIO DE II Y III NIVEL Tec. María Maldonado Vila Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento de Santa Cruz Dra. Roxana Herrera Chávez Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento de Pando Dra. Jacqueline Méndez Guzmán Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento de Cochabamba Dra. Isabel Torrez Rueda Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento de Chuquisaca Tec. Martha Mamani M amani Vargas Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento de Potosí Dra. Lidia de la Cruz Rivero Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento de Tarija Tec. Lynn N. Orellana Aguayo Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento del Beni Tec. Octavio Paco Ramos Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Departamento de La Paz Tec. Gladys Nakao Céspedes Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Gerencia de Salud Riberalta  – Beni Tec. Hugo Duran Moreno Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Gerencia de Salud Guayaramerín – Beni Lic. Ruth Wilma Figueroa Castro Responsable de Laboratorio de Malaria M alaria Gerencia de Salud Yacuiba  – Tarija Dr. Américo J. Maldonado Alanoca Laboratorio INLASA Agradecimientos:

A la Iniciativa Amazónica contra la Malaria (IAM); a la Organización Panamericana Panamericana y Mundial de la Salud (OPS/OMS) (OPS/OMS) y a Manageme Management nt Sciences for He Health/Strengthening alth/Strengthening Pharmaceutical Pharmaceutical Systems (MSH/SPS)) por el apoyo técnico brindado en la elaboración y edición de este documento. (MSH/SPS

 

 

Bolivia Digna, Soberana, Democrática y Productiva

PARA VIVIR BIEN