desarrollo del componente práctico Toxicologico

Universidad Nacional Abierta y a Distancia Vicerrectoría Académica y de Investigación Guía para el desarrollo del componente práctico 1. Descripción general del curso Escuela o Unidad Académica Nivel de formación Campo de Formación Nombre del curso Código del curso Tipo de curso Número de créditos

Escuela de Ciencias Agrícolas, Pecuarias y del Medio Ambiente ECAPMA Profesional y tecnológico Formación disciplinar específica Toxicología Ambiental 358027 Teórico Habilitable Si No 3

2. Descripción de la actividad

Tipo de práctica

Laboratorio físico

Laboratorio remoto

Simulador

Trabajos de campo

Software especializado

Experiencias profesionales dirigidas

Otro

Cuál: Práctica autónoma.

Tipo de actividad: Momento de la evaluación:

Individual Inicial

Colaborativa

Número de 6 semanas

Intermedia, unidad: 3 Entorno donde se realiza:

Final

Peso evaluativo de la actividad (si lo tiene): 150 puntos.

Entorno de aprendizaje colaborativo Entorno de aprendizaje práctico Entorno de evaluación y seguimiento

Fecha de inicio de la actividad:

Fecha de cierre de la actividad:

20/10/2017 

28/11/2017 

Temáticas que aborda componente práctico: Unidad 3. Protocolos para el monitoreo y seguimiento de tóxicos ambientales. a mbientales.

1. Evaluación de de la exposición, riesgo toxicológico, rutas de exposición exposición y monitoreo. 2. Tipos de pruebas de ecotoxicidad y desarrollo de un bioensayo. 3. Nociones básicas de restauración ambiental

Actividades a desarrollar

El bioensayo a realizar es el “Ensayo de Toxicidad aguda con semillas de lechuga (Lactuca sativa L.)”, cuyo protocolo se encuentra en el  el   recurso relacionado en el syllabus: Castillo Morales, G (ed.) (2004). Ensayos toxicológicos y métodos de evaluación de calidad de aguas: estandarización, intercalibración, resultados y aplicaciones. México: Instituto Mexicano de Tecnología del Agua. Recuperado de http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2048/login?user=proveedor&pass=danue0a0&ur l=http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2051/login.aspx?direct=true&db=nlebk&AN=1 35927&lang=es&site=eds-live El protocolo se encuentra en el Capítulo 4. Protocolos Protocolos de ensayo, 4.4 Ensayo de toxicidad aguda con semillas de lechuga, p. 71-79., se recomienda a los estudiantes que lean completamente el protocolo y los siguientes segmentos del libro, con el fin de que tengan mayores elementos para el análisis de los resultados: Capítulo 1. Conceptos generales, p. 17-22. Capítulo 2. Monitoreo ambiental, p. 23-30. Capítulo 6, Aseguramiento y control de calidad de bioensayos, 6.3.2 Lactuca sativa, p. 131132. La práctica se podrá elaborar individualmente o en grupos de máximo  5 personas del mismo CEAD, así si desean trabajar en grupo deberán ponerse en contacto entre ustedes para que alisten materiales, recojan la muestra en grupo y desarrollen el bioensayo en el lugar que ustedes dispongan, puede ser su casa o el mismo CEAD si se lo permiten, pero no es práctica con acompañamiento de tutor práctico, por tal motivo no la encontrarán programada en los CEAD. Si deciden realizar el trabajo en grupo,  se debe publicar en el foro la conformación de los grupos para el desarrollo de la práctica (no es necesario que el grupo de la práctica sea el mismo grupo del campus). Es indispensable tomar registro fotográfico de todos los pasos de la práctica, pues se requiere para la elaboración del informe. Los integrantes del grupo deben aparecer en el registro fotográfico tomado. A continuación se explican algunas variaciones al protocolo original, para poder ajustarlo a las condiciones en casa. Por favor siga los pasos al pie de la letra, esto le evitará confusiones. 1.

Leer la finalidad de la prueba

Leer segmento del protocolo: 4.4.1 Principio (p. 71-73)

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Preparar los reactivos y materiales

Material biológico: 1 sobre de semillas de lechuga ( Lactuca sativa  L.), de máximo un año de antigüedad (ver fecha de lote). 1 Litro de muestra de agua a evaluar, mínimo 500mL. 1 L de agua destilada o potable (agua purificada, no de la llave) 21 cajas de Petri (de vidrio o plástico, de 100 mm de diámetro, leer más adelante otras opciones de recipientes) Papel de filtro Whatman No. 3 de 90mm de diámetro, deben ajustar bien en las cajas de Petri (puede reemplazarse por papel absorbente de cocina) 3 Goteros o jeringas de 5mL que permitan medir 4mL. 1 Probeta de 250mL o un recipiente que este graduado cada 100mL o 50mL (ver página 9 del presente documento con indicaciones de cómo crearlo usted mismo). Pinzas o algo similar para coger las semillas. Sal de cocina. 1 recipiente o botella de 1,5 L limpia. Papel aluminio (el suficiente para envolver sus 5 cajas de Petri). Cinta de enmascarar. Libreta de apuntes, formato para la toma de datos diseñado por usted mismo. Regla. Guantes de látex. Bolsas Ziploc tamaño Sandwich. Materiales para la toma de muestra de agua: pg. 7 de la presente guía.

Características de las semillas: La obtención de semillas se realiza en tiendas agrícolas locales, procurando que éstas sean semillas sin curar (sin fungicidas o plaguicidas), de máximo un año de antigüedad. Es importante realizar la prueba de germinación de las semillas (se explica más adelante), para asegurar el éxito del ensayo. Las semillas mal almacenadas reducen su vitalidad y envejecen, disminuyendo su poder germinativo y aumentando la variabilidad de las medidas de elongación de radícula e hipocótilo en el control negativo (Castillo Morales, 2004). Por tanto, es importante probar las semillas adquiridas antes de realizar el ensayo, pues normalmente no se sabe si su almacenamiento ha sido el óptimo. Características del papel absorbente utilizado: Leer protocolo, pg. 73. El papel de filtro (o de cocina) que se seleccione como sustrato de germinación debe tener las siguientes características: Trama amplia y porosa que asegure una buena capacidad de retención de

líquido. Resistencia de la fibra del papel para que las radículas crezcan por su superficie sin atravesarlo, situación que dificultaría la remoción de las plántulas sin dañarlas. Ausencia de residuos tóxicos (ej. blanqueadores). Que no promueva el desarrollo de hongos (no asociados a las semillas). (Castillo Morales, 2004, p.73). Características del recipiente para el bioensayo: En caso de no conseguir las cajas de Petri, se recomienda al estudiante utilizar alguna de las siguientes opciones, siempre tratando de mantener las condiciones de inocuidad del medio, con el fin de evitar que las semillas se contaminen con microorganismos por efectos del recipiente utilizado. Los recipientes deben tener forma circular, un diámetro similar al de las cajas de Petri, tener el fondo plano y poder taparse y cubrirse con papel aluminio. Entre las posibilidades, se dan algunas ideas que han tenido otros estudiantes, como platos desechables o recipientes para postres (Figuras 1 y 2).

Figura 1. Recipiente para postres. Figura 2. Platos desechables. Foto: Manuel Cepeda (2016) Foto: Jairo Porras (2016) 3. Revisión de porcentaje de germinación de las semillas compradas

Previamente al montaje del experimento, es importante hacer una prueba de germinación inicial, para comprobar que las semillas están en buen estado y que tienen un porcentaje de germinación cercano al que dice el empaque en el que vienen, usualmente del 90%, el mínimo permitido será del 80%. Para esta prueba se montará una caja de Petri con agua potable (no de la llave) y se seguirá el procedimiento que se describe más adelante para cálculo del porcentaje de germinación. Si el porcentaje de germinación está por debajo del 80% entonces se deberán cambiar las semillas.

Una vez que la prueba arroje el porcentaje de germinación deseado, se podrá utilizar ese sobre de semillas para el montaje del bioensayo. 4.

Obtención de la muestra

La muestra a trabajar será idealmente del entorno contaminado que están investigando en el proyecto del curso, pero si no es posible (porque usted no vive cerca al lugar elegido), simplemente deberá escoger un sitio diferente donde se presuma contaminación industrial, no solo doméstica, ya que ésta contiene contaminantes que al contrario favorecen el crecimiento de las plantas. Recuerde que alguno de los miembros del grupo en el campus virtual debe desarrollar el bioensayo con una muestra tomada en el sitio elegido para el proyecto del grupo. La recolección de la muestra dependerá del tema elegido. En todo caso, se deberá tener en cuenta para el análisis las condiciones climáticas del día de recolección de la muestra, ya que la lluvia o un alto caudal (en el caso de cuerpos de agua) puede disminuir la concentración de los contaminantes de la muestra tomada. Tenga muy en cuenta el diagrama de rutas del tóxico elaborado en la Etapa 2, pues le ayudará a tener clara la forma en que se presenta el tóxico en la muestra a tomar. Atmósfera.

Existen variados métodos para el monitoreo de contaminantes atmosféricos de forma precisa y continua. Para efectos del presente curso se tomará una muestra superficial (el primer centímetro) de suelo de un lugar en donde sea observable la acumulación de contaminantes atmosféricos en plantas y suelo. Tome la muestra en suelo desnudo, que no tenga cobertura vegetal. Guarde la muestra en una bolsa Ziploc (tamaño sandwich), una cantidad que llene media bolsa (aproximadamente 250g). Utilice guantes de látex y tapabocas al momento de recolectar la muestra. La bolsa Ziploc debe estar adecuadamente rotulada con el nombre de quien toma la muestra, tipo de cobertura vegetal que hubiera tenido (en este caso suelo desnudo), hora y fecha de muestreo. Suelo.

Si su tema de proyecto es contaminación de suelos con sustancias tóxicas, el procedimiento para toma de muestra es el siguiente:

Remover entre 2-3 cm de la superficie del terreno (capa vegetal superficial) en el punto escogido con el fin de limpiar y eliminar los residuos frescos de materia orgánica, polvo de la carretera u otros contaminantes. Utilizar guantes de látex y tapabocas. La muestra debe ser tomada a una profundidad de 0-15 cm. Una vez tomada la muestra debe homogenizarse, destruir terrones y remover material orgánico como: hojas, raíces y animales. Una vez realizado esto, incorporar la muestra de aproximadamente 250g en la bolsa ziploc (alrededor del media bolsa), asegurándose que quede bien sellada. La bolsa ziploc debe estar adecuadamente rotulada con el nombre de quien toma la muestra, tipo de sistema agrícola o cobertura vegetal que hubiera tenido, hora y fecha de muestreo. Agua.

Si su tema de proyecto es la contaminación de algún cuerpo de agua con tóxicos deberá recolectar una muestra de esta agua para utilizarla en el bioensayo. Los materiales requeridos para el muestreo dependerán del lugar donde se planee recolectar la muestra. Se recomienda seguir el protocolo establecido por el IDEAM en la Guía de monitoreo de vertimientos, aguas superficiales y subterráneas, disponible en el link http://www.corponor.gov.co/control_calidad/2014/Guia_monitoreo_IDEAM.pdf  El muestreo que se realizará es puntual, pero deberá seguir las indicaciones para preparación del recipiente, llenado de la botella, marcación, preservación y transporte de la muestra hasta el sitio donde hará el montaje de su bioensayo. Sin embargo, como materiales generales se recomienda llevar para el muestreo (Figura 3): balde, soga, un recipiente limpio para recolectar 1 Litro de muestra (pueden ser botellas de agua lavadas y desocupadas), toalla para secar, cinta de enmascarar para marcar el recipiente donde se pondrá la muestra, marcador indeleble, nevera de icopor con hielo, guantes de caucho, formato de campo para recolectar información del sitio como nombre del lugar, del cuerpo de agua, hora, fecha, etc. (En la guía del IDEAM encontrarán ejemplos de estos formatos), importante también tomar fotos del sitio de muestreo y no ir solos a tomar la muestra. La guía del IDEAM habla de medir algunos parámetros in situ a las muestras, pero

estos datos no se tomarán. IMPORTANTE: la muestra no debe tener más de 24 horas de recogida para el montaje del bioensayo.

Figura 3. Toma de muestra de agua con un balde. Fuente: Aquatox (2010) 5.

Ejecución del ensayo

a)

Preparación de las soluciones (1) Solución de control positivo:

Las soluciones de control positivo están diseñadas para obtener resultados similares de los que se obtendrían con agua contaminada. Esta solución le permitirá observar cómo reaccionan las semillas al agua contaminada. Se preparará una solución salina de 5g/L, se requerirá 200mL de agua potable (no de la llave), y adicionar 1 gramo de sal. Si se cuenta con una balanza o una gramera se podrá pesar el gramo de sal, si no, se tendrá que calcular dicha cantidad a ojo con una cucharita de cocina, llenándola hasta ¼. Se debe mezclar bien y luego marcar el recipiente que diga "Control (+)". (2) Solución de control negativo Será una muestra de agua potable (no de la llave), sin gas y sin saborizante, alistar mínimo 200mL para el bioensayo. Marcar con “Control (-)”.

(3) Soluciones de muestra contaminada Leer “preparación de las diluciones” en la pg. 74 del protocolo. Para el ensayo a realizar en el curso, se realizarán 5 diluciones: 100, 30, 10, 3 y 1%. Para preparar las diluciones, se recomienda que cuente con una probeta (Figura 4) o un recipiente para medir volumen, en caso de no tenerlo, puede fabricarlo usted mismo, tome un recipiente cilíndrico (uniforme, que no sea cónico), y mida la altura del recipiente hasta 10 cm, realizando una marcación cada centímetro. La base del recipiente será el centímetro 0, y aumenta hacia arriba, hasta el centímetro 10. Este recipiente no le permitirá medir ml, pero sí le permitirá tener proporciones adecuadas.

Figura 4. Probeta. El agua con que se preparan las diluciones es agua potable (no de la llave). Para guardar las diluciones preparadas, marque cinco recipientes con cinta de enmascarar con la etiqueta: 100%, 30%, 10%, 3% y 1%. Para preparar las diluciones, siga las siguientes instrucciones: Dilución 100%: Corresponde a usar la muestra de agua tal y como se muestreó. Para el caso de suelos, se toma un recipiente en donde se pueda agregar toda la

muestra tomada, y se satura el suelo hasta su capacidad de carga (agregar agua hasta llegar al límite superior del suelo), y mezclar. Agregue en el recipiente marcado con “100%”. Dilución 30%: Corresponde a usar 3 partes de la muestra al 100% y 7 partes de agua. Sea agua o suelo, se agregan 3 ml de la dilución al 100%, y se completa hasta 10 ml con agua potable. En el caso de haber usado un recipiente cilíndrico con marcas, construido por usted, agregue hasta el cm 3, y complete con agua hasta el cm 10. Agregue en el recipiente marcado con “30%”. Dilución 10%: Corresponde a usar 1 parte de la muestra al 100% y 9 partes de agua. Sea agua o suelo, se agrega 1 ml de la dilución al 100%, y se completa hasta 10 ml con agua potable. En el caso de haber usado un recipiente cilíndrico con marcas, construido por usted, agregue hasta el cm 1, y complete con agua hasta el cm 10. Agregue en el recipiente marcado con “10%”. Dilución 3%: Corresponde a usar 1 parte de la muestra al 30% y 9 partes de agua. Sea agua o suelo, se agrega 1 ml de la dilución al 30%, y se completa hasta 10 ml con agua potable. En el caso de haber usado un recipiente cilíndrico con marcas, construido por usted, agregue hasta el cm 1, y complete con agua hasta el cm 10. Agregue en el recipiente marcado con “3%”. Dilución 1%: Corresponde a usar 1 parte de la muestra al 10% y 9 partes de agua. Sea agua o suelo, se agrega 1 ml de la dilución al 10%, y se completa hasta 10 ml con agua potable. En el caso de haber usado un recipiente cilíndrico con marcas, construido por usted, agregue hasta el cm 1, y complete con agua hasta el cm 10. Agregue en el recipiente marcado con “1%”. b)

Montaje del bioensayo:

Colocar en cada caja de Petri un disco de papel filtro o un recorte de papel absorbente con la forma de la circunferencia de la caja de Petri. Marcar correctamente cada caja de Petri con la dilución correspondiente y la solución que se aplicará, así como la fecha y hora de inicio del bioensayo. Cada dilución tendrá tres réplicas, es decir, tres repeticiones. Cada estudiante o grupo de 3 personas deberá tener 21 cajas de Petri (o recipientes) y marcarlas de la siguiente manera (Tabla 1):

Tabla 1. Diluciones y réplicas. Dilución Réplica 1 Control (+) C(+) R1 Control (-) C(-) R1 D100% D100% R1 D30% D30% R1 D10% D10% R1 D3% D3% R1 D1% D1% R1

Réplica 2 C(+) R2 C(-) R2 D100% R2 D30% R2 D10% R2 D3% R2 D1% R2

Réplica 3 C(+) R3 C(-) R3 D100% R3 D30% R3 D10% R3 D3% R3 D1% R3

Las réplicas son repeticiones que se realizan del mismo tipo de dilución para eliminar errores experimentales en el bioensayo. Agregar 4ml de cada solución en la caja de Petri correspondiente, saturar el papel filtro o absorbente dispersando homogéneamente la solución sobre éste evitando que se formen burbujas de aire. Para evitar la contaminación cruzada, se utilizará el gotero o jeringa primero con el agua potable (control negativo) en sus tres réplicas, luego con la solución de 1%, después con la solución del 3%, 10%, 30%, 100% y finalmente el control positivo. Con la ayuda de una pinza, colocar cuidadosamente 20 semillas (cinco hileras de cuatro semillas, o cuatro hileras de cinco semillas), dejando espacio suficiente entre las semillas para permitir la elongación de las raíces. Seleccione semillas de tamaño, forma y color similar. Tapar las cajas de Petri y envolverlas con papel aluminio, con el fin de proteger las semillas de la luz, dado que algunas variedades de semillas de lechuga requieren de oscuridad para que se produzca la germinación (semillas fotoblásticas negativas). Marcar con cinta de enmascarar cada caja de Petri envuelta con papel aluminio. Asegúrese de no dar vuelta a las cajas de Petri boca abajo, etiquetando "Parte de arriba" en cada placa para que no se confunda. Colocar las cajas de Petri envueltas en papel aluminio dentro de una bolsa plástica (ziploc) para prevenir que se escape la humedad. Colocar las cajas en un lugar seguro, a temperatura ambiente por cinco días (120 h), a resguardo de la luz solar directa, preferiblemente a una temperatura de 22±2 ºC.

c)

Ejecución de las observaciones y mediciones

Después de cinco días (120h) se realizan las mediciones para evaluar el efecto del tóxico sobre la germinación de semillas y sobre la elongación (crecimiento) del hipocótilo y de la radícula (Figura 5).

Figura 5. Hipocótilo y radícula. Estadíos por los que atraviesa la semilla durante el ensayo de germinación y elongación (Castillo Morales, 2004). El efecto del tóxico se evalúa comparando la germinación de las semillas y crecimiento de las plántulas de lechuga en las diluciones realizadas (muestra contaminada), respecto a su germinación y crecimiento en agua pura (control negativo). Para comenzar, desenvuelva cuidadosamente cada caja de Petri y siga las siguientes instrucciones. Tenga especial cuidado en la forma en que registra los datos, con el fin de evitar confusiones. Se recomienda utilizar un formato diseñado por usted, un cuaderno en donde especifique la caja que está revisando o directamente el computador. Una vez termine con la primera caja, prosiga con la siguiente, hasta finalizar las 21 cajas del experimento. 

Revise el estado general de las semillas y plántulas (sin manipularlas), informando cualquier indicador de fitotoxicidad o de crecimiento anormal (ápices radiculares con necrosis, pelos absorbentes poco desarrollados, radículas con crecimiento ensortijado, necrosis en los cotiledones, etc.). La necrosis (presencia de tejido muerto) se evidencia como manchas localizadas de coloración parda, blanca o marrón. Al evaluar el efecto en la germinación, consigne además

aquellas semillas con germinación anormal (emergencia de cotiledones o cotiledones e hipocótilo solamente, pero sin emergencia de la radícula) o con desarrollo de hongos. 



Cuente el número de semillas germinadas (con aparición visible de la radícula) y regístrelo en su libreta de apuntes o formato de toma de datos. Mida la longitud del hipocótilo y de la radícula de cada plántula, utilizando una regla o papel milimetrado. Manipule las plántulas con cuidado, para evitar dañarlas. La medida de elongación de la radícula se considera desde el nudo (región más engrosada de transición entre la radícula y el hipocótilo) hasta el ápice radicular. La medida de elongación del hipocótilo se considera desde el nudo hasta el sitio de intersección de los cotiledones. Para medir el largo de la raíz, puede ser más sencillo colocando las raíces contra un fondo oscuro. Pegue la regla con cinta adhesiva a ese fondo oscuro y luego, cuidadosamente, "estire" las raíces a su longitud máxima, apunte la medida obtenida para cada semilla de cada tratamiento. d)

Expresión de resultados

Para obtener los cálculos necesarios, utilice el Simulador de cálculos en Excel que se provee en el entorno de aprendizaje práctico, en la carpeta identificada con el mismo nombre. En el simulador encontrará unos datos de ejemplo, con el fin de que se familiarice con el uso del mismo. (1) Cálculo del porcentaje de germinación y porcentaje de inhibición de germinación. Primero ingrese el número de semillas germinadas en cada caja de Petri, en la sección resaltada en color verde en la hoja “GERMINACIÓN” del Simulador de cálculos, según lo indicado en la figura 6. Una vez haya ingresado los datos, la hoja calculará los porcentajes de germinación e inhibición de germinación necesarios para el análisis.

Figura 6. Número de semillas germinadas, hoja GERMINACIÓN. Ingrese sus datos en la columna “# semillas germinadas” resaltada en color verde, en el simulador. El promedio de cada dilución utilizada se obtiene sumando el número de semillas germinadas en cada caja y dividiendo entre tres (que es el número de réplicas que tiene cada dilución). El porcentaje de germinación se obtiene comparando el promedio de semillas germinadas en cada dilución, con el promedio de semillas germinadas en el control negativo. Por eso, el porcentaje en el control negativo es 100%. Entre mayor sea el efecto de los tóxicos sobre las semillas, menor será su porcentaje de germinación. Se calcula de la siguiente forma (la hoja lo calcula una vez haya ingresado los datos): % de germinación = Promedio D / Promedio C (-) *100 El porcentaje se inhibición de germinación es el inverso del porcentaje de germinación, por tanto, la suma de ambos porcentajes debe dar 100%. Por ejemplo, si el porcentaje de germinación es del 63,2% (ver D100% en la Figura 6), el

porcentaje de inhibición de la germinación debe ser del 36,8%. Entre mayor sea el efecto de los tóxicos sobre las semillas, mayor es su porcentaje de inhibición de la germinación. Se calcula de la siguiente forma (la hoja lo calcula una vez haya ingresado los datos): % Inhibición de germinación = (Promedio C (-) - Promedio D) * 100 Promedio C (-) El Simulador de cálculos  también calculará los siguientes datos, los cuales se explican en el siguiente punto. 1. NOEC, LOEC y MATC. 2. Gráfica Dosis-Respuesta para obtención de CI 50 /CE50 (2) Medida de elongación de hipocótilo (EH) en cada caja de Petri. Primero ingrese la longitud (tomada en milímetros) del hipocótilo de cada plántula en la sección resaltada en color verde en la hoja “HIPOCÓTILO” del Simulador de cálculos, según lo indicado en la figura 7. Una vez haya ingresado los datos, la hoja calculará los datos necesarios para el análisis.

Figura 7. Ingresar la longitud del hipocótilo (tomada en milímetros) en la sección resaltada en color verde de la hoja “HIPOCÓTILO” del Simulador de cálculos.

La hoja calculará los siguientes datos: 3. Número de semillas germinadas (Función CONTAR). Debe ser el mismo número de semillas que se obtuvo en la tabla 2. 4. Promedio de la longitud en cada caja (Función PROMEDIO) 5. Desviación estándar en cada caja (Función DESVEST.M) 6. Coeficiente de variación (CV)=Desviación estándar/promedio*100 7. Promedio de los promedios del control negativo, control positivo, y cada dilución. 8. Porcentaje (%) de inhibición del hipocótilo. 9. NOEC, LOEC y MATC. 10. Gráfica Dosis-Respuesta para obtención de CI 50 /CE50 Es importante revisar el CV de cada caja, si el valor da por encima del 30%, puede eliminar (borrar) hasta dos datos extremos (dato mayor y/o dato menor), para disminuir la variación (Figura 8). Si una vez realizado este procedimiento, el CV sigue siendo alto, entonces no deberá tenerse en cuenta la réplica para la obtención del promedio general (deberá borrar los datos de toda la fila). Si todas las réplicas en una misma dilución dan por encima del 30%, los datos no son confiables, y deberá tener en cuenta esta información durante el análisis.

Figura 8. Eliminación de datos extremos. El CV de las cajas C(+) R1 y C(+) R 3 da mayor al 30%. Para corregirlo, se eliminan los datos extremos en las celdas señaladas en amarillo (haga el ejercicio en el Simulador de cálculos, para observar la disminución del CV).

El porcentaje de inhibición del hipocótilo se calcula de la siguiente forma (la hoja lo calcula una vez haya ingresado los datos): % Inhibición Hipocótilo = (Promedio EH C(-) – Promedio EH D) x 100 Promedio EH C(-) Entre mayor sea la inhibición del crecimiento del hipocótilo, mayor será el efecto del tóxico sobre las semillas. Si el % es negativo, significa que la dilución, en lugar de inhibir el crecimiento del hipocótilo, causó una exaltación del mismo (ver sección 4.4.5 “Interpretación de los resultados” en el protocolo, p.79) Para la obtención del NOEC, LOEC y MATC, siga las siguientes instrucciones: 

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En la “Tabla LOEC, NOEC, MATC” en la hoja cálculo, revise si en la fila “Todos” existen efectos tóxicos sobre las semillas, revisando que el “F experimental” sea mayor que  “F teórica (0,05)” (ver figura 8). Si los hay, continúe con los siguientes puntos. Si no los hay, significa que la muestra tomada no tiene efectos tóxicos sobre las semillas. Encuentre la concentración en donde empiezan a existir efectos tóxicos sobre las semillas. Para esto, encuentre el valor de “F experimental” que sea mayor que “F teórica (0,05)” (ver figura 8). Ésta concentración será LOEC, y la concentración inmediatamente anterior será NOEC. Calcule el MATC, incluyendo los datos de NOEC y LOEC en la tabla inferior, en las celdas amarillas (ver figura 8).

Figura 8. Existen efectos tóxicos sobre las semillas, pues el “F experimental” es de 6.329,47, mucho mayor a “F teórica (0,05)”, que es de 3,11. LOEC es 10%, pues es la menor concentración en donde se observan efectos tóxicos sobre las semillas, por tanto NOEC es de 3% y MATC se calcula en 6,31%. Para entender un poco mejor el cálculo de estos indicadores, lea el recurso relacionado en el syllabus y en el contenido de la Unidad 3 (entorno de conocimiento): Jaramillo Juárez, F., Rincón Sánchez, A. R., Rico Martínez, R. (2009). Toxicología ambiental. México: Universidad Autónoma de Aguas Calientes. Universidad de Guadalajara. Recuperado de http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2048/login?user=proveedor&pass=danue0a0&ur l=http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2051/login.aspx?direct=true&db=edselb&AN= edselb.10889809&lang=es&site=eds-live Nota: Leer p.195-196 La gráfica Dosis-Respuesta se presenta en escala logarítmica (método Probit). Debe identificar el % de concentración que genera el 50% de la inhibición del crecimiento del hipocótilo CI50 /CE50 (Figura 9).

Figura 9. A través de la línea de tendencia resultante, identifique el porcentaje de concentración que genera el 50% de inhibición de crecimiento del hipocótilo. En este caso, el 50% de inhibición resulta a una concentración del 60%. Es importante revisar el R2 de la línea de tendencia, si éste es mayor de 0.9, significa que la línea de tendencia representa con un 90% de probabilidad el comportamiento del tóxico sobre las semillas de lechuga. Puede obtener el porcentaje, multiplicando por 100 el valor de R2. Para entender un poco mejor el método Probit, lea el recurso relacionado en el syllabus y en el contenido de la Unidad 3 (entorno de conocimiento): Sierra Ramírez, C. A. (2011). Calidad del agua: evaluaci ón y diagnó stico. Medellín, Colombia: Ediciones de la U. Recuperado de http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2048/login?user=proveedor&pass=danue0a0&ur l=http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2051/login.aspx?direct=true&db=edsebk&AN =843650&lang=es&site=eds-live Nota: Leer p. 101-103.

(3) Medida de elongación de radícula (ER) en cada caja de Petri Primero ingrese la longitud (tomada en milímetros) de la radícula de cada plántula en la sección resaltada en color verde en la hoja “RADÍCULA” del Simulador de cálculos, repitiendo lo indicado en el punto anterior. Una vez haya ingresado los datos, la hoja calculará los datos necesarios para el análisis. Los cálculos son iguales a los realizados en el hipocótilo, por favor siga las mismas recomendaciones. El porcentaje de inhibición de la radícula se calcula de la siguiente forma (la hoja lo calcula una vez haya ingresado los datos): % Inhibición Radícula = (Promedio ER C(-) – Promedio ER D) x 100 Promedio ER C(-)

e)

Análisis de resultados

Analice los resultados obtenidos en los tres parámetros analizados: germinación, elongación del hipocótilo y elongación de la radícula. Tenga muy en cuenta los indicadores obtenidos: NOEC, LOEC, MATC y CI 50 /CE50. Deberá concluirse si la muestra es tóxica o no, y cuáles son sus niveles de toxicidad. según el ensayo realizado. En el informe deben contestar las siguientes preguntas: 1. ¿Qué significa cada indicador obtenido? 2. ¿En qué parte de la planta tuvo más efecto la posible presencia de tóxicos en la muestra? 3. ¿Hubo inhibición o exaltación? ¿A qué se le puede atribuir este resultado? 4. ¿Hay riesgo de toxicidad en la muestra tomada? Argumente su respuesta utilizando términos de la toxicología ambiental. 6.

Alternativas de restauración ambiental

Una vez analizada la toxicidad de la muestra, proponga por lo menos una alternativa de restauración ambiental que se pueda ejecutar en el lugar del caso. Para esto, lea las referencias relacionadas en el syllabus del curso y en el contenido

de la Unidad 3, en el entorno de conocimiento. 7.

Ficha de monitoreo ambiental

Una vez tenga lista la propuesta de restauración, elabore una ficha de monitoreo ambiental. Para ello, debe leer el siguiente recurso: Borderías Uribeondo, M. P., Muguruza Cañas, C. (2014). Evaluación ambiental. Madrid: Universidad Nacional de Educación a Distancia. Recuperado de http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2048/login?user=proveedor&pass=danue0a0&ur l=http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2051/login.aspx?direct=true&db=edselb&AN= edselb.11013791&lang=es&site=eds-live Nota: Leer Tema 3, sección 5. Programa de vigilancia ambiental, pg. 6-7. La ficha debe tener, como mínimo, los datos incluidos en la ficha de ejemplo que se encuentra en el Cuadro 3.11 del recurso relacionado.

Entorno para su desarrollo:

Entorno de aprendizaje colaborativo Entorno de aprendizaje práctico Entorno de evaluación y seguimiento Informe en MS Word (entorno de evaluación y seguimiento) Resumen en inglés de la práctica desarrollada (entorno de aprendizaje colaborativo: Foro Etapa 3)

Productos a entregar por el estudiante: Tipo de Individual producto: Individual: Informe en MS Word  

Colaborativo

No se entrega ningún producto

Informe de máximo de 12 páginas tamaña carta, con fotografías del experimento (Anexos). Editor de texto MS Word Fuente: Verdana Tamaño fuente: 11 Espacio entre líneas: 1,15 Párrafo: justificado Márgenes: izquierda, derecha, superior e inferior de 2 cm. Títulos en la fuente, tamaño 14, negrilla y centrado. Subtítulos en cursiva, tamaño 12, negrilla, espacio 1,15 alineado al margen izquierdo. Registre todas las referencias de las fuentes bibliográficas, que le darán soporte teórico, conceptual y metodológico a su informe.        

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Las partes del informe serán: Portada: indicar nombre completo, cédula y grupo en campus de cada integrante. Introducción. Diagrama de flujo de la práctica elaborada. Descripción de la muestra llevada al bioensayo. Resultados. Análisis de resultados. Alternativas de restauración ambiental. Ficha de monitoreo ambiental. Conclusiones. Recomendaciones. Bibliografía. Anexo fotográfico. Debe incluir por lo menos una fotografía de cada paso, y deben estar todos los integrantes del grupo en las fotos. -

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Los estudiantes deben subir individualmente  el informe en el entorno de Evaluación y seguimiento. Si la práctica se desarrolló en grupo, cada integrante del grupo  debe subir al entorno de evaluación y seguimiento el informe desarrollado de forma grupal. Resumen en inglés de la práctica desarrollada.

Cada estudiante debe redactar un texto en inglés con el resumen de la práctica realizada, que contenga: Información del lugar de donde se extrajo la muestra Tipo de contaminación a la que está siendo sometido el lugar Resultados obtenidos Conclusiones    

El texto lo debe publicar en el foro de la Etapa 3, con el título:  “Resumen práctica autónoma de (su nombre)”. Colaborativo

N/A

Los recursos consultados serán citados y referenciados siempre bajo las Normas APA, versión 3 en español (Traducción de la versión 6 en inglés).

Uso de referencias

Las Normas APA es el estilo de organización y presentación de información más usado en el área de las ciencias sociales. Estas se encuentran publicadas bajo un Manual que permite tener al alcance las formas en que se debe presentar un artículo científico. Aquí podrás encontrar los aspectos más relevantes de la sexta edición del Manual de las Normas APA, como referencias, citas, elaboración y presentación de tablas y figuras, encabezados y seriación, entre otros. Puede consultar como implementarlas ingresando a la página http://normasapa.com/ ¿Qué es el plagio para la UNAD?  El plagio está definido por el

diccionario de la Real Academia como la acción de "copiar en lo sustancial obras ajenas, dándolas como propias". Por tanto el plagio es una falta grave: es el equivalente en el ámbito académico, al robo. Un estudiante que plagia no se toma su educación en serio, y no respeta el trabajo intelectual ajeno.

Políticas de plagio

No existe plagio pequeño. Si un estudiante hace uso de cualquier porción del trabajo de otra persona, y no documenta su fuente, está cometiendo un acto de plagio. Ahora, es evidente que todos contamos con las ideas de otros a la hora de presentar las nuestras, y que nuestro conocimiento se basa en el conocimiento de los demás. Pero cuando nos apoyamos en el trabajo de otros, la honestidad académica requiere que anunciemos explícitamente el hecho que estamos usando una fuente externa, ya sea por medio de una cita o por medio de una paráfrasis. Cuando hacemos una cita o una paráfrasis, identificamos claramente nuestra fuente, no sólo para dar reconocimiento a su autor, sino para que el lector pueda referirse al original si así lo desea. En el acuerdo 029 del 13 de diciembre de 2013, artículo 99, se considera como faltas que atentan contra el orden académico, entre otras, las siguientes: literal e) “El plagiar, es decir, presentar como de su propia autoría la totalidad o parte de una obra, trabajo, documento o invención realizado por otra persona. Implica también el uso de citas o referencias faltas, o proponer citad donde no haya

coincidencia entre ella y la referencia” y liberal f) “El reproducir, o copiar con fines de lucro, materiales educativos o resultados de productos de investigación, que cuentan con derechos intelectuales reservados para la Universidad. Las sanciones académicas a las que se enfrentará el estudiante son las siguientes: a) En los casos de fraude académico demostrado en el trabajo académico o evaluación respectiva, la calificación que se impondrá será de cero punto cero (0.0) sin perjuicio de la sanción disciplinaria correspondiente. b) En los casos relacionados con plagio demostrado en el trabajo académico cualquiera sea su naturaleza, la calificación que se impondrá será de cero punto cero (0.0), sin perjuicio de la sanción disciplinaria correspondiente

4. Formato de Rubrica de evaluación

Tipo de actividad: Momento de la evaluación Aspectos evaluados

Formato rúbrica de evaluación Actividad Actividad individual colaborativa Inicial

Intermedia, unidad: 3

Final

Niveles de desempeño de la actividad individual Valoración alta Valoración media Valoración baja

El estudiante publica en el foro un texto en inglés con el resumen de Participación la práctica en el foro realizada, que de la Etapa incluye todo lo 3 solicitado en la guía.

El estudiante publicó los resultados de su El estudiante no bioensayo, pero el hizo sus aportes en texto está el foro en inglés. incompleto.

(Hasta 20 puntos) (Hasta 18 puntos) (Hasta 2 puntos)

Puntaje

20

Resultados del bioensayo

Los cálculos presentados son correctos y cuenta con registro fotográfico.

El estudiante presenta sus resultados, pero hay El estudiante no realizó el bioensayo errores en los o se evidencia cálculos o no cuenta copy-paste. con registro fotográfico

20

(Hasta 20 puntos) (Hasta 18 puntos) (Hasta 2 puntos)

El estudiante El estudiante interpreta los datos interpreta los datos obtenidos, los obtenidos, pero no analiza, los relaciona los relaciona con la Análisis del con la muestra muestra tomada o bioensayo tomada y responde contesta de forma el cuestionario regular el adecuadamente. cuestionario.

El estudiante no realiza el análisis de los resultados obtenidos.

30

(Hasta 30 puntos) (Hasta 27 puntos) (Hasta 3 puntos)

El estudiante propone una El estudiante alternativa de propone una restauración alternativa de Alternativa coherente con el restauración, pero de problema estudiado está incompleta o no restauración y los resultados es coherente con el obtenidos en el problema estudiado bioensayo

No presenta propuesta de restauración o no es coherente (se evidencia copypaste)

20

(Hasta 20 puntos) (Hasta 18 puntos) (Hasta 2 puntos)

Ficha de monitoreo

El estudiante elabora una ficha de monitoreo con todos El estudiante elabora los ítems solicitados, la ficha de No presenta ficha y es coherente con monitoreo, pero está de monitoreo o no los resultados incompleta o no es es coherente (se obtenidos en el coherente con el evidencia copybioensayo y la documento paste) alternativa de elaborado restauración propuesta (Hasta 20 puntos) (Hasta 18 puntos) (Hasta 2 puntos)

20

El informe contiene El informe es los ítems solicitados, Realización pero no son del Informe preciso, pertinente y No presenta coherente, y coherentes ni final de la informe individual práctica con describe lo solicitado pertinentes para dar en la guía respuesta a lo los ítems solicitado en la guía solicitados

20

(Hasta 20 puntos) (Hasta 18 puntos) (Hasta 2 puntos)

El informe no es El informe tiene claro, ni presenta buena redacción, El informe presenta coherencia interna, coherencia interna y coherencia pero no tiene buen uso Redacción, excelente ortografía. tiene fallas en de ortografía, ni da ortografía y La citación se realiza redacción y las citas citación siguiendo normas ortografía o citación correspondientes APA. cuando se requieren.

20

(Hasta 20 puntos) (Hasta 18 puntos) (Hasta 2 puntos) Calificación final

150